Name: Wizualne zapisy potencjału wywołanego u myszy za pomocą suchego, nieinwazyjnego wielokanałowego czujnika EEG skóry głowy (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2018-01-12T15:00:00.000+00:00
Duration: 6 min 19 s
Description: Poznaj metodę pomiaru wizualnych potencjałów wywołanych u myszy za pomocą suchego, nieinwazyjnego czujnika EEG. Technika ta umożliwia stabilne rejestracje sygnałów bez konieczności przygotowania chirurgicznego.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Ta praca była częściowo wspierana przez GIST Research Institute (GRI), projekt GIST-Caltech Research Collaboration Project poprzez grant udzielony przez GIST w 2017 roku. Projekt jest również wspierany przez grant badawczy (NRF-2016R1A2B4015381) Narodowej Fundacji Badawczej (NRF) finansowany przez rząd koreański (MEST) oraz przez program badań podstawowych KBRI prowadzony przez Koreański Instytut Badań nad Mózgiem finansowany przez Ministerstwo Nauki, ICT i Planowania Przyszłości (17-BR-04).

Opieka nad zwierzętami i obchodzenie się z nimi były zgodne z wytycznymi instytucjonalnymi Instytutu Nauki i Technologii Gwangju (GIST).
UWAGA: Procedura pozyskiwania sygnału VEP od myszy in vivo składa się z czterech kroków: (1) montaż czujnika, (2) przygotowanie zwierząt, (3) pomiar VEP i (4) przetwarzanie sygnału.
1. Zespół czujnika
<ol>
	<li>Przygotuj szesnaście pinów na jedną elektrodę nieinwazyjną. 
	UWAGA: Każda elektroda typu pinowego składa się z trzech części: tłoka głowicy sondy, sprężyny wewnętrznej i cylindra, jak pokazano na <silna klasa="xfig">Rysunek 1a. Długość każdego sworznia wynosi 13 mm, a regulowana długość napięcia wstępnego sprężyny wynosi 1 mm.</li>
	<li>Wytnij dwa kawałki podłoża z włókna szklanego (grubość: 1,5 mm) o rozmiarach 15 mm × 17 mm (szerokość × wysokość). 
	UWAGA: Nieprzewodzące podłoże z włókna szklanego działa jak izolator, który oddziela wiele sygnałów odbieranych jednocześnie ze skóry głowy myszy.</li>
	<li>Wykonaj szesnaście otworów o średnicy 1,2 mm każdy za pomocą precyzyjnej maszyny do grawerowania, jak pokazano na <silna klasa="xfig">Rysunek 1c.
	<ol>
		<li>Rozłóż koordynację sondy równomiernie w odstępie 2 mm na płaskim podłożu: +7/0, +2/-2, +2/0, +2/+2, 0/-4, 0/-2, 0/0 (bregma), 0/+2, 0/+4, -2/-3, -2/-1, -2/+1, -2/+3, -4/-2, -4/0, -4/+2 (przednio-tylna/boczna z podstawą bregma, w mm)24,25,26.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Ułóż dwa podłoża i nałóż jedną kroplę szybko działającego kleju adhezyjnego między warstwy podłoża, tworząc podwójną warstwę o grubości 3 mm, podtrzymującą szesnaście stabilnych i równoległych elektrod podczas akwizycji sygnału.</li>
	<li>Zamontuj szesnaście elektrod na podłożu jedna po drugiej ręcznie. 
	UWAGA: Mniejsza średnica otworu zatrzymuje każdą elektrodę na tej samej długości. Każda średnica otworu jest nieco mniejsza niż najgrubsza średnica cylindra w obrębie pojedynczego trzpienia (1,3 mm), co umożliwia szczelne zamocowanie elektrod bez żadnego poluzowania.</li>
	<li>i połącz końcową część kubka lutowniczego każdej elektrody ze złączem odpornym na dotyk.</li>
	<li>Zakryj i ukryj nieosłonięte połączenia rurkami termokurczliwymi do izolacji elektrycznej.</li>
</ol>
2. Przygotowanie zwierząt
<ol>
	<li>Znieczulić mysz dootrzewnowym (i.p.) wstrzyknięciem mieszaniny ketamina:ksylazyna 100:10 (100 mg/mL:10 mg/ml) w ilości 10 μl/g masy ciała. 
	UWAGA: Sprawdź, czy znieczulenie zwierzęcia jest odpowiednie, ciągnąc za jedną nogę lub poprawiając ogon przed rozpoczęciem przygotowań.</li>
	<li>Nałóż maść na oczy, aby rogówka myszy była wilgotna za pomocą bawełnianego wacika.</li>
