Name: Rejestracja ciśnienia w jamistach w celu oceny funkcji erekcji u gryzoni (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2018-06-06T12:30:00.000+00:00
Duration: 8 min 3 s
Description: Poznaj metodę rejestracji ciśnienia w jamistach u szczurów w celu oceny funkcji erekcji. Technika obejmuje cewnikowanie crus corpus cavernosum i stymulację nerwów jamistych.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Ta praca była wspierana przez Fundusze Badań Podstawowych dla Uniwersytetów Centralnych (020814380018, 020814380077), Chińską Radę Stypendialną (CSC, nr 201606195024), Fundację Nauk Przyrodniczych Prowincji Jiangsu (BK20160138), oraz Kluczowy Projekt wspierany przez Fundację Rozwoju Nauki i Technologii, Uniwersytet Medyczny w Nankinie (2014NJMUZD053).

W niniejszym badaniu wykorzystano trzymiesięczne i 18-miesięczne szczury rasy Sprague-Dawley. Wszystkie zwierzęta były traktowane zgodnie z wytycznymi NIH dotyczącymi opieki i wykorzystania zwierząt laboratoryjnych. Procedury z udziałem zwierząt zostały zatwierdzone przez lokalną Instytucjonalną Komisję ds. Opieki nad Zwierzętami i Etyki, w celu zminimalizowania cierpienia zwierząt. Protokoły zostały zatwierdzone przez Instytucjonalny Komitet ds. Opieki i Użytkowania Zwierząt (IACUC) na Uniwersytecie Technicznym w Nankinie (Nankin, Chiny).
Szczury zostały podzielone na dwie grupy zgodnie z ich wiekiem i wstępnymi wynikami w teście funkcji erekcji wywołanym przez APO przed rejestracją ICP: grupa młodych normalnych (grupa YN) i grupa zaburzeń erekcji w podeszłym wieku (grupa AE)10.
1. Przygotowanie przed operacją
<ol>
	<li>Ręcznie wykonaj parę elektrod bipolarnych do zapisu ICP (<silna klasa="xfig">Rysunek 1). Lekko zegnij końce elektrod i dostosuj odległość między dwiema elektrodami do szerokości 1-2 mm, jak pokazano na <silna klasa="xfig">Rysunek 1A.</li>
	<li>Podłącz elektrody do stymulatora za pomocą dwóch zacisków krokodylkowych (<silna klasa="xfig">Rysunek 1A,B).</li>
	<li>Zmontuj system cewnika: Najpierw podłącz igłę podskórną 23G do 3-kierunkowego kranu z rurką, a następnie podłącz kran do przetwornika ciśnienia. Następnie podłącz strzykawkę o pojemności 10 ml do trzeciego końca kurka, aby dostarczyć sól fizjologiczną z heparyny.</li>
	<li>Dokładnie sprawdzić, czy nie ma wycieków po napełnieniu całego układu solą fizjologiczną heparyny (200 U/ml). Następnie przekręć 3-drogowy kran odcinający, aby zamknąć kanał strzykawki lub kanał przetwornika ciśnienia (<silna klasa = "xfig" > Rysunek 1C).</li>
	<li>Podnieś igłę o 20 cm w górę poziomu drewnianej podkładki. Następnie skalibruj system rejestracji ciśnienia na 20 cm H2O. Następnie przesuń wysokość igły, aby sprawdzić dokładność systemu nagrywania. Powtarzaj kalibrację, aż dokładność zostanie potwierdzona.</li>
	<li>Przenieś szczury z pomieszczenia dla zwierząt na salę operacyjną i pozwól im przyzwyczaić się do sali operacyjnej przez co najmniej 30 minut.</li>
	<li>Autoklawowane narzędzia są spryskiwane 70% etanolem tuż przed zabiegiem</li>
</ol>
2. Procedura chirurgiczna
<ol>
	<li>Znieczulić szczura dootrzewnowym wstrzyknięciem pentobarbitalu sodu w dawce 45 mg/kg masy ciała i odczekać 5-10 minut. Uszczypnij palce u stóp, aby potwierdzić prawidłowe znieczulenie.</li>
	<li>Ogol sierść brzucha i szyi golarką elektryczną i połóż szczura na plecach na poduszce grzewczej.</li>
	<li>Przetrzyj obszar operacji wacikami nasączonymi 10% roztworem powidonu i jodu, a następnie wacikami nasączonymi 70% etanolem. Zastosuj również maść okulistyczną, aby zapobiec wysuszeniu oczu.</li>
	<li>Cewnikować lewą tętnicę szyjną.
	<ol>
		<li>Chwyć skórę szyi kleszczami i wykonaj poziome nacięcie na środku szyi. Naciąć mięśnie, ostrożnie odsłonić lewą tętnicę szyjną i odizolować 5-milimetrowy odcinek naczynia.</li>
		<li>Ostrożnie oddziel tętnicę szyjną od nerwu błędnego za pomocą kleszczy, narysuj jedwabny szew pod tętnicą szyjną i załóż luźny krawat na ogonowy koniec naczynia, a następnie wykonaj kolejny ciasny węzeł na czaszkowym końcu naczynia.</li>
