Name: Wytwarzanie kropelek diakrylanu z poli(glikolu etylenowego) o kontrolowanej wielkości za pomocą pół-3-wymiarowych urządzeń mikroprzepływowych z ogniskowaniem przepływu (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2018-07-03T12:30:00.000+00:00
Duration: 11 min 8 s
Description: Naucz się wytwarzać krople diakrylanu poli(glikolu etylenowego) o kontrolowanej wielkości za pomocą pół-3-wymiarowych mikroprzepływowych układów z ogniskowaniem przepływu. Ta metoda umożliwia efektywne badania biochemiczne przy minimalnym zużyciu próbki.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Ta praca była wspierana przez fundusze na badania podstawowe w Shenzhen (Grant No. JCYJ 20150630170146829, JCYJ20160531195439665 i JCYJ20160317152359560). Autorzy pragną podziękować prof. Y. Chenowi z Shenzhen Institutes of Advanced Technology Chińskiej Akademii Nauk za wsparcie.

1. Produkcja form
<ol>
	<li>Zaprojektuj dwie fotomaski za pomocą oprogramowania do rysowania. Opisz zarys struktury mikrokanałów i użyj dwóch oddzielnych warstw dla maski 1 i 2 w tym samym pliku rysunku, aby upewnić się, że wszystkie połączenia między różnymi kanałami. Drukuj różne warstwy niezależnie na chromowanej płycie na szkle przez dostawcę o rozdzielczości 1 μm. Upewnij się, że fotomaski są ciemne z przezroczystymi strukturami, jako polaryzacja ujemna. 
	nuta: Maska 1 zawiera kanał wlotowy fazy rozproszonej i kryzę. Maska 2 zawiera kanał wlotowy fazy ciągłej, filtr i wylot.</li>
	<li>W wyznaczonym laboratorium fotolitograficznym wyczyść płytkę krzemową o średnicy 3 cali. Umieść wafel na powlekarce wirowej, włącz próżnię, aby przymocować wafel do uchwytu wirowego. Przędzić 2-3 ml ujemnego fotorezystu SU-8 2025 na płytce przez 10 s przy 1 000 obr./min, a następnie 30 s przy 3 000 obr./min, uzyskując grubość pierwszej warstwy 20 μm.</li>
	<li>Pieczenie na miękkości na płycie grzewczej w temperaturze 95 °C przez 6 minut. Po ostygnięciu powlekanej płytki do temperatury pokojowej (RT), należy ją wystawić przez maskę 1 pod skolimowanym promieniowaniem UV 15 mW/cm2, 365 nm przez 18 s. Po ekspozycji piecz na płycie grzejnej o temperaturze 95 °C przez 6 minut, a następnie pozwól wafli ostygnąć do temperatury RT.</li>
	<li>Powtórz proces powlekania wirowego. Nałóż 2-3 ml negatywnego fotorezystu SU-8 2100 na płytkę przez 10 s przy 1 000 obr./min, a następnie 30 s przy 2 000 obr./min, zapewniając grubość drugiej warstwy 130 μm. Po miękkim pieczeniu na płycie grzejnej o temperaturze 95 °C przez 35 minut, umieść maskę 2 na fotorezyście drugiej warstwy, aby naświetlić przez 30 s, który został wyrównany z warstwą rozproszonego kanału fazowego za pomocą nakładki UV. Po ekspozycji piecz na płycie grzejnej o temperaturze 95 °C przez 7 minut.</li>
	<li>Rozwinąć wafel, zanurzając go w mieszanej kąpieli 50 ml octanu eteru metylowego glikolu propylenowego, aż cechy płytki staną się wyraźne, a następnie przemyć go alkoholem etylowym. Na koniec umieść wafel na platformie termostatycznej do pieczenia na twardo przez 2 godziny.</li>
</ol>
2. Produkcja mikroprzepływowych chipów z pół-3D
<ol>
	<li>Wymieszaj monomer PDMS i jego utwardzacz w nieco innym stosunku wagowym dla górnej i dolnej warstwy, zwykle 10:1 dla górnej warstwy i 8:1 dla dolnej warstwy, używając automatycznego mieszadła do maści przez 4 min. 
	nuta: Górna i dolna płyta PDMS są przygotowane w nieco innym stosunku (odpowiednio 10:1 i 8:1) bazy PDMS do utwardzacza, co zwiększa siłę wiązania. Gdy dla dolnej warstwy zostanie wybrany stosunek 5:1, sztywniejsza dolna płyta PDMS utrudnia wyrównanie i zmniejsza siłę wiązania z powodu braku elastyczności. Dodatkowo grubość dolnej płyty PDMS wynosi około 1 mm w celu dostosowania odległości roboczej mikroskopu. Wiór łatwo odkształca się pod wysokim ciśnieniem, gdy wybrany jest stosunek 15:1.</li>
	<li>Wlej mieszaninę do gotowej formy silikonowej na 90-milimetrowej szalce Petriego i uzyskaj grubość 2 ~ 3 mm. Umieść ją w komorze próżniowej i odgazowuj, aż wszystkie pęcherzyki powietrza znikną. Utwardzać w temperaturze 80 °C przez 1 godzinę w piecu.</li>
