Name: Dostęp do tylnego kanału półkolistego do dostarczania genów do ucha wewnętrznego u nowonarodzonych myszy (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2018-03-02T14:00:00.000+00:00
Duration: 3 min 52 s
Description: Poznaj metodę dostępu przez tylny kanał półkolisty do dostarczania genów do ucha wewnętrznego u nowonarodzonych myszy. Ta niezawodna technika chirurgiczna umożliwia wydajne perfuzowanie całego ucha wewnętrznego.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Ta praca była wspierana przez fundusze z NIDCD Division of Intramural Research /NIH (DC000082-02 dla W.W.C., a także DC000081 dla zaawansowanego rdzenia obrazowania). Jesteśmy wdzięczni pracownikom zakładu dla zwierząt NIDCD za opiekę nad naszymi zwierzętami.

Wszystkie procedury dla zwierząt zostały zatwierdzone przez Komitet ds. Opieki nad Zwierzętami i Użytkowania w Narodowym Instytucie Głuchoty i Innych Zaburzeń Komunikacyjnych (NIDCD ASP1378-15).
1. Przygotowanie i przygotowanie procedury
<ol>
	<li>Na początku eksperymentu wysterylizuj wszystkie narzędzia tlenkiem etylenu. Między zwierzętami wyczyść narzędzia za pomocą sterylizacji koralików.</li>
	<li>Załadować roztwór zawierający wirusową terapię genową do mikropipety na mikrowstrzykiwaczu. Wektorem wirusowym użytym w tym badaniu była AAV2/8-wiryna (1 x 1013 kopii genomu na mililitr, patrz tabela materiałów). 
	UWAGA: Zazwyczaj do mikropipety wprowadza się 1,1 μl całkowitej objętości</li>.
</ol>
2. Znieczulenie
UWAGA: Szczep myszy użyty w tym badaniu to mysz wirująca. Wykorzystano zarówno homozygotyczne mutanty (Whrnwi/wi), jak i heterozygotyczne rodzeństwo z miotu (Whrn+/wi).
<ol>
	<li>Umieść matkę w osobnej klatce (oddzielnie od ściółki).</li>
	<li>Umieść klatkę domową zawierającą miot (szczenięta P0 - P5) na podkładce grzewczej z recyrkulacją ciepła (ustawionej na 37.5 °C), aby utrzymać myszy w cieple.</li>
	<li>Wytnij część kciuka rękawicy lateksowej i umieść w niej szczeniaka.</li>
	<li>Umieść szczeniaka w kciuku w rękawiczce lateksowej w wiadrze z lodem na ~2 min.</li>
	<li>Umieść znieczulone szczenię na dużym kwadratowym komercyjnym plastikowym opakowaniu do zamrażania z gazą 4 "x 4" między szczenięciem a powierzchnią opakowania.</li>
	<li>Napełnij wytrzymałą rękawicę lateksową kruszonym lodem i umieść rękawicę lodową wokół szczeniaka.</li>
