Name: Proliferacja i różnicowanie mysich komórek prekursorowych mieloidu 32D/G-CSF-R (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2018-02-21T14:00:00.000+00:00
Duration: 10 min 21 s
Description: Poznaj metody kultury mysich komórek prekursorowych mieloidu 32D/G-CSF-R, infekcji wirusowych oraz badań proliferacji i różnicowania. Ta technika pozwala badać rozwój komórek mieloidalnych i wpływ genów na ich wzrost.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Autorzy dziękują Prof. Ruud Delwel i Prof. Ivo Touw za dostarczenie nam linii komórkowej 32D/G-CSF-R, oraz Prof. Danielowi G. Tenenowi za dostarczenie nam linii komórkowej Bosc23. Praca ta była wspierana przez granty Agencji Grantowej Republiki Czeskiej (GACR 15-03796S i GACR 17-02177S) dla MA-J, wsparcie z Instytutu Genetyki Molekularnej Czeskiej Akademii Nauk (RVO 68378050) dla MA-J, stypendium GA UK (projekt nr 341015) z Uniwersytetu Karola w Pradze dla MK oraz stypendium GA UK (projekt nr 1278217) z Uniwersytetu Karola w Pradze dla PD.

UWAGA: Kroki opisujące rozszerzanie, różnicowanie i transdukcję komórek 32D/G-CSF-R są przedstawione poniżej.
1. Przygotowanie
<ol>
	<li>Przygotowanie podłoża
	<ol>
		<li>Przygotuj 250 ml pożywki hodowlanej: pożywki RPMI (Roswell Park Memorial Institute) 1640 uzupełnionej 10% inaktywowaną termicznie FBS (płodowa surowica bydlęca) i mysią IL-3 (10 ng / ml).
		<ol>
			<li>Alternatywnie użyj domowej roboty IL-3. Aby wyprodukować domowej roboty IL-3, przeprowadź transdukcję komórek HEK293 z wektorem eksprymującym IL-3 i zbierz IL-3 zawierający supernatant22. 
			UWAGA: Antybiotyki, takie jak penicylina G (100 j.m./ml), streptomycyna (100 μg/ml) i gentamycyna (40 μg/ml), mogą być stosowane do hodowli komórek na dowolnym etapie protokołu, chyba że określono inaczej.</li>
		</ol>
		</li>
		<li>Przygotuj 50 ml pożywki różnicującej: pożywki RPMI 1640 uzupełnionej 10% FBS i ludzkiego G-CSF (100 ng / ml). 
		UWAGA: (Ważne) Nie wszystkie partie surowicy obsługują różnicowanie komórek 32D/G-CSF-R. Przed rozpoczęciem eksperymentu przetestuj różne partie surowicy. Zaleca się przetestowanie co najmniej 4 różnych partii i wybranie optymalnej w oparciu o zdolność komórek 32D/G-CSF-R do różnicowania. Zobacz protokół różnicowania 32D/G-CSF-R poniżej.</li>
		<li>Przygotuj 10 ml pożywki zamrażającej: pożywka RPMI 1640 uzupełniona 40% FBS i 10% DMSO (dimetylosulfotlenek).</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Produkcja retrowirusa
	<ol>
		<li>Zawiesinę jednokomórkową komórek Bosc23 (6 × 106) umieścić na 16-centymetrowej szalce Petriego i hodować w 18 ml DMEM (Dulbecco's Modified Eagle's Medium) zawierającej 10% FBS, aż do momentu, gdy zlewność kultury osiągnie 80 % (24 h). 
		UWAGA: Komórki powinny rosnąć w monowarstwie i nie tworzyć grudek w hodowli. Zliczanie komórek można przeprowadzić przy użyciu różnych metod (dotyczy to pozostałych przedstawionych tutaj protokołów). W przypadku małej liczby próbek zaleca się ręczne liczenie pod mikroskopem przy użyciu komory Bürker. W takim przypadku użyj błękitu trypanowego, aby wykluczyć martwe komórki. Wymieszaj komórki 1:1 z 0,4% błękitem trypanowym w PBS. Do zliczania dużej liczby próbek można zastosować automatyczny licznik komórek.</li>
		<li>Połącz 40 μg konstruktu retrowirusowego (takiego jak MSCV), 20 μg pCL-Eco (wektor opakowania)23, 80 μl PEI (polietyleniminy) i 2 ml pożywki o obniżonej surowicy (np. Opti-MEM) (bez antybiotyków). Inkubować tę mieszaninę przez 20 minut w temperaturze pokojowej (RT).</li>
		<li>Ostrożnie zastąp pożywkę komórkową Bosc23 16 ml DMEM uzupełnionym 2% FBS. Przed użyciem podgrzej podłoże do temperatury 37 °C. 
		UWAGA: Nie używaj antybiotyków podczas transfekcji, ponieważ może to zmniejszyć skuteczność transfekcji.</li>
		<li>Dodać mieszaninę przygotowaną w ppkt 1.2.2. kroplami i ostrożnie do kultury Bosc23 i inkubować przez 4 godziny w temperaturze 37 °C. Ograniczyć inkubację do mniej niż 6 godzin ze względu na toksyczność PEI.</li>
		<li>Po inkubacji zmień pożywkę Bosc23 na 18 ml wstępnie podgrzanego DMEM zawierającego 10% FBS i hoduj komórki przez 48 godzin w temperaturze 37 °C. Umieść naczynia w laboratorium o poziomie bezpieczeństwa biologicznego 2, trzymaj się tutaj od tego kroku i postępuj zgodnie ze standardowymi procedurami bezpieczeństwa.</li>
		<li>Zebrać pożywkę Bosc23 (zawierającą ekotropowe cząstki retrowirusowe) za pomocą pipety serologicznej o pojemności 25 ml do stożkowej probówki o pojemności 50 ml i przechowywać w temperaturze 4 °C. 
		UWAGA: (Ważne) Skuteczność transfekcji powinna osiągnąć 90%, aby wytworzyć wirusa o wysokim mianie.</li>
		<li>Dodaj 18 ml wstępnie podgrzanego DMEM 10% FBS do komórek Bosc23 i hoduj przez 24 godziny.</li>
		<li>Powtórz krok 1.2.6. 
		UWAGA: Supernatanty retrowirusowe z ppkt 1.2.6 i 1.2.8 mogą być łączone po osiągnięciu tej samej temperatury (4 °C) w celu zachowania integralności wirusa.</li>
		<li>Aby uniknąć zanieczyszczenia Bosc23 supernatantami wirusowymi, należy wirować zebrany wirus w temperaturze 1500 × g przez 10 minut w temperaturze 4 °C. Podwielokrotność wirusa, zamrozić błyskawicznie przy użyciu suchego lodu lub ciekłego azotu i przechowywać w temperaturze -80 °C. Należy jednak pamiętać, że świeżo przygotowany wirus jest wyższej jakości pod względem skuteczności infekcji niż mrożone zapasy. 
		UWAGA: (Ważne) Unikaj powtarzającego się zamrażania/rozmrażania wirusa, ponieważ prowadzi to do degradacji wirusa.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Produkcja lentiwirusa
	<ol>
		<li>Zawiesinę jednokomórkową HEK293T (Ludzka zarodek nerki 293T) (6 × 106) umieścić na 16-centymetrowej szalce Petriego i hodować w 18 ml DMEM zawierającej 10% FBS, aż do momentu, gdy zlewność kultury osiągnie 80 % (24 godziny). 
		UWAGA: Komórki powinny rosnąć w monowarstwie i nie tworzyć grudek w hodowli.</li>