	<li>Usuń włoski wokół głowy i ramion za pomocą maszynki do strzyżenia włosów, a następnie rozprowadź dostępny w handlu krem do depilacji i trzymaj go w tym miejscu przez 3-4 minuty.</li>
	<li>Nałożony depilator usuń szpatułką, a resztę przetrzyj wilgotnymi chusteczkami, kilkakrotnie nakładając wodę.</li>
</ol>
3. Pomiar VEP
UWAGA: Cały proces pomiaru VEP odbywał się w ciemnej klatce Faradaya (szerokość, głębokość × × wysokość: 61 × 61 × 60 cm).
<ol>
	<li>Zamontuj głowę myszy na ramie stereotaktycznej, umieszczając nauszniki w kanałach słuchowych myszy i dokręcając je precyzyjnie na miejscu.</li>
	<li>Zamontuj czujnik w specjalnie wykonanym uchwycie elektrody (<silna klasa = "xfig" > Rysunek 1b) i przymocuj uchwyt czujnika do ramy stereotaktycznej, jak pokazano na <silna klasa = "xfig"> Rysunek 1d.</li>
	<li>Zlokalizuj elastyczny czujnik EEG, biorąc pod uwagę zarówno pozycję elektrody referencyjnej, jak i pozycję bregma27. Następnie bardzo ostrożnie opuść czujnik w kierunku pionowym, tak aby tłoki elektrod z układem stykały się równomiernie ze skórą głowy myszy na zakrzywionym marginesie. 
	UWAGA: Dolna odległość jest mniejsza niż 1 mm, co jest regulowaną długością tłoka.</li>
	<li>Sprawdź, czy impedancje mieszczą się w odpowiednim zakresie od 100 kΩ do 2 MΩ. Zmień położenie elektrody, gdy dowolna wartość impedancji pinu wykracza poza zakres28.</li>
	<li>Umieść fotostymulator w odległości 20 cm od oczu myszy.</li>
	<li>Przed rozpoczęciem eksperymentu dostosuj mysz na 10 minut w ciemnej klatce, aby uzyskać ciemną adaptację wizualną.
	<ol>
		<li>Ustaw parametry urządzeń eksperymentalnych w następujący sposób: Częstotliwość próbkowania: 500 Hz; Filtrowanie wycinania: 60 Hz; Interwał między bodźcami: 10 s; Czas trwania błysku: 10 ms; Liczba bodźców błyskowych: 100 prób/uczestnika. 
		UWAGA: Lampa błyskowa to białe oświetlenie LED o natężeniu 550 ± 20% natężenia ruchu w odległości 20 cm.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
4. Procedury przetwarzania sygnału odpowiedzi VEP
<ol>
	<li>Epoka
	<ol>
		<li>Aby uzyskać ciągły pomiar danych szeregowych, wyodrębnij każdą epokę, aby utworzyć segmenty VEP pojedynczej próby od okresu przed bodźcem (-300 ms) do okresu po bodźcu (600 ms), w oparciu o początek bodźca błyskawicznego. 
		UWAGA: Ponieważ wielokrotnie przeprowadzamy stymulację błyskową w ponad 100 próbach dla każdego badanego, na tym etapie wyodrębnianych jest łącznie 100 epok VEP dla każdej myszy. Epoka EEG to proces, w którym określone okna czasowe są wyodrębniane z danych sygnału EEG mierzonych w sposób ciągły.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Ponowne odniesienie (odniesienie średnie)
	<ol>
		<li>Oblicz średnią sygnałów EEG ze wszystkich czternastu kanałów elektrod w każdym punkcie czasowym, a następnie odejmij uśrednioną wartość z każdego kanału. Powtórz tę procedurę dla wszystkich epok VEP.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Wykonaj filtrowanie pasmowo-przepustowe sygnału od ~1 do 100 Hz za pomocą filtra o skończonej odpowiedzi impulsowej (FIR).</li>
	<li>Korekta linii bazowej
	<ol>
		<li>Oblicz średnią sygnałów EEG w okresie przed bodźcem (okres podstawowy, -300 ~ 0 ms) dla każdego kanału, a następnie odejmij tę średnią od każdego punktu w przebiegu (-300 ~ 600 ms). Dostosowuje to oś amplitudy odpowiedzi VEP, aby ułatwić obserwację zmian fal mózgowych po stymulacji. Powtórz ten krok dla wszystkich epok VEP.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Odpowiedzi na Grand VEP
	<ol>
		<li>Uśrednij epoki VEP z jednej próby, aby utworzyć uśrednione przebiegi VEP dla każdego kanału. Następnie oblicz średnią ogólną odpowiedzi VEP dla każdego kanału w odniesieniu do wszystkich badanych.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>