	<li>Sprawdź, czy szczenię jest odpowiednio znieczulone całkowitym brakiem jakiejkolwiek reakcji na różne bodźce (w tym mocne uszczypnięcie palca u nogi). Pozostaw szczeniaka na okładzie z lodu na czas zabiegu (około 5 - 10 min). 
	UWAGA: Zalecamy pozostawienie szczeniąt na okładzie z lodu nie dłużej niż 15 minut podczas zabiegu.</li>
</ol>
3. Podejście chirurgiczne (<silna klasa="xfig">Rysunek 1)
<ol>
	<li>Oczyść skórę za uchem chusteczką jodową i chusteczką nasączoną alkoholem, gdy zwierzę jest znieczulone.</li>
	<li>Wykonaj nacięcie zauszne ~2 mm za uchem za pomocą mikronożyczek i podziel mięsień mostkowo-obojczykowo-sutkowy za pomocą mikronożyczek.</li>
	<li>Zidentyfikuj nerw twarzowy i pęcherz. Bulla jest chrzęstna i półprzezroczysta w tym wieku i leży przyśrodkowo do nerwu twarzowego. W tym wieku tętnicę strzemiączkową można zobaczyć przez pęcherz, co jest przydatnym punktem orientacyjnym.</li>
	<li>Podążaj za nerwem twarzowym górnie i do tyłu, aby zlokalizować tylny kanał półkolisty (PSCC). Usuń włókna mięśniowe i tkankę miękką pokrywającą tylny kanał półkolisty za pomocą mikronożyczek. 
	UWAGA: W tym wieku PSCC jest chrzęstny.</li>
	<li>Przeniknąć do PSCC za pomocą szklanej mikropipety (o średnicy ~10 μm) na mikrowtryskiwaczu.</li>
	<li>Wstrzyknąć wirusową terapię genową do ucha wewnętrznego. 
	UWAGA: Zazwyczaj do tylnego kanału półkolistego w ciągu ~40 s (całkowita objętość ~1 μL) dostarcza się łącznie 20 wstrzyknięć po 49 nL terapii genowej. Zastosowane miano wirusa wynosiło 1 x 1013 kopii genomu na ml.</li>
	<li>Zamknij nacięcie skóry za pomocą szwu poliglaktynowego 5-0.</li>
</ol>
4. Opieka pooperacyjna
<ol>
	<li>Umieść szczeniaka na podkładce rozgrzewającej, aby przywrócić normalną temperaturę ciała podczas rekonwalescencji po znieczuleniu przy stałej ręcznej stymulacji/rolowaniu ludzkimi palcami w rękawiczkach.</li>
	<li>Gdy szczeniak się obudzi, umieść go z powrotem w klatce domowej.</li>
	<li>Pieszcz każdego szczeniaka bawełnianym wacikiem, który został wystawiony na działanie pościeli w klatce domowej. 
	UWAGA: Celem tego jest, aby myszy pachniały tak, jak przed operacją, co zwiększa prawdopodobieństwo, że matka ponownie zaakceptuje swój miot po operacji. Jeśli to możliwe, mocz matki można zebrać i wcierać w szczenięta za pomocą bawełnianego wacika, aby jeszcze bardziej zmniejszyć prawdopodobieństwo odrzucenia.</li>
	<li>Nałóż olej mineralny na nos matki, aby ją znieczulić8 i ponownie wprowadź matkę do klatki domowej.</li>
</ol>