		<li>Połącz 15 μg konstruktu lentiwirusowego (takiego jak pGhU6), pakując plazmidy pCMVdR8.74 (kodujące dla gag/pol, 12 μg) i pMD2.VSVG (kodujące dla VSV-G, 1,4 μg), 85,2 μl PEI i 2 ml pożywki o obniżonej surowicy (bez antybiotyków). Inkubować tę mieszaninę przez 20 minut w temperaturze pokojowej.</li>
		<li>Ostrożnie zastąp HEK293T podłoże 16 ml DMEM uzupełnionym 2% FBS. Przed użyciem podgrzej podłoże do temperatury 37 °C. Nie należy stosować antybiotyków podczas transfekcji, ponieważ może to zmniejszyć skuteczność transfekcji.</li>
		<li>Mieszaninę przygotowaną w ppkt 1.3.2 należy ostrożnie wrzucić do hodowli komórek HEK293T i inkubować przez 4 godziny w temperaturze 37 °C. Ograniczyć czas inkubacji do 6 godzin, aby zapobiec toksyczności PEI.</li>
		<li>Zmień pożywkę na 18 ml wstępnie podgrzanego DMEM 10% FBS i hoduj komórki przez 48 godzin w temperaturze 37 °C. Umieść naczynia w laboratorium o poziomie bezpieczeństwa biologicznego 2, trzymaj się tego miejsca od tego kroku i postępuj zgodnie ze standardowymi procedurami bezpieczeństwa.</li>
		<li>Zebrać HEK293T pożywkę (zawierającą amfotropowe cząstki lentiwirusowe) za pomocą pipety serologicznej o pojemności 25 ml do stożkowej probówki o pojemności 50 ml i przechowywać w temperaturze 4 °C. 
		UWAGA: (Ważne) Skuteczność transfekcji powinna osiągnąć 90%, aby wytworzyć wirusa o wysokim mianie.</li>
		<li>Ostrożnie dodaj 18 ml wstępnie podgrzanego DMEM 10% FBS do HEK293T komórek. Uprawiać przez 24 h w temperaturze 37 °C.</li>
		<li>Powtórz krok 1.3.6. 
		UWAGA: Supernatanty lentiwirusowe z ppkt 1.3.6 i 1.3.8 mogą być łączone po osiągnięciu tej samej temperatury (4 °C) w celu zachowania integralności wirusa.</li>
		<li>Aby uniknąć zanieczyszczenia supernatantu wirusa komórkami HEK293T, należy wirować zebrany wirus w temperaturze 1500 × g przez 10 minut w temperaturze 4 °C. Podwielokrotność wirusa należy zamrozić błyskawicznie przy użyciu suchego lodu lub ciekłego azotu i przechowywać w temperaturze -80 °C. Należy jednak zauważyć, że świeżo przygotowany wirus jest wyższej jakości pod względem skuteczności infekcji niż mrożone zapasy. 
		UWAGA: (Ważne) Unikaj powtarzającego się zamrażania/rozmrażania wirusa, ponieważ prowadzi to do degradacji wirusa.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Miareczkowanie wirusa zawierającego reporter GFP
	<ol>
		<li>Zasiew 1 × 105 komórek NIH / 3T3 w 300 μL DMEM 10% FBS na dołek do płytki 24-dołkowej. 7 dołków zostanie użytych do mianowania jednego wirusa.</li>
		<li>Rozmrozić wirusa w temperaturze 37 °C i dodać 1, 5, 10, 50, 100 i 500 μl wirusa do kultur NIH/3T3. Nie należy dobrze dodawać żadnego wirusa do kontroli negatywnej. Hodować komórki w obecności wirusa przez 48 godzin w temperaturze 37 °C.</li>
		<li>Zbierz komórki NIH / 3T3 za pomocą 30 μl trypsyny / EDTA (kwas etylenodiaminotetraoctowy) (0,25% trypsyny, 0,01% EDTA w PBS) i umieść komórki w 250 μl PBS w probówce FACS (sortowanie komórek aktywowanych fluorescencją).</li>
		<li>Określ częstość komórek GFP+ za pomocą cytometrii przepływowej w każdej próbce24. Wyklucz martwe komórki przez dodanie barwnika żywotności, takiego jak Hoechst 33258.</li>
		<li>Oblicz całkowitą liczbę komórek GFP+ (na podstawie liczby posianych komórek i procentu komórek GFP+) i wykreśl je w stosunku do objętości wirusa użytego do infekcji. 
		UWAGA: (Ważne) Skuteczność infekcji osiąga plateau, gdy stosuje się duże dawki wirusa. Dlatego ważne jest, aby oszacować miano na podstawie stężeń wirusa, przy których występuje skuteczność infekcji w zakresie liniowym (przykład pokazany w tabeli 1). Liczba komórek GFP+ wskazuje liczbę funkcjonalnych cząstek wirusa (TU - jednostek transformujących) w danej objętości wirusa. Przelicz liczbę TU na ml.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Miareczkowanie wirusa zawierającego reporter puromycyny
	<ol>
		<li>Zasiew 5 × 104 komórek NIH / 3T3 w 3 ml DMEM 10% FBS na studzienkę w płytce 6-dołkowej; zastosuj 6 dołków do miana jednego wirusa. Hodowla przez noc w temperaturze 37 °C.</li>
		<li>Następnego dnia rozcieńczyć wirusa, jak wskazano w Tabeli 2. Aby rozcieńczyć wirusa, użyj wstępnie podgrzanego DMEM 10% FBS. Nie wirować.</li>
		<li>Usunąć pożywkę hodowlaną z komórek NIH/3T3 i dodać 1 ml rozcieńczonego wirusa.</li>
		<li>Inkubować przez noc w temperaturze 37 °C.</li>
		<li>Delikatnie zastąpić pożywkę zawierającą wirusa 2 ml wstępnie podgrzanego DMEM 10% FBS i inkubować przez noc w temperaturze 37 °C.</li>
		<li>Delikatnie zastąp pożywkę NIH/3T3 2 ml wstępnie podgrzanego DMEM 10% FBS zawierającego puromycynę (2 μg/ml).</li>
		<li>Hodowlę w temperaturze 37 °C i ostrożne odświeżanie pożywki puromycyną co 3 dni lub gdy podłoże zmieni kolor na żółty.</li>
		<li>Po 10-12 dniach od zakażenia odessać pożywkę z każdej studzienki i delikatnie przemyć PBS.</li>
		<li>Zabarwić 1 ml roztworu fioletu krystalicznego (0,5% fioletu krystalicznego w 20% etanolu idH2O), 2 minuty w temperaturze pokojowej i dwukrotnie dokładnie przemyć PBS.</li>
		<li>Policz niebieskie kolonie obecne w każdym dołku pod mikroskopem (powiększenie X4). W studzience kontroli ujemnej nie należy obserwować żadnych kolonii.</li>
		<li>Obliczyć całkowitą liczbę TU/ml, biorąc pod uwagę współczynnik rozcieńczenia.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
2. Rozbudowa i utrzymanie ogniw 32D/G-CSF-R
<ol>
	<li>Jeśli komórki 32D/G-CSF-R są zamrożone, pobrać podwielokrotność i rozmrozić komórki w łaźni wodnej o temperaturze 37 °C przez 1 minutę i wlać komórki z fiolki bezpośrednio do 10 ml wstępnie podgrzanej pożywki RPMI 1640 uzupełnionej 10% FBS w probówce o pojemności 15 ml. Odwróć probówkę 3 razy i odwiruj komórki do 400 × g. Usunąć supernatant i ponownie zawiesić komórki w pożywce hodowlanej zawierającej IL-3 w stężeniu 0,3 × 106 komórek/ml.</li>
	<li>Optymalne stężenie wzrostu komórek wynosi 0,25-0,5 × 106 komórek/ml. Dziel komórki co 2 dni, doprowadzając je do stężenia 0,1-0,2 × 106 komórek/ml. 
