Name: Metodyka opracowywania tablic życia owadów siedzących w terenie z wykorzystaniem mączlika (Bemisia tabaci) w układzie bawełnianym jako systemu modelowego (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2017-11-01T14:00:00.000+00:00
Duration: 9 min 23 s
Description: Poznaj metodę tablic życia opartą na kohortach do badania dynamiki populacji owadów w agroekosystemach. Technika ta pozwala bezpośrednio mierzyć wskaźniki śmiertelności Bemisia tabaci w warunkach polowych.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Dziękujemy D. Ashton, V. Barkley, K. Beimfohr, F. Bojorquez, J. Cantrell, G. Castro, R. Christensen, J. Fearn, C. Jara, D. Meade, G. Owens, L. Rodarte, D. Sieglaff, A. Sonoqui, M. Stefanek, B. Stuart, J. Trejo, A. Slade i E. Yescas za pomoc techniczną. Częściowe wsparcie zostało zapewnione przez USDA-Agricultural Research Service, USDA-National Institute for Food and Agriculture Extension IPM Program and Pest Management Alternatives Special Projects, Cotton Incorporated, Arizona Cotton Growers Association, Cotton Foundations, USDA-CREES, NAPIAP (Western Region) i Western Region IPM Special Projects.

UWAGA: Techniki opisane poniżej są uważane za częściowe tablice trwania życia, ponieważ nie uwzględniają one wyraźnie reprodukcji lub śmiertelności w stadium dorosłym. Termin kohorta jest równoznaczny z pokoleniem, ponieważ bada śmiertelność od komórki jajowej do stadium dorosłego.
1. Zakładanie miejsc w terenie
<ol>
	<li>Prowadź tablice życia w dowolnym momencie wzrostu uprawy, gdy obecne są owady. Wybór momentu rozpoczęcia badań będzie zależał od celów i założeń badania.</li>
	<li>Wybierz dwa rzędy upraw w pobliżu środka działki, aby zminimalizować wpływ krawędzi z otaczających działek lub nieuprawianych obszarów. Oznacz głowę każdego rzędu drucianą chorągiewką lub drewnianym kołkiem, aby ułatwić przenoszenie, gdy plon stanie się duży.</li>
	<li>Przesuń się o 3-4 m od krawędzi działki równolegle do rzędu. Użyj jednego wiersza, aby ustalić kohorty jaj, a drugiego, aby ustalić kohorty nimf</li>
</ol>
2. Ustal kohorty jaj
<ol>
	<li>Użyj soczewki ręcznej 8X, aby poszukać nowo złożonych jaj na spodniej stronie liści w pobliżu szczytu głównej łodygi rośliny bawełny (zwykle drugi lub trzeci węzeł od góry). 
	UWAGA: Stadia życiowe B. tabaci są na ogół rozmieszczone pionowo w baldachimie rośliny z jajami w pobliżu wierzchołka rośliny i stopniowo starszymi stadiami nimfalnymi poniżej. Wynika to z faktu, że nimfy1 st instar osiadają na tym samym liściu co jajo, a roślina dodaje liście powyżej początkowego miejsca składania jaj w miarę wzrostu.
	<ol>
		<li>Użyj soczewki o większej mocy 15x, aby obserwować świeże jaja i zweryfikować identyfikację przed użyciem soczewki 8x do oznaczania owada. Świeże jaja mają jasnobiałe zabarwienie pod soczewką i wyróżniają się na tle jaj starszych (ryc. 1A i 1B). Jaja ciemnieją do brązowego koloru w miarę dojrzewania.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Użyj nietoksycznego, bardzo cienkiego czarnego markera permanentnego, aby narysować mały okrąg wokół jajka. Narysuj okrąg na tyle mały, aby zminimalizować szansę, że samica złoży później kolejne jajo w kręgu.
	<ol>
		<li>Wytnij otwór lub szczelinę z boku obiektywu ręcznego 8X za pomocą piły do metalu lub wiertła, aby pióro można było włożyć i oglądać przez obiektyw podczas rysowania (<silna klasa = "xfig" >Rysunek 2A).</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Powtórz ten proces na tym samym liściu, jeśli to możliwe, aby oznaczyć inne jaja, oznaczając w sumie nie więcej niż cztery jaja na jednym liściu i nie więcej niż jedno jajo na sektor liścia. W przypadku bawełny liść jest podzielony na cztery sektory przez trzy główne nerwy liści (<silna klasa="xfig">Rysunek 3).</li>
	<li>Zawiąż małą, lekką tekturową przywieszkę wokół ogonka liścia zawierającego oznaczone jajko. Ponumeruj znacznik i dołącz adnotację dla numeru działki lub zabiegu w zależności od projektu eksperymentalnego (<silna klasa = "xfig" >Rysunek 2B).</li>
	<li>Zawiąż taśmę flagową o długości 1 m wokół głównej łodygi w pobliżu wierzchołka rośliny. Użyj krawata w stylu kokardy, aby taśmę można było łatwo przenieść w razie potrzeby, aby była widoczna podczas wielokrotnych wizyt w tym miejscu w terenie.</li>
	<li>Zapisz numer kartki i informacje o położeniu w przenośnym notatniku analogowym lub elektronicznym (tabela 1). Informacje o pozycji wykorzystują sektory liścia do dokładniejszego odnotowania lokalizacji (np. 1-1, 1-2, 1-4 oznaczają jaja w sektorach 1, 2 i 4 na liściu #1).</li>
	<li>Ustal każdą kohortę w jednym dniu. 
	UWAGA: Kohorta na danym poletku składa się z co najmniej 50 jaj ogółem.
	<ol>
		<li>Nie używaj więcej niż jednego liścia na roślinę, aby lepiej rozprowadzić członków kohorty. 
		UWAGA: W zależności od zagęszczenia owadów może to być od 13 liści po 3-4 jaja każdy lub 50 liści po jednym jajku każdy. Poszczególne rośliny dobiera się tak, aby rozprowadzać zaznaczone liście wzdłuż jak największej części rzędu.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
3. Ustanawianie kohort nimf
<ol>
	<li>Użyj obiektywu ręcznego 8X, aby poszukać nowo osadzonych nimf 1st instar na spodniej stronie liści około 3-5 liści w dół od wierzchołka głównej łodygi bawełny. Użyj obiektywu 15X, aby zweryfikować identyfikację przed znakowaniem za pomocą obiektywu 8X.</li>
	<li>Użyj nietoksycznego, bardzo cienkiego czarnego markera permanentnego, aby narysować mały okrąg wokół nimfy. Narysuj okrąg na tyle mały, aby zminimalizować ryzyko, że pełzacz osiedli się w nim później. 
	UWAGA: Nowo wyklute nimfy 1w stadium rozwojowym nazywane są pełzaczami, które mogą poruszać się o kilka cm w ciągu pierwszych kilku godzin po wykluciu się jaja. Następnie "osiada" w miejscu, w którym będzie żerować i linieć, nigdy się nie ruszając, dopóki nie wyłoni się dorosły osobnik. Te osiadłe nimfy 1 stopnia (<silna klasa="xfig">Ryc. 1C) różnią się od pełzaczy. Po pierwsze, są nieruchome, a po drugie, są bardziej dwuwymiarowe i leżą ciasno i płasko na liściu i mają nieco bardziej przezroczysty bursztynowy kolor.
	<ol>
		<li>Wytnij otwór lub szczelinę z boku obiektywu ręcznego 8X za pomocą piły do metalu lub wiertła, aby pióro można było włożyć i oglądać przez obiektyw podczas rysowania (<silna klasa = "xfig" >Rysunek 2A).</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Powtórz ten proces na tym samym liściu, jeśli to możliwe, aby oznaczyć inne nimfy, oznaczając nie więcej niż cztery nimfy na jednym liściu i nie więcej niż jedną nimfę na sektor liścia. W przypadku bawełny liść jest podzielony na cztery sektory przez trzy główne nerwy liści (<silna klasa="xfig">Rysunek 3).</li>
	<li>Zawiąż małą, lekką tekturową zawieszkę wokół ogonka liścia zawierającego zaznaczoną nimfę. Ponumeruj znacznik i dołącz adnotację dla numeru działki lub zabiegu w zależności od projektu eksperymentalnego (<silna klasa = "xfig" >Rysunek 2B).</li>
	<li>Zawiąż taśmę flagową o długości 1 m wokół głównej łodygi w pobliżu wierzchołka rośliny. Użyj krawata w stylu kokardy, aby taśmę można było łatwo przenieść w razie potrzeby, aby była widoczna podczas wielokrotnych wizyt w tym miejscu w terenie.</li>
	<li>Zapisz numer kartki i informacje o położeniu w przenośnym notatniku analogowym lub elektronicznym (tabela 1). Informacje pozycyjne wykorzystują sektory liścia do dokładniejszego odnotowania lokalizacji (np. 1-1, 1-2, 1-4 oznaczają nimfy w sektorach 1, 2 i 4 na liściu #1).</li>
	<li>Aby upewnić się, że osiadłe nimfy 1. stadium rozwojowe, a nie pełzacze, są oznaczone, wróć do każdego oznaczonego liścia i obserwuj oznaczonego owada około 1-2 godziny po początkowym ustawieniu. Może być konieczne zwrócenie uwagi na osiadłe nimfy.</li>
	<li>Ustal każdą kohortę w jednym dniu. 
	UWAGA: Kohorta na danej działce składa się w sumie z minimum 50 nimf. Nie używa się więcej niż jednego liścia na roślinę, aby lepiej rozprowadzić członków kohorty. W zależności od zagęszczenia owadów może to być od 13 liści z 3-4 nimfami każdy lub 50 liści z jedną nimfą każdy. Poszczególne rośliny dobiera się tak, aby rozprowadzać zaznaczone liście wzdłuż jak największej części rzędu. Ze względu na 1 stadium rozwojowe pełzacza, jaja oznaczone w protokole 2 nie są tymi samymi owadami, które są następnie obserwowane jako nimfy. W związku z tym nie mierzy się śmiertelności pełzaczy, a tablica życia jest nieco rozłączna w czasie, ponieważ kohorty jaj i nimf są zwykle ustalane tego samego dnia. Badania wykazały, że śmiertelność pełzaczy jest znikoma i można ją zasadniczo zignorować30.</li>
</ol>
4. Obserwacja i rejestracja wylęgu jaj i śmiertelności
<ol>
	<li>Po 8-10 dniach (28-32 °C; średnie letnie warunki w Arizonie) po ustaleniu kohort jaj należy zebrać liście zawierające oznaczone jaja i wrócić do laboratorium w celu obserwacji pod mikroskopem preparacyjnym. Jaja są zbyt małe, aby jednoznacznie ocenić śmiertelność i przyczyny śmiertelności na polu.</li>
