Name: Obrazowanie PET zapalenia układu nerwowego przy użyciu 11C DPA-713 w mysim modelu udaru niedokrwiennego (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2018-06-14T13:00:00.000+00:00
Duration: 12 min 1 s
Description: Poznaj obrazowanie PET zapalenia układu nerwowego w mysim modelu udaru niedokrwiennego przy użyciu radiomarkeru DPA-713. Ta metoda umożliwia nieinwazyjną, dynamiczną obserwację procesów neurozapalnych w czasie rzeczywistym.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Autorzy chcieliby podziękować laboratorium Buckwaltera (szczególnie Dr. Toddowi Petersonowi) za dostarczenie modelu myszy i przeprowadzenie operacji dMCAO i pozorowanych. Dodatkowo chcielibyśmy podziękować Thomasowi Liguori z Invicro za jego pomoc techniczną z oprogramowaniem do analizy obrazu VivoQuant, dr Timowi Doyle'owi, dr Laurze Pisani, dr Frezghi Habte z ośrodka obrazowania małych zwierząt SCi3 w Stanford za ich rady i pomoc w opracowaniu tego protokołu obrazowania oraz ośrodkowi radiochemii (szczególnie dr Jun Park) za pomoc w syntezie [11C]DPA-713.

<ol><li>Benjamin, E. J., et al. <a target="_blank" href="https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/28122885">Heart disease and stroke statistics-2017 update: A report from the american heart association.</a> Circulation. 135 (10), 146-603 (2017).</li>
<li>Jin, R., Yang, G., Li, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Inflammatory+mechanisms+in+ischemic+stroke%3A+role+of+inflammatory+cells%5BTitle%5D)+AND+%22J+Leukoc+Biol%22%5BJournal%5D)">Inflammatory mechanisms in ischemic stroke: role of inflammatory cells.</a> J Leukoc Biol. 87 (5), 779-789 (2010).</li>
<li>Wang, Q., Tang, X. N., Yenari, M. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+inflammatory+response+in+stroke%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neuroimmunol%22%5BJournal%5D)">The inflammatory response in stroke.</a> J Neuroimmunol. 184 (1-2), 53-68 (2007).</li>
<li>Brown, R. C., Papadopoulos, V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Role+of+the+peripheral-type+benzodiazepine+receptor+in+adrenal+and+brain+steroidogenesis%5BTitle%5D)+AND+%22Int+Rev+Neurobiol%22%5BJournal%5D)">Role of the peripheral-type benzodiazepine receptor in adrenal and brain steroidogenesis.</a> Int Rev Neurobiol. 46, 117-143 (2001).</li>
<li>Papadopoulos, V., Lecanu, L., Brown, R. C., Han, Z., Yao, Z. X. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Peripheral-type+benzodiazepine+receptor+in+neurosteroid+biosynthesis%2C+neuropathology+and+neurological+disorders%5BTitle%5D)+AND+%22Neuroscience%22%5BJournal%5D)">Peripheral-type benzodiazepine receptor in neurosteroid biosynthesis, neuropathology and neurological disorders.</a> Neuroscience. 138 (3), 749-756 (2006).</li>
<li>Scarf, A. M., Kassiou, M. <a target="_blank" href="https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/21498529">The translocator protein.</a> J Nucl Med. 52 (5), 677-680 (2011).</li>
<li>Cerami, C., Perani, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Imaging+neuroinflammation+in+ischemic+stroke+and+in+the+atherosclerotic+vascular+disease%5BTitle%5D)+AND+%22Curr+Vasc+Pharmacol%22%5BJournal%5D)">Imaging neuroinflammation in ischemic stroke and in the atherosclerotic vascular disease.</a> Curr Vasc Pharmacol. 13 (2), 218-222 (2015).</li>
<li>Stefaniak, J., O'Brien, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Imaging+of+neuroinflammation+in+dementia%3A+a+review%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurol+Neurosurg+Psychiatry%22%5BJournal%5D)">Imaging of neuroinflammation in dementia: a review.</a> J Neurol Neurosurg Psychiatry. 87 (1), 21-28 (2016).</li>
<li>Gerhard, A. <a target="_blank" href="https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pmc/articles/PMC4870295/">TSPO imaging in parkinsonian disorders.</a> Clin Transl Imaging. 4, 183-190 (2016).</li>