	UWAGA: (Ważne) Komórki 32D/G-CSF-R mogą częściowo utracić zdolność różnicowania się, jeśli są hodowane do stężeń wyższych niż 1 × 106 komórek/ml. Dlatego bardzo ważne jest, aby na czas podzielić ogniwa 32D/G-CSF-R.</li>
	<li>W razie potrzeby zamrozić i przechowywać podwielokrotności komórek przez długi czas w temperaturze -80 °C lub w ciekłym azocie. Odwiruj 3 × 106 komórek, usuń supernatant i ponownie zawieś w 1 ml pożywki do zamrażania. Umieścić probówkę w pojemniku do zamrażania w temperaturze -80 °C. W celu długotrwałego przechowywania należy przestawić komórki na ciekły azot.</li>
</ol>
3. Transdukcja komórek 32D/G-CSF-R
<ol>
	<li>Umieść komórki 32D/G-CSF-R na płytce 6-dołkowej w stężeniu 0,3 × 106 komórek/ml.</li>
	<li>Dodaj odpowiednią ilość wirusa, aby osiągnąć MOI (wielokrotność infekcji) między 10 a 40, 
	UWAGA: Wyższy MOI spowoduje zwiększony odsetek komórek GFP+, a także wyższy poziom ekspresji genu będącego przedmiotem zainteresowania. Przykład: Zainfekować 0,3 × 106 komórek o MOI równym 10; 3 × 106 TU będzie musiało zostać dodane do ogniw 32D/G-CSF-R.</li>
	<li>Dodać polibren do końcowego stężenia 8 μg/ml i inkubować przez 6 godzin w temperaturze 37 °C. Alternatywnie, przeprowadzić procedurę wirowania: odwirować przy 1200 × g przez 90 minut w temperaturze 30 °C na płytce do hodowli przy użyciu rotora kubełkowego i inkubować przez 3 godziny w temperaturze 37 °C.</li>
	<li>Zebrać komórki, przenieść do probówki o pojemności 15 ml i wirować z masą 450 × g przez 5 minut (4 °C).</li>
	<li>Odrzucić supernatant, ponownie zawiesić granulowane komórki w 6 ml pożywki hodowlanej, umieścić w kolbie do hodowli komórek T25 i przeprowadzić hodowlę w temperaturze 37 °C.</li>
	<li>48 godzin później zebrać komórki i wirować je w temperaturze 450 × g przez 5 minut (4 °C). Odrzucić supernatant.</li>
	<li>W przypadku reportera GFP: umieścić komórki w 500 μl PBS i posortować komórki GFP+ za pomocą sortera cytometrii przepływowej. W przypadku reportera puromycyny zawierającego wektor: umieścić komórki w pożywce hodowlanej zawierającej 2 μg/ml puromycyny.</li>
	<li>Rozwiń komórki zgodnie z potrzebami do dalszej analizy i eksperymentów. 
	UWAGA: (Opcjonalnie) Transdukowane komórki można zamrozić w pożywce zamrażającej w pojemniku do zamrażania w temperaturze -80 °C, a następnie przechowywać w ciekłym azocie.</li>
</ol>
4. Test proliferacji komórek 32D/G-CSF-R
<ol>
	<li>Aby ocenić szybkość proliferacji, umieścić 0,2 × 106 komórek w 1 ml pożywki hodowlanej i inkubować przez noc w temperaturze 37 °C.</li>
	<li>Następnego dnia policz liczbę komórek i rozcieńcz je z powrotem do stężenia 0,2 × 106 komórek/ml za pomocą pożywki hodowlanej. Inkubować przez noc w temperaturze 37 °C. Prowadzić zapis stężeń komórek i rozcieńczeń zastosowanych do kultur dziennych, korzystając z tabeli 3.</li>
	<li>Powtórz krok 4.2 przez tyle dni, ile wymaga ocena proliferacji. 
	UWAGA: Długość testów proliferacji będzie zależeć od wpływu genu będącego przedmiotem zainteresowania. W przypadku silnego fenotypu, 8-9 dni może wystarczyć, aby zaobserwować znaczący efekt (patrz <silna klasa="xfig">Rysunek 3A). Jednak w przypadku łagodnego fenotypu mogą być wymagane dłuższe okresy czasu.</li>
	<li>Oceń wzrost komórek, tworząc krzywą proliferacji, jak pokazano w Tabeli 3.</li>
</ol>
5. Test różnicowania komórek 32D/G-CSF-R
<ol>
	<li>Przemyć 0,2 × 106 komórek 32D/G-CSF-R dwukrotnie pożywką RPMI bez cytokin. 
	UWAGA: Etapy płukania przed dodaniem G-CSF do kultury są ważne, ponieważ obecność resztkowej IL-3 może hamować różnicowanie.</li>
	<li>Umieść komórki w 1 ml pożywki różnicującej (zawierającej 100 ng / ml G-CSF) w 24 dołkach / płytce, co daje stężenie komórek 0,2 × 106 komórek / ml (dzień 0). Hodowla przez noc w temperaturze 37 °C.</li>
	<li>Policz liczbę komórek/ml, jak wskazano powyżej (krok 1.2.1).</li>
	<li>Cytospin 2-5 ×10 4 komórki na szkiełku podstawowym (76 mm X 26 mm) za pomocą wirówki z niezbędnymi adapterami o masie 20 × g.</li>
	<li>Odśwież pożywkę różnicującą i płytki w stężeniu 0,2 × 105 komórek/ml na 24 dołkach/płytce (dzień 1). Wyrzuć starą płytkę i następnego dnia przejdź do kroku 5.6 z nową płytką.</li>
	<li>W dniach od 2 do 7 powtórz kroki od 5.3 do 5.5. Oceń proliferację komórek w obecności G-CSF zgodnie z opisem w kroku 4. 
	UWAGA: (Ważne) Podczas różnicowania proliferacja komórek zwalnia, dlatego po 3 do 4 dniach w obecności G-CSF jest on odpowiedni do hodowli komórek w wyższych stężeniach.</li>
	<li>Oceń stan różnicowania komórek 32D/G-CSF-R na podstawie morfologii komórki.
	<ol>
		<li>Utrwalić komórki z kroku 5.4 w metanolu przez 5 minut w temperaturze pokojowej i pozostawić szkiełka do wyschnięcia na powietrzu. 
		UWAGA: Slajdy od dnia 0 do 7 mogą być przechowywane w RT i naprawiane jednocześnie. Podobnie, mogą być również trzymane w RT przez dłuższy czas po utrwaleniu.</li>
		<li>Wybarwić ogniwa za pomocą barwienia May-Grünwald Giemsa zgodnie z protokołem producenta.</li>
		<li>Wizualizacja barwionych komórek za pomocą mikroskopu i powiększenia X40.</li>
		<li>Określ ilościowo liczbę blastów, pośrednio zróżnicowanych komórek i dojrzałych granulocytów, korzystając z ilustracyjnych zdjęć na <silna klasa="xfig">Rysunek 1 i opis w Tabeli 4.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Wybór modelu eksperymentalnego jest jednym z głównych zagadnień w badaniach. Chociaż uważa się, że pierwotne komórki zwierzęce i ludzkie dostarczają najbardziej istotnych biologicznie danych, modele te mogą wiązać się z problemami etycznymi i często wiążą się z kosztownymi i/lub wyrafinowanymi procedurami izolacji/hodowli. Komórki pierwotne mają ograniczoną liczbę i trudno jest nimi genetycznie manipulować. Ponadto komórki pierwotne reprezentują niejednorodną populację złożoną z różnych typów komórek, co może komplikować...