	<li>Określić przyczyny zgonu jaj i zapisać je w zeszycie zainicjowanym w ustaleniu kohorty (Tabela 1). 
	UWAGA: Śmierć jest charakteryzowana jako wyparcie, drapieżnictwo lub niezdolność do życia. Przemieszczenie: brak jaja z powodu zjawisk pogodowych (wiatr, nawiewany kurz, deszcz) lub drapieżnictwa podczas żucia. Drapieżnictwo: ssące drapieżniki pozostawiają po sobie zapadniętą kosmówkę (<silna klasa="xfig">Rysunek 4K). Wyklute jaja mogą wydawać się zapadnięte, ale w kosmówce jaja będzie pionowa szczelina. Użyj maleńkiej szpilki, aby drażnić kosmówkę na liściu pod mikroskopem, aby poszukać tej szczeliny. Nieżywotność: jaja nie wykluwają się po okresie 8-10 dni i mają ciemnobrązowy kolor. W letnich warunkach Arizony (28-32 °C) jaja wykluwają się zwykle w ciągu 5-7 dni. Może się to różnić w innych regionach i konieczne mogą być korekty czasu odbioru z pola.</li>
</ol>
5. Obserwacja i rejestracja rozwoju i śmiertelności nimfal
<ol>
	<li>Jeden do dwóch dni po ustaleniu kohorty użyj soczewki 15X, aby ocenić rozwój nimf i przypisać przyczynę śmiertelności w przypadku śmierci. Rób obserwacje co najmniej trzy razy w tygodniu (co drugi dzień).
	<ol>
		<li>Użyj względnego rozmiaru (Rysunek 1C-G) i czasu po ustanowieniu, aby ocenić instar. 
		UWAGA: Istnieją cztery stadium nimfalne, a rozwój jest szybki w letnich warunkach Arizony (28-32 °C), przy czym każdy z pierwszych trzech etapów trwa około 2 dni, a końcowy etap trwa 3-5 dni (całkowity rozwój nimfalny 2 tygodnie lub mniej). Nowi obserwatorzy powinni nauczyć się rozmiarów gwiazdek, obserwując owady hodowane w laboratorium lub szklarni na roślinie żywicielskiej, która ich interesuje. Względna objętość w jamie brzusznej bakteriosomów (symbiont, w których znajdują się narządy mączlika) w stosunku do ogólnej wielkości ciała jest pomocnym wskaźnikiem stadium nimfalnego (<silna klasa="xfig">Ryc. 1C-G). Świeżo wyliniene nimfy są bardzo płaskie i półprzezroczyste. Nimfy gotowe do linienia są bardziej jędrne, kopulaste z profilu i nieprzezroczyste.</li>
		<li>Określić przyczyny zgonu nimf i zapisać je w notatniku zainicjowanym w ustaleniu kohorty (Tabela 1). 
		UWAGA: Śmierć jest charakteryzowana jako wyparcie, pasożytnictwo, drapieżnictwo lub nieznana w zależności od stadium rozwojowego (<silna klasa="xfig">Rysunek 4). Przemieszczanie: nimfy na dowolnym etapie zaginęły z powodu zjawisk pogodowych (wiatr, nawiewany kurz, deszcz) lub drapieżnictwa podczas żucia. Oszacuj stadium wypartych nimf jako średnie stadium martwych i żywych nimf w danym dniu obserwacji. Pasożytnictwo: obserwowane tylko u nimf w 4stadium rozwojowym. Sparowane żółtawe bakteriosomy są wypierane przez rozwijającą się larwę parazytoida (<silna klasa="xfig">Rysunek 4A); stadium larwalne jest czasami widoczne (<silna klasa="xfig">Rysunek 4C). Stadium poczwarkowe parazytoida jest charakterystyczne i specyficzne dla rodzajów (<silna klasa="xfig">Ryc. 4B, 4D). Drapieżnictwo: ssące drapieżniki ewakuują zawartość nimfy i pozostawiają zapadnięte zwłoki (<silna klasa="xfig">Ryc. 4G-4I). Rzadko zdarza się, że przeżuwający drapieżnik może pozostawić ślady (<silna klasa="xfig">Rysunek 4J). Nieznana: śmierć, której nie można przypisać żadnej z powyższych przyczyn. W wilgotnym środowisku choroba grzybicza może być dodatkową przyczyną śmierci. Do tej kategorii mogą również należeć nimfy zabijane przez żywicielstwo pasożytnicze. Nimfy, które przeżyją, wyłaniają się jako dorosłe osobniki, pozostawiając charakterystyczną szczelinę w kształcie litery T w wysięku (<silna klasa="xfig">Ryc. 1H)</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Zapisz stadium rozwoju (jeśli żyje) i przyczynę zgonu oraz stadium w notatniku rozpoczęte w ustaleniu kohorty (Tabela 1).</li>
	<li>Gdy wszystkie nimfy obserwowane na jednym liściu albo umrą, albo wyłonią się jako dorosły mączlik, zbierz liść i wróć do laboratorium. Użyj większego powiększenia mikroskopu preparacyjnego, aby potwierdzić, że przyczyna zgonu odnotowana w terenie jest dokładna i wprowadź ewentualne poprawki. 
	UWAGA: Nie każdy martwy owad, który nie został usunięty, pozostanie na liściu przez typowy dwutygodniowy okres obserwacji, dlatego niektóre weryfikacje nie będą możliwe.</li>
</ol>
6. Podsumowanie i analizy danych
<ol>
	<li>Zapoznaj się z dostępnymi zasobami, które pomogą w konstruowaniu tablic trwania życia na podstawie zebranych danych2,8,11,31. Przykładowa tablica trwania życia przedstawiona jest w tabeli 2. 
	UWAGA: Rzetelne analizy tablic trwania życia wymagają wielu niezależnych tablic trwania życia przeprowadzanych w czasie i/lub w różnych miejscach. W przypadku owadów wielowoltowych, takich jak B. tabaci, może to być wiele tablic życia w ciągu jednego sezonu i/lub wielu pór roku i miejsc.
	<ol>
		<li>Oszacuj rzeczywistą śmiertelność (dx/l0) na podstawie liczby owadów ustalonych na początku pokolenia. 
		Rzeczywista śmiertelność=(dx/l0) 
		Gdzie dx jest liczbą umierających w stadium x, a l0 jest liczbą owadów na początku pokolenia. Te współczynniki śmiertelności są addytywne, a suma dx w poszczególnych etapach szacuje całkowity współczynnik śmiertelności w danym pokoleniu (tabela 2).</li>
		<li>Oszacuj pozorną śmiertelność w obrębie danego etapu (qx) na podstawie liczby owadów żyjących na początku określonego etapu (tabela 2). Oszacuj qx specyficzne dla etapu lub współczynnik w ramach qx specyficznego dla etapu. Stawki te są addytywne tylko w obrębie etapu.</li>
		<li>Określ śmiertelność krańcową za pomocą wzoru: 
		MB = dB/(1-dA) 
		Gdzie MB jest krańcowym współczynnikiem umieralności B, dB jest pozornym współczynnikiem umieralności spowodowanym czynnikiem B, a dA jest pozornym współczynnikiem umieralności zsumowanym dla wszystkich czynników śmiertelności, które mogą konkurować z czynnikiem B13,32 (Tabela 3). 
UWAGA: W przypadku owadów siedzących, takich jak mączliki i wiele innych owadów, wielorakie przyczyny śmierci na danym etapie życia nie są sekwencyjne. Zamiast tego działają równocześnie, a więc oszacowanie wskaźników krańcowych jest wymagane do dokładnego oszacowania współczynników śmiertelności specyficznych dla danego etapu z dowolnej przyczyny32,34. Na przykład parazytoid może zaatakować nimfę mączlika. Z jaja pasożyta może się wykluć, a larwy mogą rozwinąć się w żywicielu. Ta aktywność, początkowo bezobjawowa dla obserwatora, zabija lub najprawdopodobniej zabiłaby owada żywiciela i powinna być uznana za przyczynę śmierci. Ale w niektórych przypadkach drapieżnik może zaatakować tę samą nimfę lub nimfa może zostać usunięta z liścia, co prowadzi obserwatora do odnotowania przyczyny śmierci jako drapieżnictwa lub przemieszczenia. Śmiertelność krańcowa koryguje to.
		<ol>
			<li>Przelicz krańcowe współczynniki specyficzne dla etapu na wartości k35 jako k = -ln(1-M), gdzie ln jest logarytmem naturalnym, a M jest krańcowym współczynnikiem śmiertelności będącym przedmiotem zainteresowania. Wartości k są addytywne, co upraszcza dalsze analizy. Wartości k można przeliczyć wstecznie na proporcjonalne wskaźniki śmiertelności przez 1-e[-k].</li>
		</ol>
		</li>
		<li>Oszacuj śmiertelność niezastąpioną jako [1-e(-TotalK)] - [1-e(-{TotalK - kvaluei})]. 
		UWAGA: Podaje to część całkowitej śmiertelności pokoleniowej, która nie zostałaby zrealizowana, gdyby usunięto określony czynnik śmiertelności. Na przykład, ile śmiertelności pokoleniowej można by utracić, gdyby drapieżnictwo lub pasożytnictwo zostały usunięte z powodu sprayu owadobójczego? Szacowana w ten sposób śmiertelność niezastąpiona zakłada, że w śmiertelności nie ma zależności od gęstości.</li>
		<li>Kluczowe czynniki
		<ol>
			<li>Użyj prostej analizy graficznej, aby wykreślić wartość k dla dowolnego etapu lub dowolnego pojedynczego czynnika śmiertelności (lub jednego czynnika śmiertelności w ramach jednego etapu) w stosunku do wartości Total-K dla całego pokolenia (Total K = suma wszystkich indywidualnych wartości k). 
			UWAGA: Czynnikiem śmiertelności, który najlepiej naśladuje wzorzec Total-K, jest kluczowy czynnik, czynnik, który w największym stopniu przyczynia się do zmian w śmiertelności pokoleniowej35. Bardziej ilościowa metoda regresji poszczególnych wartości k w Total-K i identyfikuje kluczowy czynnik jako ten, który ma największą wartość nachylenia3.</li>
		</ol>
		</li>
		<li>Przetestuj zależność zagęszczenia, regresywując wartości k dla czynników będących przedmiotem zainteresowania w logarytmie naturalnym zagęszczenia populacji owadów mierzonego niezależnie (np. 13). Znaczne dodatnie nachylenie sugeruje bezpośrednią zależność od gęstości i ujemne nachylenie odwrotne zależność. 
		UWAGA: Dzięki dodatkowym informacjom z tablicy trwania życia dotyczącej przeżywalności i reprodukcji dorosłych osobników można przeprowadzić wiele dodatkowych parametrów (np. czas pokolenia, wskaźnik reprodukcji netto, chwilowe tempo wzrostu, oczekiwana długość życia na danym etapie itp.) oraz analiz (modele macierzowe i analizy elastyczności36,37.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>

