Rejestracja ciśnienia w jamistach w celu oceny funkcji erekcji u gryzoni
6 czerwca 2018
Rejestracja ciśnienia w jamistości (ICP) jest ważną metodą oceny funkcji erekcji zwierząt doświadczalnych. Tutaj pokazano szczegółowy protokół procedury rejestracji ICP poprzez cewnikowanie crura penisa, a następnie elektryczną stymulację nerwów jamistych u szczurów.
Ogólnym celem tej procedury jest zbadanie funkcji erekcji szczurów poprzez cewnikowanie ciał jamistych i rejestrację ciśnienia w ciałach jamistych po stymulacji nerwów jamistych. Ta metoda może pomóc odpowiedzieć na kluczowe pytania w dziedzinie zaburzeń erekcji u mężczyzn, takie jak ocena terapii i leków na zaburzenia erekcji. Jedną z zalet tej techniki jest to, że zapewnia dokładniejszą ocenę funkcji erekcji i odruchów, dynamicznej zmiany przepływu krwi związanej z reakcją erekcyjną.
Wizualna demonstracja tej metody ma kluczowe znaczenie, ponieważ cewnikowanie jest trudne do nauczenia, ponieważ mały obszar białej osłonki białawej ciała jamistego ciała jamistego utrudnia wprowadzenie igły do podudzia prącia. Aby przygotować się do zabiegu, należy wykonać parę elektrod bipolarnych do zapisów ciśnienia w jamie jamistym. Lekko zegnij końce elektrod i dostosuj odległość między nimi do jednego do dwóch milimetrów.
Następnie podłącz elektrody do stymulatora za pomocą dwóch zacisków krokodylkowych. Następnie zmontuj system cewnika. Najpierw użyj rurki, aby podłączyć igłę podskórną o rozmiarze 23 do trójdrożnego kranu.
Następnie podłącz kran do przetwornika ciśnienia. Następnie podłącz 10-mililitrową strzykawkę wypełnioną solą fizjologiczną heparyny do trzeciego położenia kurka. Następnie napełnij cały system solą fizjologiczną heparyny i sprawdź, czy nie ma wycieków.
Następnie podnieś igłę o 20 centymetrów i skalibruj system nagrywania do 20 centymetrów wody. Po kalibracji wyreguluj wysokość igły i sprawdź dokładność systemu nagrywania. W razie potrzeby powtarzaj kalibrację, aż dokładność zostanie potwierdzona.
Następnie przenieś szczury z obiektu dla zwierząt do sali operacyjnej i pozwól im zaaklimatyzować się w pomieszczeniu przez co najmniej 30 minut. W międzyczasie wysterylizuj narzędzia chirurgiczne 70% etanolem i przygotuj niezbędne materiały chirurgiczne. Po 30 minutach przygotuj pierwszego szczura do operacji.
Znieczulij go pentobarbitalem sodu i odczekaj od pięciu do 10 minut. Następnie uszczypnij palce u nóg szczura i sprawdź, czy nie ma odruchu, aby potwierdzić prawidłowe znieczulenie. Następnie ogol sierść z brzucha i szyi i połóż szczura na wznak na desce chirurgicznej.
Teraz przetrzyj odsłoniętą skórę trzema naprzemiennymi peelingami z 10% jodowidonem, a następnie 70% etanolem. Zastosuj również maść okulistyczną, aby zapobiec wysuszeniu oczu. Następnie przystąp do operacji.
Przed wyizolowaniem nerwu jamistego należy cewnikować lewą tętnicę szyjną zgodnie z protokołem tekstowym. Rozpocznij izolację nerwów od uniesienia skóry i mięśni brzucha za pomocą kleszczy. Następnie nożyczkami wykonaj nacięcie w linii środkowej od dolnej części brzucha do penisa.
Następnie delikatnie odsuń jelita na bok do górnej części jamy brzusznej. Następnie chwyć pęcherz kleszczami i wyciągnij go z jamy brzusznej. Teraz znajdź płaty brzuszne prostaty, które znajdują się w brzusznej części cewki moczowej.
Następnie odsłoń płat grzbietowy prostaty, wyciągając płaty brzuszne, pęcherzyk nasienny i nasieniowód. Teraz znajdź punkt przylegania nasieniowodów i prostaty. Następnie oddziel przestrzeń między prostatą a nasieniowodami.
Kontynuuj, ostrożnie odsłaniając włóknistą torebkę znajdującą się z tyłu punktu połączenia prostaty i nasieniowodów. Następnie znajdź główny ganglion miednicy i nerwy jamiste znajdujące się na powierzchni prostaty. Teraz ostrożnie osusz obszar nerwów jamistych wacikiem lub bibułą, a następnie ostrożnie odizoluj i zaczep prawy nerw jamisty elektrodami bipolarnymi.
