Name: Obrazowanie układu sercowo-naczyniowego u płodu myszy za pomocą systemu ultrasonograficznego o wysokiej częstotliwości (30/45 MHZ) (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2018-05-05T12:30:00.000+00:00
Duration: 7 min 34 s
Description: Poznaj technikę obrazowania ultrasonograficznego o wysokiej częstotliwości (30/45 MHz) do badania rozwoju układu sercowo-naczyniowego u płodów myszy. Metoda umożliwia nieinwazyjną ocenę morfologii serca i parametrów przepływu w czasie rzeczywistym.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Dziękujemy centrum fizjologii zwierząt, wydziałowi medycyny molekularnej UCLA za wsparcie techniczne i otwarty dostęp do systemu biomikroskopii ultradźwiękowej Vevo 2100 (UBM). Badanie to było wspierane przez NIH/Child Health Research Center (5K12HD034610/K12), UCLA-Children's Discovery Institute oraz Today and Tomorrow Children's Fund, a także nagrodę David Geffen School of Medicine Research Innovation dla M. Toumy.

Uniwersytet Kalifornijski w Los Angeles, Komitet ds. Opieki nad Zwierzętami i Użytkowania zatwierdził wszystkie procedury przedstawione w tym protokole. Eksperymenty zostały przeprowadzone w ramach trwającego badania zgodnie z protokołami aktywnymi zwierzętami zatwierdzonymi przez instytucjonalny Komitet ds. Opieki nad Zwierzętami i Wykorzystania Zwierząt Uniwersytetu Kalifornijskiego w Los Angeles, Kalifornia, USA. Obchodzenie się ze zwierzętami i opieka nad nimi były zgodne ze standardami zawartymi w Przewodniku opieki nad zwierzętami laboratoryjnymi i ich wykorzystywaniu.
1. Przygotowanie systemu obrazowania ultrasonograficznego o wysokiej częstotliwości
<ol>
	<li>Włącz system obrazowania ultrasonograficznego i jednostkę monitorowania fizjologii.</li>
	<li>Podłączyć przetwornik 30/45 MHz.</li>
	<li>Umieść odpowiednią głowicę skanującą na uchwycie w pobliżu platformy obrazowania.</li>
	<li>Wybierz opcję Cardiac Measurement Program (Program do pomiaru pracy serca).</li>
	<li>Umieść żel ultradźwiękowy do góry nogami w pojemniku do podgrzewania ustawionym na 37 °C.</li>
	<li>Potwierdzić odpowiedni system przewodów do znieczulenia i sprawdzić poziom tlenu i izofluranu.</li>
	<li>Zdezynfekuj platformę obrazowania i obszar roboczy.</li>
	<li>Ustaw poziom ciepła platformy obrazowania, aby utrzymać stałą temperaturę ciała i tętno zapór.</li>
</ol>
2. Przygotowanie ciężarnej myszy
<ol>
	<li>Umieść ciężarną matkę myszy (C57/BL6) w komorze indukcyjnej znieczulenia.</li>
	<li>Wywołać znieczulenie za pomocą stale dostarczanego wziewnego izofluranu (izofluran 2%-3%) zmieszanego ze 100% tlenem (100%O2) przy natężeniu przepływu 200 ml/min w komorze indukcyjnej.</li>
	<li>Przenieść zwierzę w stanie sedacji na platformę obrazowania w pozycji leżącej.</li>
	<li>Zapewnić sedację w stanie ustalonym za pomocą maski na twarz podłączonej do systemu rurek anestezjologicznych dostarczających izofluran (1,0% - 1,5%) zmieszany ze 100%O2 w temperaturze 200 ml / min. 
	UWAGA: Kontroluj wyciek gazu znieczulającego za pomocą systemu wentylacji wyposażonego w filtr węglowy zawierający zestaw kanistrów.</li>
	<li>Po nałożeniu żelu elektrodowego delikatnie przyklej kończyny do osadzonych elektrod elektrograficznych, aby uzyskać stałe monitorowanie częstości czynności serca i oddechu matki.</li>
	<li>Dostosuj poziom izofluranu, aby utrzymać średnie tętno (450 +/- 50 uderzeń/min (bpm)).</li>
	<li>Utrzymuj temperaturę ciała w zakresie 37.0 °C +/- 0.5 °C. Monitoruj temperaturę ciała i tętno wyświetlane na sterowniku fizjologii.</li>
	<li>Dokumentuj parametry życiowe myszy poddanej sedacji co 15 minut przez cały czas trwania procedury obrazowania.</li>
	<li>Oceń poziom znieczulenia, oceniając postawę myszy, tętno i reakcję na uszczypnięcie palca.</li>
	<li>Nałóż balsam okulistyczny (1 kropla do każdego oka), aby zapobiec wysuszeniu oczu i uszkodzeniu rogówki.</li>
	<li>Usuń sierść od połowy klatki piersiowej do kończyn dolnych za pomocą kremu do depilacji, aby zminimalizować tłumienie ultradźwięków. Usuń krem 1-1,5 minuty po aplikacji, naprzemiennie chusteczki z gazy mokrej i suchej, aby zapobiec uszkodzeniu skóry.</li>
</ol>
3. Identyfikacja zarodka
<ol>
	<li>Delikatnie dotykaj ściany brzucha, aby zlokalizować płody i rozłożyć je.</li>
	<li>Opisz każdy zarodek na brzuchu matki i określ jego orientację przednio-tylną i grzbietowo-brzuszną za pomocą markera.</li>
	<li>Użyj szyjki macicy uspokojonej tamy jako punktu orientacyjnego. Oznacz płody na lewym i prawym rogu macicy odpowiednio jako L1, L2, L 3 itd. (lewa strona) i R1, R2, R3 itd. (prawa strona) (<silna klasa="xfig">Rysunek 1A). 
	UWAGA: Unikaj silnego rozkładania płodów. 1-2 płody w każdym miocie mogą nakładać się na pozostałe, co sprawia, że ich pozycjonowanie i obrazowanie są niewiarygodne. Należy wykluczyć te płody z analizy.</li>
</ol>
4. Wizualizacja i adnotacja serca płodu
<ol>
	<li>Nałóż wstępnie podgrzany żel ultradźwiękowy na brzuch i ostrożnie rozprowadź, aby uniknąć tworzenia się pęcherzyków. Dodaj dodatkową ilość żelu na obszar obrazowania skanującego.</li>
	<li>Umieść sondę ultradźwiękową na mechanicznym uchwycie i stopniowo mobilizuj ją w kierunku skóry, aby zetknąć się z grubą warstwą żelu, szukając bijącego serca za pomocą skanowania w trybie B (<silna klasa = "xfig" >Rysunek 1).</li>
	<li>Kliknij przycisk trybu skanowania B, aby uzyskać obrazy 2D. Użyj pęcherza jako punktu orientacyjnego, aby zidentyfikować pierwszy płód umieszczony w prawym lub lewym rogu macicy i oznacz go odpowiednio jako R1 lub L1.</li>
	<li>Potwierdź prawą i lewą orientację danego płodu w czasie rzeczywistym, przesuwając platformę obrazowania w płaszczyźnie poziomej. Skanuj od głowy do ogona, aby dodać adnotacje do pyska, kończyn i kręgosłupa jako punktów orientacyjnych (<silna klasa="xfig">Rysunek 1B, Wideo 1).</li>
	<li>Wizualizuj bijące serce i opisz lewą komorę (LV) i prawą komorę (RV). Użyj trybu kolorowego Dopplera, aby zoptymalizować wizualizację serca (<silna klasa = "xfig" >Rysunek 1 CG, Filmy 1-2).</li>