		<li>Doogonowo zaciśnij naczynie za pomocą zacisku buldoga nad szwem, aby zatrzymać przepływ krwi.</li>
		<li>Ostrożnie wykonaj nacięcie na naczyniu nożyczkami mikrochirurgicznymi i wprowadź cewnik tętniczy w kierunku serca za pomocą haka do mikropreparowania i kleszczy.</li>
		<li>Zapnij luźną ligaturę ogonową wokół cewnika, aby ją zabezpieczyć. Zdejmij zacisk buldoga, aby przywrócić przepływ krwi.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Odizoluj CN i umieść elektrodę
	<ol>
		<li>Podnieś skórę i mięśnie brzucha za pomocą kleszczy. Nożyczkami preparacyjnymi przetnij dolną część brzucha do penisa, aby wykonać nacięcie w linii środkowej.</li>
		<li>Delikatnie wepchnij jelito wacikiem do górnej części jamy brzusznej.</li>
		<li>Chwyć pęcherz kleszczami i wyciągnij pęcherz z jamy brzusznej. Odsłoń płaty brzuszne prostaty, które znajdują się w brzusznej części cewki moczowej.</li>
		<li>Wyciągnij płaty brzuszne prostaty, pęcherzyk nasienny i nasieniowód, aby odsłonić płat grzbietowy prostaty. Znajdź punkt przylegania nasieniowodów i prostaty.</li>
		<li>Oddziel przestrzeń między prostatą a nasieniowodami. Ostrożnie odsłoń włóknistą torebkę, która znajduje się z tyłu punktu połączenia prostaty i nasieniowodów. Następnie znajdź główny ganglion miednicy (<silna klasa="xfig">Rysunek 2). 
		UWAGA: Główny ganglion miednicy i nerwy jamiste można zobaczyć na powierzchni prostaty.</li>
		<li>Ostrożnie osusz obszar CN sterylnym wacikiem. Ostrożnie odizoluj i zaczep prawy nerw jamisty za pomocą elektrod bipolarnych.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Cewnikowanie lewej rury piersiowej
	<ol>
		<li>Wytnij małe nacięcie w skórze penisa nożyczkami preparacyjnymi, a następnie ostrożnie ogołocij skórę trzonu penisa.</li>
		<li>Rozetnij mięśnie prącia prążkowanego. Znajdź górną gałąź kości łonowej.</li>
		<li>Odsłoń mięsień opuszkowo-gąbczasty, który zakrywa gąbczastą cebulkę.</li>
		<li>Oddziel mięsień opuszkowo-gąbczasty od mięśnia kulszowo-jamistego za pomocą zakrzywionych kleszczy.</li>
		<li>Ostrożnie odizoluj mięsień kulszowo-jamisty za pomocą zakrzywionych kleszczy, a następnie przetnij mięsień kulszowo-jamisty, aby odsłonić białą osłonkę białawą ciała jamistego.</li>
		<li>Postępując zgodnie z anatomicznym kierunkiem ciała jamistego, ostrożnie włóż igłę do ciała jamistego przez białą osłonkę białawą. 
		UWAGA: Jest to kluczowy krok dla pomyślnego cewnikowania. Można wstrzyknąć niewielką ilość heparynizowanej soli fizjologicznej i zaobserwować lekki guzowaty prącie, jeśli igła została wprowadzona prawidłowo.</li>
		<li>Ostrożnie zwolnić igłę i unikać przesuwania się igły lub przerwania rurki łączącej. Sprawdź, czy nie ma wycieków.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
3. Stymuluj CN
<ol>
	<li>Otwórz program do rejestracji sygnału ciśnienia i rozpocznij nagrywanie sygnału ciśnienia.</li>
	<li>Ustaw parametry stymulacji: 15 Hz, szerokość impulsu 5 milisekund, 5 woltów i czas trwania 60 s. Stymulować CN przy częstotliwości 15 Hz z szerokością impulsu 5 ms. 
	UWAGA: Podczas stosowania stymulacji elektrycznej można zaobserwować gwałtowny wzrost ICP.</li>
	<li>Pozostaw 30-minutową przerwę na odpoczynek między stymulacjami. Maksimum kolejnej stymulacji u każdego zwierzęcia wynosi trzy razy.</li>
</ol>
4. Zakończ procedurę
<ol>
	<li>Po zarejestrowaniu należy przeprowadzić eutanazję poprzez wstrzyknięcie nadmiaru pentobarbitalu sodu w dawce 150 mg/kg masy ciała. Potwierdź śmierć szczurów, sprawdzając ich ciśnienie tętnicze. Usuń szczury i wyczyść narzędzia chirurgiczne.</li>
</ol>
5. Analiza danych
<ol>
	<li>Zapisz i wyeksportuj dane z oprogramowania. Odpowiedź jest zwykle wyrażana jako stosunek ICP do średniego ogólnoustrojowego ciśnienia tętniczego (MAP). Stosunek szczytowego ICP/MAP obliczono w celu oceny funkcji erekcji.</li>
	<li>Zbierz dane od co najmniej pięciu szczurów i przeanalizuj je za pomocą oprogramowania statystycznego. Różnice uznaje się za istotne statystycznie, gdy p < 0,05 przy użyciu testu t-Studenta.</li>
</ol>