Aby kontynuować operację, wytnij małe nacięcie w skórze penisa nożyczkami preparacyjnymi, a następnie ostrożnie usuń skórę trzonu penisa. Następnie odsłoń wystarczającą ilość tkanki, aby wyciąć mięśnie prącia prążkowanego. Teraz znajdź górną gałąź kości łonowej.
Następnie odsłoń mięsień opuszkowo-gąbczasty, który pokrywa cebulkę gąbczastą. Następnie, za pomocą zakrzywionych kleszczy, oddziel mięsień opuszkowo-gąbczasty od mięśnia kulszowo-jamistego. Kontynuuj, ostrożnie izolując mięsień kulszowo-jamisty.
Następnie przetnij mięsień kulszowo-jamisty, aby odsłonić białą osłonkę białawą ciała jamistego. Teraz wykonaj cewnikowanie. Ostrożnie podążaj za anatomicznym kierunkiem crus corpus cavernosum i delikatnie wprowadź igłę przez białą osłonkę białawą do ciał jamistych.
Lokalizacja igły ma kluczowe znaczenie dla powodzenia operacji, dlatego w ramach testu wstrzyknij niewielką ilość heparynizowanej soli fizjologicznej. Powinno to spowodować lekkie tumescencję prącia, jeśli igła została prawidłowo wprowadzona. Następnie, nie zmieniając położenia igły ani nie przerywając rurki łączącej, ostrożnie zwolnij igłę.
Następnie sprawdź obszar pod kątem wycieków. Jeśli żaden nie zostanie znaleziony, przystąp do stymulacji nerwu i analizy danych. Opisany test zapisu ICP został wykorzystany do rozróżnienia starszych szczurów z zaburzeniami erekcji, aby pomóc określić ilościowo wpływ potencjalnego leczenia lub leków na funkcje erekcji.
Typowa krzywa odpowiedzi ICP w grupie z zaburzeniami erekcji była znacznie niższa niż krzywa grupy kontrolnej. Zazwyczaj do analizy statystycznej wybierano najwyższy ICP. Po obliczeniu stosunku ICP do średniego ciśnienia tętniczego, zebrane dane od pięciu szczurów wykazały, że stosunek ten w grupie starszej znacznie się zmniejszył w porównaniu z grupami kontrolnymi.
Oprócz tych dwóch kluczowych parametrów, szczytowy ICP, plateau ICP, czas detumescencji, czas trwania odpowiedzi i obszar pod krzywą, wszystkie znacznie zmniejszyły się u starszych szczurów, dlatego dane są pełne pomiarów ilościowych, które odzwierciedlają funkcję erekcji. Po obejrzeniu tego filmu powinieneś dobrze zrozumieć, jak skutecznie przeprowadzić zapis ICP na zwierzętach. Nie zapominaj, że podczas wykonywania tej procedury ważne jest, aby pamiętać o użyciu heparyny, aby upewnić się, że rurka kaniuli pozostaje drożna.
Po opanowaniu tej techniki można ją wykonać w około dwie godziny, jeśli jest wykonywana prawidłowo.
Wyświetl pełny transkrypt i uzyskaj dostęp do tysięcy filmów naukowych
Przegląd
Ten artykuł przedstawia szczegółowy protokół pomiaru ciśnienia intrakawernozalnego (ICP) u szczurów w celu oceny funkcji erekcyjnej. Metoda polega na kateteryzacji crus corpus cavernosum i elektrycznej stymulacji nerwów kawernozalnych.
Kluczowe elementy badania
Obszar nauki
- Neuronauki
- Urologia
- Fizjologia
Tło
- Rejestrowanie ciśnienia intrakawernozalnego jest kluczowe dla oceny funkcji erekcyjnej w modelach eksperymentalnych.
- Technika pomaga w zrozumieniu męskiej dysfunkcji erekcyjnej i ewaluacji potencjalnych terapii.
- Kateteryzowanie kru penisa jest wyzwaniem z powodu ograniczeń anatomicznych.
- Dokładne pomiary ICP odzwierciedlają dynamiczne zmiany przepływu krwi podczas erekcję.
Cel badania
- Zapewnić niezawodną metodę badania funkcji erekcyjnej u szczurów.
- Ułatwić badania w dziedzinie męskiej dysfunkcji erekcyjnej.
- Poprawić zrozumienie mechanizmów odpowiedzi erekcyjnej.
Zastosowane metody
- Kateteryzacji crus corpus cavernosum.
- Elektryczna stymulacja nerwów kawernozalnych.
- Rejestrowanie ciśnienia intrakawernozalnego.