	<li>Kliknij przycisk trybu skanowania B, aby uzyskać przymostkowy widok krótkiej osi, wyświetl LV i RV w maksymalnej średnicy w środku ramki akwizycji danych. Rozpocznij obrazowanie na żywo (<silna klasa="xfig">Rysunek 1B-C).</li>
	<li>Zmień orientację myszy względem płaszczyzn skanowania, aby uzyskać podłużny widok czterokomorowy (<silna klasa="xfig">Rysunek 1D). Najpierw zidentyfikuj pozostałe struktury serca, takie jak przedsionki, przegroda międzykomorowa oraz lewa i prawa droga odpływowa. Następnie wyświetl komory komorowe i przedsionkowe w ich maksymalnej średnicy. Następnie rozpocznij akwizycję obrazu.</li>
	<li>Wyklucz nieoptymalne, ukośne obrazy z końcowej analizy. Kliknij przycisk Cini, aby uzyskać ciągłe nagrywanie "Cineloops" przez co najmniej 10 sekund, a następnie zapisz nagrane obrazy.</li>
</ol>
5. Ocena tętna płodu i funkcji komór
<ol>
	<li>Kliknij przycisk skanowania w trybie M, aby uzyskać obrazy serca z czterech płaszczyzn komory (Wideo 3).</li>
	<li>Wyświetl listę nagrań do analizy po uzyskaniu kompletnych obrazów wszystkich zarodków.</li>
	<li>Wyklucz nieoptymalne, ukośne obrazy z końcowej analizy.</li>
	<li>Kliknij przycisk analizy, aby zmierzyć grubość ścianki i wewnętrzną średnicę lewej/prawej komory przy rozkurczu (LVID, d; RVID, d) i skurcz (LVID, s; RVID, s), jak pokazano na Rysunek 2.</li>
	<li>Określ średnie tętno płodu, odtwarzając każde zarejestrowane śledzenie w trybie M i obliczając pomiar jednego cyklu przepływu do następnego cyklu przepływu (odstępy między sąsiednimi szczytami).</li>
	<li>Wykonaj wiele pomiarów (co najmniej 5 na śledzenie), aby uzyskać średnie tętno (<silna klasa="xfig">Rysunek 2).</li>
	<li>Zmierz zmiany skroniowe między wewnętrzną średnicą rozkurczową lewej komory (LVID, d) a wewnętrzną średnicą lewej komory na końcu skurczu (LVID, s) przez cały cykl pracy serca. Następnie oblicz procent ułamkowego skrócenia (FS%) w następujący sposób: FS%=[(LVID,d-LVID,s)/LVID,d]x100.</li>
	<li>Wykonaj wiele pomiarów (co najmniej 5 na śledzenie), aby uzyskać średnie wartości FS%.</li>
</ol>
6. Ocena parametrów przepływu krążeniowo-oddechowego
<ol>
	<li>Wyreguluj sektor pod kątem nabycia mniejszym niż 60o. Kliknij przycisk Dopplera, aby wykonać pomiary dopplerowskie fal pulsacyjnych z czterokomorowej płaszczyzny obrazowania 2D za pomocą przetwornika 45 MHz.
	<ol>
		<li>Najpierw zwizualizuj rozwidlenie tętnicy płucnej, aby zidentyfikować prawą drogę odpływu. Następnie kliknij przycisk Dopplera z falą pulsacyjną, aby uzyskać wzorzec przepływu przez zastawkę płucną i aortalną (<silna klasa = "xfig">Rysunek 3A, Wideo 4).</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Uzyskaj pomiary przepływu w płucach na podstawie śledzenia dopplerowskiego falami pulsacyjnymi, w tym szczytowej prędkości skurczowej (PkV), czasu przyspieszenia (AT) i czasu wyrzutu (ET).</li>
	<li>Wykonaj wiele pomiarów (co najmniej 5 na śledzenie), aby uzyskać średnie pomiary, jak pokazano na <silna klasa="xfig">Rysunek 3A (po prawej).</li>
	<li>Obliczyć stosunek AT/ET dla każdego zaworu odpływowego jako wskaźnik drożności dróg odpływowych i przepływu krwi.</li>
	<li>Kontynuuj uzyskiwanie wzorców przepływu zastawki mitralnej i aortalnej z czterokomorowych widoków wierzchołkowych 2D za pomocą Dopplera fali pulsacyjnej. Najpierw zidentyfikuj lewy przedsionek i komory lewej komory. Następnie umieść objętość próbki Dopplera z falą pulsacyjną w celu zarejestrowania wzorców dopplerowskich napływu zastawki mitralnej i zmierzenia wczesnej prędkości rozkurczowej (E) i prędkości skurczu przedsionków (A) (<silna klasa="xfig">Rysunek 3B)24,25.</li>
	<li>Dostosuj objętość próbki Dopplera, aby uzyskać wzór strumienia dopplerowskiego aorty. Użyj śledzenia strumienia dopplerowskiego aorty, aby zmierzyć czas przyspieszenia (AT) i czas wyrzutu (ET), jak pokazano na Rysunek 3B (po prawej) (Wideo 5)</li>
</ol>
7. Ocena osi płodowo-łożyskowej
<ol>
	<li>Użyj kolorowego skanu dopplerowskiego, aby uwidocznić tętnicę maciczną i drzewo naczyniowe płodu i łożyska za pomocą przetwornika 45 MHz (<silna klasa = "xfig" >Rysunek 4A).</li>
	<li>Zidentyfikuj naczynia pępowinowe (dwie tętnice i jedną żyłę) w odcinku wewnątrzowodniowym pępowiny, tuż po wyjściu pępowiny z jamy brzusznej płodu.</li>
	<li>Umieść objętość próbki Dopplera z falą pulsacyjną, aby uzyskać wzorzec przepływu w tętnicy pępowinowej (<silna klasa = "xfig" >Rysunek 4A).</li>
	<li>Zmierz parametry szczytowego przepływu naczyniowego, w tym czas przyspieszenia (AT), czas wyrzutu (ET) i szczytową prędkość przepływu w skurczu końcowym (PkV, s) za pomocą rekordu skanowania dopplerowskiego fali pulsacyjnej (<silna klasa="xfig">Rysunek 4B).</li>
	<li>Uzyskaj 5 kolejnych przebiegów w każdym naczyniu, przy braku ruchów płodu i ruchów oddechowych matki, aby zmierzyć średnią prędkość szczytową dla każdego naczynia.</li>
	<li>Przejdź do następnego zarodka.</li>
</ol>
8. Monitorowanie zwierząt po obrazowaniu
<ol>
	<li>Wyłączyć pojemnik z izofluranem po zakończeniu procesu obrazowania.</li>
	<li>Kontynuuj monitorowanie temperatury ciała, częstości oddechów i tętna w fazie regeneracji.</li>
	<li>Zdejmij maskę na twarz i podłączony system rurek, gdy zapora zacznie spontanicznie się poruszać.</li>
	<li>Umieść zaporę z powrotem w odpowiednim pomieszczeniu i kontynuuj obserwację zgodnie ze standardowymi instytucjonalnymi protokołami po zabiegu.</li>
	<li>Udokumentuj czas do pełnego wznowienia normalnej aktywności.</li>
</ol>
9. Wymagania dotyczące wydajności i względy techniczne
<ol>
	<li>Skróć czas przetwarzania dla ~8 płodów do około 1 godziny, aby uniknąć niekorzystnego wpływu długotrwałego znieczulenia na parametry życiowe i fizjologiczne.</li>
	<li>Ukończ szkolenie z 8-10 ciężarnymi myszami, aby zoptymalizować techniki pozyskiwania obrazów i śledzenia wzorców przepływu w krótkim czasie.</li>
</ol>