<ol><li><a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((NIH+Consensus+Conference.+Impotence.+NIH+Consensus+Development+Panel+on+Impotence%5BTitle%5D)+AND+%22JAMA%22%5BJournal%5D)">NIH Consensus Conference. Impotence. NIH Consensus Development Panel on Impotence.</a> JAMA. 270 (1), 83-90 (1993).</li>
<li>Chung, E., De Young, L., Brock, G. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Investigative+models+in+erectile+dysfunction%3A+a+state-of-the-art+review+of+current+animal+models%5BTitle%5D)+AND+%22J+Sex+Med%22%5BJournal%5D)">Investigative models in erectile dysfunction: a state-of-the-art review of current animal models.</a> J Sex Med. 8 (12), 3291-3305 (2011).</li>
<li>Lue, T. F., Takamura, T., Schmidt, R. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Hemodynamics+of+erection+in+the+monkey%5BTitle%5D)+AND+%22J+Urol%22%5BJournal%5D)">Hemodynamics of erection in the monkey.</a> J Urol. 130 (6), 1237-1241 (1983).</li>
<li>Carati, C. J., Creed, K. E., Keogh, E. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Autonomic+control+of+penile+erection+in+the+dog%5BTitle%5D)+AND+%22J+Physiol%22%5BJournal%5D)">Autonomic control of penile erection in the dog.</a> J Physiol. 384, 525-538 (1987).</li>
<li>Steers, W. D., Mallory, B., de Groat, W. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Electrophysiological+study+of+neural+activity+in+penile+nerve+of+the+rat%5BTitle%5D)+AND+%22Am+J+Physiol%22%5BJournal%5D)">Electrophysiological study of neural activity in penile nerve of the rat.</a> Am J Physiol. 254 (6 Pt 2), R989-R1000 (1988).</li>
<li>Kapoor, M. S., Khan, S. A., Gupta, S. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Animal+models+of+erectile+dysfunction%5BTitle%5D)+AND+%22J+Pharmacol+Toxicol+Methods%22%5BJournal%5D)">Animal models of erectile dysfunction.</a> J Pharmacol Toxicol Methods. 76, 43-54 (2015).</li>
<li>Burnett, A. L., Lowenstein, C. J., Bredt, D. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Nitric+oxide%3A+A+physiologic+mediator+of+penile+erection%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">Nitric oxide: A physiologic mediator of penile erection.</a> Science. 257 (5068), 401-403 (1992).</li>
<li>Oh, T. Y., Kang, K. K., Ahn, B. O. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Erectogenic+effect+of+the+selective+phosphodiesterase+type+5+inhibitor%2C+DA-8159%5BTitle%5D)+AND+%22Arch+Pharm+Res%22%5BJournal%5D)">Erectogenic effect of the selective phosphodiesterase type 5 inhibitor, DA-8159.</a> Arch Pharm Res. 23 (5), 471-476 (2000).</li>
<li>Ouyang, B., Sun, X., Han, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Human+urine-derived+stem+cells+alone+or+genetically-modified+with+FGF2+Improve+type+2+diabetic+erectile+dysfunction+in+a+rat+model%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+One%22%5BJournal%5D)">Human urine-derived stem cells alone or genetically-modified with FGF2 Improve type 2 diabetic erectile dysfunction in a rat model.</a> PLoS One. 9 (3), e92825(2014).</li>
<li>Pan, F., Xu, J., Zhang, Q. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Identification+and+characterization+of+the+MicroRNA+profile+in+aging+rats+with+erectile+dysfunction%5BTitle%5D)+AND+%22J+Sex+Med%22%5BJournal%5D)">Identification and characterization of the MicroRNA profile in aging rats with erectile dysfunction.</a> J Sex Med. 11 (7), 1646-1656 (2014).</li>
<li>Cho, M. C., Park, K., Kim, S. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Restoration+of+erectile+function+by+suppression+of+corporal+apoptosis%2C+fibrosis+and+corporal+veno-occlusive+dysfunction+with+rho-kinase+inhibitors+in+a+rat+model+of+cavernous+nerve+injury%5BTitle%5D)+AND+%22J+Urol%22%5BJournal%5D)">Restoration of erectile function by suppression of corporal apoptosis, fibrosis and corporal veno-occlusive dysfunction with rho-kinase inhibitors in a rat model of cavernous nerve injury.</a> J Urol. 193 (5), 1716-1723 (2015).</li>