Populacja krwiotwórczych komórek macierzystych i progenitorowych dostarcza organizmowi wiele dojrzałych komórek, w tym komórek z linii szpikowej (neutrofile, eozynofile, bazofile i monocyty). Proces, który napędza produkcję komórek szpikowych z hematopoetycznych komórek macierzystych, jest znany jako mielopoeza, a odpowiednia produkcja dojrzałych komórek szpikowych w odpowiedzi na zmieniające się zapotrzebowanie jest warunkiem prawidłowego radzenia sobie organizmu z warunkami stresowymi, takimi jak infekcje i utrata krwi. Niewystarczająca produkcja dojrzałych komórek szpikowych może prowadzić do niezdolności do eliminacji patogenów, zmniejszonej krzepliwości krwi i innych stanów zagrażających życiu1,2. Ponadto zmiany w rozwoju linii szpikowej mogą być również związane z nowotworami hematologicznymi, takimi jak ostra białaczka szpikowa (AML)3. Zmiany w mielopoezie mogą wystąpić z różnych powodów, takich jak defekty w receptorach powierzchniowych komórek4, zmieniona ekspresja czynników transkrypcyjnych5, upośledzone szlaki sygnałowe6, mutacje powodujące powstawanie/aktywację onkogenów7, lub inaktywacja genów supresorowych nowotworów8. 
Opracowano różne metody badania rozwoju szpiku i oceny wpływu określonych zmian genetycznych w tym procesie. Typowe podejścia stosowane do badania mielopoezy obejmują komórki pierwotne i myszy transgeniczne. Chociaż modele te umożliwiają pozyskiwanie danych istotnych z biologicznego punktu widzenia, mają pewne ograniczenia. Użycie komórek pierwotnych wiąże się z ograniczoną liczbą komórek i ograniczonym okresem hodowli, co zawęża możliwości zmiany ekspresji genów i późniejszej analizy biologicznej lub biochemicznej. Myszy transgeniczne są kosztowne i wymagają rozsądnego stopnia uzasadnienia biologicznego. Ponadto praca z modelami in vivo zwiększa stopień złożoności zrozumienia roli genu będącego przedmiotem zainteresowania w danym procesie. W związku z tym potrzebne są alternatywne podejścia do obejścia tych ograniczeń. Linie komórkowe mają niezaprzeczalne zalety: (1) posiadają nieograniczoną zdolność proliferacji, która pozwala na wytworzenie wystarczającej ilości materiału do badań biochemicznych i biologicznych, (2) są podatne na manipulacje genetyczne (knockdown, knockout, nadekspresja), (3) koszt jest stosunkowo niski oraz (4) pozwalają na pewien stopień biologicznego uproszczenia wymagany w niektórych podejściach eksperymentalnych. 
Rodzicielska linia komórkowa 32D zależna od IL-3 (interleukiny-3) została założona w 1983 roku przez Greenbergera i współpracowników przez zakażenie komórek szpiku kostnego myszy C3H/HeJ wirusem białaczki mysiej Friend9. W literaturze opisano kilka klonów 32D: cl-239, cl-310 i cl-1011. Wykazano, że komórki 32D cl-3 proliferują w IL-3 i ulegają różnicowaniu neutrofilowemu po leczeniu czynnikiem stymulacji kolonii granulocytów (G-CSF)10. Wręcz przeciwnie, komórki 32D cl-10, choć zależne od IL-3, pierwotnie nie różnicowały się w odpowiedzi na leczenie G-CSF. W 1995 roku grupa dr Ivo Touw dokonała retrowirusowej transdukcji komórek 32D cl-10 z dzikimi i zmutowanymi formami receptora G-CSF (G-CSF-R), w celu zidentyfikowania funkcjonalnie ważnych regionów tego receptora11. Badanie to doprowadziło do wytworzenia komórek 32D/G-CSF-R, które są podobnie zależne od IL-3, ale w ciągu 6 do 10 dni po zastąpieniu IL-3 przez G-CSF, komórki przestają się namnażać i nieodwracalnie różnicują w dojrzałe neutrofile. Właściwości te sprawiają, że komórki 32D cl-3 i 32D/G-CSF-R są uproszczonymi modelami różnicowania mysich neutrofili, które mogą być modulowane przez dwa dobrze zdefiniowane czynniki wzrostu i różnicowania - IL-3 i G-CSF. W ciągu ostatnich dziesięcioleci wiele grup wykorzystało komórki 32D/G-CSF-R do badania roli poszczególnych genów w proliferacji i różnicowaniu komórek szpikowych w hodowli12,13,14,15,16, oraz do badania sygnalizacji G-CSF17,18. Co ważne, wyniki uzyskane przy użyciu tej linii komórkowej korelowały z danymi uzyskanymi z komórek pierwotnych i myszy transgenicznych16,19,20,21. W związku z tym uważamy, że komórki 32D/G-CSF-R, będące szeroko stosowanym i dobrze ugruntowanym modelem, stanowią cenny system do badania różnicowania szpiku, który może być stosowany równolegle z innymi podejściami zajmującymi się tym pytaniem. 
Tutaj przedstawione są szczegółowe protokoły opisujące postępowanie z linią komórkową 32D/G-CSF-R, które obejmują ekspansję, różnicowanie oraz ocenę proliferacji i różnicowania tych komórek. Podano szczegółowe informacje na temat modyfikacji genetycznej komórek 32D/G-CSF-R, zarówno metodą transdukcji retrowirusowej, jak i lentiwirusowej, a także protokoły miareczkowania wirusa. Ponadto przedstawiono kilka reprezentatywnych wyników, które pokazują potencjalne zastosowania ogniw 32D/G-CSF-R.