<ol><li>Chien, W. W., Monzack, E. L., McDougald, D. S., Cunningham, L. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Gene+therapy+for+sensorineural+hearing+loss%5BTitle%5D)+AND+%22Ear+Hear%22%5BJournal%5D)">Gene therapy for sensorineural hearing loss.</a> Ear Hear. 36, 1-7 (2015).</li>
<li>Askew, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Tmc+gene+therapy+restores+auditory+function+in+deaf+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Sci+Transl+Med%22%5BJournal%5D)">Tmc gene therapy restores auditory function in deaf mice.</a> Sci Transl Med. 7, 295(2015).</li>
<li>Akil, O., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Restoration+of+hearing+in+the+VGLUT3+knockout+mouse+using+virally+mediated+gene+therapy%5BTitle%5D)+AND+%22Neuron%22%5BJournal%5D)">Restoration of hearing in the VGLUT3 knockout mouse using virally mediated gene therapy.</a> Neuron. 75, 283-293 (2012).</li>
<li>Pan, B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Gene+therapy+restores+auditory+and+vestibular+function+in+a+mouse+model+of+Usher+syndrome+type+1c%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Biotechnol%22%5BJournal%5D)">Gene therapy restores auditory and vestibular function in a mouse model of Usher syndrome type 1c.</a> Nat Biotechnol. 35, 264-272 (2017).</li>
<li>Isgrig, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Gene+Therapy+Restores+Balance+and+Auditory+Functions+in+a+Mouse+Model+of+Usher+Syndrome%5BTitle%5D)+AND+%22Mol+Ther%22%5BJournal%5D)">Gene Therapy Restores Balance and Auditory Functions in a Mouse Model of Usher Syndrome.</a> Mol Ther. 25, 780-791 (2017).</li>
<li>Lentz, J. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Rescue+of+hearing+and+vestibular+function+by+antisense+oligonucleotides+in+a+mouse+model+of+human+deafness%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Med%22%5BJournal%5D)">Rescue of hearing and vestibular function by antisense oligonucleotides in a mouse model of human deafness.</a> Nat Med. 19, 345-350 (2013).</li>
<li>Shibata, S. B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((RNA+Interference+Prevents+Autosomal-Dominant+Hearing+Loss%5BTitle%5D)+AND+%22Am+J+Hum+Genet%22%5BJournal%5D)">RNA Interference Prevents Autosomal-Dominant Hearing Loss.</a> Am J Hum Genet. 98, 1101-1113 (2016).</li>
<li>Van Sluyters, R. C., Obernier, J. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Guidelines+for+the+care+and+use+of+mammals+in+neuroscience+and+behavioral+research%5BTitle%5D)+AND+%22Contemp+Top+Lab+Anim%22%5BJournal%5D)">Guidelines for the care and use of mammals in neuroscience and behavioral research.</a> Contemp Top Lab Anim. 43, 48(2004).</li>
<li>Chien, W. W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Gene+Therapy+Restores+Hair+Cell+Stereocilia+Morphology+in+Inner+Ears+of+Deaf+Whirler+Mice%5BTitle%5D)+AND+%22Mol+Ther%22%5BJournal%5D)">Gene Therapy Restores Hair Cell Stereocilia Morphology in Inner Ears of Deaf Whirler Mice.</a> Mol Ther. 24, 17-25 (2016).</li>
<li>Hirose, K., Hartsock, J. J., Johnson, S., Santi, P., Salt, A. N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Systemic+lipopolysaccharide+compromises+the+blood-labyrinth+barrier+and+increases+entry+of+serum+fluorescein+into+the+perilymph%5BTitle%5D)+AND+%22J+Assoc+Res+Otolaryngol%22%5BJournal%5D)">Systemic lipopolysaccharide compromises the blood-labyrinth barrier and increases entry of serum fluorescein into the perilymph.</a> J Assoc Res Otolaryngol. 15, 707-719 (2014).</li>
<li>Okada, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Gene+transfer+targeting+mouse+vestibule+using+adenovirus+and+adeno-associated+virus+vectors%5BTitle%5D)+AND+%22Otol+Neurotol%22%5BJournal%5D)">Gene transfer targeting mouse vestibule using adenovirus and adeno-associated virus vectors.</a> Otol Neurotol. 33, 655-659 (2012).</li>
<li>Suzuki, J., Hashimoto, K., Xiao, R., Vandenberghe, L. H., Liberman, M. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cochlear+gene+therapy+with+ancestral+AAV+in+adult+mice%3A+complete+transduction+of+inner+hair+cells+without+cochlear+dysfunction%5BTitle%5D)+AND+%22Sci+Rep%22%5BJournal%5D)">Cochlear gene therapy with ancestral AAV in adult mice: complete transduction of inner hair cells without cochlear dysfunction.</a> Sci Rep. 7, 45524(2017).</li>
</ol>