	<li>Poczekaj, aż PDMS ostygnie do temperatury cyfrowej. Użyj skalpela, aby odciąć urządzenie w odległości co najmniej 3 mm od elementów i powoli oderwij warstwę PDMS od płytki krzemowej. Przebić wlot fazy rozproszonej, wlot fazy ciągłej i wylot w górnej warstwie PDMS za pomocą stempla o średnicy 0,75 mm.</li>
	<li>Wyczyść PDMS taśmą klejącą, aby usunąć cząsteczki kurzu. Plazma czyści jednocześnie górną i dolną warstwę PDMS przez 2 minuty w myjce plazmowej o mocy 300 W. Umieść górną warstwę na powierzchni dolnej warstwy i przesuwaj powierzchnie względnie, aż elementy zostaną wyrównane, patrząc przez mikroskop stereoskopowy.</li>
	<li>Utwardź urządzenie w piekarniku w temperaturze 120 °C przez jeden dzień, aby zwiększyć wytrzymałość i całkowite wiązanie.</li>
</ol>
3. Przygotowanie odczynników
<ol>
	<li>Przygotować roztwór fazy ciągłej: heksadekan, rozpuszczając 18% obj. niejonowy środek powierzchniowo czynny na bazie silikonu.</li>
	<li>Przygotować roztwór fazy rozproszonej: hydrofilowy dikrylan poli(glikolu etylenowego) (PEGDA, MW 255,) zawierający 2-hydroksy-4'-(2-hydroksyetoksy)-2-metylopropiofenon (98%, MW 224) o stężeniu 5 mg/ml jako fotoinicjator i rodaminę B (95%, MW 479.01) o stężeniu 1 mmol/L jako barwniki fluorescencyjne.</li>
	<li>Napełnij zbiorniki 1 ml pneumatycznego regulatora ciśnienia fazą ciągłą. Napełnij końcówkę ładującą żel o pojemności 200 μl fazą zdyspergowaną.</li>
</ol>
4. Przygotowanie systemu
<ol>
	<li>Umieść pół-3D urządzenie mikroprzepływowe na stoliku odwróconego mikroskopu optycznego, oglądając za pomocą szybkiej kamery.</li>
	<li>Podłącz rurkę z fluorowanym etylenem i propylenem (FEP) do wybitego otworu fazy ciągłej, mocując krótką rurkę ze stali nierdzewnej, a następnie włóż koniec końcówki ładującej żel do wybitego otworu fazy rozproszonej. Włóż rurkę FEP o długości 20 cm do wylotu w urządzeniu i umieść koniec w probówce wirówkowej o pojemności 15 ml. 
	nuta: Konfiguracja systemu jest zilustrowana na Rysunek 1.</li>
</ol>
5. Powstawanie kropel
<ol>
	<li>Umieść urządzenie na stole warsztatowym odwróconego mikroskopu i upewnij się, że skrzyżowanie różnych kanałów znajduje się mniej więcej w pozycji źródła światła mikroskopu. Ustaw ostrość mikroskopu odwróconego na obszarze, który zawiera przecięcie dwóch faz, obszar kryzy i kanał dolny.</li>
	<li>Ustaw ciśnienia dwóch faz za pomocą pneumatycznego regulatora ciśnienia, aby powoli dostarczać płyn do obszaru przecinania, z 15 mbar dla fazy rozproszonej i 30 mbar dla fazy ciągłej. Odczekaj 3 minuty na stabilizację i równowagę, aż do ustabilizowania przepływu płynu, bez pęcherzyków i pozostałości PDMS.</li>
	<li>Wprowadź parametry w interfejsie użytkownika oprogramowania sterującego. Ustaw ciśnienie fazy rozproszonej jako ciśnienie podstawowe układu na stałe, na przykład utrzymuj je na poziomie 45 mbar. Zwiększaj ciśnienie fazy ciągłej, aż tryb rozpadu emulsji zmieni się z trybu natryskiwania na tryb strumieniowania końcówki, a następnie odczekaj 5 minut na stabilizację.</li>
	<li>Umieść końcówkę rurki FEP łączącą otwór wylotowy z probówką wirówkową, aby zebrać kropelki.</li>
</ol>
6. Zbieranie i charakterystyka cząsteczek PEGDA
<ol>
	<li>Zamocuj rurkę wirówkową pod kątem w uchwycie. Cząstki PEGDA należy uzyskać poprzez szybkie krzepnięcie przez ekspozycję na promieniowanie UV, gdy faza ciekła przepływa do rurki.</li>
	<li>Po zakończeniu procesu zbierania należy pobrać próbkę i obserwować cząstki PEGDA za pomocą mikroskopu fluorescencyjnego z obiektami odpowiednio 20X lub 60X. 
	nuta.Cyfrowe obrazy fluorescencyjne rejestrowane przez kamerę są analizowane za pomocą specjalnego oprogramowania. Obraz jest najpierw dekonwolucyjny w oparciu o algorytm R-L17 w celu wyeliminowania efektu rozmycia nieostrego światła, a obiekty sferyczne na obrazie są wyodrębniane w oparciu o metodę wykrywania krawędzi Canny; na koniec średnicę każdego obiektu sferycznego można obliczyć za pomocą transformacji Hougha18. W rezultacie można oszacować średnią i odchylenie standardowe średnic obiektów sferycznych na każdym obrazie.</li>
</ol>