<ol><li>Alzheimer's Association. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Alzheimer%27s+disease+facts+and+figures%5BTitle%5D)+AND+%22Alzheimers+Dement%22%5BJournal%5D)">Alzheimer's disease facts and figures.</a> Alzheimers Dement. 12 (4), 459-509 (2016).</li>
<li>Birbeck, G. L., Meyer, A. C., Ogunniyi, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Nervous+system+disorders+across+the+life+course+in+resource-limited+settings%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">Nervous system disorders across the life course in resource-limited settings.</a> Nature. 527 (7578), S167-S171 (2015).</li>
<li>World Health Organization. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=%22Neurological+disorders%3A+public+health+challenges%22">Neurological disorders: public health challenges</a>. , World Health Organization. (2006).</li>
<li>Meyer, U., Feldon, J., Dammann, O. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Schizophrenia+and+Autism%3A+Both+Shared+and+Disorder-Specific+Pathogenesis+Via+Perinatal+Inflammation%3F%5BTitle%5D)+AND+%22Pediatr+Res%22%5BJournal%5D)">Schizophrenia and Autism: Both Shared and Disorder-Specific Pathogenesis Via Perinatal Inflammation?</a> Pediatr Res. 69 (5), 26r-33r (2011).</li>
<li>Freedman, L. P., Cockburn, I. M., Simcoe, T. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+Economics+of+Reproducibility+in+Preclinical+Research%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+Biol%22%5BJournal%5D)">The Economics of Reproducibility in Preclinical Research.</a> PLoS Biol. 13 (6), e1002165(2015).</li>
<li>Cummings, J. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Alzheimer%27s+disease+drug+development%3A+translational+neuroscience+strategies%5BTitle%5D)+AND+%22CNS+Spectr%22%5BJournal%5D)">Alzheimer's disease drug development: translational neuroscience strategies.</a> CNS Spectr. 18 (3), 128-138 (2013).</li>
<li>Roelfsema, P. R., Treue, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Basic+neuroscience+research+with+nonhuman+primates%3A+a+small+but+indispensable+component+of+biomedical+research%5BTitle%5D)+AND+%22Neuron%22%5BJournal%5D)">Basic neuroscience research with nonhuman primates: a small but indispensable component of biomedical research.</a> Neuron. 82 (6), 1200-1204 (2014).</li>
<li>Wu, C., Wais, M., Sheppy, E., del Campo, M., Zhang, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+glue-based%2C+screw-free+method+for+implantation+of+intra-cranial+electrodes+in+young+mice%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurosci+Methods%22%5BJournal%5D)">A glue-based, screw-free method for implantation of intra-cranial electrodes in young mice.</a> J Neurosci Methods. 171 (1), 126-131 (2008).</li>
<li>Yu, F. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Reduced+sodium+current+in+GABAergic+interneurons+in+a+mouse+model+of+severe+myoclonic+epilepsy+in+infancy%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Reduced sodium current in GABAergic interneurons in a mouse model of severe myoclonic epilepsy in infancy.</a> Nat Neurosci. 9 (9), 1142-1149 (2006).</li>
<li>Parmentier, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Anatomical%2C+physiological%2C+and+pharmacological+characteristics+of+histidine+decarboxylase+knock-out+mice%3A+evidence+for+the+role+of+brain+histamine+in+behavioral+and+sleep-wake+control%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Anatomical, physiological, and pharmacological characteristics of histidine decarboxylase knock-out mice: evidence for the role of brain histamine in behavioral and sleep-wake control.</a> J Neurosci. 22 (17), 7695-7711 (2002).</li>
<li>Handforth, A., Delorey, T. M., Homanics, G. E., Olsen, R. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Pharmacologic+evidence+for+abnormal+thalamocortical+functioning+in+GABA+receptor+beta3+subunit-deficient+mice%2C+a+model+of+Angelman+syndrome%5BTitle%5D)+AND+%22Epilepsia%22%5BJournal%5D)">Pharmacologic evidence for abnormal thalamocortical functioning in GABA receptor beta3 subunit-deficient mice, a model of Angelman syndrome.</a> Epilepsia. 46 (12), 1860-1870 (2005).</li>
<li>Wu, C., Wais, M., Zahid, T., Wan, Q., Zhang, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((An+improved+screw-free+method+for+electrode+implantation+and+intracranial+electroencephalographic+recordings+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Behav+Res+Methods%22%5BJournal%5D)">An improved screw-free method for electrode implantation and intracranial electroencephalographic recordings in mice.</a> Behav Res Methods. 41 (3), 736-741 (2009).</li>
<li>Garner, J. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+Significance+of+Meaning%3A+Why+Do+Over+90%25+of+Behavioral+Neuroscience+Results+Fail+to+Translate+to+Humans%2C+and+What+Can+We+Do+to+Fix+It%3F%5BTitle%5D)+AND+%22Ilar+Journal%22%5BJournal%5D)">The Significance of Meaning: Why Do Over 90% of Behavioral Neuroscience Results Fail to Translate to Humans, and What Can We Do to Fix It?</a> Ilar Journal. 55 (3), 438-456 (2014).</li>
<li>Naylor, E., Harmon, H., Gabbert, S., Johnson, D. <a target="_blank" href="https://www.researchgate.net/publication/284389282_Automated_sleep_deprivation_simulated_gentle_handling_using_a_yoked_control">Automated sleep deprivation: simulated gentle handling using a yoked control.</a> Sleep. 12 (1), 5-12 (2010).</li>
<li>Naylor, E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Simultaneous+real-time+measurement+of+EEG%2FEMG+and+L-glutamate+in+mice%3A+A+biosensor+study+of+neuronal+activity+during+sleep%5BTitle%5D)+AND+%22J+Electroanal+Chem+%28Lausanne%29%22%5BJournal%5D)">Simultaneous real-time measurement of EEG/EMG and L-glutamate in mice: A biosensor study of neuronal activity during sleep.</a> J Electroanal Chem (Lausanne). 656 (1-2), 106-113 (2011).</li>
<li>Naylor, E., et al. Molecules in Neuroscience. Proceedings of the 13th International Conference on In Vivo Methods, , 12-16 (2010).</li>