<ol><li>Deevey, E. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Life+tables+for+natural+populations+of+animals%5BTitle%5D)+AND+%22Quart.+Rev.+Biol%22%5BJournal%5D)">Life tables for natural populations of animals.</a> Quart. Rev. Biol. 22, 283-314 (1947).</li>
<li>Southwood, T. R. E. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aSouthwood%2C+TRE+%22Ecological+Methods%22">Ecological Methods</a>. , 2nd Ed, Chapman and Hall. (1978).</li>
<li>Podoler, H., Rogers, D. <a target="_blank" href="https://www.jstor.org/stable/3853">A new method for the identification of key factors from life-table data.</a> J Anim Ecol. 44, 85-114 (1975).</li>
<li>Stiling, P. <a target="_blank" href="https://www.jstor.org/stable/4926">Density-dependent processes and key factors in insect populations.</a> J Anim Ecol. 57, 581-593 (1988).</li>
<li>Cornell, H. V., Hawkins, B. A. <a target="_blank" href="https://www.jstor.org/stable/2462969">Survival patterns and mortality sources of herbivorous insects: some demographic trends.</a> Am Nat. 145, 563-593 (1995).</li>
<li>Morris, R. F. <a target="_blank" href="https://www.cambridge.org/core/journals/canadian-entomologist/article/the-interpretation-of-mortality-data-in-studies-on-population-dynamics1/E32F7C2D2471C976AF5880E8B22D37DB">The interpretation of mortality data in studies on population dynamics.</a> Can Entomol. 89, 49-69 (1957).</li>
<li>Morris, R. F. <a target="_blank" href="https://www.jstor.org/stable/1929811">Single-factor analysis in population dynamics.</a> Ecology. 40, 580-588 (1959).</li>
<li>Varley, G. C., Gradwell, G. R., Hassell, M. P. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aVarley%2C+GC+%22Insect+Population+Ecology%3A+An+Analytical+Approach%22">Insect Population Ecology: An Analytical Approach</a>. , Blackwell Sci. Pub. London. 212(1973).</li>
<li>Southwood, T. R. E., Reader, P. M. <a target="_blank" href="https://www.jstor.org/stable/3782">Population census data and key factor analysis for the viburnum whitefly, Aleurotrachelus jelinekii, on three bushes.</a> J Anim Ecol. 45, 313-325 (1976).</li>
<li>Royama, T. <a target="_blank" href="https://www.jstor.org/stable/2937325">Fundamental concepts and methodologies for the analysis of animal population dynamics, with particular reference to univoltine speices.</a> Ecol Monogr. 51, 473-493 (1981).</li>
<li>Carey, J. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+multiple+decrement+life+table%3A+a+unifying+framework+for+cause-of-death+analysis+in+ecology%5BTitle%5D)+AND+%22Oecologia%22%5BJournal%5D)">The multiple decrement life table: a unifying framework for cause-of-death analysis in ecology.</a> Oecologia. 78, 131-137 (1989).</li>
<li>Hawkins, B. A., Mills, N. J., Jervis, M. A., Price, P. W. <a target="_blank" href="https://www.jstor.org/stable/3546654">Is the biological control of insects a natural phenomenon?</a> Oikos. 86, 493-506 (1999).</li>
<li>Naranjo, S. E., Ellsworth, P. C. <a target="_blank" href="http://onlinelibrary.wiley.com/doi/10.1111/j.1570-7458.2005.00297.x/abstract">Mortality dynamics and population regulation in Bemisia tabaci.</a> Entomol Exp Appl. 116, 93-108 (2005).</li>
<li>Naranjo, S. E., Ellsworth, P. C. <a target="_blank" href="http://www.sciencedirect.com/science/article/pii/S104996440900214X">The contribution of conservation biological control to integrated control of Bemisia tabaci in cotton.</a> Biol Control. 51, 458-470 (2009).</li>
<li><a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=%22Applied+Demography+for+Biologist%3A+With+Special+Emphasis+on+Insects%22">Applied Demography for Biologist: With Special Emphasis on Insects</a>. Carey, J. R. , Oxford, NY. (1993).</li>
<li>Dinsdale, A., Cook, L., Riginos, C., Buckley, Y. M., De Barro, P. <a target="_blank" href="http://www.bioone.org/doi/abs/10.1603/an09061">Refined global analysis of Bemisia tabaci (Hemiptera: Sternorrhyncha: Aleyrodoidea: Aleyrodidae) Mitochondrial cytochrome oxidase 1 to identify species level genetic boundaries.</a> Ann Entomol Soc Am. 103, 196-208 (2010).</li>
<li>Oliveira, M. R. V., Henneberry, T. J., Anderson, P. <a target="_blank" href="http://www.sciencedirect.com/science/article/pii/S0261219401001089">History, current status, and collaborative research projects for Bemisia tabaci.</a> Crop Protect. 20, 709-723 (2001).</li>
<li>Jones, D. R. <a target="_blank" href="https://link.springer.com/article/10.1023/A:1022846630513">Plant viruses transmitted by whiteflies.</a> Eur J Plant Pathol. 109, 195-219 (2003).</li>
<li>United States Department of Agriculture, Agricultural Research Service. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=%22Sticky+Cotton+-+Causes%2C+Impacts+and+Prevention%22">Sticky Cotton - Causes, Impacts and Prevention</a>. Hequet, E. F., Henneberry, T. J., Nichols, R. L. , Technical Bulletin No. 1915 (2007).</li>
<li>Palumbo, J. C., Horowitz, A. R., Prabhaker, N. <a target="_blank" href="http://www.sciencedirect.com/science/article/pii/S026121940100117X">Insecticidal control and resistance management for Bemisia tabaci.</a> Crop Protect. 20, 739-765 (2001).</li>
<li>Horowitz, A. R., Kontsedalov, S., Khasdan, V., Ishaaya, I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Biotypes+B+and+Q+of+Bemisia+tabaci+and+their+relevance+to+neonicotinoid+and+pyriproxyfen+resistance%5BTitle%5D)+AND+%22Arch+Insect+Biochem+Physiol%22%5BJournal%5D)">Biotypes B and Q of Bemisia tabaci and their relevance to neonicotinoid and pyriproxyfen resistance.</a> Arch Insect Biochem Physiol. 58, 216-225 (2005).</li>
<li>Nauen, R., Denholm, I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Resistance+of+insect+pests+to+neonicotinoid+insecticides%3A+current+status+and+future+prospects%5BTitle%5D)+AND+%22Arch+Insect+Biochem+Physiol%22%5BJournal%5D)">Resistance of insect pests to neonicotinoid insecticides: current status and future prospects.</a> Arch Insect Biochem Physiol. 58, 200-215 (2005).</li>
<li>Naranjo, S. E., Ellsworth, P. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Fifty+years+of+the+integrated+control+concept%3A+moving+the+model+and+implementation+forward+in+Arizona%5BTitle%5D)+AND+%22Pest+Manage+Sci%22%5BJournal%5D)">Fifty years of the integrated control concept: moving the model and implementation forward in Arizona.</a> Pest Manage Sci. 65, 1267-1286 (2009).</li>
<li>Palumbo, J. C., Castle, S. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((IPM+for+fresh-market+lettuce+production+in+the+desert+southwest%3A+the+produce+paradox%5BTitle%5D)+AND+%22Pest+Manage+Sci%22%5BJournal%5D)">IPM for fresh-market lettuce production in the desert southwest: the produce paradox.</a> Pest Manage Sci. 65, 1311-1320 (2009).</li>
<li>Ellsworth, P. C., Martinez-Carrillo, J. L. <a target="_blank" href="http://profyh.com/assets/uploads/990613566d8e6d5a827b5d0ac3f1a27d.pdf">IPM for Bemisia tabaci: a case study from North America.</a> Crop Protect. 20, 853-869 (2001).</li>
<li>Naranjo, S. E., Ellsworth, P. C., Cañas, L. <a target="_blank" href="http://www.nhm.ac.uk/resources/research-curation/projects/chalcidoids/pdf_X/NaranjCaEl2008.pdf">Mortality and populations dynamics of Bemisia tabaci within a multi-crop system</a>. , USDA Forest Service (2009).</li>