<li>Airas, L., Rissanen, E., Rinne, J. O. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Imaging+neuroinflammation+in+multiple+sclerosis+using+TSPO-PET%5BTitle%5D)+AND+%22Clin+Transl+Imaging%22%5BJournal%5D)">Imaging neuroinflammation in multiple sclerosis using TSPO-PET.</a> Clin Transl Imaging. 3, 461-473 (2015).</li>
<li>Fan, J., Lindemann, P., Feuilloley, M. G., Papadopoulos, V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Structural+and+functional+evolution+of+the+translocator+protein+%2818+kDa%29%5BTitle%5D)+AND+%22Curr+Mol+Med%22%5BJournal%5D)">Structural and functional evolution of the translocator protein (18 kDa).</a> Curr Mol Med. 12 (4), 369-386 (2012).</li>
<li>James, M. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Synthesis+and+in+vivo+evaluation+of+a+novel+peripheral+benzodiazepine+receptor+PET+radioligand%5BTitle%5D)+AND+%22Bioorg+Med+Chem%22%5BJournal%5D)">Synthesis and in vivo evaluation of a novel peripheral benzodiazepine receptor PET radioligand.</a> Bioorg Med Chem. 13 (22), 6188-6194 (2005).</li>
<li>Boutin, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((11C-DPA-713%3A+A+novel+peripheral+benzodiazepine+receptor+PET+ligand+for+in+vivo+imaging+of+neuroinflammation%5BTitle%5D)+AND+%22J+Nucl+Med%22%5BJournal%5D)">11C-DPA-713: A novel peripheral benzodiazepine receptor PET ligand for in vivo imaging of neuroinflammation.</a> J Nucl Med. 48 (4), 573-581 (2007).</li>
<li>Doyle, K. P., Buckwalter, M. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+mouse+model+of+permanent+focal+ischemia%3A+distal+middle+cerebral+artery+occlusion%5BTitle%5D)+AND+%22Methods+Mol+Biol%22%5BJournal%5D)">A mouse model of permanent focal ischemia: distal middle cerebral artery occlusion.</a> Methods Mol Biol. 1135, 103-110 (2014).</li>
<li>Wang, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((%5B%2818%29F%5DDPA-714+PET+imaging+of+AMD3100+treatment+in+a+mouse+model+of+stroke%5BTitle%5D)+AND+%22Mol+Pharm%22%5BJournal%5D)">[(18)F]DPA-714 PET imaging of AMD3100 treatment in a mouse model of stroke.</a> Mol Pharm. 11 (18), 3463-3470 (2014).</li>
<li>Domercq, M., et al. <a target="_blank" href="https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/27570548">PET Imaging with [(18)F]FSPG evidences the role of system xc(-) on brain inflammation following cerebral ischemia in rats.</a> Theranostics. 6 (11), 1753-1767 (2016).</li>
<li>Toth, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Acute+neuroinflammation+in+a+clinically+relevant+focal+cortical+ischemic+stroke+model+in+rat%3A+longitudinal+positron+emission+tomography+and+immunofluorescent+tracking%5BTitle%5D)+AND+%22Brain+Struct+Funct%22%5BJournal%5D)">Acute neuroinflammation in a clinically relevant focal cortical ischemic stroke model in rat: longitudinal positron emission tomography and immunofluorescent tracking.</a> Brain Struct Funct. 221 (3), 1279-1290 (2016).</li>
<li>Walter, H. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((In+vivo+analysis+of+neuroinflammation+in+the+late+chronic+phase+after+experimental+stroke%5BTitle%5D)+AND+%22Neuroscience%22%5BJournal%5D)">In vivo analysis of neuroinflammation in the late chronic phase after experimental stroke.</a> Neuroscience. 292, 71-80 (2015).</li>
<li>Rojas, S., et al. <a target="_blank" href="https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/17457364">Imaging brain inflammation with [(11)C]PK11195 by PET and induction of the peripheral-type benzodiazepine receptor after transient focal ischemia in rats.</a> J Cereb Blood Flow Metab. 27 (12), 1975-1986 (2007).</li>
<li>Glazier, S. S., O'Rourke, D. M., Graham, D. I., Welsh, F. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Induction+of+ischemic+tolerance+following+brief+focal+ischemia+in+rat+brain%5BTitle%5D)+AND+%22J+Cereb+Blood+Flow+Metab%22%5BJournal%5D)">Induction of ischemic tolerance following brief focal ischemia in rat brain.</a> J Cereb Blood Flow Metab. 14 (4), 545-553 (1994).</li>
</ol>

Autorzy deklarują brak konfliktu interesów.