<li>Hannan, J. L., Matsui, H., Sopko, N. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Caspase-3+dependent+nitrergic+neuronal+apoptosis+following+cavernous+nerve+injury+is+mediated+via+RhoA+and+ROCK+activation+in+major+pelvic+ganglion%5BTitle%5D)+AND+%22Sci+Rep%22%5BJournal%5D)">Caspase-3 dependent nitrergic neuronal apoptosis following cavernous nerve injury is mediated via RhoA and ROCK activation in major pelvic ganglion.</a> Sci Rep. 6, 29416(2016).</li>
<li>Heaton, J. P., Varrin, S. J., Morales, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+characterization+of+a+bio-assay+of+erectile+function+in+a+rat+model%5BTitle%5D)+AND+%22J+Urol%22%5BJournal%5D)">The characterization of a bio-assay of erectile function in a rat model.</a> J Urol. 145 (5), 1099-1102 (1991).</li>
<li>Mehta, N., Sikka, S., Rajasekaran, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Rat+as+an+animal+model+for+male+erectile+function+evaluation+in+sexual+medicine+research%5BTitle%5D)+AND+%22J+Sex+Med%22%5BJournal%5D)">Rat as an animal model for male erectile function evaluation in sexual medicine research.</a> J Sex Med. 5 (6), 1278-1283 (2008).</li>
<li>Quinlan, D. M., Nelson, R. J., Partin, A. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+rat+as+a+model+for+the+study+of+penile+erection%5BTitle%5D)+AND+%22J+Urol%22%5BJournal%5D)">The rat as a model for the study of penile erection.</a> J Urol. 141 (3), 656-661 (1989).</li>
<li>Albersen, M., Orabi, H., Lue, T. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Evaluation+and+treatment+of+erectile+dysfunction+in+the+aging+male%3A+A+mini-review%5BTitle%5D)+AND+%22Gerontology%22%5BJournal%5D)">Evaluation and treatment of erectile dysfunction in the aging male: A mini-review.</a> Gerontology. 58 (1), 3-14 (2012).</li>
<li>Hedlund, P., Matsumoto, K., Andersson, K. -E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Animal+Models+of+Erectile+Dysfunction%5BTitle%5D)+AND+%22Curr+Prot+Pharmacol%22%5BJournal%5D)">Animal Models of Erectile Dysfunction.</a> Curr Prot Pharmacol. 29, 5.41.1-5.41.22 (2005).</li>
<li>Giuliano, F., Bernabe, J., Rampin, O. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Telemetric+monitoring+of+intracavernous+pressure+in+freely+moving+rats+during+copulation%5BTitle%5D)+AND+%22J+Urol%22%5BJournal%5D)">Telemetric monitoring of intracavernous pressure in freely moving rats during copulation.</a> J Urol. 152 (4), 1271-1274 (1994).</li>
<li>Bernabe, J., Rampin, O., Giuliano, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Intracavernous+pressure+changes+during+reflexive+penile+erections+in+the+rat%5BTitle%5D)+AND+%22Physiol+Behav%22%5BJournal%5D)">Intracavernous pressure changes during reflexive penile erections in the rat.</a> Physiol Behav. 57 (5), 837-841 (1995).</li>
<li>Bernabe, J., Rampin, O., Sachs, B. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Intracavernous+pressure+during+erection+in+rats%3A+an+integrative+approach+based+on+telemetric+recording%5BTitle%5D)+AND+%22Am+J+Physiol%22%5BJournal%5D)">Intracavernous pressure during erection in rats: an integrative approach based on telemetric recording.</a> Am J Physiol. 276 (2 Pt 2), R441-R449 (1999).</li>
<li>Adachi, H., Kodama, K., Ishihara, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Evaluation+of+erectile+response+by+continuous+measurement+of+penile+diameter+in+rats%5BTitle%5D)+AND+%22J+Pharmacol+Toxicol+Methods%22%5BJournal%5D)">Evaluation of erectile response by continuous measurement of penile diameter in rats.</a> J Pharmacol Toxicol Methods. 41 (4), 147-152 (1999).</li>
</ol>