<li>Choi, J. H., et al. A flexible microelectrode for mouse EEG. Conf Proc IEEE Eng Med Biol Soc, , 1600-1603 (2009).</li>
<li>Choi, J. H., Koch, K. P., Poppendieck, W., Lee, M., Shin, H. S. High resolution electroencephalography in freely moving mice. J Neurophysiol. 104 (3), 1825-1834 (2010).</li>
<li>Lee, M., Shin, H. S., Choi, J. H. Simultaneous recording of brain activity and functional connectivity in the mouse brain. Conf Proc IEEE Eng Med Biol Soc, , 2934-2936 (2009).</li>
<li>Lee, M., Kim, D., Shin, H. S., Sung, H. G., Choi, J. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((High-density+EEG+recordings+of+the+freely+moving+mice+using+polyimide-based+microelectrode%5BTitle%5D)+AND+%22JoVE-J+Vis+Exp%22%5BJournal%5D)">High-density EEG recordings of the freely moving mice using polyimide-based microelectrode.</a> JoVE-J Vis Exp. (47), e2562(2011).</li>
<li>Mégevand, P., Quairiaux, C., Lascano, A. M., Kiss, J. Z., Michel, C. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+mouse+model+for+studying+large-scale+neuronal+networks+using+EEG+mapping+techniques%5BTitle%5D)+AND+%22Neuroimage%22%5BJournal%5D)">A mouse model for studying large-scale neuronal networks using EEG mapping techniques.</a> Neuroimage. 42 (2), 591-602 (2008).</li>
<li>Megevand, P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Long-term+plasticity+in+mouse+sensorimotor+circuits+after+rhythmic+whisker+stimulation%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Long-term plasticity in mouse sensorimotor circuits after rhythmic whisker stimulation.</a> J Neurosci. 29 (16), 5326-5335 (2009).</li>
<li>Troncoso, E., Muller, D., Czellar, S., Zoltan Kiss, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Epicranial+sensory+evoked+potential+recordings+for+repeated+assessment+of+cortical+functions+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurosci+Methods%22%5BJournal%5D)">Epicranial sensory evoked potential recordings for repeated assessment of cortical functions in mice.</a> J Neurosci Methods. 97 (1), 51-58 (2000).</li>
<li>Bauschatz, J. D., Guido, V. E., Marden, C. C., Davisson, M. T., Donahue, L. R. Preliminary skull characterization and comparison of C57BL/6J, C3H/heSnJ, BALB/cByJ and DBA/2J inbred mice. , 
 <a target="_blank" href="http://craniofacial.jax.org/characteristics.html ">http://craniofacial.jax.org/characteristics.html </a> (2014).</li>
<li>Keith, B., Franklin, G. P., Paxinos, G. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aKeith%2C+B+%22The+mouse+brain+in+stereotaxic+coordinates%22">The mouse brain in stereotaxic coordinates</a>. , Academic. California. (2008).</li>
<li>Kawakami, M., Yamamura, K. I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cranial+bone+morphometric+study+among+mouse+strains%5BTitle%5D)+AND+%22Bmc+Evol+Biol%22%5BJournal%5D)">Cranial bone morphometric study among mouse strains.</a> Bmc Evol Biol. 8, (2008).</li>
<li>Strain, G. M., Tedford, B. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Flash+and+pattern+reversal+visual+evoked+potentials+in+C57BL%2F6J+and+B6CBAF1%2FJ+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Brain+Res+Bull%22%5BJournal%5D)">Flash and pattern reversal visual evoked potentials in C57BL/6J and B6CBAF1/J mice.</a> Brain Res Bull. 32 (1), 57-63 (1993).</li>
<li>Schalk, G., McFarland, D. J., Hinterberger, T., Birbaumer, N., Wolpaw, J. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((BCI2000%3A+A+general-purpose%2C+brain-computer+interface+%28BCI%29+system%5BTitle%5D)+AND+%22Ieee+Transactions+on+Biomedical+Engineering%22%5BJournal%5D)">BCI2000: A general-purpose, brain-computer interface (BCI) system.</a> Ieee Transactions on Biomedical Engineering. 51 (6), 1034-1043 (2004).</li>
<li>Kim, D., Yeon, C., Kim, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Development+and+Experimental+Validation+of+a+Dry+Non-Invasive+Multi-Channel+Mouse+Scalp+EEG+Sensor+through+Visual+Evoked+Potential+Recordings%5BTitle%5D)+AND+%22Sensors%22%5BJournal%5D)">Development and Experimental Validation of a Dry Non-Invasive Multi-Channel Mouse Scalp EEG Sensor through Visual Evoked Potential Recordings.</a> Sensors. 17 (2), 326(2017).</li>
<li>Yeon, C., Kim, D., Kim, K., Chung, E. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aYeon%2C+C+%22SENSORS%2C+2014+IEEE%22">SENSORS, 2014 IEEE</a>. , IEEE. 519-522 (2014).</li>
<li>Kim, D., Yeon, C., Chung, E., Kim, K. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aKim%2C+D+%22SENSORS%2C+2015+IEEE%22">SENSORS, 2015 IEEE</a>. , IEEE. 1-4 (2015).</li>
<li>Lin, C. T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Novel+dry+polymer+foam+electrodes+for+long-term+EEG+measurement%5BTitle%5D)+AND+%22IEEE+Trans+Biomed+Eng%22%5BJournal%5D)">Novel dry polymer foam electrodes for long-term EEG measurement.</a> IEEE Trans Biomed Eng. 58 (5), 1200-1207 (2011).</li>
<li>Lopez-Gordo, M. A., Sanchez-Morillo, D., Pelayo Valle, F. <a target="_blank" href="https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pmc/articles/PMC4168519/">Dry EEG electrodes.</a> Sensors (Basel). 14 (7), 12847-12870 (2014).</li>
<li>Fang, Q., Bedi, R., Ahmed, B., Cosic, I. Engineering in Medicine and Biology Society, 2004. IEMBS'04. 26th Annual International Conference of the IEEE. 2995-2998 IEEE, , 2995-2998 (2004).</li>
<li>Maffei, L., Fiorentini, A., Bisti, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Neural+correlate+of+perceptual+adaptation+to+gratings%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">Neural correlate of perceptual adaptation to gratings.</a> Science. 182 (4116), 1036-1038 (1973).</li>
<li>Ernst, M., Lee, M. H., Dworkin, B., Zaretsky, H. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Pain+perception+decrement+produced+through+repeated+stimulation%5BTitle%5D)+AND+%22Pain%22%5BJournal%5D)">Pain perception decrement produced through repeated stimulation.</a> Pain. 26 (2), 221-231 (1986).</li>
</ol>