Autorzy nie mają żadnych istotnych informacji do przekazania.

Opisano kilka podejść chirurgicznych w celu uzyskania dostępu do uszu wewnętrznych gryzoni. Cochleostomia i dostęp z okrężnym okienkiem są najczęściej stosowane w celu uzyskania dostępu do ślimaka, podczas gdy tylny kanał półkolisty i worka endolimfatycznego są zwykle używane w celu uzyskania dostępu do narządów przedsionkowych1. W niedawnym badaniu wykazaliśmy, że iniekcje wirusowej terapii genowej do tylnego półkolistego kanału skutkowały wysoką skutecznością transdukcji komórek rzęsatych zarówn...

Terapia genowa ucha wewnętrznego to szybko rozwijająca się dziedzina badań. Został zastosowany w różnych modelach zwierzęcych do zwalczania ototoksyczności, urazów spowodowanych hałasem i dziedzicznego ubytku słuchu1. Kilka ostatnich badań wykazało funkcjonalne przywrócenie funkcji słuchu i równowagi u zmutowanych myszy po dostarczeniu terapii genowej ucha wewnętrznego2,3,4,5,6,7. Jednym z kluczowych czynników decydujących o powodzeniu terapii genowej ucha wewnętrznego jest podejście chirurgiczne stosowane w celu uzyskania dostępu do ucha wewnętrznego. Idealnie byłoby, gdyby podejście chirurgiczne było łatwe do wykonania, anatomiczne punkty orientacyjne byłyby spójne i łatwe do zidentyfikowania, a wynikająca z tego transdukcja docelowych typów komórek byłaby wysoka.
W niedawnym badaniu wykazaliśmy, że gdy wirusowa terapia genowa została wstrzyknięta przez tylny kanał półkolisty myszy z wirem (model utraty słuchu i dysfunkcji przedsionkowej), zaobserwowano efektywną transdukcję czuciowych komórek rzęsatych w narządach przedsionkowych, jak również w ślimaku5. Wysoka skuteczność sensorycznej transdukcji komórek rzęsatych skutkowała poprawą funkcji słuchowych i przedsionkowych u tych zmutowanych myszy.
W tym artykule szczegółowo opisujemy dostęp do tylnego kanału półkolistego w celu uzyskania dostępu do ucha wewnętrznego noworodka myszy.

<table><tbody><tr><td>Mikroskop operacyjny</td> Mikroskop laryngologiczny <td>Zeiss</td><td></td><td>OPMI Pico. Inne mikroskopy preparacyjne również by się sprawdziły.</td></tr><tr><td>Mikro-forcepty</td><td>Fine Science Tools</td><td>11251-10, 11295-51</td><td>#5 i #55 Dumont</td></tr><tr><td>Micro-scissors</td><td>Fine Science Tools</td><td>15002-08</td><td></td></tr><tr><td>Nanoliter2000 mikrowtryskiwacz</td><td>World Precision Instruments</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Poduszka grzewcza</td><td>Mastex</td><td>Model 500/600</td><td></td></tr><tr><td>5-0 vicryl szwy</td><td>Ethicon</td><td></td><td></td></tr><tr><td>AAV8-whirlin</td><td>Vector Biolabs</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Pipeta szklana</td><td>Sutter Instruments</td><td>B100-75-10</td><td>Szkło borokrzemianowe</td></tr></tbody></table>

dostęp do tylnego kanału półkolistego do dostarczania genów do ucha wewnętrznego u nowonarodzonych myszy

Posterior Semicircular Canal Approach for Inner Ear Gene Delivery in Neonatal Mouse

Terapia genowa ucha wewnętrznego jest bardzo obiecująca jako potencjalna metoda leczenia utraty słuchu i zawrotów głowy. Jednym z kluczowych czynników decydujących o powodzeniu terapii genowej ucha wewnętrznego jest znalezienie metody dostarczania, która skutkuje stałą wydajnością transdukcji docelowych typów komórek przy jednoczesnej minimalizacji ubytku słuchu. W tym badaniu opisujemy dostęp do tylnego kanału półkolistego jako realną metodę dostarczania genów do ucha wewnętrznego u nowonarodzonych myszy. Pokazujemy, że dostarczenie genu przez tylny kanał półkolisty jest w stanie przeniknąć do całego ucha wewnętrznego. Łatwa anatomiczna identyfikacja tylnego kanału półkolistego, a także minimalna wymagana manipulacja kością skroniową, sprawiają, że to podejście chirurgiczne jest atrakcyjną opcją dla dostarczania genów do ucha wewnętrznego.