<ol><li>Teh, S. Y., Lin, R., Hung, L. H., Lee, A. P. <a target="_blank" href="https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/18231657">Droplet microfluidics.</a> Lab on a chip. 8, 198-220 (2008).</li>
<li>Xiao, Q., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Novel+multifunctional+NaYF4%3AEr3%2B%2CYb3%2B%2FPEGDA+hybrid+microspheres%3A+NIR-light-activated+photopolymerization+and+drug+delivery%5BTitle%5D)+AND+%22Chemical+communications%22%5BJournal%5D)">Novel multifunctional NaYF4:Er3+,Yb3+/PEGDA hybrid microspheres: NIR-light-activated photopolymerization and drug delivery.</a> Chemical communications. 49, 1527-1529 (2013).</li>
<li>Pan, M., Kim, M., Blauch, L., Tang, S. K. Y. <a target="_blank" href="http://pubs.rsc.org/en/content/articlelanding/2016/ra/c6ra03950b#!divAbstract">Surface-functionalizable amphiphilic nanoparticles for pickering emulsions with designer fluid-fluid interfaces.</a> RSC Adv. 6, 39926-39932 (2016).</li>
<li>Zhang, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Microfluidic+synthesis+of+rigid+nanovesicles+for+hydrophilic+reagents+delivery%5BTitle%5D)+AND+%22Angewandte+Chemie%22%5BJournal%5D)">Microfluidic synthesis of rigid nanovesicles for hydrophilic reagents delivery.</a> Angewandte Chemie. 54, 3952-3956 (2015).</li>
<li>Shembekar, N., Chaipan, C., Utharala, R., Merten, C. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Droplet-based+microfluidics+in+drug+discovery%2C+transcriptomics+and+high-throughput+molecular+genetics%5BTitle%5D)+AND+%22Lab+on+a+chip%22%5BJournal%5D)">Droplet-based microfluidics in drug discovery, transcriptomics and high-throughput molecular genetics.</a> Lab on a chip. 16, 1314-1331 (2016).</li>
<li>Soh, G. Y., Yeoh, G. H., Timchenko, V. <a target="_blank" href="https://www.sciencedirect.com/science/article/pii/S0009250915006478">Numerical investigation on the velocity fields during droplet formation in a microfluidic T-junction.</a> Chemical Engineering Science. 139, 99-108 (2016).</li>
<li>Chiarello, E., Derzsi, L., Pierno, M., Mistura, G., Piccin, E. <a target="_blank" href="http://www.mdpi.com/2072-666X/6/12/1458">Generation of Oil Droplets in a Non-Newtonian Liquid Using a Microfluidic T-Junction.</a> Micromachines. 6, 1825-1835 (2015).</li>
<li>Moyle, T. M., Walker, L. M., Anna, S. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Controlling+thread+formation+during+tipstreaming+through+an+active+feedback+control+loop%5BTitle%5D)+AND+%22Lab+on+a+chip%22%5BJournal%5D)">Controlling thread formation during tipstreaming through an active feedback control loop.</a> Lab on a chip. 13, 4534-4541 (2013).</li>
<li>Moon, B. U., Abbasi, N., Jones, S. G., Hwang, D. K., Tsai, S. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Water-in-Water+Droplets+by+Passive+Microfluidic+Flow+Focusing%5BTitle%5D)+AND+%22Analytical+chemistry%22%5BJournal%5D)">Water-in-Water Droplets by Passive Microfluidic Flow Focusing.</a> Analytical chemistry. 88, 3982-3989 (2016).</li>
<li>Zhu, P., Tang, X., Wang, L. <a target="_blank" href="https://link.springer.com/article/10.1007/s10404-016-1717-2">Droplet generation in co-flow microfluidic channels with vibration.</a> Microfluidics and Nanofluidics. , 20(2016).</li>
<li>Kim, S. H., Kim, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Controlled+formation+of+double-emulsion+drops+in+sudden+expansion+channels%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+colloid+and+interface+science%22%5BJournal%5D)">Controlled formation of double-emulsion drops in sudden expansion channels.</a> Journal of colloid and interface science. 415, 26-31 (2014).</li>
<li>Jeong, W. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Controlled+generation+of+submicron+emulsion+droplets+via+highly+stable+tip-streaming+mode+in+microfluidic+devices%5BTitle%5D)+AND+%22Lab+on+a+chip%22%5BJournal%5D)">Controlled generation of submicron emulsion droplets via highly stable tip-streaming mode in microfluidic devices.</a> Lab on a chip. 12, 1446-1453 (2012).</li>
<li>Peng, L., Yang, M., Guo, S. S., Liu, W., Zhao, X. Z. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+effect+of+interfacial+tension+on+droplet+formation+in+flow-focusing+microfluidic+device%5BTitle%5D)+AND+%22Biomedical+microdevices%22%5BJournal%5D)">The effect of interfacial tension on droplet formation in flow-focusing microfluidic device.</a> Biomedical microdevices. 13, 559-564 (2011).</li>
<li>Nunes, J. K., Tsai, S. S., Wan, J., Stone, H. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Dripping+and+jetting+in+microfluidic+multiphase+flows+applied+to+particle+and+fiber+synthesis%5BTitle%5D)+AND+%22J+Phys+D+Appl+Phys%22%5BJournal%5D)">Dripping and jetting in microfluidic multiphase flows applied to particle and fiber synthesis.</a> J Phys D Appl Phys. , 46(2013).</li>
<li>Anna, S. L., Mayer, H. C. <a target="_blank" href="http://aip.scitation.org/doi/abs/10.1063/1.2397023?journalCode=phf">Microscale tipstreaming in a microfluidic flow focusing device.</a> Physics of Fluids. 18, 121512(2006).</li>
<li>Liu, H., et al. <a target="_blank" href="http://pubs.rsc.org/en/content/articlelanding/2016/tb/c5tb02209f#!divAbstract">Microfluidic synthesis of QD-encoded PEGDA microspheres for suspension assay.</a> J. Mater. Chem. B. 4, 482-488 (2016).</li>
<li>Richardson, W. H. <a target="_blank" href="https://www.osapublishing.org/josa/abstract.cfm?uri=josa-62-1-55">Bayesian-based iterative method of image restoration.</a> Journal of the Optical Society of America. 62, 55-59 (1972).</li>
<li>Mukhopadhyay, P., Chaudhuri, B. B. <a target="_blank" href="http://www.sciencedirect.com/science/article/pii/S0031320314003446">A survey of Hough Transform.</a> Pattern Recognition. 48, 993-1010 (2015).</li>
<li>Ward, T., Faivre, M., Stone, H. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Drop+production+and+tip-streaming+phenomenon+in+a+microfluidic+flow-focusing+device+via+an+interfacial+chemical+reaction%5BTitle%5D)+AND+%22Langmuir%3A+the+ACS+journal+of+surfaces+and+colloids%22%5BJournal%5D)">Drop production and tip-streaming phenomenon in a microfluidic flow-focusing device via an interfacial chemical reaction.</a> Langmuir: the ACS journal of surfaces and colloids. 26, 9233-9239 (2010).</li>
<li>Anna, S. L., Bontoux, N., Stone, H. A. <a target="_blank" href="http://aip.scitation.org/doi/abs/10.1063/1.1537519">Formation of dispersions using "flow focusing" in microchannels.</a> Applied Physics Letters. 82, 364(2003).</li>
<li>Kim, H., et al. <a target="_blank" href="http://aip.scitation.org/doi/abs/10.1063/1.2790785?journalCode=apl">Controlled production of emulsion drops using an electric field in a flow-focusing microfluidic device.</a> Applied Physics Letters. 91, 133106(2007).</li>
<li>Dangla, R., Gallaire, F., Baroud, C. N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Microchannel+deformations+due+to+solvent-induced+PDMS+swelling%5BTitle%5D)+AND+%22Lab+on+a+chip%22%5BJournal%5D)">Microchannel deformations due to solvent-induced PDMS swelling.</a> Lab on a chip. 10, 2972-2978 (2010).</li>
<li>Chiu, Y. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Universally+applicable+three-dimensional+hydrodynamic+microfluidic+flow+focusing%5BTitle%5D)+AND+%22Lab+on+a+chip%22%5BJournal%5D)">Universally applicable three-dimensional hydrodynamic microfluidic flow focusing.</a> Lab on a chip. 13, 1803-1809 (2013).</li>
<li>Oh, K. W., Lee, K., Ahn, B., Furlani, E. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Design+of+pressure-driven+microfluidic+networks+using+electric+circuit+analogy%5BTitle%5D)+AND+%22Lab+on+a+chip%22%5BJournal%5D)">Design of pressure-driven microfluidic networks using electric circuit analogy.</a> Lab on a chip. 12, 515-545 (2012).</li>
</ol>