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

W pierwszej kolejności skupiliśmy się na konstrukcji czujnika, stawiając na praktyczność poprzez zminimalizowanie skomplikowanych procedur chirurgicznych. Odkształcalny czujnik EEG składa się z szesnastu pinów: czternastu do rejestracji, jednego do masy i ostatniego do elektrod odniesienia. Każda elektroda ma strukturę tłoka, sprężyny i cylindra, która nadaje odkształcalność powierzchni styku elektrody, dzięki czemu ułatwiają one równomierne i stabilne pozyskiwanie sygnału z zakrzywionej i delikatnej skóry głowy myszy. B...

Ponieważ liczba pacjentów z starczymi chorobami zwyrodnieniowymi mózgu, takimi jak demencja, choroba Alzheimera, zespoły Parkinsona i udar mózgu, wzrosła wraz ze starzeniem się populacji i wzrostem średniej długości życia, długoterminowe obciążenie społeczne tymi chorobami również wzrosło1,2,3. Ponadto większości chorób neurorozwojowych, takich jak schizofrenia i autyzm, towarzyszą zaburzenia poznawcze i behawioralne, które wpływają na całe życie pacjenta2,3,4. Z tego powodu naukowcy starają się poprawić diagnostykę, profilaktykę, zrozumienie patologii, długoterminową obserwację i leczenie chorób mózgu. Pozostają jednak problemy wynikające ze złożoności mózgu i nieujawnionych patologii chorobowych. Badania translacyjne mogą być obiecującym narzędziem do identyfikowania rozwiązań, ponieważ umożliwiają transfer badań podstawowych do zastosowań klinicznych w krótszym czasie, przy niższych kosztach i z wyższym wskaźnikiem sukcesu w dziedzinach neuronauki5,6,7. Innym celem badań translacyjnych jest zbadanie możliwości zastosowania u ludzi, co wymaga nieinwazyjnych podejść eksperymentalnych na zwierzętach, które umożliwiają porównania z tą samą metodą u ludzi. Warunki te doprowadziły do powstania kilku istotnych potrzeb w zakresie opracowania nieinwazyjnych metod przygotowania zwierząt. Jedną z metod jest elektroencefalografia (EEG), która ujawnia dwuwymiarowe połączenia i aktywność kory mózgowej z wysoką rozdzielczością czasową i która korzysta z nieinwazyjnego protokołu. Rejestracja potencjału związanego ze zdarzeniami (ERP) jest jednym z typowych paradygmatów eksperymentalnych wykorzystujących EEG.
Wiele poprzednich badań wykorzystywało nieinwazyjne metody EEG do kierowania do ludzi, podczas gdy metody inwazyjne, takie jak implantów i elektrody typu biegunowego, były używane w badaniach na zwierzętach8,9,10,11,12. Jakość sygnału i charakterystyka tych metod są w znacznym stopniu uzależnione od inwazyjności umieszczenia czujnika. Aby badania translacyjne zakończyły się sukcesem, Garner położył nacisk na stosowanie tych samych warunków do badań na zwierzętach, co do badań na ludziach13. W przypadku podstawowych badań na zwierzętach nieinwazyjne metodologie EEG nie są jednak powszechne. Nowatorskie podejście wykorzystujące nieinwazyjny system czujników EEG skóry głowy, skupiający się na myszach laboratoryjnych, byłoby niezawodnym i wydajnym narzędziem do badań translacyjnych, które można zastosować również do nieinwazyjnych paradygmatów dla ludzi.
Liczne badania EEG na myszach utorowały drogę do komercjalizacji wielokanałowych elektrod opartych na płytce drukowanej (PCB)14,15,16. Chociaż przyjęli metodę inwazyjną, mieli ograniczoną liczbę kanałów (3-8), co utrudniało obserwację dynamiki mózgu na dużą skalę. Ponadto zastosowania mogą być ograniczone ze względu na ich inwazyjność i wysokie koszty. W innym badaniu KIST (Korea Institute of Science and Technology) opracował 40-kanałową elektrodę cienkowarstwową na bazie poliimidu i przymocował ją do czaszki myszy 17,18,19,20. W tej pracy uzyskano największą liczbę kanałów EEG myszy. Był jednak słaby mechanicznie i niełatwy do ponownego użycia; W związku z tym nie nadawało się do długotrwałych obserwacji, co prowadziło do osłabienia sygnału, być może spowodowanego reakcją immunologiczną. W międzyczasie Troncoso i Mégevand uzyskali sensoryczny potencjał wywołany (SEP) na czaszkach gryzoni za pomocą trzydziestu dwóch elektrod ze stali nierdzewnej zabezpieczonych perforowaną siatką z poli(metakrylanu metylu) (PMMA, szkło akrylowe)21,22,23. Pomimo wysokiej jakości sygnału, elektrody były mechanicznie elastyczne i delikatne; W związku z tym miały trudności z zastosowaniem ich w wielu eksperymentach. Ponadto metoda ta była nadal mało inwazyjna. Chociaż metody te zapewniają dobrą jakość sygnału, powierzchnia czaszki myszy jest ograniczona, dlatego liczba elektrod jest ograniczona za pomocą elektrody ze stali nierdzewnej. Wiele wcześniejszych badań EEG na myszach wykazało kilka ograniczeń. W tym badaniu pokażemy nową metodę pomiaru EEG mającą zastosowanie w przedklinicznych badaniach translacyjnych z wykorzystaniem nieinwazyjnego czujnika wielokanałowego typu suchego.
Aby przezwyciężyć ograniczenia poprzednich metodologii EEG dla zwierząt, które obejmowały wewnętrzną złożoność przygotowania zwierząt, inwazyjność, wysokie koszty, marnotrawstwo i słabą wytrzymałość mechaniczną, staraliśmy się opracować nową elektrodę, która wykazuje elastyczność, status suchego typu, możliwości wielokanałowe, nieinwazyjność i możliwość ponownego użycia. W poniższym protokole opiszemy proces pomiaru zapisów wizualnego potencjału wywołanego (VEP) na skórze głowy myszy za pomocą suchego, nieinwazyjnego, wielokanałowego sensora EEG. Metoda ta wykorzystuje łatwo dostępne zasoby, obniżając w ten sposób barierę wejścia do eksperymentów na zwierzętach w dziedzinie inżynierii biomedycznej.