Wstrzyknięcie terapii genowej AAV8-whirlin do tylnego kanału półkolistego u noworodkowych myszy linii whirler doprowadziło do ekspresji whirliny (kolor zielony) w komórkach rzęsatych utricula (Rysunek 2), przy ogólnej wydajności infekcji wynoszącej 53,1% (SD 38,1, n = 28)5. Przetransdukowane komórki rzęsate posiadały wydłużone stereocilia (kolor czerwony) w porównaniu z komórkami rzęsatymi z przeciwległych, niepoddanych iniekcji uszu (...

W tym badaniu opisujemy dostęp do tylnego kanału półkolistego jako niezawodną metodę dostarczania genów do ucha wewnętrznego u noworodków myszy. Pokazujemy, że dostarczenie genu przez tylny kanał półkolisty jest w stanie przeniknąć do całego ucha wewnętrznego.

Dostęp do tylnego kanału półkolistego do dostarczania genów do ucha wewnętrznego u nowonarodzonych myszy

Inner ear gene therapy offers great promise as a potential treatment for hearing loss and dizziness. One of the critical determinants of the success of ...

Ogólnym celem tej procedury jest dostęp do ucha wewnętrznego myszy w celu dostarczenia genów. Ta metoda może pomóc w skutecznym dostarczaniu terapii genowej do ucha wewnętrznego myszy. Główną zaletą tej techniki jest to, że jest niezawodna i łatwa do nauczenia.Ogólnie rzecz biorąc, osoby, które są nowicjuszami w tej metodzie, będą miały problemy z powodu niewielkiego rozmiaru ucha wewnętrznego myszy. Jednak przy odrobinie wprawy większość ludzi może przeprowadzić operację chirurgiczną w ciągu dziesięciu minut. Rozpocznij procedurę od sterylnych narzędzi i włącz sterylizator perełkowy, aby wyczyścić narzędzia między zwierzętami.Załaduj wirusa terapeutycznego do mikropipety o średnicy dziesięciu mikronów przymocowanej do mikrowstrzykiwacza. Wektorem wirusowym używanym w naszych eksperymentach jest AAV28-wiryna z mianem od jednego razy dziesięć do 13 kopii genomu na mililitr. W tym filmie użyto barwnika błękitu metylenowego w celu ułatwienia wizualizacji.Oczyść skórę za uchem trzema peelingami betadynowymi, a następnie przetrzyj je alkoholem. Następnie za pomocą mikronożyczek wykonaj małżowinę uszną około dwóch milimetrów za uchem i podziel leżącą pod spodem tkankę miękką. Zidentyfikuj nerw twarzowy i pęcherz.Mięsień mostkowo-obojczykowo-sutkowy leży prostopadle do nerwu twarzowego. Tętnicę strzemiączkową można zobaczyć przez pęcherz, który jest użytecznym punktem orientacyjnym. Podążaj za nerwem twarzowym górnie i do tyłu, aby zlokalizować tylny kanał półkolisty.Użyj mikronożyczek, aby usunąć włókna mięśniowe i tkanki miękkie pokrywające tylny kanał półkolisty. Następnie przeniknąć do tylnego kanału półkolistego za pomocą załadowanej szklanej mikropipety na mikrowstrzykiwaczu i wstrzyknąć barwnik do ucha wewnętrznego. Zazwyczaj do tylnego kanału półkolistego w ciągu 40 sekund dostarcza się łącznie 20 zastrzyków o objętości 49 nanolitrów, co daje łączną objętość około jednego mikrolitra.Wyjąć pipetę natychmiast po podaniu ostatniej objętości. Następnie zamknij nacięcie skóry za pomocą nici poliglaktynowej 5-0. Wstrzyknięcie AAV8-wiriny noworodkowym myszom wirowym, jak pokazano na tym filmie, spowodowało ekspresję wiru pokazaną na zielono w komórkach rzęsatych łagiewki.Transdukowane komórki rzęsate miały wydłużoną stereocilię pokazaną na czerwono w porównaniu z komórkami rzęsatymi z przeciwległych, niewstrzykniętych uszu. Wstrzyknięcie wiriny AAV8 do kanału półkolistego spowodowało również transdukcję komórek rzęsatych ślimaka u myszy wirujących. Transdukowane komórki rzęsate wyrażały wir na końcach stereocilii i miały wydłużoną stereocilię w porównaniu z komórkami rzęsatymi z przeciwległych, niewstrzykiwanych uszu.Po tej procedurze można wykonać inne metody, takie jak ABI i badanie stereo, aby odpowiedzieć na dodatkowe pytania, takie jak to, czy dostarczanie genów do ucha wewnętrznego ma wpływ na funkcje słuchowe i przedsionkowe. Po jej opracowaniu, technika ta utorowała drogę naukowcom zajmującym się dostarczaniem genów do ucha wewnętrznego do zbadania wad dostarczania genów w uchu wewnętrznym myszy.