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Generowanie kropel w trybie ogniskowania przepływu za pomocą urządzenia mikroprzepływowego 2D i pół-3D zostało wcześniej opracowane w różnych raportach 8,9,15,19,20,21. W tych układach jako fazę rozproszoną wybrano ciecz wodną, której nie można było zestalić, taką jak woda dejonizowana<sup class='xref'...

Systemy mikroprzepływowe oparte na kropelkach mają zdolność do wytwarzania wysoce monodyspersyjnych kropel o średnicy od nanometrów do mikrometrów1 i mają duży potencjał w odkrywaniu leków o wysokiej przepustowości2, synteza biomolekuł3,4, oraz testy diagnostyczne5. Ze względu na unikalne zalety mniejszych kropel, takie jak większy stosunek powierzchni do objętości oraz zastosowania na dużą skalę z pochłanianiem kilku mikrolitrów próbki, technologia ta wzbudziła duże zainteresowanie w szerokim zakresie dziedzin. Emulgowanie dwóch niemieszających się cieczy jest jedną z najbardziej typowych metod wytwarzania kropel. W poprzednich raportach z tej dziedziny naukowcy opracowali wiele różnych geometrii tworzenia kropel, w tym geometrie skrzyżowania T, ogniskowania przepływu i współprzepływu. W geometrii skrzyżowania T faza rozproszona jest dostarczana przez prostopadły kanał do kanału głównego, w którym przepływa faza ciągła6,7. W typowej geometrii dwuwymiarowej (2D) skupiającej przepływ8,9 przepływ fazy rozproszonej jest ścinany od bocznej; Z drugiej strony, dla geometrii współpłynącej10,11, z drugiej strony, kapilara wprowadzająca przepływ fazy rozproszonej jest umieszczana współosiowo wewnątrz większej kapilary dla geometrii współpłynącej, tak że przepływ fazy rozproszonej jest ścinany ze wszystkich kierunków.
Wielkość kropli jest kontrolowana poprzez dostosowanie rozmiaru kanału i współczynnika przepływu, a minimalny rozmiar wytwarzany przez współprzepływ lub skrzyżowanie T jest ograniczony do kilkudziesięciu mikrometrów. W przypadku systemu tworzenia kropel skupiających przepływ, trzy tryby rozpadu kropel tworzą się poprzez dostosowanie stosunku ciśnień stężenia dwufazowego i surfaktantu, w tym reżim kapania, reżim natryskiwania i strumieniowanie końcówki15. Tryb strumieniowania końcówki jest również nazywany tworzeniem nici i zaobserwuje się pojawienie się cienkiej nici wyciągającej się z końcówki stożka przepływu fazy rozproszonej. Wcześniejsze badania wykazały, że kropelki o wielkości mniejszej niż kilka mikrometrów mogą być generowane w procesie strumieniowania końcówek w urządzeniu do ogniskowania przepływu 2D lub pół-3D8,12. Ponieważ jednak jako fazę dyspersyjną zastosowano roztwór wodny zawierający bardzo niskie stężenie PEGDA, współczynnik skurczu cząstek PEGDA wynosił około 60% średnicy pierwotnych kropel po fotopolimeryzacji, podczas gdy PEGDA bez rozcieńczenia jako fazy rozproszonej doprowadziła do niestabilnego trybu strumieniowania końcówki12. Napięcie międzyfazowe jest ważnym parametrem procesu emulsji i zmniejsza się dzięki dodaniu środka powierzchniowo czynnego do cieczy w fazie ciągłej, co prowadzi do zmniejszenia wielkości kropli, wyższej częstotliwości wytwarzania13, wysoce zakrzywiona końcówka i zapobieganie niestabilności14. Ponadto, gdy stężenie surfaktantu luzem jest znacznie wyższe niż krytyczne stężenie miceli, napięcie międzyfazowe jest w przybliżeniu niezmienne w stanie nasycenia13 i może wystąpić tryb strumieniowania końcówki15.
Na podstawie powyższych obserwacji, w tym artykule, opracowaliśmy proste podejście do generowania kropel PEGDA za pomocą pół-3D skupiającego przepływ urządzenia mikroprzepływowego, wykonanego metodą wielowarstwowej miękkiej litografii. W odróżnieniu od typowego urządzenia do ogniskowania przepływu 2D, urządzenie do ogniskowania przepływu pół-3D ma płytki kanał fazy rozproszonej i głęboki kanał fazy ciągłej, dzięki czemu faza rozproszona może być ścinana od góry ido dołu obok bocznej. Zapewnia to większy zakres regulacji w trybie koncentracji przepływu poprzez zmniejszenie energii i ciśnienia wymaganego do rozdrobnienia kropli. W odróżnieniu od poprzedniego raportu12, faza rozproszona to czysty fotoinicjator zawierający PEGDA, upewniając się, że współczynnik skurczu cząstek PEGDA jest niższy niż 10%16; A faza ciągła to mieszanina heksadekanu rozpuszczająca się z wysokim stężeniem nasypowym niejonowego środka powierzchniowo czynnego na bazie silikonu. Jednorodne kropelki o kontrolowanej wielkości uzyskano poprzez regulację stosunku ciśnień dwóch faz. Średnica kropel zmienia się z 80 μm na 1 μm, gdy proces rozpadu kropli zmienia się z trybu natryskiwania na tryb strumieniowania końcówek. Ponadto cząstka PEGDA została zsyntetyzowana w procesie fotopolimeryzacji pod wpływem promieniowania UV. System mikroprzepływowy do generowania kropel z łatwością wytwarzania zapewni więcej możliwości zastosowań biologicznych.