Prezentowany protokół opisuje metodę ilościowego oznaczania zapalenia układu nerwowego u myszy dMCAO i myszy pozorowanych przy użyciu [11C]DPA-713-PET. TSPO-PET jest najszerzej przebadanym biomarkerem obrazowym do wizualizacji i pomiaru zapalenia nerwów in vivo . Ekspresja TSPO jest regulowana w górę na gleju w mózgu podczas stanu zapalnego, co pozwala na nieinwazyjne wykrywanie i ilościowe określanie zapalenia nerwów. Co więcej, jest to technika wysoce przekładalna, co czyni ją cennym narzędziem zarówno w badaniach klinicznych, jak i przedklinicznych. Protokół ten i reprezentatywne wyniki podkreślają przydatność stosowania [11C]DPA-713 PET do wykrywania i monitorowania zmian neurozapalnych w udarze mózgu i innych zaburzeniach neurologicznych in vivo.
W tym badaniu operację dMCAO przeprowadzono przy użyciu 3-miesięcznych samic myszy C57BL/6. Model ten został wybrany, ponieważ powoduje wysoce powtarzalny zawał ograniczony do kory somatosensorycznej, zapewniając model trwałego ogniskowego niedokrwienia o niskiej zmienności w porównaniu z innymi modelami udaru (np . metoda włókien do zamknięcia tętnic środkowych mózgu (MCAO))14. Obrazowanie PET modeli udaru ma tę zaletę, że zawiera wewnętrzny region odniesienia w mózgu dla każdego zwierzęcia za pomocą ROI w półkuli przeciwległej. Ponieważ wystąpi pewien stan zapalny, który wynika z samej operacji, ważne jest, aby uwzględnić myszy, które przeszły pozorowaną operację, w ramach której wykonano kraniotomię i manipulację opon mózgowych bez niedrożności tętnic. Sama kraniotomia może spowodować zakłócenie leżącej poniżej tkanki neuronalnej i wprowadzenie patogenów prowadzących do odpowiedzi immunologicznej niezależnej od udaru20. W związku z tym spodziewany jest pewien stan zapalny po operacji pozorowanej i powinien być oceniany równolegle z dMCAO, aby wykluczyć możliwość sygnału spowodowanego samą operacją. Aby uniknąć uwzględnienia stanu zapalnego wynikającego z operacji bez udaru w analizie kohortowej dMCAO, należy przeprowadzić obrazowanie MR w celu potwierdzenia udanej operacji udaru mózgu i rozwoju zawału. MRI zapewnia również strukturalny układ odniesienia, który jest niezbędny do dokładnego narysowania ROI zawału i kontralateralnego. Ponadto dokładne przetwarzanie obrazu, w tym rejestracja obrazu i określenie zwrotu z inwestycji, jest niezbędne do zapewnienia wiarygodnej kwantyfikacji.