posterior-semicircular-canal-approach-for-inner-ear-gene-delivery

Research

JoVE Journal

Medicine

Medycyna

Wewnętrzne ucho myszy jest organem zmysłowym pochodzącym z placody, którego program rozwojowy realizowany jest podczas ciąży. Opisujemy technikę transferu genu in utero, składającą się z trzech etapów: brzusznej laparotomii myszy, mikrowstrzyknięcia do macicy oraz elektroporacji in vivo. Wykorzystujemy cyfrową mikroskopię wideo, aby zademonstrować kluczowe eksperymentalne techniki embriologiczne.

Transfer genów do rozwijającego się ucha wewnętrznego myszy za pomocą elektroporacji in vivo

Źródło: Kozin, E. D., et.al. Bezpośrednia wizualizacja mysiego grzbietowego jądra ślimaka w celu optogenetycznej stymulacji szlaku słuchowego. J. Vis. Exp. (2015)Ten film pokazuje transfer genów za pośrednictwem wirusa do grzbietowego jądra ślimakowego myszy (DCN) w celu umożliwienia stymulacji słuchowej wywołanej światłem. Wektor wirusowy kodujący opsynę, światłoczuły kanał jonowy, jest wstrzykiwany do DCN po kraniotomii i aspiracji móżdżku w celu uzyskania bezpośredniego dostępu. Ekspresja...

Transfer genów za pośrednictwem wirusa do grzbietowego jądra ślimaka myszy w celu stymulacji słuchowej wywołanej światłem

Ten film prezentuje kantostomię, procedurę, która umożliwia miejscowe dostarczanie leku do ucha wewnętrznego myszy przez kanał półkolisty przy minimalnym uszkodzeniu słuchu i funkcji przedsionkowej. Metoda ta umożliwia inokulację wektorów wirusowych, farmaceutyków i małych cząsteczek do ucha wewnętrznego myszy.

Kanatotomia do miejscowego dostarczania leku do ucha wewnętrznego dorosłej myszy

Źródło: Akil, O., et al., Surgical Method for Virally Mediated Gene Delivery to the Mouse Inner Ear through the Round Window Membrane. J. Vis. Exp. (2015)Ten film pokazuje procedurę dostarczania genu terapeutycznego do ucha wewnętrznego szczeniaka myszy z genetycznie wywołanym ubytkiem słuchu. Za pomocą wektora wirusowego związanego z adenowirusem (AAV), gen jest wstrzykiwany przez okrągłą błonę okienną, umożliwiając cząsteczkom wirusa wniknięcie do komórek rzęsatych, przywrócenie produkcji...