Autorzy nie mają nic do ujawnienia

Jako bezpośrednia miara funkcji erekcji, ICP jest wiarygodną metodą14. Pozwala na pozyskiwanie danych na temat podstawowego ICP, piku ICP, plateau ICP, czasu do erekcji i czasu detumescencji, czasu trwania odpowiedzi itp. Oprócz tych bezpośrednio mierzonych parametrów istnieją inne parametry indeksu: (1) "T80", czas osiągnięcia 80% szczytowego ICP; (2) »D20« – czas do zmniejszenia wartości szczytowej ICP do 20%; (3) »ΔT80«, szybkość wzrostu ciśnienia (na sekundę) przy T80; oraz (4) »ΔD20«...

ED jest definiowane jako niezdolność do osiągnięcia lub utrzymania erekcji prącia i stało się powszechnym zaburzeniem seksualnym u mężczyzn1. Wykorzystywane są zwierzęta doświadczalne, które dostarczają powtarzalnych modeli do badania funkcji erekcji2. Przez długi czas kilka większych modeli zwierzęcych było wykorzystywanych do badania funkcji erekcji3,4,5. Chociaż gryzonie są stosunkowo małe w porównaniu z innymi zwierzętami, są również wykorzystywane do badania zaburzeń erekcji u mężczyzn ze względu na wykazywanie kilku zalet6. Po pierwsze, morfologiczne i funkcjonalne cechy płciowe ludzi są rekapitulowane u gryzoni. Po drugie, w porównaniu z większymi zwierzętami wykorzystywanymi w badaniach ED, gryzonie są bardziej ekonomiczne w zakupie, trzymaniu i utrzymaniu. Po trzecie, genetycznie zmodyfikowane modele gryzoni zapewniają przewagę w powtarzalnych i późniejszych badaniach behawioralnych, a także neurofizjologicznych. Dlatego gryzonie szybko stały się głównymi zwierzętami wykorzystywanymi w badaniach nad zaburzeniami erekcji u mężczyzn.
Korzystając z czystego tła genetycznego i spójnych warunków hodowli, modele gryzoni dostarczyły konsekwentnie powtarzalnych danych5,6,7,8. Spośród licznych dostępnych badań związanych z wieloma aspektami funkcji erekcji, test odpowiedzi erekcyjnej wywołany apomorfiną (APO) i test odpowiedzi ICP wywołany stymulacją elektryczną są najczęściej stosowanymi metodami, które wiarygodnie odzwierciedlają funkcję erekcji9,10,11,12. Test funkcji erekcji wywołany przez APO, opracowany przez Heaton i wsp.13, to test biologiczny, który wykorzystuje zjawisko, że podawanie apomorfiny szczurom wywołuje erekcję i ziewanie. Jako łatwy, nieinwazyjny i stabilny test biologiczny do oceny funkcji erekcji, test funkcji erekcji wywołany przez APO jest szeroko stosowany w wielu badaniach. Jednak ten test nie odzwierciedla odpowiednio jakości erekcji ani dynamicznych zmian w przepływie krwi związanych z reakcją na erekcję14. Pomiary ICP zostały początkowo opracowane przez Quinlana i wsp.15. W tej metodzie, cewnik jest umieszczany w tętnicy szyjnej w celu pomiaru ogólnoustrojowego ciśnienia krwi, a kolejny cewnik jest wprowadzany do ciała jamistego w celu zarejestrowania ICP. Przed lub w trakcie zapisu ICP, szczurom często podawano czynnik wazoaktywny i/lub stymulację polem elektrycznym głównego zwoju miednicy (MPG) lub CN14. Test ten okazał się wiarygodnym narzędziem do oceny terapii i leków stosowanych w leczeniu zaburzeń erekcji i prawdopodobnie będzie używany jako kluczowa metoda oceny w przyszłości6.
W porównaniu do łatwego do przeprowadzenia testu funkcji erekcji wywołanego przez APO, udane nagrania ICP wymagają dbałości o szczegóły, praktyki i przestrzegania metody działania. Dlatego w tym miejscu przedstawiamy szczegółowy opis, jak wykonać zapis ICP.

<table><tbody><tr><td>Animal</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Rats</td><td></td><td></td><td>Szczep: Sprague-Dawley Wiek: 2-3 miesiące</td></tr><tr><td>Szczep szczurów</td><td></td><td></td><td>: Sprague-Dawley Wiek: 15-18 miesięcy</td></tr><tr><td><silny>Nazwa</td><td>Firma</td><td>Numer katalogowy</td><td>Komentarze</td></tr><tr><td>Reodczynniki</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Saline</td><td>Sigma-Aldrich, S7653</td><td></td><td>rozpuścić 8,5 grama chlorku sodu w wodzie destylowanej</td></tr><tr><td>Roztwór sodu pentobarbitalu</td><td>Sigma-Aldrich, P3761</td><td></td><td>rozpuścić 1 gram w 100 ml soli fizjologicznej</td></tr><tr><td>Powidon-jod</td><td>BTP Pharmaceutical Co. Limited</td><td></td><td>10% (V/V)</td></tr><tr><td>Etanol</td><td>China National Pharmaceutical Group Corporation (SINOPHARM)</td><td></td><td>70% (V/V)</td></tr><tr><td>Heparyna</td><td>Sigma-Aldrich, H3149</td><td></td><td>rozpuszcza heparynę 20000U w 100 ml soli fizjologicznej</td></tr><tr><td><silny>Nazwa</silny></td><td><silny>Firma</silny></td><td><silny>Numer katalogowy</td><td>Komentarze</td></tr><tr><td>Materiały</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Igła podskórna</td><td>Shandong Weigao Group Medical Polymer Co., Ltd.&nbsp;</td>Strzykawka <td>23G</td><td></td></tr><tr><td></td><td>Shandong Weigao Group Medical Polymer Co., Ltd</td><td>10 ml</td><td></td></tr><tr><td>Trójdrożny kran</td><td>Chengdu Fabryka instrumentów</td><td>TSK 01</td><td></td></tr><tr><td>Elektroda</td><td>Chengdu Fabryka instrumentów</td><td>JST-1</td><td></td></tr><tr><td>Rurka cewnika</td><td>Chengdu fabryka instrumentów</td><td>PE-10, PE-50</td><td></td></tr><tr><td>Nożyczki operacyjne</td><td>Sprzęt operacyjny w Szanghaju fabryka</td><td>J22010, J22020</td><td></td></tr><tr><td>Okulistyczne nożyczki operacyjne</td><td>Fabryka sprzętu operacyjnego w Szanghaju</td><td>Y00010, Y00020</td><td></td></tr><tr><td>Kleszcze okulistyczne</td><td>Fabryka sprzętu operacyjnego w Szanghaju</td><td>JD1010, JD1020</td><td></td></tr><tr><td>MicroScissors</td><td>World Precision Instruments</td><td>Szew jedwabny WAA260</td><td></td></tr><tr><td></td><td>Shandong Weigao Group Medical Polymer Co., Ltd.&nbsp;</td><td>5-0</td><td></td></tr><tr><td><silny>Nazwa</silny><</td><td>silny>Firma</silny></td><td><silny>Numer katalogowy</silny></td><td><silny>Komentarze</silny></td></tr><tr><td><silny>Sprzęt</silny></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Stymulator</td><td>Nanjing medease science and technology co. ltd (model 4C501H)</td><td></td><td>15 Hz, impuls 5 ms, 5 V, czas trwania 60 s i odstęp 5 minut</td></tr><tr><td>Wielokanałowy system przetwarzania sygnału</td><td>Nanjing medease science and technology co., ltd (model 4C501H)</td><td></td><td>Model ciśnienia krwi</td></tr><tr><td>Przetwornik ciśnienia</td><td>Beijing Xin Hang Xing Ye Technology Trading Company Limited (model YP100)</td><td></td><td>40KPa</td></tr></tbody></table>