<table><tbody><tr><td>Wafel krzemowy</td><td>Huashi Co., Ltd</td><td></td><td></td></tr><tr><td>SU-8 2025, 2100</td><td>Microchem Co.</td><td></td><td></td>Y111069</tr><tr><td>Deweloper SU-8</td><td>Microchem Co.</td><td></td><td></td>Y020100</tr><tr><td>Maska chromowa</td><td>Qingyi Precision Mask Making Co., Ltd</td><td></td><td></td></tr><tr><td>polidimetylosiloksan (PDMS)</td> <td>Dow Corning</td><td>Sylgard 184</td><td></td></tr><tr><td>diakrylan poli(glikolu etylenowego) (PEGDA)</td><td>Sigma</td><td>26570-48-9</td><td></td></tr><tr><td>2-hydroksy-40-(2-hydroksyetoksy)-2-metylopropiofenon</td><td>TCI</td><td>H1361-5G</td><td>fotoinicjator</td></tr><tr><td>Heksadekan</td><td>Sigma</td><td>544-76-3</td><td></td></tr><tr><td>ABIL EM 90</td><td>CHT</td><td>144243-53-8</td><td>środki powierzchniowo czynne</td></tr><tr><td>Rodamina B</td><td>Aladdin</td><td>81-88-9</td><td>barwnik fluorescencyjny</td></tr><tr><td>Spin Coater</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Maszyna</td><td></td><td></td><td></td>do litografii</tr><tr><td>Automatyczne mieszadło do maści</td><td>Thinky</td><td>ARV-310</td><td></td></tr><tr><td>Piekarnik</td><td>BluePard</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Mikroskop optyczny</td><td>OLYMPUS</td><td>IX71</td><td></td></tr><tr><td>Szybki aparat fotograficzny</td><td>Hamamatsu, Japonia</td><td>ORCA-flash</td><td></td></tr><tr><td>MAESFLO Mikroprzepływowy system kontroli płynów</td><td>Lampa UV FLUIGENT</td><td>MFCS-EZ</td><td></td></tr><tr>Światło<td>UV</td><td>FUTANSI</td><td></td><td>365 nm, 8000 MW/CM2</td></tr></tbody></table>

wytwarzanie kropelek diakrylanu z poli(glikolu etylenowego) o kontrolowanej wielkości za pomocą pół-3-wymiarowych urządzeń mikroprzepływowych z ogniskowaniem przepływu

Generation of Size-controlled Poly (ethylene Glycol) Diacrylate Droplets via Semi-3-Dimensional Flow Focusing Microfluidic Devices

Jednorodne i kontrolowane pod względem wielkości kropelki diakrylanu poli(glikolu etylenowego) (PEGDA) mogą być wytwarzane poprzez proces ogniskowania przepływu w urządzeniu mikroprzepływowym. W artykule zaproponowano półtrójwymiarowy (pół-3D) mikroprzepływowy chip skupiający się na przepływie do tworzenia kropel. Chip z polidimetylosiloksanu (PDMS) został wytworzony przy użyciu wielowarstwowej metody miękkiej litografii. Jako fazę ciągłą zastosowano surfaktant zawierający heksadekan, a fazę rozproszoną PEGDA z fotoinicjatorem ultrafioletowym (UV). Środki powierzchniowo czynne pozwoliły na spadek lokalnego napięcia powierzchniowego i utworzyły bardziej guzowatą końcówkę, która sprzyjała rozpadaniu się na drobne mikrokropelki. Ponieważ ciśnienie fazy rozproszonej było stałe, wielkość kropel zmniejszała się wraz ze wzrostem ciśnienia fazy ciągłej, zanim przepływ fazy rozproszonej został przerwany. W rezultacie kropelki o średnicy od 1 μm do 80 μm można było selektywnie uzyskać poprzez zmianę stosunku ciśnień w dwóch kanałach dolotowych, a średni współczynnik zmienności oszacowano na poniżej 7%. Co więcej, kropelki mogą zamieniać się w mikrokulki pod wpływem promieniowania UV w celu fotopolimeryzacji. Sprzężenie biomolekuł na powierzchni takich mikrokulek ma wiele potencjalnych zastosowań w dziedzinie biologii i chemii.