<li>Naranjo, S. E. <a target="_blank" href="http://www.bioone.org/doi/abs/10.1603/0046-225X%282005%29034%5B1211%3ALAOTEO%5D2.0.CO%3B2">Long-term assessment of the effects of transgenic Bt cotton on the function of the natural enemy community.</a> Environ Entomol. 34, 1211-1223 (2005).</li>
<li>Naranjo, S. E. <a target="_blank" href="https://www.researchgate.net/publication/295962538_Establishment_and_impact_of_exotic_aphelinid_parasitoids_in_arizona_A_life_table_approach">Establishment and impact of exotic Aphelinid parasitoids in Arizona: A life table approach.</a> J Insect Sci. 8, 36(2008).</li>
<li>Asiimwe, P., Ellsworth, P. C., Naranjo, S. E. <a target="_blank" href="http://onlinelibrary.wiley.com/doi/10.1111/een.12340/abstract">Natural enemy impacts on Bemisia tabaci (MEAM1) dominate plant quality effects in the cotton system.</a> Ecol Entomol. 41, 642-652 (2016).</li>
<li>Naranjo, S. E. <a target="_blank" href="https://www.ars.usda.gov/research/publications/publication/?seqNo115=199997">Survival and movement of Bemisia tabaci (Homoptera: Aleyrodidae) crawlers on cotton.</a> Southwest Entomol. 32, 17-23 (2007).</li>
<li>Bellows, T. S., Van Driesche, R. G., Elkinton, J. S. <a target="_blank" href="http://www.annualreviews.org/doi/abs/10.1146/annurev.en.37.010192.003103">Life-table construction and analysis in the evaluation of natural enemies.</a> Annu Rev Entomol. 37, 587-614 (1992).</li>
<li>Buonaccorsi, J. P., Elkinton, J. S. <a target="_blank" href="http://meme.biology.tohoku.ac.jp/POPECOL/RP%20PDF/32(1)/pp.151.pdf">Estimation of contemporaneous mortality factors.</a> Res Popul Ecol. 32, 151-171 (1990).</li>
<li>Royama, T. <a target="_blank" href="https://www.jstor.org/stable/2937326">Evaluation of mortality factors in insect life table analysis.</a> Ecol Monogr. 51, 495-505 (1981).</li>
<li>Elkinton, J. S., Buonaccorsi, J. P., Bellows, T. S., Van Driesche, R. G. <a target="_blank" href="https://link.springer.com/article/10.1007/BF02513520">Marginal attack rate, k-values and density dependence in the analysis of contemporaneous mortality factors.</a> Res. Pop. Ecol. 34, 29-44 (1992).</li>
<li>Varley, G. C., Gradwell, G. R. <a target="_blank" href="https://www.jstor.org/stable/2213">Key factors in population studies.</a> J Anim Ecol. 29, 399-401 (1960).</li>
<li>Caswell, H. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aCaswell%2C+H+%22Matrix+population+models%22">Matrix population models</a>. , 2nd ed, Sinauer Associates, Inc. Publishers. (2001).</li>
<li>Mills, N. J. <a target="_blank" href="http://www.sciencedirect.com/science/article/pii/S1049964405000484">Selecting effective parasitoids for biological control introductions: Codling moth as a case study.</a> Biol Control. 34, 274-282 (2005).</li>
<li>Foltyn, S., Gerling, D. <a target="_blank" href="http://onlinelibrary.wiley.com/doi/10.1111/j.1570-7458.1985.tb03527.x/abstract">The parasitoids of the aleyrodid Bemisia tabaci in Israel: development, host preference and discrimination of the aphelinid wasp Eretmocerus mundus.</a> Entomol Exp Appl. 38, 255-260 (1985).</li>
<li>Headrick, D. H., Bellows, T. S., Perring, T. M. <a target="_blank" href="http://digitalcommons.calpoly.edu/cgi/viewcontent.cgi?article=1006&context=hcs_fac">Behaviors of female Eretmocerus sp nr californicus (Hymenoptera: Aphelinidae) attacking Bemisia argentifolii (Homoptera: Aleyrodidae) on sweet potato.</a> Environ Entomol. 24, 412-422 (1995).</li>
<li>Liu, T. X., Stansly, P. A. <a target="_blank" href="https://academic.oup.com/aesa/article-abstract/89/1/96/13893/Oviposition-Development-and-Survivorship-of">Oviposition, development, and survivorship of Encarsia pergandiella (Hymenoptera: Aphelinidae) in four instars of Bemisia argentifolii (Homoptera: Aleyrodidae).</a> Ann Entomol Soc Am. 89, 96-102 (1996).</li>
<li>Ardeh, M. J., deJong, P. W., vanLenteren, J. C. <a target="_blank" href="http://library.wur.nl/WebQuery/wurpubs/343851">Selection of Bemisia nymphal stages for oviposition or feeding, and host-handling times of arrhenotokous and thelytokous Eretmocerus mundus and arrhenotokous E-eremicus.</a> BioControl. 50, 449-463 (2005).</li>
<li>Zang, L. S., Liu, T. X. <a target="_blank" href="http://onlinelibrary.wiley.com/doi/10.1111/j.1570-7458.2008.00667.x/abstract">Host-feeding of three parasitoid species on Bemisia tabaci biotype B and implications for whitefly biological control.</a> Entomol Exp Appl. 127, 55-63 (2008).</li>
<li>Hagler, J. R., Naranjo, S. E. <a target="_blank" href="http://onlinelibrary.wiley.com/doi/10.1111/j.1570-7458.1994.tb01802.x/full">Determining the frequency of heteropteran predation on sweetpotato whitefly and pink bollworm using multiple ELISAs.</a> Entomol Exp Appl. 72, 63-70 (1994).</li>
<li>Hagler, J. R., Naranjo, S. E. <a target="_blank" href="https://www.researchgate.net/publication/48856005_Qualitative_Survey_of_Two_Coleopteran_Predators_of_Bemisia_tabaci_Homoptera_Aleyrodidae_and_Pectinophora_gossypiella_Lepidoptera_Gelechiidae_Using_a_Multiple_Prey_Gut_Content_ELISA">Qualitative survey of two Coleopteran predators of Bemisia tabaci (Homoptera, Aleyrodidae) and Pectinophora gossypiella (Lepidoptera, Gelechiidae) using a multiple prey gut content ELISA.</a> Environ Entomol. 23, 193-197 (1994).</li>
<li>Hagler, J. R., Jackson, C. G., Isaacs, R., Machtley, S. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Foraging+behavior+and+prey+interactions+by+a+guild+of+predators+on+various+lifestages+of+Bemisia+tabaci%5BTitle%5D)+AND+%22J+Insect+Sci%22%5BJournal%5D)">Foraging behavior and prey interactions by a guild of predators on various lifestages of Bemisia tabaci.</a> J Insect Sci. 4, (2004).</li>
<li>Price, J. F., Taborsky, D. <a target="_blank" href="http://www.jstor.org/stable/3495495">Movement of immature Bemisia tabaci (Homoptera, Aleyrodidae) on poinsettia leaves.</a> Florida Entomol. 75, 151-153 (1992).</li>
<li>Simmons, A. M. <a target="_blank" href="http://www.bioone.org/doi/abs/10.1603/0013-8746(2002)095%5B0464:SOCOBT%5D2.0.CO%3B2">Settling of crawlers of Bemisia tabaci (Homoptera : Aleyrodidae) on five vegetable hosts.</a> Ann Entomol Soc Am. 95, 464-468 (2002).</li>
<li>Royama, T. <a target="_blank" href="https://www.jstor.org/stable/2265658">A fundamental problem in key factor analysis.</a> Ecology. 77, 87-93 (1996).</li>
<li>Stiling, P., Throckmorton, A., Silvanima, J., Strong, D. R. <a target="_blank" href="http://www.jstor.org/stable/1941566">Does spatial scale affect the incidence of density dependence - A field test with insect parasitoids.</a> Ecology. 72, 2143-2154 (1991).</li>
<li>Hassell, M., Latto, J., May, R. <a target="_blank" href="https://www.jstor.org/stable/5130">Seeing the wood for the trees: detecting density dependence from existing life table studies.</a> J Anim Ecol. 58, 883-892 (1989).</li>
<li>Berryman, A. A. <a target="_blank" href="http://onlinelibrary.wiley.com/doi/10.1034/j.1600-0706.2002.12106.x/abstract">Population regulation, emergent properties, and a requiem for density dependence.</a> Oikos. 99, 600-606 (2002).</li>
<li>Sibly, R. M., Smith, R. H. <a target="_blank" href="https://eurekamag.com/research/008/812/008812476.php">Identifying key factors using lambda contribution analysis.</a> J Anim Ecol. 67, 17-24 (1998).</li>
</ol>