<table><tbody><tr><td>RPMI 1640 proszek</td><td>średni Merck, Kenilworth, NJ, USA</td><td>T 121-10</td><td>bez NaHCO3, z L-glutaminą</td></tr><tr><td>DMEM</td><td>Thermo Fisher Scientific, Waltham, MA, USA</td><td>15028</td><td></td></tr><tr><td>Opti-MEM I Zredukowana surowica Medium</td><td>Thermo Fisher Scientific, Waltham, MA, USA</td><td>31985-047</td><td>L-glutamina, fenol Red</td></tr><tr><td>Płodowa surowica bydlęca (FBS)</td><td>PAA Laboratories (GE Healthcare, Chicago, IL, USA)</td><td>MT35011CV</td><td>Do różnicowania komórek 32D/G-CSF-R</td></tr><tr><td>Surowica bydlęca płodu (FBS)</td><td>Thermo Fisher Scientific, Waltham, MA, USA</td><td>10270</td><td>Używany do hodowli komórek HEK293T, NIH3T3, BOSC23</td></tr><tr><td>Penicylina</td><td>Sigma-Aldrich (Merck, Kenilworth, NJ, USA)</td><td>P3032</td><td></td></tr><tr><td>Streptomycyna</td><td>Sigma-Aldrich (Merck, Kenilworth, NJ, USA)</td><td>S9137</td><td>Sól siarczanu streptomycyny w proszku</td></tr><tr><td>Gentamycyna</td><td>Sigma-Aldrich (Merck, Kenilworth, NJ, USA)</td><td>G1914</td><td></td></tr><tr><td>mysia IL-3</td><td>PeproTech, Rocky Hill, NJ, USA</td><td>213-13</td><td></td></tr><tr><td>człowiek G-CSF</td><td>PeproTech, Rocky Hill, NJ, USA</td><td>300-23</td><td></td></tr><tr><td>Polyethylenimine</td><td>Polyscience, Warrington, PA, USA</td><td>23966</td><td>Linear, MW 25,000 (PEI 25000)</td></tr><tr><td>Polybrene</td><td>Sigma-Aldrich (Merck, Kenilworth, NJ, Stany Zjednoczone)</td><td>H9268</td><td></td></tr><tr><td>Trypsyna</td><td>VWR Chemicals, Radnor, PA, USA</td><td>0458</td><td></td></tr><tr><td>EDTA</td><td>Sigma-Aldrich (Merck, Kenilworth, NJ, USA)</td><td>E5134</td><td></td></tr><tr><td>Fiolet krystaliczny</td><td>Sigma-Aldrich (Merck, Kenilworth, NJ, USA)</td><td>C0775</td><td></td></tr><tr><td>Błękit trypanowy</td><td>Sigma-Aldrich (Merck, Kenilworth, NJ, USA)</td><td>T6146</td><td></td></tr><tr><td>Dimetylosulfotlenek (DMSO)</td><td>Sigma-Aldrich (Merck, Kenilworth, NJ, Stany Zjednoczone)</td><td>D2650</td><td></td></tr><tr><td>May-Gr&uuml; nwald Giemsa</td><td>DiaPath, Martinengo, BG, Włochy</td><td>10802</td><td></td></tr></tbody></table>