Pół-3D mikrofluidyczny chip z ogniskowaniem przepływu (flow-focusing) został wykonany przy użyciu technik wielowarstwowej litografii miękkiej, zgodnie z powyższym opisem. Proces wytwarzania oraz wyniki dla formy matrycowej w protokole przedstawiono na Rysunku 2. Pierwsza warstwa, która zapewnia kanał o szerokości 65 µm do wprowadzania fazy rozproszonej oraz otwór o szerokości 50 µm (Rysunek 2a), ma grubość 20 µm....

Tutaj prezentujemy protokół ilustrujący procesy produkcji i eksperymenty weryfikacyjne pół-trójwymiarowego (pół-3D) mikroprzepływowego chipa skupiającego przepływ do tworzenia kropel.

Wytwarzanie kropelek diakrylanu z poli(glikolu etylenowego) o kontrolowanej wielkości za pomocą pół-3-wymiarowych urządzeń mikroprzepływowych z ogniskowaniem przepływu

Uniform and size-controllable poly (ethylene glycol) diacrylate (PEGDA) droplets could be produced via the flow focusing process in a microfluidic device. ...

Metoda ta może pomóc odpowiedzieć na kluczowe pytania w dziedzinie tworzenia kropel mikroprzepływowych, w tym wytworzenia półtrójwymiarowego chipa PDMS skupiającego przepływ i wytworzenia czystych kropel PGD. Główną zaletą tej taktyki jest to, że urządzenie do ogniskowania przepływu pół-3D zapewnia większe tereny testowe dla formy do ogniskowania przepływu. Pure PGD zapewnia, że stosunek cząstek PGD jest niższy niż 10%Implikacje tej techniki można rozszerzyć na wiele implikacji biochemicznych ze względu na większy stosunek powierzchni do objętości.Dysza, zastosowania na dużą skalę będą korzystne dla tej techniki przy zużyciu kilku mikrolitrów próbki. Teraz ta metoda może dostarczyć informacji na temat powstawania kropel PGD. Może być również stosowany w innych systemach, takich jak analiza ogniskowania przepływu wyposażona w gaz.Ogólnie rzecz biorąc, osoby, które dopiero zaczynają korzystać z tej metody, będą miały problemy z powodu zatkania otworu i niestabilności formy strumieniowej końcówki. Ta metoda ma kluczowe znaczenie, ponieważ wytwarzanie chipów z ogniskowaniem przepływu pół3D jest trudne do nauczenia, ponieważ wyrównanie górnych i dolnych warstw PDMS w celu ręcznego wytwarzania półpłynnego chipa nie jest sprawdzane. Zaprojektuj dwie maski fotograficzne przy użyciu standardowych technik.Użyj dwóch oddzielnych warstw dla maski pierwszej i drugiej w tym samym pliku rysunku, aby upewnić się, że wszystkie połączenia są wyrównane między różnymi kanałami. Maska pierwsza zawiera rozproszony fazowy kanał wlotowy i kryzę, podczas gdy maska druga zawiera kanał wlotowy fazy ciągłej, filtr i wylot. Użyj dwóch znaczników wyrównania i wydrukuj różne warstwy niezależnie na chromowanej płycie na szkle.Następnie w wyznaczonym laboratorium fotolitograficznym umieść czystą płytkę krzemową o średnicy 3 cali na powlekarce wirowej i włącz próżnię, aby przymocować wafel do uchwytu wirowego. Wiruj od dwóch do trzech mililitrów ujemnego fotorezystu SU-8 2025 na płytce przez 10 sekund przy 1,000 obr./min. Następnie zmień prędkość na 3 000 obr./min na 30 sekund.Zapewni to grubość warstwy 20 mikronów dla pierwszej warstwy. Pierwszą warstwę upiecz na miękko, kładąc ją na płycie grzejnej o temperaturze 95 stopni Celsjusza na sześć minut. Następnie wyjmij wafel i pozwól mu ostygnąć z powrotem do temperatury pokojowej.Wystaw miękko upieczony wafel na maskę numer jeden pod skolimowanym światłem UV przez 18 sekund. Po wystawieniu na działanie promieni UV upiecz wafel na płycie grzejnej o temperaturze 95 stopni Celsjusza przez sześć minut. Następnie pozwól wafli ostygnąć z powrotem do temperatury pokojowej.Powtórz proces wirowania po raz drugi, używając dwóch do trzech mililitrów ujemnego fotorezystu SU-8 2100. Wiruj wafel przez 10 sekund z prędkością 1 000 obr./min, a następnie z prędkością 2 000 obr./min przez 30 sekund. Zapewnia to grubość drugiej warstwy 130 mikronów.Po miękkim upieczeniu wafla na płycie grzejnej o temperaturze 95 stopni Celsjusza przez 35 minut, ułóż maskę numer dwa na drugiej warstwie fotorezystu i wystaw ją na działanie światła UV przez 30 sekund. Następnie piecz go na płycie grzejnej o temperaturze 95 stopni Celsjusza przez siedem minut. Po schłodzeniu z powrotem do temperatury pokojowej rozwinąć wafel, zanurzając go w mieszanej kąpieli 50 mililitrów octanu eteru metylowego glikolu propylenowego, aż cechy staną się wyraźne na płytce.Następnie umyj wafel alkoholem etylowym. Na koniec umieść wafel na platformie termostatycznej i piecz go na twardo w temperaturze 95 stopni Celsjusza przez dwie godziny. Mieszaj monomer PDMS i jego utwardzacz przez cztery minuty w proporcji 10:1 dla warstwy górnej i 8:1 dla warstwy dolnej.Za pomocą automatycznego mieszadła do maści umieść wafel silikonowy na 90-milimetrowej szalce Petriego, a następnie wlej mieszaninę PDMS w proporcji 8:1 na formę na grubość od dwóch do trzech