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Zazwyczaj opracowywanie tablic życia owadów wielowoltowych o zasadniczo nakładających się na siebie pokoleniach jest ograniczone do podejścia pionowego, w którym próbki populacji są pobierane wielokrotnie w czasie, a następnie stosuje się różne techniki graficzne i matematyczne w celu oszacowania rekrutacji do różnych etapów i wywnioskowania wskaźników śmiertelności na podstawie zmieniającej się gęstości różnych etapów życia2. Mocną stroną tego podejścia jest to, że radzi sobie z tym ograniczeniem...

Tablice życia są powszechnym narzędziem o długiej historii w ekologii1,2. Tablice trwania życia są zasadniczo harmonogramem urodzeń i zgonów w populacji w czasie, a takie dane można wykorzystać do ilościowego określenia szeregu parametrów ważnych dla zrozumienia i przewidywania dynamiki populacji. Tablice trwania życia mogą również dostarczać informacji na temat przyczyn zgonu, które są ważne dla zrozumienia interakcji troficznych i opracowania strategii zwalczania szkodników w systemach rolniczych i naturalnych. Dla owadów stworzono liczne tablice życia oparte na polach3,4,5, a analizy dostarczyły ważnych informacji na temat dynamiki, regulacji i przewidywania populacji owadów w wielu zarządzanych i naturalnych systemach6,7,8,9,10,11,12,13,14. Termin tablica życia jest również często używany do opisania badań laboratoryjnych, które w dużej mierze analizują harmonogramy narodzin i zgonów, ale w sztucznych warunkach, które nie narażają owadów na naturalne siły śmiertelności i realistyczne zmienne środowiskowe. Ogólnie rzecz biorąc, celem badań laboratoryjnych jest oszacowanie porównawczego potencjału biotycznego gatunku. Opisane tutaj metody koncentrują się na badaniach terenowych, które definiują zrealizowany potencjał w odniesieniu do środowiska.
Tabele życia można scharakteryzować jako poziome, w których śledzi się rzeczywistą kohortę osób w tym samym wieku od początku ich życia aż do śmierci, lub pionowe, gdzie często pobierane są próbki populacji o założonej stabilnej strukturze wieku, a następnie wskaźniki życiowe są wnioskowane z matematycznie skonstruowanych kohort2,15. Rodzaj tablicy życia, którą można zastosować, zależy od charakteru owada. Horyzontalne tablice życia mogą być często opracowywane dla owadów jednowoltowych (jedno pokolenie rocznie), podczas gdy takie podejście może być bardzo trudne dla owadów wielowoltowych, których pokolenia każdego roku się liczą. Zaproponowano wiele metod analitycznych, które wykorzystano do opracowania pionowych tablic życia dla populacji owadów (zobacz przykłady Southwood2). Zaprezentowana tu metodologia pozwala na opracowanie kohortowych, horyzontalnych tablic życia w terenie dla owadów wielowoltowych o określonych cechach historii życia, w szczególności obecności siedzących stadiów życia. Metodę zademonstrowano w odniesieniu do kluczowego szkodnika bawełny jako systemu modelowego.
Mączlik, Bemisia tabaci biotype B (= Bemisia argentifolii, Middle East-Asia Minor 116) jest globalnym szkodnikiem rolnictwa, który negatywnie wpływa na plony i jakość wielu upraw agronomicznych i ogrodniczych, w tym chronionych systemów rolniczych w regionach o klimacie umiarkowanym17. Skutki występują z powodu karmienia łykiem, które zakłóca przepływ składników odżywczych, zaburzeń o nieznanej etiologii spowodowanych żerowaniem nimf, przenoszenia licznych wirusów roślinnych i wpływu na jakość plonów z powodu odkładania się spadzi18,19. Owad ma szeroki zakres żywicieli i jest wielowoltowy, ma aż 12-13 pokoleń rocznie, w zależności od regionu i dostępnych zasobów pokarmowych20. Wyzwania związane z zarządzaniem są również potęgowane przez jego wysoki potencjał reprodukcyjny, zdolność do rozpraszania się i migracji w obrębie systemów rolniczych i między nimi, brak stanu spoczynku (diapauza lub estywacja) oraz skłonność do szybkiego rozwoju odporności na insektycydy stosowane do tłumienia21,22.
Znaczny postęp został osiągnięty w opracowywaniu strategii integrowanej ochrony przed szkodnikami (IPM) w celu skutecznego i ekonomicznego zarządzania populacjami tego szkodnika w dotkniętych uprawach23,24,25. Te systemy zarządzania opierały się na solidnym, podstawowym zrozumieniu dynamiki populacji B. tabaci, a tablice życia były kluczową techniką, która umożliwiła to zrozumienie. W Arizonie tablice trwania życia pozwoliły na oszacowanie i identyfikację ważnych czynników śmiertelności B. tabaci w wielu systemach upraw13,26, umożliwiły pomiar dynamiki śmiertelności w odniesieniu do strategii zarządzania, w tym skutków insektycydów niebędących celem14, dostarczyły środków do oszacowania potencjalnych funkcjonalnych skutków niedocelowych białek owadobójczych wytwarzających transgeniczną bawełnę27, wspierały rygorystyczną ocenę klasycznego programu kontroli biologicznej28 (Naranjo, dane niepublikowane) i pomogły zbadać porównawcze efekty odgórnego i oddolnego wpływu na dynamikę szkodników29. We wszystkich tych aplikacjach zastosowano opisaną tutaj metodologię. Podejście to może być przydatne w badaniach nad ekologią populacji owadów w wielu systemach naturalnych i zarządzanych.