Należy pamiętać o dodatkowych ograniczeniach podczas pracy z radioznacznikami znakowanymi C-11 do badań PET i autoradiograficznych. Konieczne jest uwzględnienie krótkiego okresu półtrwania (20,33 min) C-11, przy czym jego stosowanie jest generalnie ograniczone do instytutów badawczych z dostępem do cyklotronu na miejscu. Odpowiednia trasa transportu radioaktywności, podanie dawki i punkty czasowe akwizycji muszą być określone z wyprzedzeniem wraz z wcześniej przygotowanym szczegółowym planem przebiegu eksperymentu, aby zespół mógł pracować szybko i wydajnie. Projekt i konfiguracja tego badania zostały nakreślone tak, aby umożliwić obrazowanie 4 myszy jednocześnie w celu zwiększenia ilości danych wyjściowych możliwych do uzyskania przy użyciu znacznika C-11. Jeśli to możliwe, zaleca się, aby wszystkie myszy zostały zkaniulowane i znajdowały się w trakcie tomografii komputerowej do czasu, gdy znacznik C-11 dotrze do placówki obrazowania, aby zapewnić minimalny zanik radioznacznika przed wstrzyknięciem. Ten protokół krok po kroku jest również najlepiej przeprowadzony przez zespół składający się z co najmniej 3 badaczy, aby umożliwić szybką kaniulację, pomiar dawki, wstrzyknięcie znacznika, skanowanie PET i sekcję mózgu przed znacznym rozpadem radioaktywnym. Wymaga dwóch osób do przeprowadzenia inicjacji skanowania PET i wstrzyknięcia wszystkim 4 myszom jednocześnie. Powodem rozpoczęcia pobierania PET tuż przed wstrzyknięciem jest zapewnienie dokładnego i pełnego uchwycenia farmakokinetyki i dynamiki dystrybucji znacznika we krwi i obszarach zainteresowania. Wiele kroków może wymagać energicznego treningu i praktyki, aby zapewnić płynny przebieg eksperymentu. W szczególności protokół ten zależy od udanej kaniulacji żył ogonowych myszy C57BL / 6, co może być trudne ze względu na ciemne włosy obecne na ich ogonach i może stać się trudniejsze po wystąpieniu udaru lub w przypadku obrazowania tych samych myszy w wielu punktach czasowych.
Kolejną kwestią związaną z obrazowaniem PET jest staranne rejestrowanie pomiarów dawki radioznacznika i aktywności resztkowej, w tym dokładnego czasu pomiaru. Ma to zasadnicze znaczenie dla dokładnej korekcji zaniku wstrzykniętej dawki w czasie skanowania i służy do uzyskania dokładnego pomiaru wychwytu znacznika (tj. % ID/g) dla każdego ROI. Konieczne jest poznanie dokładnej ilości radioaktywności, która była obecna w każdej myszy w czasie skanowania, aby zapewnić dokładną analizę obrazu. Dlatego zaleca się synchronizację zegarów na komputerze skanera i kalibratorze dawki, aby uniknąć błędów podczas stosowania krótkożyciowych izotopów, takich jak C-11.