rejestracja ciśnienia w jamistach w celu oceny funkcji erekcji u gryzoni

Intracavernosal Pressure Recording to Evaluate Erectile Function in Rodents

Zaburzenia erekcji (ED) definiowane są jako niezdolność do osiągnięcia lub utrzymania erekcji penisa, co stało się powszechnym zaburzeniem seksualnym u mężczyzn. Gryzonie są wykorzystywane w wielu badaniach do badań nad fizjologią/patologią funkcji erekcji. Funkcję erekcji u gryzoni można ocenić, mierząc ciśnienie wewnątrzjamiste (ICP). W praktyce ICP można monitorować po elektrycznej stymulacji nerwów jamistych (CN). Ciśnienie tętnicze tętnicy szyjnej (średnie ciśnienie tętnicze) jest używane jako odniesienie dla ICP. Korzystając z protokołów rejestracji ICP, wiele kluczowych parametrów funkcji erekcji można zmierzyć na podstawie krzywej odpowiedzi ICP. Pomiar ICP dostarcza więcej informacji niż test erekcji prącia wywołany apomorfiną i jest tańszy niż telemetryczne monitorowanie ciała gąbczastego prącia, co czyni tę metodę najpopularniejszą do oceny funkcji erekcji. Jednak w porównaniu z łatwym do wykonania testem funkcji erekcji wywołanym przez APO, udane nagrania ICP wymagają dbałości o szczegóły, praktyki i przestrzegania metody operacyjnej. W niniejszej pracy przedstawiono wprowadzenie do zapisu ICP u szczurów, aby skutecznie uzupełnić procedurę.

Liczne badania wykazały, że dysfunkcja erekcji u starszych samców staje się powszechnym problemem. Jednakże możliwości leczenia medycznego w zarządzaniu dysfunkcją erekcji związaną z wiekiem są ograniczone16. W modelach gryzoni z dysfunkcją erekcji związaną z wiekiem wiele terapii jest testowanych pod kątem wpływu na funkcję erekcyjną starych szczurów. Jak wspomniano powyżej, test rejestracji ICP może być wykorzystany do odróżnienia zwierząt z dysfunkcją erekcji od...

Rejestracja ciśnienia w jamistości (ICP) jest ważną metodą oceny funkcji erekcji zwierząt doświadczalnych. Tutaj pokazano szczegółowy protokół procedury rejestracji ICP poprzez cewnikowanie crura penisa, a następnie elektryczną stymulację nerwów jamistych u szczurów.

Rejestracja ciśnienia w jamistach w celu oceny funkcji erekcji u gryzoni

Erectile dysfunction (ED) is defined as the inability to attain or keep an erection of the penis, and this has become a prevalent male sexual disorder. ...