milimetrów. Następnie odgazuj PDMS w komorze próżniowej, aż wszystkie pęcherzyki znikną. Umieść szalkę Petriego w piekarniku i utwardź PDMS w temperaturze 80 stopni Celsjusza przez godzinę.Po schłodzeniu z powrotem do temperatury pokojowej użyj skalpela, aby odciąć urządzenie w odległości co najmniej trzech milimetrów od elementów i powoli oderwij warstwę PDMS od płytki krzemowej. Następnie przebij wlot fazy rozproszonej, wlot fazy ciągłej i wylot w górnej warstwie PDMS za pomocą stempla o średnicy 0,75 milimetra. Oczyść powierzchnię PDMS taśmą samoprzylepną, aby usunąć wszelkie cząsteczki kurzu.Następnie umieść jednocześnie górną i dolną warstwę PDMS w urządzeniu do czyszczenia plazmowego i wystawiaj na działanie plazmy przez dwie minuty o mocy 300 watów. Bezpośrednio po ekspozycji plazmowej umieść górną warstwę na dolnej warstwie i przesuwaj powierzchnie względnie, aż cechy zostaną wyrównane patrząc przez mikroskop stereoskopowy. Utwardź urządzenie w piekarniku w temperaturze 120 stopni Celsjusza przez jeden dzień, aby zwiększyć jego wytrzymałość i zakończyć wiązanie.Na początek przygotuj roztwór fazy ciągłej, rozpuszczając 18% niejonowego środka powierzchniowo czynnego na bazie silikonu w heksadekanie. Następnie przygotuj roztwór fazy rozproszonej, zaczynając od hydrofilowego diakrylanu kołków, jednego milimola na litr barwnika fluorescencyjnego i dodając pięć miligramów na mililitr fotoinicjatora. Napełnij jednomililitrowe zbiorniki pneumatycznego regulatora ciśnienia fazą ciągłą.Następnie napełnij 200-mikrolitrową końcówkę ładującą żel fazą zdyspergowaną. Umieść pół-3D urządzenie mikroprzepływowe na stoliku odwróconego mikroskopu optycznego wyposażonego w szybką kamerę. Następnie podłącz rurkę z fluorowanym etylenem i propylenem do wybitego otworu fazy ciągłej, najpierw podłączając ją do krótkiej rurki ze stali nierdzewnej, wkładając rurkę do końca końcówki ładującej żel i umieszczając końcówkę w wybitym otworze fazy rozproszonej.Następnie włóż rurkę FEP o długości 20 cm do wylotu urządzenia, a koniec umieść w szalce Petriego. Ustaw ostrość mikroskop odwrócony na obszarze, który zawiera przecięcie dwóch faz, obszar kryzy i kanał dolny. Następnie należy ustawić ciśnienia obu faz za pomocą podłączonego pneumatycznego regulatora ciśnienia.Ustaw fazę rozproszoną na 15 milibarów, a fazę ciągłą na 30 milibarów. Odczekaj trzy minuty, aż ciśnienie się ustabilizuje i zostanie osiągnięty stabilny przepływ płynu, bez pęcherzyków lub pozostałości PDMS. Następnie ustaw ciśnienie fazy rozproszonej jako ciśnienie na poziomie podstawowym układu na 45 milibarów.Zwiększaj ciśnienie fazy ciągłej, aż tryb rozpadu emulsji zmieni się z trybu natryskiwania na tryb strumieniowania końcówki. Następnie odczekaj pięć minut, aż się ustabilizuje. Po ustawieniu umieść koniec rurki łączący otwór wylotowy z szalką Petriego i zbierz kropelki.Wystaw je na działanie światła UV, gdzie szybko zestalą się w kulki. Ze względu na różnicę głębokości kanału fazy rozproszonej i kanału fazy ciągłej, przepływ fazy rozproszonej jest ściskany we wszystkich kierunkach przez ciągły przepływ fazy. W rezultacie tworzy się symetryczna stożkowa końcówka cieczy, która w sposób ciągły wytwarza kropelki.Wielkość kropel zmienia się pod wpływem stosunku ciśnień przepływu faz rozproszonych i ciągłych. W tym przypadku ciśnienie fazy ciągłej jest modyfikowane tak, aby wpływać na siłę natarcia, tak że procesy rozpadu kropli zmieniają się z trybu natryskiwania na tryb strumieniowania końcówki. Kropelki są zestalane przez fotopolimeryzację, tworząc cząstki po wyjściu z chipa.Pokazane tutaj kropelki zostały uformowane przy różnych proporcjach ciśnienia. Uzyskany promień kropli ma odwrotną zależność od stosunku ciśnienia fazy ciągłej do fazy rozproszonej. Technika ta toruje drogę naukowcom w dziedzinie zastosowań biologicznych i zapewnia potężne narzędzie do odkrywania leków, syntezy biomolekuł i testowania diagnostycznego.Po obejrzeniu tego filmu powinieneś dobrze zrozumieć, jak wytwarzać półtrójwymiarowe chipy mikroprzepływowe i jak wyprodukować kilka mikrokropelek PGD. Nie zapominaj, że praca z fotorezystem PGMEA może być bardzo niebezpieczna, a środki ostrożności, takie jak noszenie jednorazowych rękawiczek i maski, powinny być zawsze zabierane podczas wykonywania tej procedury.

generation-size-controlled-poly-ethylene-glycol-diacrylate-droplets

Research

JoVE Journal

Engineering

Inżynieria

Mikroprzepływowe wytwarzanie podwójnych emulsji zazwyczaj obejmuje urządzenia o wzorzystej zwilżalności lub specjalnie wykonane elementy szklane. W tym miejscu opisujemy wytwarzanie i testowanie generatora podwójnej emulsji z polidimetylosiloksanu (PDMS), który nie wymaga obróbki powierzchni ani skomplikowanych procesów produkcyjnych i jest w stanie wytwarzać podwójne emulsje do 14 μm.