<table><tbody><tr><td>Ketamina 50 Inj. (Fiolka)</td><td>Yuhan-Ketamina</td><td></td> <td>HCl 57,68 mg</td></tr><tr><td>Zoletil 50 Inj.</td><td>Virbac-Tiletamina</td><td></td> <td>125 mg / Zolazepam 125 mg</td></tr><tr><td>Rompun 2% Inj.</td><td>BAYER-Chlorowodorek</td><td></td> <td>ksylazyny 23,32 mg/ml</td></tr><tr><td>Hycell roztwór 2%</td><td></td>Samil-hydroksypropylometyloceluloza <td></td><td>20 mg</td></tr><tr><td>Puralube Vet Maść 3,5 mg</td><td>Pharmaderm-roztwór</td><td></td><td></td></tr> <tr><td>soli fizjologicznej Inj.</td><td>&nbsp; JW Pharmaceutical&nbsp;</td><td>-</td><td>NaCl 9 g/1000 ml</td></tr><tr><td>Veet Krem do depilacji &ndash; Nogi & Ciało - Skóra wrażliwa</td><td>Reckitt Benckiser-depilatory</td><td></td><td></td></tr> <tr><td>Skins - Chirurgiczny marker do skóry</td><td>Surgmed</td><td>S-3000</td><td>STERYLNY - Marker Multi-Tip z linijką i zestawem etykiet</td></tr><tr><td>Mikroszpatułki ze stali nierdzewnej</td><td>HEATHROW SCIENTIFIC</td><td>HS15907</td><td>&nbsp; Jeden okrągły płaski koniec, 2L x 5/16W</td></tr> <tr><td>"cotton swap</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Stereotaktyczny, Desktop Digi Pojedynczy</td><td>adapter myszy RWD Life Science</td><td>68025</td><td></td></tr><tr><td></td><td>RWD Life Science</td><td>68010</td><td></td></tr><tr><td>Pasek do uszu myszy bez pęknięcia</td><td>RWD Life Science</td><td>68306</td><td></td></tr><tr><td>Mitsar-EEG 202-24&nbsp;</td><td>Wzmacniacz MITSAR</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Oprogramowanie do akwizycji EEGStudio</td><td>Stymulator błysku MITSAR</td><td></td><td></td></tr><tr><td>White&nbsp;</td><td>MITSAR</td><td>MITSAR Stymulator</td><td></td>błysku</tr><tr><td>BCI2000 oprogramowanie</td><td>Schalk lab</td><td></td><td></td></tr><tr><td>g.USBamp</td><td>g.tec</td><td>0216</td><td></td></tr><tr><td>g.Power-g.USBamp</td><td>g.tec</td><td>0247</td><td></td></tr><tr><td>&nbsp; Złącze dotykowe w stylu 441 z prostym korpusem</td><td>PlasticsOne</td><td>441000PSW080001</td><td>441 - 000 PSW 80" (CZARNE)</td></tr> <tr><td>Standardowa sonda</td><td>LEENO</td><td>SK100CSW</td><td>http://www.globalinterpark.com/detail/detail?prdNo=2114277241&dispNo=001851006012</td></tr><tr><td>Precyzyjne obrabiarki do grawerowania</td><td>TINYROBO</td><td>TinyCNC-6060C</td><td></td></tr><tr><td>Podgrzewacz</td><td>3M</td><td>FP301</td><td></td></tr></tbody></table>

wizualne zapisy potencjału wywołanego u myszy za pomocą suchego, nieinwazyjnego wielokanałowego czujnika eeg skóry głowy

Visual Evoked Potential Recordings in Mice Using a Dry Non-invasive Multi-channel Scalp EEG Sensor

Dla środowisk badawczych EEG skóry głowy z udziałem myszy laboratoryjnych, zaprojektowaliśmy 16-kanałowy czujnik EEG typu suchego, który jest nieinwazyjny, odkształcalny i wielokrotnego użytku ze względu na strukturę tłoka, sprężyny i lufy oraz wytrzymałość mechaniczną wynikającą z materiałów metalowych. Cały proces uzyskiwania odpowiedzi VEP in vivo od myszy składa się z czterech etapów: (1) montażu czujnika, (2) przygotowania zwierząt, (3) pomiaru VEP i (4) przetwarzania sygnału. W artykule przedstawiono reprezentatywne pomiary odpowiedzi VEP od wielu myszy z rozdzielczością sygnału submikronapięciowego i rozdzielczością czasową poniżej stu milisekund. Chociaż proponowana metoda jest bezpieczniejsza i wygodniejsza w porównaniu z innymi wcześniej opisanymi metodami pozyskiwania EEG u zwierząt, nadal istnieją problemy, w tym jak zwiększyć stosunek sygnału do szumu i jak zastosować tę technikę w przypadku swobodnie poruszających się zwierząt. Proponowana metoda wykorzystuje łatwo dostępne zasoby i wykazuje powtarzalną odpowiedź VEP z zadowalającą jakością sygnału. W związku z tym metoda ta może być wykorzystana do podłużnych badań eksperymentalnych i wiarygodnych badań translacyjnych wykorzystujących nieinwazyjne paradygmaty.

Obliczono średnią zespołową odpowiedzi VEP od jedenastu myszy, zgodnie z Rysunkiem 2. Wynik ten przedstawia odpowiedzi VEP uzyskane w tym eksperymencie od okresu przedstymulacyjnego (-300 ms) do okresu postymulacyjnego (600 ms), przy założeniu, że stymulacja następuje w czasie 0 s. Zauważalna jest fluktuacja sygnału jedynie przez krótki czas (mniej niż 300 ms) po stymulacji, podczas gdy sygnał stopniowo stabilizuje się w czasie w trakcie okresu postymulacyjne...