Ogólnym celem tej procedury jest zbadanie funkcji erekcji szczurów poprzez cewnikowanie ciał jamistych i rejestrację ciśnienia w ciałach jamistych po stymulacji nerwów jamistych. Ta metoda może pomóc odpowiedzieć na kluczowe pytania w dziedzinie zaburzeń erekcji u mężczyzn, takie jak ocena terapii i leków na zaburzenia erekcji. Jedną z zalet tej techniki jest to, że zapewnia dokładniejszą ocenę funkcji erekcji i odruchów, dynamicznej zmiany przepływu krwi związanej z reakcją erekcyjną.Wizualna demonstracja tej metody ma kluczowe znaczenie, ponieważ cewnikowanie jest trudne do nauczenia, ponieważ mały obszar białej osłonki białawej ciała jamistego ciała jamistego utrudnia wprowadzenie igły do podudzia prącia. Aby przygotować się do zabiegu, należy wykonać parę elektrod bipolarnych do zapisów ciśnienia w jamie jamistym. Lekko zegnij końce elektrod i dostosuj odległość między nimi do jednego do dwóch milimetrów.Następnie podłącz elektrody do stymulatora za pomocą dwóch zacisków krokodylkowych. Następnie zmontuj system cewnika. Najpierw użyj rurki, aby podłączyć igłę podskórną o rozmiarze 23 do trójdrożnego kranu.Następnie podłącz kran do przetwornika ciśnienia. Następnie podłącz 10-mililitrową strzykawkę wypełnioną solą fizjologiczną heparyny do trzeciego położenia kurka. Następnie napełnij cały system solą fizjologiczną heparyny i sprawdź, czy nie ma wycieków.Następnie podnieś igłę o 20 centymetrów i skalibruj system nagrywania do 20 centymetrów wody. Po kalibracji wyreguluj wysokość igły i sprawdź dokładność systemu nagrywania. W razie potrzeby powtarzaj kalibrację, aż dokładność zostanie potwierdzona.Następnie przenieś szczury z obiektu dla zwierząt do sali operacyjnej i pozwól im zaaklimatyzować się w pomieszczeniu przez co najmniej 30 minut. W międzyczasie wysterylizuj narzędzia chirurgiczne 70% etanolem i przygotuj niezbędne materiały chirurgiczne. Po 30 minutach przygotuj pierwszego szczura do operacji.Znieczulij go pentobarbitalem sodu i odczekaj od pięciu do 10 minut. Następnie uszczypnij palce u nóg szczura i sprawdź, czy nie ma odruchu, aby potwierdzić prawidłowe znieczulenie. Następnie ogol sierść z brzucha i szyi i połóż szczura na wznak na desce chirurgicznej.Teraz przetrzyj odsłoniętą skórę trzema naprzemiennymi peelingami z 10% jodowidonem, a następnie 70% etanolem. Zastosuj również maść okulistyczną, aby zapobiec wysuszeniu oczu. Następnie przystąp do operacji.Przed wyizolowaniem nerwu jamistego należy cewnikować lewą tętnicę szyjną zgodnie z protokołem tekstowym. Rozpocznij izolację nerwów od uniesienia skóry i mięśni brzucha za pomocą kleszczy. Następnie nożyczkami wykonaj nacięcie w linii środkowej od dolnej części brzucha do penisa.Następnie delikatnie odsuń jelita na bok do górnej części jamy brzusznej. Następnie chwyć pęcherz kleszczami i wyciągnij go z jamy brzusznej. Teraz znajdź płaty brzuszne prostaty, które znajdują się w brzusznej części cewki moczowej.Następnie odsłoń płat grzbietowy prostaty, wyciągając płaty brzuszne, pęcherzyk nasienny i nasieniowód. Teraz znajdź punkt przylegania nasieniowodów i prostaty. Następnie oddziel przestrzeń między prostatą a nasieniowodami.Kontynuuj, ostrożnie odsłaniając włóknistą torebkę znajdującą się z tyłu punktu połączenia prostaty i nasieniowodów. Następnie znajdź główny ganglion miednicy i nerwy jamiste znajdujące się na powierzchni prostaty. Teraz ostrożnie osusz obszar nerwów jamistych wacikiem lub bibułą, a następnie ostrożnie odizoluj i zaczep prawy nerw jamisty elektrodami bipolarnymi.Aby kontynuować operację, wytnij małe nacięcie w skórze penisa nożyczkami preparacyjnymi, a następnie ostrożnie usuń skórę trzonu penisa. Następnie odsłoń wystarczającą ilość tkanki, aby wyciąć mięśnie prącia prążkowanego. Teraz znajdź górną gałąź kości łonowej.Następnie odsłoń mięsień opuszkowo-gąbczasty, który pokrywa cebulkę gąbczastą. Następnie, za pomocą zakrzywionych kleszczy, oddziel mięsień opuszkowo-gąbczasty od mięśnia kulszowo-jamistego. Kontynuuj, ostrożnie izolując mięsień kulszowo-jamisty.Następnie przetnij mięsień kulszowo-jamisty, aby odsłonić białą osłonkę białawą ciała jamistego. Teraz wykonaj cewnikowanie. Ostrożnie podążaj za anatomicznym kierunkiem crus corpus cavernosum i delikatnie wprowadź igłę przez białą osłonkę białawą do ciał jamistych.Lokalizacja igły ma kluczowe znaczenie dla powodzenia operacji, dlatego w ramach testu wstrzyknij niewielką ilość heparynizowanej soli fizjologicznej. Powinno to spowodować lekkie tumescencję prącia, jeśli igła została prawidłowo wprowadzona. Następnie, nie zmieniając położenia igły ani nie przerywając rurki łączącej, ostrożnie zwolnij igłę.Następnie sprawdź obszar pod kątem wycieków. Jeśli żaden nie zostanie znaleziony, przystąp do stymulacji nerwu i analizy danych. Opisany test zapisu ICP został wykorzystany do rozróżnienia starszych szczurów z zaburzeniami erekcji, aby pomóc określić ilościowo wpływ potencjalnego leczenia lub leków na funkcje erekcji.Typowa krzywa odpowiedzi ICP w grupie z zaburzeniami erekcji była znacznie niższa niż krzywa grupy kontrolnej. Zazwyczaj do analizy statystycznej wybierano najwyższy ICP. Po obliczeniu stosunku ICP do średniego ciśnienia tętniczego, zebrane dane od pięciu szczurów wykazały, że stosunek ten w grupie starszej znacznie się zmniejszył w porównaniu z grupami kontrolnymi.Oprócz tych dwóch kluczowych parametrów, szczytowy ICP, plateau ICP, czas detumescencji, czas trwania odpowiedzi i obszar pod krzywą, wszystkie znacznie zmniejszyły się u starszych szczurów, dlatego dane są pełne pomiarów ilościowych, które odzwierciedlają funkcję erekcji. Po obejrzeniu tego filmu powinieneś dobrze zrozumieć, jak skutecznie przeprowadzić zapis ICP na zwierzętach. Nie zapominaj, że podczas wykonywania tej procedury ważne jest, aby pamiętać o użyciu heparyny, aby upewnić się, że rurka kaniuli pozostaje drożna.Po opanowaniu tej techniki można ją wykonać w około dwie godziny, jeśli jest wykonywana prawidłowo.

intracavernosal-pressure-recording-to-evaluate-erectile-function

Research

JoVE Journal

Biology

Biologia

Opisano nową technikę rejestrowania ciśnienia wewnątrz czaszki. Ta małoinwazyjna metoda wykorzystuje światłowodowy system pomiaru ciśnienia do dokładnego pomiaru ciśnienia wewnątrzczaszkowego (ICP) u znieczulonych szczurów, nie powodując przy tym istotnych urazów mózgu. Technikę tę można zastosować w szerokim zakresie modeli eksperymentalnych.