<ol><li>Touma, M., Reemtsen, B., Halnon, N., Alejos, J., Finn, J. P., Nelson, S. F., Wang, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+Path+to+Implement+Precision+Child+Health+Cardiovascular+Medicine%5BTitle%5D)+AND+%22Front+Cardiovasc+Med%22%5BJournal%5D)">A Path to Implement Precision Child Health Cardiovascular Medicine.</a> Front Cardiovasc Med. 4, 36(2017).</li>
<li>Triedman, J. K., Newburger, J. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Trends+in+Congenital+Heart+Disease.+The+Next+Decade%5BTitle%5D)+AND+%22Circulation%22%5BJournal%5D)">Trends in Congenital Heart Disease. The Next Decade.</a> Circulation. 133, 2716-2733 (2016).</li>
<li>Gilboa, S. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Congenital+Heart+Defects+in+the+United+States+Estimating+the+Magnitude+of+the+Affected+Population+in+2010%5BTitle%5D)+AND+%22Circulation%22%5BJournal%5D)">Congenital Heart Defects in the United States Estimating the Magnitude of the Affected Population in 2010.</a> Circulation. 134, 101-109 (2016).</li>
<li>Pruetz, J. D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Outcomes+of+critical+congenital+heart+disease+requiring+emergent+neonatal+cardiac+intervention%5BTitle%5D)+AND+%22Prenat+Diagn%22%5BJournal%5D)">Outcomes of critical congenital heart disease requiring emergent neonatal cardiac intervention.</a> Prenat Diagn. 34, 1127-1132 (2014).</li>
<li>Peterson, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mortality+among+Infants+with+Critical+Congenital+Heart+Disease%3A+How+Important+Is+Timely+Detection%3F%5BTitle%5D)+AND+%22Birth+Defects+Res+A+Clin+Mol+Teratol%22%5BJournal%5D)">Mortality among Infants with Critical Congenital Heart Disease: How Important Is Timely Detection?</a> Birth Defects Res A Clin Mol Teratol. 97 (10), 664-672 (2013).</li>
<li>Atz, A. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Prenatal+Diagnosis+and+Risk+Factors+for+Preoperative+Death+in+Neonates+with+Single+Right+Ventricle+and+Systemic+Outflow+Obstruction%3A+Screening+Data+from+the+Pediatric+Heart+Network+Single+Ventricle+Reconstruction+Trial%5BTitle%5D)+AND+%22J+Thorac+Cardiovasc+Surg%22%5BJournal%5D)">Prenatal Diagnosis and Risk Factors for Preoperative Death in Neonates with Single Right Ventricle and Systemic Outflow Obstruction: Screening Data from the Pediatric Heart Network Single Ventricle Reconstruction Trial.</a> J Thorac Cardiovasc Surg. 140 (6), For the Pediatric Heart Network Investigators 1245-1250 (2010).</li>
<li>Lalani, S. R., Belmont, J. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Genetic+Basis+of+Congenital+Cardiovascular+Malformations%5BTitle%5D)+AND+%22Eur+J+Med+Genet%22%5BJournal%5D)">Genetic Basis of Congenital Cardiovascular Malformations.</a> Eur J Med Genet. 57 (8), 402-413 (2014).</li>
<li>Hanchard, N. A., Swaminathan, S., Bucasas, K., Furthner, D., Fernbach, S., Azamian, M. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+genome-wide+association+study+of+congenital+cardiovascular+left-sided+lesions+shows+association+with+a+locus+on+chromosome+20%5BTitle%5D)+AND+%22Hum+Mol%22%5BJournal%5D)">A genome-wide association study of congenital cardiovascular left-sided lesions shows association with a locus on chromosome 20.</a> Hum Mol. 11, 2331-2341 (2016).</li>
<li>Arsenijevic, V., Davis-Dusenbery, B. N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Reproducible%2C+Scalable+Fusion+Gene+Detection+from+RNA-Seq%5BTitle%5D)+AND+%22Methods+Mol+Biol%22%5BJournal%5D)">Reproducible, Scalable Fusion Gene Detection from RNA-Seq.</a> Methods Mol Biol. 1381, 223-237 (2016).</li>
<li>LaHaye, S., Corsmeier, D., Basu, M., Bowman, J. L., Fitzgerald-Butt, S., Zender, G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Utilization+of+Whole+Exome+Sequencing+to+Identify+Causative+Mutations+in+Familial+Congenital+Heart+Disease%5BTitle%5D)+AND+%22Circ+Cardiovasc+Genet%22%5BJournal%5D)">Utilization of Whole Exome Sequencing to Identify Causative Mutations in Familial Congenital Heart Disease.</a> Circ Cardiovasc Genet. 9 (4), 320-329 (2016).</li>
<li>Zaidi, S., Choi, M., Wakimoto, H., Ma, L., Jiang, J., Overton, J. D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((De+novo+mutations+in+histone+modifying+genes+in+congenital+heart+disease%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">De novo mutations in histone modifying genes in congenital heart disease.</a> Nature. 498 (7453), 220-223 (2016).</li>
<li>Leirgul, E., Brodwall, K., Greve, G., Vollset, S. E., Holmstrom, H., Tell, G. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Maternal+Diabetes%2C+Birth+Weight%2C+and+Neonatal+Risk+of+Congenital+Heart+Defects+in+Norway%2C+1994-2009%5BTitle%5D)+AND+%22Obstet+Gynecol%22%5BJournal%5D)">Maternal Diabetes, Birth Weight, and Neonatal Risk of Congenital Heart Defects in Norway, 1994-2009.</a> Obstet Gynecol. 128 (5), 1116-1125 (2016).</li>
<li>Garry, D. J., Olson, E. N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+Common+Progenitor+at+the+Heart+of+Development%5BTitle%5D)+AND+%22Cell%22%5BJournal%5D)">A Common Progenitor at the Heart of Development.</a> Cell. 127 (6), 1101-1104 (2006).</li>