Zaprojektowaliśmy 16-kanałowy czujnik EEG typu suchego, który jest nieinwazyjny, odkształcalny i wielokrotnego użytku. W artykule opisano cały proces od wytworzenia proponowanej elektrody EEG do przetwarzania sygnałów wizualnego potencjału wywołanego (VEP) mierzonych na skórze głowy myszy za pomocą suchego, nieinwazyjnego wielokanałowego czujnika EEG.

Wizualne zapisy potencjału wywołanego u myszy za pomocą suchego, nieinwazyjnego wielokanałowego czujnika EEG skóry głowy

For scalp EEG research environments with laboratory mice, we designed a dry-type 16 channel EEG sensor which is non-invasive, deformable, and re-usable ...

Ogólnym celem tej procedury jest pomiar wizualnych potencjałów wywołanych na skórze głowy myszy za pomocą suchego, nieinwazyjnego i wielokanałowego czujnika EEG. Metoda ta może pomóc odpowiedzieć na szybkie pytania w dziedzinie przedklinicznych badań translacyjnych, aby przełamać lukę w sygnałach w nieinwazyjnych badaniach EEG między ludźmi a zwierzętami laboratoryjnymi. Główną zaletą tej techniki jest jej nieinwazyjność, co ułatwia zrozumienie EEG zwierząt.Ponadto zapewnia bezpieczne i wygodne środowisko eksperymentalne. Zacznij od przygotowania 16 pinów na jedną nieinwazyjną elektrodę. Wytnij dwa kawałki podłoża z włókna szklanego o wymiarach 15 milimetrów na 17 milimetrów.Następnie wykonaj 16 otworów o średnicy 1,2 milimetra za pomocą precyzyjnej maszyny do grawerowania. Następnie wywierć 16 otworów w płaskich podłożach zgodnie z koordynacją sondy, równomiernie w odstępie dwóch milimetrów. Ułóż dwa podłoża i nałóż jedną kroplę szybko działającego kleju klejącego między warstwy podłoża, aby utworzyć podwójną warstwę o grubości trzech milimetrów, podtrzymującą 16 stabilnych i równoległych elektrod podczas akwizycji sygnału.Następnie ręcznie zamontuj 16 elektrod na podłożu jedna po drugiej. i połącz końcową część nasadki lutowniczej każdej elektrody ze złączem odpornym na dotyk. Na koniec zakryj i ukryj odsłonięte połączenia rurką termokurczliwą do izolacji elektrycznej.Na znieczulonej myszy zacznij od nałożenia maści do oczu za pomocą bawełnianego wacika, aby rogówka była wilgotna. Usuń włosy wokół głowy i ramion za pomocą maszynki do strzyżenia włosów. Następnie rozprowadź dostępny w handlu krem do depilacji i trzymaj go w tym miejscu przez trzy do czterech minut.Na koniec usuń nałożoną depilację szpatułką, a następnie przetrzyj resztę wilgotnymi chusteczkami, kilkakrotnie nakładając wodę. Zacznij od zamontowania głowy myszy na ramie stereotaktycznej, umieszczając paski douszne w kanałach słuchowych myszy i dokręcając je na miejscu. Zamontuj czujnik w specjalnie wykonanym uchwycie elektrody.Następnie przymocuj uchwyt czujnika do ramy stereotaktycznej. Zlokalizuj elastyczną elektroencefalografię lub czujnik EEG, biorąc pod uwagę elektrodę odniesienia i pozycję bregma. Następnie ostrożnie opuść czujnik w kierunku pionowym, tak aby tłoki elektrod z układem stykały się równomiernie ze skórą głowy myszy na zakrzywionym brzegu.Sprawdź, czy impedancje mieszczą się w odpowiednim zakresie, od 100 kiloomów do dwóch megaomów. Zmień położenie elektrody, gdy jakakolwiek wartość impedancji wykracza poza zakres. Następnie umieść fotostymulator w odległości 20 centymetrów od oczu myszy.Ustaw parametry urządzeń eksperymentalnych tak, aby częstotliwość próbkowania wynosiła 500 Hz, filtrowanie wycinające wynosiło 60 Hz, interwał między bodźcami wynosił 10 sekund, czas trwania błysku wynosił 10 milisekund, a liczba bodźców błyskowych wynosiła 100 prób na badany. Na koniec, przed rozpoczęciem zapisów EEG, dostosuj mysz przez 10 minut do ciemnej klatki, aby uzyskać ciemną adaptację wizualną. Średnie wizualne reakcje wywołanego potencjału wskazują na minimalne fluktuacje sygnału po stymulacji, trwające mniej niż 300 milisekund.Sygnał stabilizuje się stabilnie w czasie w okresie po stymulacji. Co więcej, 14 kanałów można podzielić na kilka grup w oparciu o odpowiedzi VEP, ujawniając podobne morfologie i wzorce. Po opanowaniu tej techniki można ją ukończyć w ciągu godziny, jeśli zostanie wykonana prawidłowo.Podczas wykonywania tej procedury należy pamiętać o sprawdzeniu stanu znieczulenia zwierzęcia. Łącząc tę procedurę z innymi metodami, takimi jak stymulacja mózgu lub powierzchniowe zapisy elektrofizjologiczne, można wykonać w celu uzyskania odpowiedzi na dodatkowe pytania, takie jak optymalizacja parametrów stymulacji mózgu lub lokalizacja źródła. Po jej opracowaniu technika ta utorowała drogę naukowcom zajmującym się obszarami badań translacyjnych do łączenia badań podstawowych z badaniami ludzkiego mózgu z porównywalnymi, wiarygodnymi i skutecznymi badaniami bez inwazyjnego przygotowania chirurgicznego.Po obejrzeniu tego filmu powinieneś dobrze zrozumieć, jak mierzyć wizualne potencjały wywołane na skórze głowy myszy za pomocą nowej elektrody, która ma zalety elastyczności, stanu suchego, możliwości wielokanałowych, nieinwazyjności i możliwości ponownego użycia.