Podwójne wytwarzanie emulsji przy użyciu współosiowego urządzenia do ustawiania ostrości przepływu z polidimetylosiloksanu (PDMS)

Tutaj demonstrujemy prostą metodę produkcji mikrokropelek o kontrolowanej wielkości, monodyspersyjnych, typu woda w oleju (W/O) za pomocą kapilarnego odśrodkowego urządzenia mikroprzepływowego. Metoda ta wymaga jedynie niewielkiej objętości próbki i umożliwia produkcję o wysokiej wydajności. Spodziewamy się, że ta metoda będzie przydatna do szybkich analiz biochemicznych i komórkowych.

Kapilarne odśrodkowe urządzenie mikroprzepływowe do formowania mikrokropel monodyspersyjnych o kontrolowanej wielkości

Opisane są protokoły wytwarzania degradowalnych termoresponsywnych hydrożeli opartych na sieciowaniu hydrazonów polimerowych oligomerów na skalę masową, mikroskalową i nanoskalę, przy czym ta ostatnia służy do przygotowania zarówno nanocząstek żelowych, jak i nanowłókien.

Wytwarzanie degradowalnych termoczułych hydrożeli w różnych skalach długości za pomocą wytłaczania reaktywnego, mikrofluidyki, samoorganizacji i elektroprzędzenia

Wielowarstwowe urządzenia mikroprzepływowe często wiążą się z wytwarzaniem form wzorcowych o skomplikowanej geometrii dla funkcjonalności. W tym artykule przedstawiono kompletny protokół wieloetapowej fotolitografii z zaworami i funkcjami o zmiennej wysokości, które można dostosować do dowolnego zastosowania. W ramach demonstracji wytwarzamy mikroprzepływowy generator kropel zdolny do wytwarzania kulek hydrożelowych.

Wieloetapowa fotolitografia o zmiennej wysokości dla wielowarstwowych urządzeń mikroprzepływowych z zaworami

Wykazano, że urządzenie do współprzepływu z inwersją faz generuje monodyspersyjne kropelki o wysokiej lepkości powyżej 1 Pas, co jest trudne do zrealizowania w mikroprzepływach kropelkowych.

Wytwarzanie kropelek o wysokiej lepkości za pomocą mikroprzepływowego urządzenia kapilarnego ze strukturą współprzepływu z inwersją faz

Ta praca dostarcza metody wytwarzania platform mikroprzepływowych opartych na kropelkach oraz zastosowania mikrosfer poliakrylamidowych do amplifikacji mikrosferycznej PCR. Metoda microsphere-PCR umożliwia otrzymanie jednoniciowych amplikonów DNA bez rozdzielania dwuniciowego DNA.

Podejście mikroprzepływowe oparte na kropelkach i amplifikacja mikrosferyczno-PCR dla jednoniciowych amplikonów DNA

Ten artykuł opisuje proces mikroprzepływowy i parametry przygotowania cząstek uruchamiających z elastomerów ciekłokrystalicznych. Proces ten pozwala na przygotowanie cząstek uruchamiających oraz zmianę ich wielkości i kształtu (od spłaszczonej do silnie prolate, morfologii rdzeń-powłoka i janus), a także wielkość aktywacji.

Przygotowanie mikroprzepływowe siłowników z elastomeru ciekłokrystalicznego

Testy kropelek wody w oleju są przydatne do chemii analitycznej, ewolucji enzymów i analizy pojedynczych komórek, ale zazwyczaj wymagają mikrofluidyki do formowania kropel. W tym miejscu opisujemy emulgację z szablonami cząstek, bezprzepływowe podejście do wykonywania testów kropelkowych.

Emulgacja szablonowa cząstek umożliwia oznaczanie kropel bez mikroprzepływowości

Tutaj przedstawiono protokół produkcji urządzeń mikroprzepływowych na bazie szkła, używanych do generowania wysoce monodyspersyjnych emulsji o kontrolowanej wielkości kropli.

Urządzenia na bazie szkła do generowania kropli i emulsji

Obecny protokół opisuje wytwarzanie wysoce otwartych porowatych mikrosfer (HOPM) na bazie poli(kwasu mlekowo-ko-glikolowego) za pomocą opartej na pojedynczej emulsji technologii mikroprzepływowej. Mikrosfery te mają potencjalne zastosowania w inżynierii tkankowej i badaniach przesiewowych leków.

Wytwarzanie wysoce otwartych porowatych mikrosfer (HOPM) za pomocą technologii mikroprzepływowej

Prezentacja dwuwarstwowego urządzenia opartego na polidimetylosiloksanie (PDMS) do produkcji bibliotek kombinatorycznych w emulsjach (korkach) typu woda w oleju jest przedstawiona. Niezbędny sprzęt i oprogramowanie wymagane do automatyzacji produkcji zatyczek jest szczegółowo opisane w protokole, a także pokazano produkcję ilościowej biblioteki zatyczek fluorescencyjnych.

Dwuwarstwowe urządzenie mikroprzepływowe do kombinatorycznej produkcji korków

Naucz się wytwarzać krople diakrylanu poli(glikolu etylenowego) o kontrolowanej wielkości za pomocą pół-3-wymiarowych mikroprzepływowych układów z ogniskowaniem przepływu. Ta metoda umożliwia efektywne badania biochemiczne przy minimalnym zużyciu próbki.

Wytwarzanie kropelek diakrylanu z poli(glikolu etylenowego) o kontrolowanej wielkości za pomocą pół-3-wymiarowych urządzeń mikroprzepływowych z ogniskowaniem przepływu (Wideo) | JoVE Journal

Wytwarzanie kropelek diakrylanu z poli(glikolu etylenowego) o kontrolowanej wielkości za pomocą pół-3-wymiarowych urządzeń mikroprzepływowych z ogniskowaniem przepływu

Przeglądaj więcej filmów