proliferacja i różnicowanie mysich komórek prekursorowych mieloidu 32d/g-csf-r

Proliferation and Differentiation of Murine Myeloid Precursor 32D/G-CSF-R Cells

Zrozumienie biologii komórek macierzystych i progenitorowych ma ważne implikacje dla medycyny regeneracyjnej i leczenia patologii hematologicznych. Pomimo najistotniejszych danych, które można uzyskać za pomocą modeli in vivo lub hodowli pierwotnych, niska liczebność hematopoetycznych komórek macierzystych i progenitorowych znacznie ogranicza pulę odpowiednich technik do ich badania. W związku z tym wykorzystanie linii komórkowych pozwala na wystarczającą produkcję materiału biologicznego do wykonywania badań przesiewowych lub testów, które wymagają dużej liczby komórek. Poniżej przedstawiamy szczegółowy opis, odczyt i interpretację testów proliferacji i różnicowania, które są wykorzystywane do badania procesów związanych z mielopoezą i różnicowaniem neutrofilowym. Eksperymenty te wykorzystują zależną od cytokin mysią linię komórek szpikowych 32D / G-CSF-R, która posiada zdolność do proliferacji w obecności IL-3 i różnicowania się w G-CSF. Zapewniamy zoptymalizowane protokoły obsługi komórek 32D/G-CSF-R i omawiamy główne pułapki i wady, które mogą zagrozić opisanym testom i oczekiwanym wynikom. Dodatkowo artykuł ten zawiera protokoły wytwarzania, miareczkowania i transdukcji komórek 32D/G-CSF-R w lentiwirusach i retrowirusach. Wykazaliśmy, że manipulacja genetyczna tych komórek może być wykorzystana do skutecznego przeprowadzenia badań funkcjonalnych i molekularnych, które mogą uzupełnić wyniki uzyskane z pierwotnymi krwiotwórczymi komórkami macierzystymi i progenitorowymi lub modelami in vivo.

Proliferacja i różnicowanie komórek 32D/G-CSF-R
Aby ocenić proliferację komórek 32D/G-CSF-R w warunkach pro-proliferacyjnych i pro-różnicujących, komórki 32D/G-CSF-R hodowano odpowiednio w pożywkach zawierających IL-3 oraz G-CSF. Zaobserwowano, że komórki hodowane w pożywce z dodatkiem IL-3 (10 ng/mL) dzielą się w przybliżeniu co 24 h (Rysunek 2A). Po zastąpieniu IL-3 przez G-CSF (100 ng/mL) proliferac...

Tutaj przedstawiono szczegółowe protokoły hodowli mysiego prekursora mieloidu linii komórkowej 32D/G-CSF-R, przeprowadzania infekcji wirusowych oraz przeprowadzania testów proliferacji i różnicowania. Ta linia komórkowa nadaje się do badania rozwoju komórek szpikowych oraz roli genów będących przedmiotem zainteresowania we wzroście komórek szpikowych i różnicowaniu neutrofilów.

Proliferacja i różnicowanie mysich komórek prekursorowych mieloidu 32D/G-CSF-R

Understanding of the hematopoietic stem and progenitor cell biology has important implications for regenerative medicine and the treatment of ...