- Przygotowanie elektrod bipolarnych dla dokładnych pomiarów.
Główne wyniki
- Protokół pozwala na precyzyjną ocenę funkcji erekcyjnej.
- Wiзуalna demonstracja poprawia naukę technik kateteryzacji.
- Dynamiczne zmiany ICP dostarczają informacji na temat fizjologii erekcję.
- Metoda może być wykorzystana do oceny skuteczności terapii dysfunkcji erekcyjnej.
Wnioski
- Ta technika rejestracji ICP jest niezbędna dla badań nad dysfunkcją erekcyjną.
- Dokładna kateteryzacji jest kluczowa dla niezawodnego gromadzenia danych.
- Badanie przyczynia się do lepszego zrozumienia mechanizmów erekcyjnych u samców szczurów.
Często zadawane pytania
Executive Industry Relevance
Intracavernosal pressure (ICP) recording in rodents provides a quantitative, physiologically relevant assessment of erectile function, enabling mechanistic evaluation of therapeutic candidates in preclinical ED research. This method supports target validation and lead identification by delivering dynamic hemodynamic data that reflect erectile response mechanisms, reducing reliance on surrogate endpoints. Its integration into discovery workflows enhances predictive confidence in de-risking erectile dysfunction therapeutics before advancing to later-stage studies.
Strategic Applications in Biopharma R&D
Early Discovery & Target Validation
- Scientific Value: Enables interrogation of therapeutic hypotheses by measuring ICP responses to cavernous nerve stimulation, clarifying pathway-specific contributions to erectile function.
- Operational Value: Provides reproducible hemodynamic readouts that support biological de-risking of targets involved in nitric oxide signaling and smooth muscle relaxation.
- Predictive Value: Facilitates portfolio triage by quantifying treatment effects on peak ICP, ICP-to-MAP ratio, and detumescence time, offering early efficacy signals.
Screening & Assay Development
- Assay Readiness: Generates standardized, quantitative ICP curves suitable for high-fidelity compound screening in validated rodent models.
- Reproducibility: Requires precise catheterization and calibration protocols to ensure consistent pressure transducer outputs across experiments.
- Scalability: Supports platform reuse for longitudinal studies and cross-treatment comparisons once surgical proficiency is established.
Translational & Preclinical Research
- Disease Relevance: Aged rat models demonstrate significantly reduced ICP parameters, mirroring clinical ED phenotypes and enabling translational biomarker alignment.
- Preclinical Continuity: Supports risk-adjusted advancement decisions by linking ICP-derived efficacy data to mechanism-based target modulation.
- Mechanistic De-risking: Isolates cavernous nerve-mediated responses, distinguishing neurogenic from vascular contributions to erectile function.
Pipeline & Workflow Integration
ICP recording fits within the discovery continuum from target validation through lead identification to preclinical efficacy testing, providing hemodynamic phenotyping that informs go/no-go decisions in ED therapeutic development.
- Discovery Biology: Supports hypothesis testing of neurogenic and vascular pathways via electrically evoked ICP responses following cavernous nerve stimulation.
- Screening: Delivers assay-ready, quantitative outputs including peak ICP, plateau ICP, and area under the curve for compound evaluation.
- Analytics: Enables statistical comparison of ICP-to-mean arterial pressure ratios and response duration across treatment groups.
- Translational Research: Connects to preclinical validity through age-dependent ICP deficits that parallel human ED pathophysiology.
- Enterprise Reuse: Establishes a reusable hemodynamic phenotyping capability for iterative screening of ED therapeutic candidates.
Operational & Enterprise Impact
- Scientific Value: Delivers predictive confidence in target validation by quantifying dynamic blood flow changes associated with erectile reflexes.
- Operational Value: Ensures standardization through heparinized saline calibration and leak-check protocols, enhancing reproducibility across sites.
- Strategic Value: Improves capital efficiency by reducing late-stage attrition through early mechanistic de-risking of ED mechanisms.
- Portfolio Impact: Enables risk-adjusted prioritization based on quantitative hemodynamic efficacy thresholds.
Implementation Considerations
- Requires microsurgical expertise in rodent vascular and neural dissection, particularly for cavernous nerve isolation and crus corpus cavernosum catheterization.
- Dependent on pressure transducer systems, bipolar stimulators, and heparinized saline preparation for anticoagulation and system integrity.
- Necessitates cross-team standardization of surgical technique, calibration procedures, and ICP curve analysis criteria.
- Adaptation considerations include model-specific anatomy (e.g., rat vs. mouse) and anesthesia protocols affecting neural responsiveness.
- Practical limitations include the technical challenge of needle insertion into the tunica albuginea and the need for procedural proficiency to avoid vascular leakage.