<li>Postma, A. V., Bezzina, C. R., Christoffels, V. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Genetics+of+congenital+heart+disease%3A+the+contribution+of+the+noncoding+regulatory+genome%5BTitle%5D)+AND+%22J+Hum+Genet%22%5BJournal%5D)">Genetics of congenital heart disease: the contribution of the noncoding regulatory genome.</a> J Hum Genet. 61, 13-19 (2016).</li>
<li>Ganguly, A., Touma, M., Thamotharan, S., De Vivo, D. C., Devaskar, S. U. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Maternal+Calorie+Restriction+Causing+Uteroplacental+Insufficiency+Differentially+Affects+Mammalian+Placental+Glucose+and+Leucine+Transport+Molecular+Mechanisms%5BTitle%5D)+AND+%22Endocrinology.+Oct%22%5BJournal%5D)">Maternal Calorie Restriction Causing Uteroplacental Insufficiency Differentially Affects Mammalian Placental Glucose and Leucine Transport Molecular Mechanisms.</a> Endocrinology. Oct. 157 (10), 4041-4054 (2016).</li>
<li>Lluri, G., Huang, V., Touma, M., Liu, X., Harmon, A. W., Nakano, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Hematopoietic+progenitors+are+required+for+proper+development+of+coronary+vasculature%5BTitle%5D)+AND+%22J+Mol+Cell+Cardiol%22%5BJournal%5D)">Hematopoietic progenitors are required for proper development of coronary vasculature.</a> J Mol Cell Cardiol. 86, 199-207 (2015).</li>
<li>Bishop, K. C., Kuller, J. A., Boyd, B. K., Rhee, E. H., Miller, S., Barker, P. <a target="_blank" href="https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/28134395">Ultrasound Examination of the Fetal Heart.</a> Obstet Gynecol Surv. 72 (1), 54-61 (2017).</li>
<li>He, H., Gan, J., Qi, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Assessing+extensive+cardiac+echography+examination+for+detecting+foetal+congenital+heart+defects+during+early+and+late+gestation%3A+a+systematic+review+and+meta-analysis%5BTitle%5D)+AND+%22Acta+Cardiol%22%5BJournal%5D)">Assessing extensive cardiac echography examination for detecting foetal congenital heart defects during early and late gestation: a systematic review and meta-analysis.</a> Acta Cardiol. 71 (6), 699-708 (2016).</li>
<li>Hobbs, C. A., Cleves, M. A., Karim, M. A., Zhao, W., MacLeod, S. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Maternal+Folate-Related+Gene+Environment+Interactions+and+Congenital+Heart+Defects%5BTitle%5D)+AND+%22Obstet+Gynecol%22%5BJournal%5D)">Maternal Folate-Related Gene Environment Interactions and Congenital Heart Defects.</a> Obstet Gynecol. 116 (2 Pt 1), 316-322 (2016).</li>
<li>Gabbay-Benziv, R., et al. <a target="_blank" href="https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/27569369">A step-wise approach for analysis of the mouse embryonic heart using 17.6 Tesla MRI.</a> Magn Reson Imaging. 35, 46-53 (2017).</li>
<li>Kim, G. H. <a target="_blank" href="https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pmc/articles/PMC3601205/">Murine fetal echocardiography.</a> J Vis Exp. (72), e4416(2013).</li>
<li>Zhou, Y. Q., Cahill, L. S., Wong, M. D., Seed, M., Macgowan, C. K., Sled, J. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Assessment+of+flow+distribution+in+the+mouse+fetal+circulation+at+late+gestation+by+high-frequency+Doppler+ultrasound%5BTitle%5D)+AND+%22Physiol+Genomics%22%5BJournal%5D)">Assessment of flow distribution in the mouse fetal circulation at late gestation by high-frequency Doppler ultrasound.</a> Physiol Genomics. 46 (16), 602-614 (2014).</li>
<li>Greco, A., Coda, A. R., Albanese, S., Ragucci, M., Liuzzi, R., Auletta, L., Gargiulo, S., Lamagna, F., Salvatore, M., Mancini, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((High-Frequency+Ultrasound+for+the+Study+of+Early+Mouse+Embryonic+Cardiovascular+System%5BTitle%5D)+AND+%22Reprod+Sci%22%5BJournal%5D)">High-Frequency Ultrasound for the Study of Early Mouse Embryonic Cardiovascular System.</a> Reprod Sci. 22 (12), 1649-1655 (2015).</li>
<li>Deneke, T., Lawo, T., von Dryander, S., Grewe, P. H., Germing, A., Gorr, E., Hubben, P., Mugge, A., Shin, D. I., Lemke, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Non-invasive+determination+of+the+optimized+atrioventricular+delay+in+patients+with+implanted+biventricular+pacing+devices%5BTitle%5D)+AND+%22Indian+Pacing+Electrophysiol+J%22%5BJournal%5D)">Non-invasive determination of the optimized atrioventricular delay in patients with implanted biventricular pacing devices.</a> Indian Pacing Electrophysiol J. 10 (2), 73-85 (2010).</li>
<li>Kono, M., Kisanuki, A., Ueya, N., Kubota, K., Kuwahara, E., Takasaki, K., Yuasa, T., Mizukami, N., Miyata, M., Tei, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Left+ventricular+global+systolic+dysfunction+has+a+significant+role+in+the+development+of+diastolic+heart+failure+in+patients+with+systemic+hypertension%5BTitle%5D)+AND+%22Hypertens+Res%22%5BJournal%5D)">Left ventricular global systolic dysfunction has a significant role in the development of diastolic heart failure in patients with systemic hypertension.</a> Hypertens Res. 33 (11), 1167-1173 (2010).</li>
</ol>