Dokładna kwantyfikacja obrazu PET może być również ograniczona przez dokładność skanera i konfiguracji. Dlatego, aby zapewnić dokładną kwantyfikację obrazów PET/CT, ważne jest przeprowadzanie kontroli jakości zarówno dla komponentów CT, jak i PET skanera. Kontrole jakości CT obejmują kondycjonowanie źródła promieniowania rentgenowskiego, kalibrację ciemności/światła i przesunięcia środkowego. Kalibracje te mierzą i korygują szumy systemu i muszą być wykonane przed zakupem zgodnie z zaleceniami producenta skanera. Kalibracje należy również wykonać dla skanera PET. Zazwyczaj wiąże się to ze skanowaniem "standardowego/fantomowego PET", zawierającego znane stężenie radioaktywności. Przy przygotowywaniu wzorca najlepiej jest użyć tego samego radioizotopu, który został użyty w badaniu, dawki porównywalnej do tej podanej pojedynczej myszy w objętości zbliżonej do objętości ciała myszy oraz o tych samych parametrach akwizycji, co w obrazowaniu na zwierzętach. Strzykawka o pojemności 20 ml wypełniona radioznacznikiem rozcieńczonym w wodzie jest używana do wzorca w tym protokole, a późniejsze wyniki obrazowania PET służą do obliczenia współczynnika korekcyjnego na podstawie rzeczywistej dawki zmierzonej przez detektor kalibracyjny. Współczynnik korekcji można zastosować do danych obrazowych uzyskanych w eksperymencie, aby zapewnić dokładną kwantyfikację wychwytu znacznika w obszarach zainteresowania na obrazach PET. Uwzględnia to zakres pozytonów radionuklidu, a także wszelką aktywność tła obecną w dniu skanowania. Ponieważ kalibrator dawki jest integralną częścią generowania tego współczynnika korekcyjnego, konieczne jest, aby to urządzenie było również regularnie kalibrowane zgodnie z wytycznymi producenta.
Podczas przeprowadzania autoradiografii ex vivo ważne jest, aby wybrać optymalny punkt czasowy eutanazji po wstrzyknięciu, aby zapewnić wysoki sygnał do tła w obszarze (regionach) zainteresowania. Trzydzieści minut po wstrzyknięciu wybrano dla autoradiografii [11C]DPA-713 przy użyciu danych uzyskanych podczas dynamicznego obrazowania PET - tj. dynamicznych TAC in vivo jako wskazówki, biorąc pod uwagę również krótki okres półtrwania C-11 i czas potrzebny do przekroju i odsłonięcia tkanki mózgowej po ekstrakcji. Biorąc to pod uwagę, autoradiografia DPA-713 musi być wykonana na oddzielnej kohorcie myszy, aby umożliwić wstrzyknięcie wyższej dawki [11C]DPA-713 i 30-minutowy punkt czasowy na perfuzję i eutanazję w znieczuleniu. Przeprowadzenie małego badania pilotażowego PET in vivo z udziałem 3-4 myszy przed przeprowadzeniem autoradiografii ex vivo będzie pomocne w określeniu optymalnego punktu czasowego dla autoradiografii. Dodatkowym czynnikiem branym pod uwagę w przypadku autoradiografii ex vivo jest to, czy odzyskać myszy po wstrzyknięciu, czy też utrzymać je w znieczuleniu aż do eutanazji. Utrzymywanie ich w stanie znieczulenia naśladuje warunki skanowania i zapewnia, że dystrybucja radioznacznika lub kinetyka wydalania nie zostaną zmienione przez rekonwalescencję. Co więcej, zapobiega to dodatkowemu stresowi myszy, unikając rekonwalescencji i późniejszej indukcji. Wreszcie, użytecznym dodatkiem do protokołu ex vivo byłaby ocena regionalnych uszkodzeń w wycinkach mózgu używanych do autoradiografii za pomocą barwienia immunohistochemicznego (po rozpadzie promieniotwórczym) w celu wygenerowania obrazu o wysokiej rozdzielczości lokalizacji i objętości zawału.
Ponieważ istnieją ograniczenia związane z użyciem znacznika opartego na C-11, protokół ten można łatwo zmodyfikować do użytku ze znacznikiem TSPO opartym na F-18 (okres półtrwania 109,77 min), który może być bardziej odpowiedni w miejscach, w których nie ma cyklotronu na miejscu. Dodatkowo protokół ten opisuje użycie zestawu obrazowania z 4 myszami. Chociaż ta metoda o wysokiej przepustowości jest optymalna w przypadku korzystania ze znacznika C-11, protokół ten może być również zmodyfikowany dla osób korzystających z pojedynczych łóżek do obrazowania myszy. Staranne planowanie i konsekwentne szkolenie w technikach opisanych w tym protokole doprowadzi do wygenerowania bogactwa danych przy użyciu [11C]DPA-713, które można łatwo zastosować do badania roli zapalenia układu nerwowego w manifestacji i progresji choroby w innych modelach zaburzeń neurologicznych u gryzoni. Co więcej, technika ta może być wykorzystana do oceny odpowiedzi in vivo na leki immunomodulujące ukierunkowane na mikroglej/makrofagi.