visual-evoked-potential-recordings-mice-using-dry-non-invasive-multi

Research

JoVE Journal

Neuroscience

Neuronauka

W niniejszym artykule opisano procedurę chirurgiczną oraz wskazówki dotyczące obsługi związane z implantacją ultrasciennej macierzy mikroelektrod na bazie poliimidu (PBM-array) na czaszkę myszy w celu rejestracji wysokiej gęstości encefalografii (EEG) w modelu mysim.

Rejestracja EEG o wysokiej gęstości u swobodnie poruszających się myszy z wykorzystaniem mikroelektrod na bazie poliamidu

Ten film demonstruje proces pomiaru wzrokowych potencjałów wywołanych lub VEP u przystosowanego do ciemności, znieczulonego szczura z wszczepionymi elektrodami czaszkowymi, które rejestrują sygnały elektryczne z kory wzrokowej mózgu w odpowiedzi na bodźce świetlne.

Rejestracja wizualnych potencjałów wywołanych za pomocą elektrod czaszkowych w modelu szczurzym

Ten protokół opisuje jednoczesny pomiar elektroretinogramu i wzrokowych potencjałów wywołanych u znieczulonych szczurów.

Jednoczesna rejestracja elektroretinografii i wzrokowych potencjałów wywołanych u znieczulonych szczurów

Pokazujemy chirurgiczne implanty i procedury rejestrujące do pomiaru wizualnych sygnałów elektrofizjologicznych z oka (elektroretinogram) i mózgu (wizualny potencjał wywołany) u przytomnych szczurów, co jest bardziej analogiczne do stanu ludzkiego, gdzie nagrania są prowadzone bez zakłóceń znieczulenia.

Implantacja i rejestracja bezprzewodowego elektroretinogramu i wizualnego potencjału wywołanego u świadomych szczurów

Instrukcje dotyczące taniego konstruowania i chirurgicznego wszczepiania myszom przewlekłego przezczaszkowego montażu elektroencefalograficznego o dużej gęstości są dostarczone. Opisano również techniki nagrywania, ekstrakcji i przetwarzania sygnału.

Akwizycja elektroencefalograficzna o dużej gęstości w modelu gryzoni przy użyciu tanich zasobów typu open source

Tutaj prezentujemy protokół do rejestrowania sygnałów biologicznych mózgu i serca u myszy za pomocą jednoczesnego wideo, elektroencefalografii (EEG) i elektrokardiografii (EKG). Opisano również metody analizy wynikowych zapisów EEG-EKG pod kątem napadów, mocy spektralnej EEG, funkcji serca i zmienności rytmu serca.

Jednoczesne monitorowanie wideo-EEG-EKG w celu identyfikacji dysfunkcji neurosercowej w mysich modelach padaczki

Ten artykuł opisuje protokół do manipulowania celami molekularnymi w korze mózgowej za pomocą wirusów związanych z adenowirusami oraz do monitorowania efektów tej manipulacji podczas czuwania i snu za pomocą zapisów elektrokortykograficznych.

Zapis elektrokortykograficzny obszarów kory mózgowej manipulowanych za pomocą wirusa związanego z adenowirusem skierowanym przeciwko kofilinie u myszy

Protokół opisuje metodologię zewnątrzkomórkowego zapisu w korze ruchowej (MC) w celu ujawnienia zewnątrzkomórkowych właściwości elektrofizjologicznych u swobodnie poruszających się świadomych myszy, a także analizę danych lokalnych potencjałów pola (LFP) i skoków, co jest przydatne do oceny aktywności neuronalnej sieci leżącej u podstaw interesujących zachowań.

Wielokanałowy zapis zewnątrzkomórkowy w swobodnie poruszających się myszach

Proponuje się tani system zapisu elektroencefalograficznego w połączeniu z cewką o rozmiarach milimetrowych do napędzania przezczaszkowej stymulacji magnetycznej mózgu myszy in vivo. Korzystając z konwencjonalnych elektrod śrubowych z niestandardowym, elastycznym podłożem z matrycą wieloelektrodową, można przeprowadzić zapis w wielu miejscach z mózgu myszy w odpowiedzi na przezczaszkową stymulację magnetyczną.

Niedrogi elektroencefalograficzny system zapisu w połączeniu z cewką o rozmiarach milimetrowych do przezczaszkowej stymulacji mózgu myszy in vivo

Protokół ten został opracowany, aby stworzyć niezawodny i łatwo dostępny system do rejestrowania swobodnie poruszającego się EEG gryzoni.

Opłacalny i minimalnie inwazyjny protokół do przewlekłej wielomiejscowej elektroencefalografii u swobodnie poruszających się myszy

Poznaj metodę pomiaru wizualnych potencjałów wywołanych u myszy za pomocą suchego, nieinwazyjnego czujnika EEG. Technika ta umożliwia stabilne rejestracje sygnałów bez konieczności przygotowania chirurgicznego.

Wizualne zapisy potencjału wywołanego u myszy za pomocą suchego, nieinwazyjnego wielokanałowego czujnika EEG skóry głowy

Przeglądaj więcej filmów