Terapia genowa oparta na wektorach wirusowych w celu przywrócenia słuchu w modelu mysim

Opisane podejście chirurgiczne po usznym pozwala na szybkie i bezpośrednie dostarczenie do błony bębenkowej ślimaka myszy, jednocześnie minimalizując utratę krwi i śmiertelność zwierząt. Metoda ta może być stosowana w terapii ślimakowej z wykorzystaniem podawania molekularnego, farmakologicznego i wirusowego myszom po urodzeniu przez błonę okienną okrągłą.

Metoda chirurgiczna dostarczania genów za pośrednictwem wirusa do ucha wewnętrznego myszy przez błonę okrągłego okienka

Prezentujemy metodę, która opisuje izolację i hodowlę eksplantatów ślimaka z embrionalnego ucha wewnętrznego myszy.  Demonstrujemy również metodę transferu genów do eksplantatów ślimakowych za pomocą elektroporacji fali prostokątnej. Hodowla eksplantatów in vitro w połączeniu z techniką transferu genów umożliwia naukowcom badanie skutków zmiany ekspresji genów podczas rozwoju.

Hodowla embrionalnych eksplantatów ślimakowych myszy i transfer genów za pomocą elektroporacji

Celem tego protokołu jest nakreślenie podejścia chirurgicznego, które zapewni bezpośredni dostęp do grzbietowego jądra ślimaka w modelu mysim.

Bezpośrednia wizualizacja mysiego grzbietowego jądra ślimaka w celu optogenetycznej stymulacji drogi słuchowej

Opisano tutaj i porównano dwa podejścia mikrochirurgiczne do miejscowego dostarczania leków do ucha wewnętrznego pod względem wpływu na parametry słuchu, cytoarchitekturę ślimaka i ekspresję markerów stanu zapalnego.

Badanie porównawcze metod dostarczania leków ukierunkowanych do ucha wewnętrznego myszy: pęcherzyk a wstrzyknięcie przezbębenkowe

Celem tego protokołu jest zademonstrowanie przygotowania, hodowli, leczenia i barwienia immunologicznego eksplantatów ślimakowych u noworodków myszy. Technika ta może być wykorzystana jako narzędzie przesiewowe in vitro w badaniach słuchu.

Technika eksplantatu ślimakowego u noworodków jako narzędzie przesiewowe in vitro w badaniach słuchu

Opisujemy metodę chirurgiczną polegającą na podawaniu leków do ucha wewnętrznego naczelnego, marmozety zwyczajnej (Callithrix jacchus), przez okrągłą błonę okienną.

Zabieg chirurgiczny polegający na podawaniu leków do ucha wewnętrznego u marmozety zwyczajnej (Callithrix jacchus) z rzędu naczelnych (Callithrix jacchus)

Tutaj opisujemy procedurę kanasitomii, która umożliwia miejscowe dostarczanie leku do uszu wewnętrznych dorosłych i noworodków myszy przez kanał półkolisty przy minimalnym uszkodzeniu słuchu i funkcji przedsionkowej. Ta metoda może być stosowana do inokulacji wektorów wirusowych, farmaceutyków i małych cząsteczek w uchu wewnętrznym myszy.

Kanostomia jako chirurgiczne podejście do miejscowego dostarczania leków do uszu wewnętrznego myszy dorosłych i noworodków

Poznaj metodę dostępu przez tylny kanał półkolisty do dostarczania genów do ucha wewnętrznego u nowonarodzonych myszy. Ta niezawodna technika chirurgiczna umożliwia wydajne perfuzowanie całego ucha wewnętrznego.

Dostęp do tylnego kanału półkolistego do dostarczania genów do ucha wewnętrznego u nowonarodzonych myszy

Przeglądaj więcej filmów