Udar mózgu jest piątą najczęstszą przyczyną zgonów i główną przyczyną niepełnosprawności w Stanach Zjednoczonych1. Udar niedokrwienny stanowi zdecydowaną większość tych przypadków (~ 87%), występując, gdy występuje miejscowe zakłócenie przepływu krwi do mózgu (np. przez skrzep krwi lub złogi tłuszczu). Dopływ tlenu i składników odżywczych do obszarów dotkniętych chorobą jest następnie zmniejszany i inicjowana jest złożona kaskada patologiczna, co prowadzi do śmierci neuronów w obrębie rdzenia udaru (zawału), a także w otaczających obszarach. Zapalenie nerwów jest kluczowym elementem szlaku prowadzącego do tego uszkodzenia, przy czym uważa się, że zarówno rezydentne komórki odpornościowe mózgu (mikroglej), jak i naciekające obwodowe komórki odpornościowe (neutrofile, limfocyty T, limfocyty B i monocyty/makrofagi) przyczyniają się do tej destrukcyjnej kaskady2,3. Aktywowany mikroglej i makrofagi odgrywają kluczową rolę w tej odpowiedzi neurozapalnej, z doniesieniami o zarówno szkodliwych, jak i korzystnych skutkach po udarze niedokrwiennym2. Dlatego konieczna jest ocena udziału tych komórek in vivo po udarze.
PET to potężna technika obrazowania molekularnego 3-wymiarowego, która umożliwia wizualizację procesów biologicznych in vivo za pomocą specyficznych cząsteczek znakowanych pozytonem (β+) emitujących radionuklidy, takie jak 11C, 13N, 15O i 18F. Ta nieinwazyjna metoda ma wiele zalet w porównaniu z metodami ex vivo (np. immunohistochemią), ponieważ pozwala na pozyskiwanie informacji molekularnych w czasie rzeczywistym, u żywych, nienaruszonych osób, i pozwala na badania podłużne. Obrazowanie PET TSPO, marker aktywowanego mikrogleju i obwodowych komórek linii mieloidalnej, zapewnia środki do ilościowego określania i śledzenia wrodzonych odpowiedzi komórek odpornościowych w organizmie i może być wykorzystane do oceny stanu zapalnego po udarze i odpowiedzi na interwencje terapeutyczne. TSPO, wcześniej znany jako receptor benzodiazepinowy typu obwodowego, jest białkiem o masie 18 kDa, które, jak się uważa, odgrywa rolę w transporcie cholesterolu i syntezie neurosteroidów4. Co więcej, dowody sugerują, że TSPO jest zaangażowane w zapalenie nerwów i przeżycie neuronów5,6, z doniesieniami o zwiększonej ekspresji w wielu zaburzeniach neurologicznych związanych ze stanem zapalnym, w tym udarze7, dementia8, choroba Parkinsona9 i stwardnienie rozsiane10. TSPO znajduje się na zewnętrznych błonach mitochondrialnych i ulega silnej ekspresji na obrzeżach, szczególnie w tkankach związanych ze steroidami (np. Gruczołach) i z poziomami pośrednimi obserwowanymi w sercu, nerkach i płucach10. Jednak w zdrowym mózgu poziomy TSPO są niskie i ograniczają się głównie do gleju6,11. Po uszkodzeniu neuronów, takim jak obserwowane w udarze, poziom TSPO w ośrodkowym układzie nerwowym (OUN) znacznie wzrasta. Ta zaobserwowana regulacja w górę TSPO może być wykorzystana do zobrazowania zapalenia układu nerwowego in vivo, przy czym poziomy ekspresji zapewniają dokładny wskaźnik nasilenia stanu zapalnego. W związku z tym celem tej metody jest dokładne ilościowe określenieudziału zapalenia układu nerwowego in vivo w mysim modelu udaru niedokrwiennego przy użyciu TSPO-PET.