Nie stwierdzono konfliktu interesów.

Na wady rozwojowe i choroby sercowo-naczyniowe istotny wpływ mają czynniki genetyczne i elementy środowiska19. Wcześniej wykazaliśmy istotny wpływ ograniczenia kalorii u matki, zainicjowanego w drugim trymestrze ciąży, na krążenie płodu i łożysko i czynność serca płodu9.
Niedotlenienie prenatalne jest kolejnym częstym czynnikiem stresowym podczas rozwoju płodu, który może mieć ogromny wpływ na fizjologię płodu i łożyska oraz układ krążenia. Wpływ...

Wrodzone wady rozwojowe serca to niejednorodne wady strukturalne, które występują podczas wczesnego rozwoju serca. Obecny postęp techniczny w procedurach operacyjnych doprowadził do znacznej poprawy wskaźników przeżywalności niemowląt z chorobą wieńcową1,2. Jednak jakość życia jest często pogarszana w wyniku długotrwałej hospitalizacji i konieczności etapowych zabiegów chirurgicznego leczenia1,2,3,4,5. Prenatalne wykrywanie mechanizmów molekularnych leżących u podstaw choroby niedokrwiennej serca ma kluczowe znaczenie dla planowania wczesnych interwencji, realizacji nowych strategii prewencyjnych i poprawy wyników przez całe życie6,7.
Chociaż wiele czynników genetycznych i środowiskowych zostało zamieszanych w patogenezę CHD, ustalenie związku przyczynowego pozostaje niezaspokojoną potrzebą poprawy strategii diagnostycznych, terapeutycznych i prewencyjnych1,8,9,10,11,12. Co więcej, zbadanie roli czynników stresowych in utero i modyfikatorów epigenetycznych otwiera nowe możliwości dla przyszłych badań11,12. W ostatniej dekadzie rzeczywiście nastąpił szybki postęp w technologii sekwencjonowania nowej generacji, w tym mikromacierz polimorfizmu pojedynczego nukleotydu (SNP), sekwencjonowanie całego egzomu i badania metylacji całego genomu, ich wykorzystanie w badaniu genetycznych przyczyn złożonych chorób człowieka, w tym CHD1,8,9,10,11torując drogę do identyfikacji nowych mutacji i wariantów genetycznych, które nie zostały jeszcze przetestowane pod kątem patogenności w odpowiednich modelach zwierzęcych.
Wśród różnych systemów modeli chorób, mysz jest modelem zwierzęcym z wyboru, nie tylko do badania mechanizmów CHD podczas wczesnej kardiogenezy13,14,15,16, ale także do wyjaśnienia ich wpływu na dojrzewanie i funkcjonowanie komory serca w późnym okresie ciąży w prenatalnych i okołoporodowych czynnikach stresowych. W związku z tym przeprowadzenie charakterystyki fenotypowej in vivo zmutowanego płodu myszy serca, zarówno we wczesnych, jak i późnych stadiach rozwoju, ma kluczowe znaczenie dla zrozumienia roli tych zmian genetycznych i czynników środowiskowych na rozwój serca oraz potencjalnego przyszłego wpływu na specyficzne procesy dojrzewania w komorze u myszy.
Wczesne wykrycie i dokładna diagnoza wad serca podczas rozwoju ma kluczowe znaczenie dla planowania interwencyjnego17,18. Będąc bezpieczną, prostą, przenośną i powtarzalną, ultrasonografia płodu stała się rzeczywiście standardową techniką obrazowania do oceny serca w klinice. Ocena krążenia płodu za pomocą USG Dopplera jest szeroko stosowana w praktyce klinicznej nie tylko do wykrywania wad serca, ale także do wykrywania nieprawidłowości naczyniowych, niewydolności łożyska i wewnątrzmacicznego ograniczenia wzrostu, a także do oceny dobrostanu płodu w odpowiedzi na zniewagi in utero, w tym hipoksemię, chorobę matki i toksyczność leków17, 18. Równolegle do swojej wartości w ocenie wad i chorób u ludzi, ocena ultrasonograficzna płodów myszy zyskuje coraz większą użyteczność w warunkach eksperymentalnych19,20,21,22,23. W szczególności ultrasonografia serca płodu (echokardiografia) umożliwia sekwencyjną wizualizację in vivo rozwijającego się serca. W wielu badaniach eksperymentalnych wykorzystano technologię obrazowania ultradźwiękowego do obserwacji rozwoju układu sercowo-naczyniowego płodu u transgenicznych myszy płodowych. Ultrasonografia dopplerowska była szczególnie przydatna do wyjaśnienia parametrów patofizjologicznych, takich jak wzorce przepływu w krążeniu płodu w warunkach wyzwań fizjologicznych lub stanów chorobowych10,19. Zarówno u ludzi, jak i zwierząt nieprawidłowy przepływ krwi lub dopływ tlenu do płodu może wynikać z różnych warunków, które mogą zakłócać środowisko płodu w macicy i wpływać na oś płodu-łożyska, w tym nieprawidłowości łożyska, niedotlenienie matki, cukrzyca ciążowa i farmaceutycznie wywołane zwężenie naczyń krwionośnych15,22. W związku z tym ustanowienie ustandaryzowanych metod wykonywania ultrasonografii dopplerowskiej na płodach myszy ogromnie wzmocni przyszłe badania nad chorobą niedokrwienną serca, ułatwiając monitorowanie wzorców przepływu i kluczowych wskaźników hemodynamicznych obwodów sercowo-naczyniowych na różnych etapach rozwoju serca w genetycznych modelach myszy.
Ultrasonografia o wysokiej częstotliwości stała się potężnym narzędziem do pomiaru parametrów rozwojowych i fizjologicznych układu sercowo-naczyniowego w modelach mysich i chorobach ludzkich18. W ostatnich latach technologia ta została jeszcze bardziej udoskonalona. Wraz z innymi badaczami wykazaliśmy wykonalność tego systemu do przeprowadzania badań ultrasonograficznych o ultrawysokiej częstotliwości na sercu płodu myszy 15,19,20,21,22,23. System jest wyposażony w dopplerowskie mapowanie przepływu kolorów i przetworniki liniowe, które generują dwuwymiarowe, dynamiczne obrazy z częstotliwością odświeżania (od 30 do 50 MHz). Te zalety, w porównaniu z systemami ultrasonograficznymi o niskiej częstotliwości i wcześniejszą generacją ultradźwięków o wysokiej częstotliwości21,22, zapewniają niezbędną czułość i rozdzielczość do dogłębnej oceny układu krążenia płodu, w tym kompleksowej charakterystyki struktur serca, funkcji komory i wskaźników przepływu płodów myszy w warunkach eksperymentalnych. W niniejszym artykule przedstawiono metody szybkiej oceny krążenia krążeniowo-oddechowego i krążenia płodowo-łożyskowego w dniu embrionalnym E18.5 in vivo przy użyciu systemu wysokiej częstotliwości. Wybraliśmy przetwornik 30/45 MHz, który zapewnia rozdzielczość osiową około 60 μm i rozdzielczość boczną 150 μm. Jednak przetwornik o wyższej częstotliwości (40/50 MHz) może być wybrany do analizy wcześniejszych etapów rozwoju, stosując podobne podejście metodologiczne. Wybrany tryb M umożliwia wizualizację tkanek w ruchu w wysokiej rozdzielczości czasowej (1 000 klatek/s). Wreszcie, wykazujemy wykonalność wysokiej ultrasonografii do szczegółowej, kompleksowej charakterystyki fenotypowej stanu hemodynamicznego i funkcji układu sercowo-naczyniowego płodu u myszy na początku badania i w odpowiedzi na stres związany z hipoksją prenatalną.