<table><tbody><tr><td>Taśma flagowa</td><td>Gempler, Janesville, Wisconsin USA</td><td>52273</td><td>Pięć kolorów</td></tr><tr><td>Tagi towarowe Manila</td><td>American Tag Company, Pico Rivera, Kalifornia USA</td><td>12-104</td><td></td></tr><tr><td>Ultra cienki marker punktowy</td><td>Sanford, Bellwood, Illinois, USA</td><td>451898</td><td>Dostępne w Office Max, Amazon</td></tr><tr><td>Peak Lupa 8X</td><td>Adorama, Nowy Jork, NY USA</td><td>2018</td><td></td></tr><tr><td>Peak Loupe 15X</td><td>Adorama, Nowy Jork, NY USA</td><td>19621</td><td></td></tr></tbody></table>

metodyka opracowywania tablic życia owadów siedzących w terenie z wykorzystaniem mączlika (bemisia tabaci) w układzie bawełnianym jako systemu modelowego

Methodology for Developing Life Tables for Sessile Insects in the Field Using the Whitefly, Bemisia tabaci, in Cotton As a Model System

Tabele życia pozwalają mierzyć harmonogramy urodzeń i zgonów populacji w czasie. Można je również wykorzystać do ilościowego określenia źródeł i wskaźników śmiertelności w populacjach, co ma różnorodne zastosowania w ekologii, w tym w ekosystemach rolniczych. Horyzontalne lub kohortowe tablice trwania życia zapewniają najbardziej bezpośrednią i dokładną metodę ilościowego określania wskaźników życiowych populacji, ponieważ śledzą one grupę osób w populacji od urodzenia do śmierci. W tym miejscu przedstawiono protokoły do przeprowadzania i analizowania kohortowych tablic trwania życia w terenie, który wykorzystuje siedzący charakter niedojrzałych stadiów życiowych globalnego szkodnika owadziego, Bemisia tabaci. Poszczególne owady znajdują się na spodniej stronie liści bawełny i są oznaczane poprzez narysowanie małego okręgu wokół owada za pomocą nietoksycznego długopisu. Owad ten może być następnie wielokrotnie obserwowany w czasie za pomocą soczewek ręcznych, aby zmierzyć rozwój z jednego etapu na drugi i zidentyfikować specyficzne dla danego etapu przyczyny zgonu związane z naturalnymi i wprowadzonymi siłami śmiertelności. Analizy wyjaśniają, jak prawidłowo mierzyć wielokrotne siły śmiertelności, które działają jednocześnie na każdym etapie, oraz jak wykorzystać takie dane do zapewnienia miarodajnych wskaźników dynamiki populacji. Metoda ta nie uwzględnia bezpośrednio przeżywalności i reprodukcji osobników dorosłych, co ogranicza wnioskowanie do dynamiki niedojrzałych stadiów. Przedstawiono przykład, który koncentrował się na pomiarze wpływu efektów oddolnych (jakość roślin) i odgórnych (naturalni wrogowie) na dynamikę śmiertelności B. tabaci w systemie bawełnianym.

Przykładowa kohorta została przedstawiona w Tabeli 2, aby ukazać typową prezentację i sposób obliczania wyników tablic życia. Najbardziej użyteczne dane są zawarte w brzegowych wskaźnikach śmiertelności dla każdego czynnika w obrębie każdego stadium. Poprzez przeliczenie tych wskaźników na wartości k (sekcja 6 protokołu), można łatwo oszacować śmiertelność specyficzną dla stadium we wszystkich czynnikach oraz śmiertelność specyficzną dla czynnika we wszystkich stadiach, a...