Ogólnym celem tego eksperymentu jest modyfikacja genetyczna mysich komórek mieloidalnych 32D-G-CSF-R poprzez nadekspresję lub wyciszenie badanego genu oraz określenie wpływu tych zmian na proliferację i różnicowanie neutrofilne tej linii komórkowej. Metoda ta może pomóc w odpowiedzi na kluczowe pytania z zakresu hematologii, takie jak rola badanego białka w procesach wzrostu i różnicowania mieloidalnych komórek prekursorowych. Główną zaletą tej linii komórkowej jest nieograniczona zdolność do proliferacji, podatność na manipulacje genetyczne, stosunkowo niski koszt oraz możliwość biologicznego uproszczenia niezbędnego w niektórych podejściach eksperymentalnych. Procedurę zaprezentuje dziś Petr Danek, doktorant w moim laboratorium.Przygotować 250 ml pożywki RPMI-1640 uzupełnionej o 10% inaktywowanego ciepłem płodowego surowicy bydlęcej oraz 10 ng/ml mysiej interleukiny-3. Następnie przygotować 50 ml pożywki różnicującej.W 16-centymetrowej szalce Petriego wysiej zawiesinę pojedynczych komórek Bosc23 w 18 mililitrach pożywki DMEM uzupełnionej o 10% płodowej surowicy bydlęcej. Inkubuj przez około 24 godziny, aż stopień zrastania komórek osiągnie 80%. Następnie połącz konstrukt retrowirusowy MSCV, wektor pakujący PCL-echo, polietylenoiminę oraz pożywkę z obniżoną zawartością surowicy bez antybiotyków. Inkubuj tę mieszaninę w komorze Flowbox w temperaturze pokojowej przez 20 minut. Następnie ostrożnie zastąp pożywkę hodowli komórek Bosc23 16 mililitrami podgrzanej do 37 stopni Celsjusza pożywki DMEM uzupełnionej o 2% płodowej surowicy bydlęcej. Następnie dodawaj mieszaninę retrowirusową kroplami do komórek Bosc23. Po tym inkubuj hodowlę w temperaturze 37 stopni Celsjusza przez cztery godziny.Po zakończeniu inkubacji odessać pożywkę hodowlaną Bosc23 i dodać 18 mililitrów uprzednio ogrzanej pożywki DMEM z 10% płodowej surowicy bydlęcej. Inkubować komórki w temperaturze 37 stopni Celsjusza przez 48 godzin. Za pomocą pipety serologicznej o pojemności 25 mililitrów przenieść pożywkę zawierającą wirus Bosc23 do probówki stożkowej o pojemności 50 mililitrów. Przechowywać probówkę w temperaturze czterech stopni Celsjusza. Następnie dodać 18 mililitrów uprzednio ogrzanej pożywki DMEM z 10% płodowej surowicy bydlęcej do komórek Bosc23 i hodować komórki przez 24 godziny. Odwiruj nadsącz wirusowy z prędkością 1 500 ×g przez 10 minut w temperaturze 4 °C. Następnie podziel wirusa na aalikwoty i zamroź go gwałtownie w ciekłym azocie, aby przechowywać go w temperaturze -80 °C. W każdej studience płytki sześciodołkowej wysiej komórki NIH/3T3 w trzech mililitrach podłoża DMEM uzupełnionego o 10% płodowej surowicy bydlęcej, aby miareczkować jeden wirus. Hoduj komórki przez noc w temperaturze 37°C. Następnego dnia rozcieńcz wirusa w uprzednio ogrzanym podłożu, unikając wstrząsania wirionów w wortexie. Odessaj podłoże hodowlane z komórek NIH/3T3 i dodaj jeden mililitr rozcieńczonego wirusa do każdej studzienki. Inkubuj przez noc w temperaturze 37°C. Następnego dnia ostrożnie odessaj rozcieńczone podłoże wirusowe i zastąp je dwoma mililitrami podłoża DMEM z 10% płodową surowicą bydlęcą, a następnie ponownie inkubuj przez noc w temperaturze 37°C. Po inkubacji odessaj zużyte podłoże i zastąp je podłożem DMEM zawierającym 2 µg/mL puromycyny. Kontynuuj hodowlę komórek, wymieniając podłoże co trzy dni lub w przypadku zmiany barwy podłoża na żółtą, uzupełniając je świeżym podłożem z puromycyną.Między 10. a 12. dniem po infekcji odessać pożywkę z dołków i delikatnie przemyć solą fizjologiczną buforowaną fosforanami. Następnie zabarwić jednym mililitrem roztworu fioletu krystalicznego w temperaturze pokojowej przez dwie minuty. Po barwieniu ostrożnie dwukrotnie przemyć solą fizjologiczną buforowaną fosforanami. Pod mikroskopem policzyć całkowitą liczbę niebieskich kolonii obecnych w każdym dołku.Wysiej komórki 32D-G-CSF-R na płytkę sześciodołkową. Dodaj wirusa z wielokrotnością infekcji (MOI) od 10 do 40. Następnie dodaj do komórek polybrene do stężenia końcowego 8 µg/mL i inkubuj w temperaturze 37 °C przez sześć godzin. Po inkubacji przenieś komórki do probówki o pojemności 15 ml i wiruj z prędkością 450 ×g przez pięć minut w temperaturze 4 °C. Komórki 32D mogą częściowo utracić zdolność do różnicowania, jeśli zostaną wyhodowane do stężeń przekraczających 1 milion komórek/ml, dlatego bardzo ważne jest terminowe pasażowanie tych komórek i unikanie przerośnięcia kultur.Odlej nadsącz i resuspenduj komórki w kolbie hodowlanej T25 zawierającej 6 ml medium RPMI-1640 uzupełnionego o 10% inaktywowanej ciepłem płodowej surowicy bydlęcej oraz 10 ng/ml mysiej interleukiny-3. Inkubuj komórki w temperaturze 37 °C przez 48 godzin.Przemyj komórki 32D-G-CSF-R dwukrotnie pożywką RPMI-1640 bez cytokin. Następnie w dniu zerowym wysiej komórki w jednym mililitrze pożywki różnicującej na płytce 24-dołkowej i inkubuj w temperaturze 37 °C przez noc. Różnicowanie komórek w dojrzałe granulocyty potrwa od siedmiu do dziewięciu dni. Następnie policz liczbę komórek, stosując błękit trypanu w celu wykluczenia martwych komórek.Ponieważ IL-3 może hamować proces różnicowania, absolutnie kluczowe jest usunięcie wszelkich śladów tej cytokiny przed hodowlą komórek w GCSF.Wykonaj cytocentryfugację komórek na szkiełku przedmiotowym w wirówce z odpowiednimi adapterami przy 20 ×g przez pięć minut. Następnie utrwal komórki w metanolu przez pięć minut w temperaturze pokojowej i pozostaw je do wyschnięcia. Pobarw komórki metodą May-Grünwalda Giemsy zgodnie z protokołem producenta. Po zabarwieniu zwizualizuj komórki, które przyjęły barwnik, stosując powiększenie 40X.Na podstawie morfologii komórkowej należy określić liczbę blastów, komórek o pośrednim stopniu zróżnicowania oraz dojrzałych granulocytów wśród zabarwionych komórek.Przedstawiono tutaj reprezentację graficzną obrazującą proliferację komórek 32D-G-CSF-R w pośrodkach zawierających interleukinę-3 oraz czynnik stymulujący kolonie granulocytów. Oś X przedstawia dni traktowania, a oś Y liczbę komórek w skali logarytmicznej. Wykres czarny pokazuje proliferację w przypadku hodowli komórek w pośrodku zawierającym interleukinę-3. Wykres niebieski pokazuje obniżoną proliferację komórek w przypadku hodowli w pośrodku zawierającym czynnik stymulujący kolonie granulocytów.Przedstawione tutaj reprezentatywne wykresy kołowe oraz barwienie metodą May-Grünwalda-Giemsy obrazują proporcje i morfologię różnicowania komórek 32D-G-CSF-R w pożywce zawierającej czynnik stymulujący wzrost granulocytów. Wykresy kołowe pokazują proporcje blastów, komórek w stadium pośredniego różnicowania oraz neutrofili podczas leczenia czynnikiem stymulującym wzrost granulocytów w dniu zerowym, drugim, czwartym i szóstym. Komórki barwione metodą Giemsy w dniu zerowym posiadają duże charakterystyczne jądra i ciemną cytoplazmę. W szóstym dniu rozmiar jądra jest zmniejszony, a cytoplazma powiększona, lecz nie ciemna.Przedstawione tutaj reprezentatywne wykresy kołowe pokazują wyższą proporcję blastów po transdukcji białkami fuzyjnymi BCR-ABL w porównaniu z kontrolnym wektorem MSCV w pożywce zawierającej czynnik stymulujący wzrost granulocytów.W szóstym dniu komórki transdukowane wektorem kontrolnym MSCV uległy różnicowaniu w kierunku neutrofilnym, natomiast komórki transdukowane BCR-ABL wykazywały głównie obecność blastów i brak dojrzałych neutrofili.Po opanowaniu tej techniki, przy prawidłowym wykonaniu, można ją przeprowadzić w ciągu dwóch dni. Podczas realizacji tej procedury ważne jest, aby hodować komórki linii 32D-G-CSF receptor przy wskazanych stężeniach. Po zastosowaniu tej procedury można przeprowadzić inne metody, takie jak testy migracji i eksperymenty przeżywalności, w celu uzyskania odpowiedzi na dodatkowe pytania. Po obejrzeniu tego filmu powinni Państwo posiadać gruntowną wiedzę na temat sposobu postępowania z linią komórkową 32D-G-CSF receptor, obejmującą manipulacje genetyczne poprzez transdukcję lentiwirusową i retrowirusową, namnażanie, różnicowanie oraz ocenę proliferacji i różnicowania tych komórek. Należy pamiętać, że praca z wirusami może być niebezpieczna, dlatego podczas wykonywania tej procedury zawsze należy przestrzegać środków ostrożności, takich jak noszenie rękawiczek i okularów ochronnych.