<table><tbody><tr><td>Vevo 2100</td><td>VisualSonics, Toronto, Ontario, Kanada</td><td>Nie</td> dotyczy <td>biomikroskopii ultradźwiękowej o wysokiej swobodności. Zestaw jest dostępny w centrum fizjologii zwierząt, oddziale medycyny molekularnej, UCLA. </td></tr><tr><td>Myszy wsobne w USA (c57/BL6)</td><td>Charles River Laboratories</td><td>N/A</td><td>Szczep myszy typu dzikiego Inbread</td></tr></tbody></table>

obrazowanie układu sercowo-naczyniowego u płodu myszy za pomocą systemu ultrasonograficznego o wysokiej częstotliwości (30/45 mhz)

Fetal Mouse Cardiovascular Imaging Using a High-frequency Ultrasound (30/45MHZ) System

Wrodzone wady serca (CHD) są najczęstszą przyczyną zachorowalności i wczesnej śmiertelności w dzieciństwie. Prenatalne wykrywanie mechanizmów molekularnych leżących u podstaw choroby niedokrwiennej serca ma kluczowe znaczenie dla wynalezienia nowych strategii profilaktycznych i terapeutycznych. Zmutowane modele myszy są potężnymi narzędziami do odkrywania nowych mechanizmów i modyfikatorów stresu środowiskowego, które napędzają rozwój serca i ich potencjalne zmiany w chorobach niedokrwiennych. Jednak wysiłki zmierzające do ustalenia przyczynowości tych domniemanych czynników ograniczyły się do badań histologicznych i molekularnych w eksperymentach na zwierzętach, w których często nie ma monitorowania kluczowych parametrów fizjologicznych i hemodynamicznych. Technologia obrazowania na żywo stała się podstawowym narzędziem do ustalenia etiologii choroby wieńcowej. W szczególności obrazowanie ultrasonograficzne może być stosowane w okresie prenatalnym bez chirurgicznego odsłaniania płodów, co pozwala na utrzymanie ich wyjściowej fizjologii przy jednoczesnym monitorowaniu wpływu stresu środowiskowego na hemodynamiczne i strukturalne aspekty rozwoju komór sercowych. W tym celu używamy systemu ultrasonograficznego o wysokiej częstotliwości (30/45) do badania układu sercowo-naczyniowego u płodów myszy przy E18,5 w macicy na początku badania i w odpowiedzi na ekspozycję na hipoksję prenatalną. Wykazujemy wykonalność systemu do pomiaru wielkości komory serca, morfologii, funkcji komór, częstości akcji serca płodu i wskaźników przepływu w tętnicy pępowinowej oraz ich zmian u płodów myszy narażonych na przewlekłe niedotlenienie układowe w macicy w czasie rzeczywistym.

Analizy statystyczne wskaźników kardiologicznych i hemodynamicznych przeprowadzono w trybie offline. Obliczono średnie z 5 następujących po sobie pomiarów w 3 optymalnych obrazach. Dane przedstawiono jako średnia ± SEM. Test t Studenta t-test został wykorzystany do przeprowadzenia porównań międzygrupowych. A P wartość ≤0,05 uznano za statystycznie istotną.
Postępując zgodnie z powyższym protokołem, scharakteryz...

Obrazowanie ultrasonograficzne o wysokiej częstotliwości u płodu myszy poprawiło rozdzielczość obrazowania i może zapewnić precyzyjną, nieinwazyjną charakterystykę rozwoju serca i wad strukturalnych. Opisany w niniejszym dokumencie protokół jest przeznaczony do wykonywania echokardiografii płodu u myszy w czasie rzeczywistym in vivo.

Obrazowanie układu sercowo-naczyniowego u płodu myszy za pomocą systemu ultrasonograficznego o wysokiej częstotliwości (30/45 MHZ)

Congenital heart defects (CHDs) are the most common cause of childhood morbidity and early mortality. Prenatal detection&#160;of the underlying molecular ...