Tablice życia pozwalają na ilościowe określenie źródeł i wskaźników śmiertelności w populacjach owadów oraz przyczyniają się do zrozumienia, przewidywania i manipulowania dynamiką populacji w agroekosystemach. Przedstawiono metody prowadzenia i analizy kohortowych tablic trwania życia w terenie dla owadów z siedzącymi niedojrzałymi stadiami życia.

Metodyka opracowywania tablic życia owadów siedzących w terenie z wykorzystaniem mączlika (Bemisia tabaci) w układzie bawełnianym jako systemu modelowego

Life tables provide a means of measuring the schedules of birth and death from populations over time. They also can be used to quantify the sources and ...

Ogólnym celem zastosowania tablic życia w ujęciu kohortowym jest bezpośrednie określenie poziomu śmiertelności populacji owadów w warunkach polowych oraz zidentyfikowanie przyczyn tej śmiertelności. Metoda ta pozwala odpowiedzieć na kluczowe pytania dotyczące dynamiki populacji, takie jak zrozumienie czynników przyczyniających się do śmiertelności w populacjach, a w konsekwencji tempa ich wzrostu i spadku. Główną zaletą tej techniki jest to, że umożliwia ona bezpośredni pomiar przyczyn i wskaźników śmiertelności wynikających z wielu czynników w realistycznych warunkach polowych.Pomysł na tę metodę pojawił się, gdy dowiedzieliśmy się, że owad ten jest nieruchomy w swoich stadiach niedojrzałych. Pozwala nam to bezpośrednio śledzić losy poszczególnych osobników. Procedurę zaprezentują Isadora Bordini, studentka studiów doktoranckich, oraz Francisco Bojorquez, technik laboratoryjny.Tablice trwania można sporządzać w dowolnym momencie wzrostu uprawy, gdy pojawią się owady. Wybór momentu rozpoczęcia badań zależy od celów i założeń badawczych. W celu zminimalizowania efektu brzegowego z sąsiednich poletek lub obszarów nieuprawnych, należy wybrać dwa rzędy roślin w pobliżu centrum poletki.Zaznacz początek każdego rzędu za pomocą drucianej flagi lub drewnianego kołka. Wybierz miejsce poboru próbek w odległości od trzech do czterech metrów w głąb rzędu. Aby ułatwić późniejsze obserwacje, wyznacz jeden rząd do utworzenia kohort jaj, a drugi do utworzenia kohort nimf.Kohorta jaj musi składać się z co najmniej 50 jaj. W wyniku zachowania owadów oraz wzrostu rośliny, stadia życiowe Bemisia tabaci są zazwyczaj rozłożone pionowo w koronie rośliny, przy czym jaja znajdują się w górnej części, a sukcesywnie starsze stadia nimfy poniżej. Należy użyć lupy 8x, aby wyszukać świeżo złożone jaja na spodnej stronie liści.W idealnym przypadku lupa powinna posiadać z boku otwór, przez który można przełożyć długopis. Znajdź jeden liść z jajami dla każdej rośliny biorącej udział w badaniu. Następnie użyj soczewki 15x, aby przeprowadzić dokładniejszą analizę.W miarę dojrzewania jaja ciemnieją, przyjmując brązowawy kolor, zatem świeże jaja mają jasnobiałą barwę i wyróżniają się na tle jaj starszych. Najbardziej krytycznym aspektem niniejszego protokołu jest prawidłowa identyfikacja świeżo zniesionych jaj oraz nowo osiadłych nimf pierwszego stadium. Dla uzyskania dokładnych wyników niezbędne jest rozpoczęcie obserwacji do tablic życia dokładnie na początku każdego stadium rozwojowego.Po znalezieniu jaja, należy użyć nietoksycznego czarnego markera permanentnego o bardzo cienkiej końcówce, aby narysować wokół jaja małe koło. Koło powinno być małe, aby w jego wnętrzu nie zostały złożone inne jaja. Na tym samym liściu można zaznaczyć do czterech jaj w czterech różnych sektorach.Na liściu bawełny znajdują się cztery sektory oddzielone głównymi żyłkami liścia. Wybierz tylko jedno jajo na sektor liścia. Oznacz wybrany liść za pomocą małej, lekkiej tekturowej etykiety przymocowanej do ogonka liściowego, wpisując numer działki lub wariantu traktowania, zależnie od projektu eksperymentalnego.Następnie przymocuj wyraźnie widoczną flagę w pobliżu szczytu rośliny. Teraz przejdź do poszukiwania jaj na kolejnej roślinie dalej w rzędzie. Utwórz kohortę w ciągu jednego dnia.W normalnych warunkach letnich w Arizonie liście będą gotowe do zbioru w ciągu ośmiu do 10 dni, ponieważ jaja wykluwają się w ciągu pięciu do siedmiu dni. Należy dostosować czas zbioru, aby upewnić się, że wszystkie zdrowe jaja zdążyły się wykluć. W warunkach polowych jaja są zbyt małe, aby jednoznacznie ocenić śmiertelność i przyczyny zgonów in situ.W związku z tym przyczyny śmiertelności, takie jak oderwanie, drapieżnictwo lub niewykonalność życiowa, są określane w laboratorium pod mikroskopem stereoskopowym. Kluczowe jest prawidłowe zidentyfikowanie przyczyny śmierci jaja lub nimfy, ponieważ wpływa to na wnioski ekologiczne, jakie można sformułować na temat czynników oddziałujących na wzrost i regulację populacji. Jeśli jajo zniknęło w wyniku działania czynników pogodowych lub drapieżnictwa żerującego, uznaje się, że zostało ono oderwane.Jeśli jajo przekształciło się w zapadnięty chorion, klasyfikuje się to jako predację. Wyklute jaja również wyglądają na zapadnięte, lecz posiadają pionowe pęknięcie w chorionie, które można zlokalizować za pomocą małej szpilki. Jeśli jajo nie wykluło się, należy skategoryzować je jako nieżywotne.Użyj lupy 8x, aby wyszukać nowo osiadłe nimfy pierwszego stadium na spodnej stronie liści. Takie liście znajdują się zazwyczaj od trzech do pięciu węzłów poniżej szczytu rośliny bawełny. Po znalezieniu nimf zweryfikuj ich stadium za pomocą lupy 15x.Znajdź co najmniej 50 nimf dla każdego badania. Wybierz rośliny dobrze rozmieszczone wzdłuż rzędu i utwórz kohortę w ciągu jednego dnia. Podobnie jak wcześniej, narysuj mały okrąg wokół zidentyfikowanej nimfy.Oznacz do czterech nimf na liściu, każdą w innym sektorze, a następnie przejdź do następnej rośliny. Należy pamiętać, że nowo wyklute nimfy pierwszego stadium mogą przemieścić się o kilka centymetrów, zanim osiądą, co może potrwać kilka godzin. Osiadłe nimfy można odróżnić od pełzających po tym, że są nieruchome, mocniej przylegają do liścia i mają bardziej przezroczysty, bursztynowy kolor.Starsze nimfy pierwszego stadium rozwojowego stają się napęczniałe i turgidne w miarę zbliżania się do linienia. Oznacz etykietę numerem działki lub traktowania i przymocuj ją do ogonka liściowego. Następnie przymocuj dobrze widoczną flagę w pobliżu szczytu rośliny.Sporządź szczegółowe notatki dotyczące położenia nimfy, w tym informacje o sektorze liścia. Po jednej lub dwóch godzinach identyfikacji nimf, sprawdź je ponownie, aby upewnić się, że nie zakreślono nimf przemieszczających się. W razie potrzeby ponownie oznakuj nimfy osiadłe.Od jednego do dwóch dni po utworzeniu kohorty, należy użyć obiektywu 15x w celu oceny rozwoju nimf oraz przypisania przyczyny śmiertelności w przypadku ich śmierci. Obserwacje należy przeprowadzać co najmniej trzy razy w tygodniu lub mniej więcej co drugi dzień. Śmierć definiuje się jako wypadnięcie, pasożytnictwo, drapieżnictwo lub przyczynę nieznaną, w zależności od stadium rozwojowego.Typowa tabela życia kohorty przedstawia brzegowe wskaźniki śmiertelności dla każdego czynnika w obrębie każdego stadium rozwojowego. Poprzez przekształcenie tych wskaźników na wartości K można łatwo oszacować śmiertelność specyficzną dla stadium we wszystkich czynnikach oraz śmiertelność specyficzną dla czynnika we wszystkich stadiach, a także całkowitą śmiertelność pokoleniową. Zastosowanie tych technik w trzyletnim badaniu wykazało, że brzegowe wskaźniki drapieżnictwa ze strony drapieżników ssących uległy znacznemu obniżeniu po zastosowaniu insektycydów o szerokim spektrum działania.Wzorce nieodwracalnej śmiertelności były podobne. Zazwyczaj najwyższy poziom nieodwracalnej śmiertelności wynikał z drapieżnictwa, jednak wartość ta znacząco spadła po zastosowaniu insektycydów. Pasożytnictwo również wiązało się z niskim poziomem nieodwracalnej śmiertelności.Analiza kluczowych czynników przeprowadzona na danych z czterech powtórzonych poletek została połączona w łącznie dziewięć kohort w ciągu trzyletniego badania. Ostatecznie drapieżnictwo było najściślej powiązane ze zmianami śmiertelności pokoleniowej. Po opanowaniu technika ta może być wykonana w około 30 minut na poletko, jednak czas ten może znacznie się różnić w zależności od zagęszczenia owadów.Podczas wykonywania tej procedury należy pamiętać o zminimalizowaniu stresu liścia poddanego manipulacjom, aby nie wpłynąć na jakość rośliny. Ponadto, w celu wyeliminowania efektu obserwatora, do każdego powtórzenia powinien być przypisany jeden obserwator, a wszyscy obserwatorzy powinni często spotykać się, aby zwiększyć jednolitość kryteriów obserwacyjnych. Po obejrzeniu tego filmu powinni Państwo posiadać dobrą wiedzę na temat tworzenia tablicy przeżywalności dla nieruchomego owada w warunkach polowych, w tym na temat lokalizowania, znakowania i obserwowania owadów w celu ustalenia przyczyn ich śmierci.Należy pamiętać, że długotrwała praca w terenie, zwłaszcza w miesiącach letnich, może być uciążliwa, a odpowiedni ubiór i nawodnienie organizmu są niezbędne do bezpiecznego wykonywania zadań.