Pomiar nadtwardówkowego ciśnienia wewnątrzczaszkowego u szczurów przy użyciu światłowodowego przetwornika ciśnienia

Ten film demonstruje technikę badania aktywności nerkowych nerwów współczulnych (RSN) w odpowiedzi na zmiany ciśnienia tętniczego u szczurów. Po podłączeniu cewnika wyczuwającego ciśnienie do tętnicy udowej nerkowe nerwy współczulne są odsłonięte. Nerwy są następnie przenoszone na elektrodę rejestrującą i rejestrowana jest ich aktywność elektryczna. Następnie wstrzykuje się lek zwężający naczynia krwionośne w celu podniesienia ciśnienia krwi i monitoruje odpowiednie zmiany w aktywności RSN.

Rejestrowanie zmian w aktywności nerkowego nerwu współczulnego w odpowiedzi na ciśnienie tętnicze u szczurów

Ten film pokazuje izolację i stymulację nerwu jamistego u znieczulonego szczura w celu zbadania zmian ciśnienia krwi w ciele jamistym.

Wykonywanie stymulacji nerwów jamistych u szczurów w celu pomiaru ciśnienia w ciałach jamistych

Ten manuskrypt zawiera protokół wszczepiania telemetrów myszom w celu pomiaru ciśnienia wewnątrzmacicznego podczas ciąży.

Telemetria wewnątrzmaciczna do pomiaru ciśnienia skurczowego myszy in vivo

Znieczulone myszy wykazują niefizjologiczne ogólnoustrojowe ciśnienie krwi, co uniemożliwia miarodajną ocenę tonu autonomicznego, biorąc pod uwagę ścisły związek między ciśnieniem krwi a autonomicznym układem nerwowym. W związku z tym przedstawiono nowatorską metodę jednoczesnego rejestrowania aktywności nerkowego nerwu współczulnego i ciśnienia krwi za pomocą wlewu dożylnego u przytomnych myszy.

Nowatorskie podejście do jednoczesnego rejestrowania aktywności nerek współczulnych i ciśnienia krwi za pomocą wlewu dożylnego u przytomnych, nieskrępowanych myszy.

Ten protokół po pierwsze opisuje procedurę chirurgiczną polegającą na stałym wszczepieniu cewnika do pęcherza moczowego w połączeniu z zewnętrznymi elektrodami zwieracza cewki moczowej, a po drugie, pomiar funkcji pęcherza moczowego i zewnętrznego zwieracza cewki moczowej u wszczepionych obudzonych zwierząt.

Pomiary cystometryczne i zewnętrznego zwieracza cewki moczowej u obudzonych szczurów z wszczepionym cewnikiem i elektrodami umożliwiającymi wielokrotne pomiary

To badanie opisuje uproszczoną procedurę chirurgiczną i technikę wykonywania stymulacji nerwów jamistych z izolacją kompleksu nerwowo-elektrodowego za pomocą kleju silikonowego i pomiarem ciśnienia w jamie jamistym.

Stymulacja nerwów jamistych i rejestracja ciśnienia w ciałach jamistych u szczura

Tutaj opisujemy konfigurację do jednoczesnego rejestrowania elektrokardiografii i ciśnienia krwi w tętnicy (BP) u szczurów doświadczalnych, która może być wykonana za pomocą standardowego sprzętu w obiektach dla zwierząt i może być zastosowana do badań fizjologicznych lub farmakologicznych w celu zbadania patogennych lub terapeutycznych mechanizmów w medycynie sercowo-naczyniowej.

Jednoczesny zapis elektrokardiograficzny i inwazyjny pomiar ciśnienia krwi u szczurów

Ten protokół opisuje procedurę pomiaru stężenia ATP w świetle pęcherza moczowego u znieczulonego gryzonia.

In vivo (in vivo) Pomiar luminalny wywołanego rozdęciem urotelialnego uwalniania ATP u gryzoni

Monitorowanie poziomów neurotransmiterów pozakomórkowych w określonych obszarach mózgu swobodnie poruszających się zwierząt dostarcza wiedzy na temat związku między uwalnianiem neurotransmiterów a zachowaniem. Mikrodializa in vivo w połączeniu z detekcją elektrochemiczną zapewnia doskonałą rozdzielczość anatomiczną i chemiczną, a także informacje o tym, w jaki sposób podstawowa neurotransmisja ulega zmianom pod wpływem manipulacji farmakologicznych lub fizjologicznych.

Przeżywalna operacja stereotaktyczna u gryzoni

Poznaj metodę rejestracji ciśnienia w jamistach u szczurów w celu oceny funkcji erekcji. Technika obejmuje cewnikowanie crus corpus cavernosum i stymulację nerwów jamistych.

Rejestracja ciśnienia w jamistach w celu oceny funkcji erekcji u gryzoni

Przeglądaj więcej filmów