Ogólnym celem poniższego eksperymentu jest zbadanie struktury i parametrów hemodynamicznych krążenia płodu przy użyciu systemu ultrasonograficznego wysokiej częstotliwości. Metoda ta zapewnia kompleksowe fenotypowanie morfologii serca i wskaźników przepływu podczas rozwoju w czasie rzeczywistym oraz umożliwia badanie wrodzonych wad serca w warunkach eksperymentalnych. W porównaniu z systemami ultrasonograficznymi o niskiej częstotliwości, technika ta zapewnia wyższą czułość i rozdzielczość poprzez generowanie dwuwymiarowych dynamicznych obrazów z dużą liczbą klatek na sekundę.Aby rozpocząć, włącz system obrazowania ultrasonograficznego i jednostkę monitorowania fizjologii. Następnie podłącz przetwornik 30-45 megaherców i umieść odpowiednią głowicę skanującą na uchwycie w pobliżu platformy obrazowania. Następnie wybierz opcję programu do pomiaru serca.Umieść żel ultradźwiękowy do góry nogami w pojemniku do podgrzewania, ustawionym na 37 stopni Celsjusza. Następnie potwierdź odpowiedni system przewodów do znieczulenia i sprawdź poziom tlenu i izofluranu. Zdezynfekuj platformę obrazowania i obszar roboczy.Na koniec ustaw poziom ciepła platformy obrazowania, aby utrzymać stałą temperaturę ciała 37 stopni Celsjusza dla zapory. Przenieś uspokojoną matkę z komory indukcyjnej znieczulenia na platformę obrazowania i ułóż zwierzę w pozycji leżącej. Zapewnić sedację w stanie stacjonarnym izofluranem, używając maski na twarz podłączonej do systemu rurek anestezjologicznych.Nałóż żel elektrodowy na osadzone elektrody elektrokardiograficzne. Następnie delikatnie przyklej kończyny do elektrod, aby stale monitorować częstość czynności serca i oddechu matki. Monitoruj temperaturę i tętno zapory, wyświetlane na jednostce sterującej fizjologią.Dostosuj poziom izofluranu, aby utrzymać średnie tętno na poziomie zbliżonym do 450 uderzeń na minutę. Potwierdź odpowiedni poziom znieczulenia, oceniając postawę myszy, tętno i reakcję na uszczypnięcie palca. Następnie użyj kremu do depilacji, aby usunąć sierść od połowy klatki piersiowej do kończyn dolnych, aby zminimalizować tłumienie ultradźwięków.Delikatnie dotykaj ściany brzucha, aby zlokalizować płody i rozłożyć je. Unikaj silnego rozkładania płodów. Używając szyjki macicy jako punktu orientacyjnego, opisz każdy zarodek na brzuchu matki i określ ich orientację.Wyklucz te płody, w których orientacja jest niewiarygodna. Oznacz płody na lewym rogu macicy przedrostkiem L, a te na prawych rogach macicy przedrostkiem R, jak pokazano tutaj. Nałóż wstępnie podgrzany żel ultradźwiękowy na brzuch i ostrożnie rozprowadź, aby uniknąć tworzenia się pęcherzyków.Dodaj dodatkową ilość żelu do obszaru skanowania. Umieść sondę ultradźwiękową na mechanicznym uchwycie i przesuwaj ją stopniowo w kierunku brzucha, aby zetknąć się z grubą warstwą żelu, szukając bijącego serca, korzystając ze skanowania w trybie B. Potwierdź prawą i lewą orientację danego płodu w czasie rzeczywistym, przesuwając platformę obrazowania w płaszczyźnie poziomej.Zeskanuj płód od głowy do ogona, aby dodać adnotacje do pyska, kończyn i kręgosłupa jako punktów orientacyjnych. Wizualizuj bijące serce i dodaj adnotacje do lewej i prawej komory. Przełącz na tryb kolorowego Dopplera, aby zoptymalizować wizualizację serca.Kliknij przycisk B-Mode, aby uzyskać perysternalny widok krótkiego dostępu. Upewnij się, że lewa i prawa komora są wyświetlane w maksymalnej średnicy w środku ramki akwizycji danych i rozpocznij obrazowanie na żywo. Zmień płaszczyzny skanowania, aby uzyskać podłużny widok z czterech komór.Najpierw zidentyfikuj pozostałe struktury serca, takie jak przedsionki, przegroda międzykomorowa oraz lewe i prawe drogi odpływowe. Następnie mają komory komorowe i przedsionkowe wyświetlane w ich maksymalnej długości. Rozpocznij pobieranie obrazu, klikając przycisk Cine, aby uzyskać ciągłe nagrywanie w pętlach cine przez co najmniej 10 sekund.Następnie kliknij przycisk skanowania M-Mode, aby uzyskać obrazy serca z czterech płaszczyzn komory w celu oceny tętna płodu i funkcji komór. Wyklucz wszystkie nieoptymalne obrazy. Następnie kliknij przycisk Analiza, aby zmierzyć grubość ściany komory i średnicę wewnętrzną w rozkurczach i skurczach.Najpierw dostosuj sektor do kąta akwizycji mniejszego niż 60 stopni, aby uwidocznić rozwidlenie tętnicy płucnej i zidentyfikować prawą drogę odpływu. Następnie kliknij przycisk Dopplera fali pulsacyjnej, aby uzyskać wzorzec przepływu przez zastawkę płucną i aortalną. Następnie umieść objętość próbki Dopplera fali tętna, aby zarejestrować wzorce dopplerowskie przepływu w załodze aortalnej i zmierzyć wczesną prędkość rozkurczową i prędkość skurczu przedsionków.Użyj kolorowego skanu dopplerowskiego, aby uwidocznić tętnicę maciczną i drzewo naczyniowe łożyska płodu za pomocą przetwornika 45 megaherców. Umieść objętość próbnika dopplerowskiego fali pulsacyjnej, aby uzyskać wzorzec przepływu w tętnicy pępowinowej. Użyj rekordu skanowania dopplerowskiego fali pulsacyjnej, aby zmierzyć parametry szczytowego przepływu naczyniowego, w tym czas przyspieszenia, czas wyrzutu i szczytową prędkość przepływu na końcu skurczu.Wyłączyć pojemnik z izofluranem po zakończeniu procesu obrazowania. Kontynuuj monitorowanie temperatury ciała, częstości oddechów i tętna w fazie regeneracji. Udokumentuj czas do pełnego wznowienia normalnej aktywności.Dane w tej tabeli pokazują wykonalność wykorzystania ultradźwięków o wysokiej częstotliwości, jak opisano w niniejszym protokole, do przeprowadzenia kompleksowego fenotypowania morfologii i funkcji serca płodu oraz parametrów krążenia łożyska płodu i ich zmian u płodów myszy narażonych na przewlekłe niedotlenienie w macicy. Po tej procedurze można zastosować inne metody, takie jak śledzenie plamek i analiza barwienia, aby odpowiedzieć na dodatkowe pytania, takie jak pomiar regionalnej funkcji mięśnia sercowego rozwijającego się mięśnia sercowego w przyszłych badaniach. Po obejrzeniu tego filmu powinieneś dobrze zrozumieć, jak skutecznie obsługiwać ultradźwięki o wysokiej częstotliwości oraz systematycznie oceniać morfologię serca i parametry krążenia płodu w czasie rzeczywistym.