methodology-for-developing-life-tables-for-sessile-insects-field

Research

JoVE Journal

Environment

Środowisko

Niniejszy artykuł demonstruje i omawia techniki stosowane do badania wrażliwości na pestycydy oraz wykrywania oporności na pestycydy kontaktowe i systemiczne u szkodników z grupy stawonogów.

Bioanalizy w monitorowaniu oporności na insektycydy

Opisano doustną i wewnątrzhemokoliczną infekcję larw mchowca dużego Galleria mellonella. Owad ten może być wykorzystywany do badania czynników wirulencji bakterii entomopatogennych, a także oportunistycznych bakterii ssaków. Opisano hodowlę owadów, metody infekcji oraz przykłady analiz in vivo.

Owad Galleria mellonella jako potężny model infekcji do badania patogenezy bakteryjnej

Ten film demonstruje metodę tworzenia modelu infekcji Mycobacterium bovis u larw woskowej większej, Galleria mellonella. Bioluminescencyjny szczep Mycobacterium bovis BCG jest wstrzykiwany do hemolimfy larwy w celu wywołania infekcji, a bioluminescencja jest mierzona w określonych odstępach czasu w celu zbadania postępu infekcji.

Technika tworzenia modelu infekcji bakteryjnej u larw owadów

Drosophila melanogaster to potężny organizm modelowy do badania molekularnych podstaw regulacji długowieczności. W tym protokole omówione zostaną kroki związane z generowaniem powtarzalnego, populacyjnego pomiaru długowieczności, a także potencjalne pułapki i sposoby ich unikania.

Pomiar długości życia Drosophila melanogaster

Oceny insektycydów są często skierowane przeciwko dorosłym owadom, a nie niedojrzałym stadiom. W tym miejscu przedstawiamy protokół oceny insektycydów przeciwko jajom pluskiew z porównaniem do pierwszego stadium nimfalnego pluskwy. Protokoły te można dostosować do innych owadów w celu oceny skuteczności insektycydów w stadiach życia niebędących dorosłymi.

Metoda oceny skuteczności insektycydów przeciwko pluskwom, Cimex lectularius, jajom i pierwszym stadium rozwojowym

Tutaj prezentujemy protokół do zbadania rozkładu tkanki gospodarza, sposobu transmisji i wpływu na dopasowanie gospodarza densowirusa w obrębie gatunku lepidoptera, robaka bawełnianego. Protokół ten może być również wykorzystany do badania interakcji między innymi wirusami przenoszonymi drogą pokarmową a ich owadzimi gospodarzami.

Protokoły badania rozmieszczenia tkanki gospodarza, trybu transmisji i wpływu na kondycję gospodarza densowirusa w robaku bawełnianym

Tutaj prezentujemy protokół izolacji endosymbiontów z mączlika Bemisia tabaci poprzez preparację i filtrację. Po amplifikacji próbki DNA nadają się do późniejszego sekwencjonowania i badania mutualizmu między endosymbiontami a mączlikiem.

Metody ekstrakcji endosymbiontów z mączlika Bemisia tabaci

Prezentujemy prostą technikę cytogenetyczną z użyciem 4′,6-diamidino-2-fenyloindolu (DAPI) do określenia wskaźnika zapłodnienia i pierwotnego stosunku płci haplodifidowego szkodnika inwazyjnego Bemisia tabaci.

Określanie szybkości zapłodnienia jaj Bemisia tabaci za pomocą techniki cytogenetycznej

Opisujemy metodologię i znaczenie testu biologicznego do stosowania miejscowego do pomiaru podatności na insektycydy u komarów i muszek owocowych. Prezentowany test jest wysokoprzepustowy, wykorzystuje masę owadów - co pozwala na obliczenie zrelatywizowanej dawki śmiertelnej zamiast stężenia - i prawdopodobnie ma mniejszą zmienność niż inne podobne metody.

Test biologiczny do stosowania miejscowego w celu ilościowego określenia toksyczności insektycydów dla komarów i muszek owocowych

Ten protokół opisuje obowiązkowy test żywieniowy w celu oceny potencjalnie toksycznego wpływu substancji fitochemicznej na larwy owadów z rzędu Lepidoptera. Jest to wysoce skalowalny test biologiczny owadów, łatwy do optymalizacji dawki subletalnej i śmiertelnej, działania odstraszającego i efektu fizjologicznego. Można to wykorzystać do badań przesiewowych przyjaznych dla środowiska środków owadobójczych.

Opracowanie systemu oznaczania żywienia do oceny owadobójczego wpływu fitochemikaliów na Helicoverpa armigera

Poznaj metodę tablic życia opartą na kohortach do badania dynamiki populacji owadów w agroekosystemach. Technika ta pozwala bezpośrednio mierzyć wskaźniki śmiertelności Bemisia tabaci w warunkach polowych.

Metodyka opracowywania tablic życia owadów siedzących w terenie z wykorzystaniem mączlika (Bemisia tabaci) w układzie bawełnianym jako systemu modelowego (Wideo) | JoVE Journal

Metodyka opracowywania tablic życia owadów siedzących w terenie z wykorzystaniem mączlika (Bemisia tabaci) w układzie bawełnianym jako systemu modelowego

Przeglądaj więcej filmów