proliferation-differentiation-murine-myeloid-precursor-32dg-csf-r

Research

JoVE Journal

Developmental Biology

Biologia rozwojowa

Proliferacja i różnicowanie mysich prekursorów myeloidalnych komórek 32D/G-CSF-R

W niniejszym filmie przedstawiono procedurę różnicowania myeloidnych komórek dendrytycznych z szpiku kostnego myszy. Zaprezentowano izolację kości piszczelowej i udowej myszy oraz przetwarzanie szpiku kostnego. Pokazano zdjęcia obrazujące morfologię komórek przed i po różnicowaniu, a także schematy przedstawiające fenotyp komórek oraz produkcję IL-12 po dojrzewaniu z użyciem CpG.

Hodowla mieloidalnych komórek dendrytycznych z prekursorów szpiku kostnego

Niniejszy protokół opisuje metodę otrzymywania prekursorów ograniczeń glejowych (Glial Restricted Precursors) z płodowych rdzeni kręgowych oraz ich utrzymywanie in vitro w celu transplantacji lub badania linii oligodendrocytów.

Wyizolowanie prekursorów ograniczonych do linii glejowej (GRP) od myszy w 13. dniu embrionalnym (E13)

Ten film demonstruje metodę uzyskiwania komórek podobnych do komórek Schwanna z multipotencjalnych komórek zrębu szpiku kostnego (BMSC). Początkowo BMSC poddawane są leczeniu hipoksji, a następnie ukierunkowanemu różnicowaniu do neuronalnych komórek progenitorowych. Następnie stosuje się określone pożywki i warunki hodowli, aby indukować transformację tych komórek progenitorowych w komórki podobne do komórek Schwanna.

Generowanie komórek podobnych do komórek Schwanna z komórek zrębu szpiku kostnego

Ten protokół opisuje eksperymentalne procedury oceny różnicowania plazmocytoidalnych komórek dendrytycznych w plastrze Peyera od typowych komórek progenitorowych komórek dendrytycznych, przy użyciu technik obejmujących izolację komórek za pośrednictwem FACS, hydrodynamiczny transfer genów i analizę przepływu podzbiorów immunologicznych w plastrze Peyera.

Ocena rozwoju mysich plazmocytoidalnych komórek dendrytycznych w łatach Peyera z wykorzystaniem adoptywnego transferu przodków hematopoetycznych

W tym badaniu prezentujemy system hodowli in vitro, który może efektywnie generować pDC poprzez kokulturę pospolitych komórek progenitorowych limfoidalnych z komórkami zasilającymi AC-6 w obecności ligandu Flt3.

In vitro Generowanie mysich plazmocytoidalnych komórek dendrytycznych ze wspólnych progenitorów limfoidalnych przy użyciu systemu AC-6 Feeder

Komórki zrębu szpiku (MSC) o potencjale neuronalnym istnieją w szpiku kostnym. Nasz protokół wzbogaca tę populację komórek poprzez wstępne kondycjonowanie hipoksyjne, a następnie kieruje je do dojrzałych komórek Schwanna.

Wstępne kondycjonowanie hipoksyjne komórek progenitorowych pochodzących ze szpiku jako źródło do wytwarzania dojrzałych komórek Schwanna

Tutaj udostępniamy metodę identyfikacji i izolowania dużej liczby komórek szpikowych sterowanych przez GM-CSF za pomocą szybkiego sortowania komórek. Na podstawie ekspresji Ly6C i CD115 można zidentyfikować pięć odrębnych populacji (pospolite przodki szpiku, progenitorzy granulocytów/makrofagów, monocyty, makrofagi pochodzące z monocytów i DC pochodzące z monocytów).

Generowanie dużej liczby progenitorów szpiku i prekursorów komórek dendrytycznych z mysiego szpiku kostnego przy użyciu nowej strategii sortowania komórek

Pokazujemy, jak zidentyfikować i wyizolować 6 podzbiorów komórek progenitorowych szpiku myszy za pomocą kombinacji sortowania magnetycznego i fluorescencyjnego (MACS i FACS). Protokół ten może być stosowany do testów hodowli in vitro (hodowle metylocelulozy lub płynów), eksperymentów z transferem adoptywnym in vivo oraz analiz RNA/białka.

Identyfikacja i izolacja oligopotencjalnych i zaangażowanych w linię przodków szpiku szpiku

Tutaj prezentujemy protokół charakterystyki immunofenotypowej i indukowanego cytokinami różnicowania hematopoetycznych komórek macierzystych i progenitorowych CD34+ pochodzących z krwi pępowinowej do czterech linii szpikowych. Zastosowania tego protokołu obejmują badania nad wpływem mutacji choroby szpikowej lub małych cząsteczek na różnicowanie szpiku komórek CD34+.

Różnicowanie szpikowe ludzkich hematopoetycznych komórek macierzystych i progenitorowych CD34+ pochodzących z krwi pępowinowej

Tutaj opisujemy nowatorską metodę cytometrii przepływowej do prospektywnej izolacji wczesnych prekursorów erytroidalnych (BFU-e) i erytroidalnych tworzących kolonie (CFU-e) bezpośrednio ze świeżego szpiku kostnego i śledziony myszy. Protokół ten, opracowany na podstawie danych transkryptomicznych pojedynczych komórek, jest pierwszym, który izoluje wszystkie erytroidalne komórki progenitorowe tkanki o wysokiej czystości.

Identyfikacja i izolacja progenitorów erytroidalnych jednostek tworzących pęknięcia i kolonii z tkanki myszy za pomocą cytometrii przepływowej

Poznaj metody kultury mysich komórek prekursorowych mieloidu 32D/G-CSF-R, infekcji wirusowych oraz badań proliferacji i różnicowania. Ta technika pozwala badać rozwój komórek mieloidalnych i wpływ genów na ich wzrost.

Proliferacja i różnicowanie mysich komórek prekursorowych mieloidu 32D/G-CSF-R

Przeglądaj więcej filmów