fetal-mouse-cardiovascular-imaging-using-high-frequency-ultrasound

Research

JoVE Journal

Developmental Biology

Biologia rozwojowa

W niniejszym filmie zaprezentowano zastosowanie zamontowanej na szynie głowicy ultradźwiękowej o wysokiej częstotliwości do wykonywania echokardiografii u znieczulonej myszy. Metody obejmują zarówno konwencjonalne pomiary funkcji serca w trybie dwuwymiarowym i M-mode, jak i nowsze, bardziej zaawansowane narzędzia, takie jak kolorowy Doppler, analiza odkształceń (strain) oraz ogólne i ukierunkowane obrazowanie kontrastowe.

Echokardiografia i obrazowanie ultrasonograficzne u myszy

Śmierć płodowa i okołoporodowa jest częstym zjawiskiem podczas badania zmian genetycznych wpływających na rozwój serca. Obrazowanie za pomocą ultradźwięków o wysokiej częstotliwości poprawiło rozdzielczość 2-D i może dostarczyć doskonałych informacji na temat wczesnego rozwoju serca, stanowiąc idealną metodę wykrywania wpływu na strukturę i funkcję serca przed śmiercią.

Echokardiografia płodowa myszy

Opisujemy badanie funkcji serca płodu za pomocą współczesnej funkcjonalnej echokardiografii płodu i ultrasonografii dopplerowskiej płodu za pomocą mikroultrasonografii VisualSonics VEVO 2100 w chirurgicznie indukowanym modelu wewnątrzmacicznego ograniczenia wzrostu płodu u królika.

Echokardiografia płodu i USG Dopplera falami pulsacyjnymi w króliczym modelu wewnątrzmacicznego ograniczenia wzrostu

Ultra-wysokiej częstotliwości ultrasonografia to potężne narzędzie do obrazowania na żywo do badania nieprawidłowości w pracy serca u małych zwierząt. Jego nieinwazyjność pozwala na utrzymanie stanu fizjologicznego zarodków. W tym artykule pokazujemy zastosowanie ultrasonografii w trybie M do pomiaru częstości akcji serca zarodków przy E18,5 w macicy.

W macicy Pomiar tętna u myszy za pomocą nieinwazyjnej echokardiografii w trybie m

Tutaj prezentujemy protokół wstrzykiwania ultradźwiękowych mikropęcherzykowych środków kontrastowych do żywych, izolowanych mysich zarodków w późnym stadium ciąży. Metoda ta umożliwia badanie parametrów perfuzji i naczyniowych markerów molekularnych w obrębie zarodka za pomocą obrazowania ultrasonograficznego o wysokiej częstotliwości ze wzmocnieniem kontrastowym.

Obrazowanie kontrastowe w zarodkach myszy za pomocą ultradźwięków o wysokiej częstotliwości

Myszy są powszechnie używane do badania biologii ciąży. W przypadku takich badań wymagane jest jednak przerwanie ciąży, co wyklucza badania podłużne i wymaga wykorzystania dużej liczby zwierząt. Dlatego opisujemy nieinwazyjną technikę ultrasonografii o wysokiej częstotliwości do wczesnego wykrywania i monitorowania zdarzeń poimplantacyjnych u ciężarnej myszy.

Nowatorskie zastosowanie trójwymiarowej ultrasonografii o wysokiej częstotliwości do charakteryzowania wczesnej ciąży u myszy

Tutaj opisujemy technikę ultradźwięków o wysokiej częstotliwości do analizy in vivo płodów u myszy. Metoda ta pozwala na obserwację płodów i analizę parametrów łożyska, a także przepływu krwi przez matkę i płód przez cały okres ciąży.

Ultrasonografia wysokiej częstotliwości do analizy rozwoju płodu i łożyska in vivo

Ultradźwięki o wysokiej rozdzielczości mogą pomóc usprawnić eksperymenty wymagające myszy w ciąży w czasie, określając stan ciąży, wiek ciążowy i straty ciąży. Przedstawiono tutaj protokół ilustrujący metody oceny ciąż myszy, a także potencjalne pułapki (artefakty obrazu), które mogą naśladować ciążę.

Czy moja mysz jest w ciąży? Ocena ultrasonograficzna o wysokiej częstotliwości

Obecny protokół opisuje echokardiograficzną ocenę morfologii, funkcji i przepływu krwi w naczyniach wieńcowych lewej komory serca u 7-dniowych noworodków myszy.

Echokardiograficzna charakterystyka struktury, funkcji i przepływu wieńcowego lewej komory u nowonarodzonych myszy

Ultraszybkie ultrasonografie dopplerowskie (UFUS) o wysokiej rozdzielczości przestrzennej (100 μm) i czułości stanowi odpowiednią nieinwazyjną metodę obrazowania w celu uzyskania kompleksowego jakościowego przeglądu naczyń wątrobowych. UFUS ułatwia również ilościowe pomiary mikrokrążenia, mając na celu pogłębienie naszej wiedzy na temat mechanizmów chorób naczyniowych.

Obrazowanie i kwantyfikacja unaczynienia wątroby myszy za pomocą ultraszybkich ultradźwięków dopplerowskich

Poznaj technikę obrazowania ultrasonograficznego o wysokiej częstotliwości (30/45 MHz) do badania rozwoju układu sercowo-naczyniowego u płodów myszy. Metoda umożliwia nieinwazyjną ocenę morfologii serca i parametrów przepływu w czasie rzeczywistym.

Obrazowanie układu sercowo-naczyniowego u płodu myszy za pomocą systemu ultrasonograficznego o wysokiej częstotliwości (30/45 MHZ) (Wideo) | JoVE Journal

Obrazowanie układu sercowo-naczyniowego u płodu myszy za pomocą systemu ultrasonograficznego o wysokiej częstotliwości (30/45 MHZ)

Przeglądaj więcej filmów