Wiele znaczników TSPO zostało opracowanych do obrazowania PET zapalenia nerwów. Tutaj obrazowanie TSPO-PET jest opisane przy użyciu [11C]DPA-71312, obiecującego znacznika TSPO drugiej generacji, który wykazał lepszy stosunek sygnału do szumu i niższe niespecyficzne wiązanie niż bardziej historycznie używany [11C]PK11195 13. Jako przykład dla tej metody wybrano mysi model udaru dMCAO14. Model ten obejmuje kraniotomię skroniową i trwałe podwiązanie dystalnej tętnicy środkowej mózgu, co skutkuje ogniskowym niedokrwieniem kory somatosensorycznej. Jest to korzystne w przedklinicznych badaniach nad udarem mózgu ze względu na wysoką odtwarzalność uszkodzeń niedokrwiennych i niską śmiertelność związaną z tym modelem. Do tej pory badania obrazowania TSPO-PET nie zostały jeszcze zgłoszone w modelu gryzoni dMCAO. Jednak poprzednie badania obrazowania PET z wykorzystaniem modelu niedrożności tętnicy środkowej mózgu (MCAO), bardziej ciężkiego i zmiennego modelu udaru, zarówno u myszy, jak i szczurów, wykazały, że ekspresja TSPO wzrasta od 3 dnia i osiąga szczyt około 7 dnia po udarze15,16,17,18. W związku z tym przeprowadziliśmy obrazowanie PET 6 dni po dMCAO, aby zbiegło się to z podwyższoną ekspresją TSPO. [11kategorii]Wychwyt DPA-713 w mózgu oceniano w półkulach ipsilateralnych (zawałowych) i przeciwległych. TSPO-PET połączono ze strukturalnym rezonansem magnetycznym, co pozwoliło na precyzyjne wyznaczenie obszarów zainteresowania zawału i przeciwległych (ROI). W tym miejscu opisujemy zarówno podejście oparte na atlasie, jak i oparte na MRI w celu obliczenia absorpcji [11C]DPA-713. Oceniano również wychwyt radioznacznika w śledzionie w celu zbadania obwodowych poziomów stanu zapalnego między grupami. Metoda ta może dostarczyć krytycznych informacji na temat dynamiki czasoprzestrzennej i roli określonych interakcji neuroimmunologicznych w udarze mózgu i innych chorobach neurologicznych.

<table><tbody><tr><td>Skaner PET/CT Inveon</td><td>Siemens</td><td>Wersja 4.2</td><td></td></tr><tr><td>Skaner MRI</td><td>Varian</td><td></td><td>7 Oprogramowanie Telsa</td></tr><tr><td>ParaVision</td><td>Bruker</td><td>Wersja 6.0.1</td><td>Oprogramowanie operacyjne MRI</td></tr><tr><td>Oprogramowanie VivoQuant</td><td>InVicro</td><td>Wersja 2.5</td><td>Oprogramowanie do analizy obrazu</td></tr><tr><td>Oprogramowanie Inveon Research Workspace</td><td>Siemens</td><td>Wersja 4.2</td><td>Oprogramowanie operacyjne skanera. Zawiera microQView, oprogramowanie do zarządzania post-processingiem</td></tr><tr><td>Kalibrator dawki</td><td>Capintech</td><td></td><td>CRC-15</td></tr><tr><td>PET Obrazowanie fosforowe Typhoon 9410</td><td>GE Healthcare</td><td>8149-30-9410</td><td></td></tr><tr><td>Cewniki motylkowe</td><td>SAI Infusion Technologies</td><td>BFL-24</td><td>Igła 27,5 G</td></tr><tr><td>Strzykawki 1 ml</td><td>BD</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Strzykawki insulinowe</td><td>BD</td><td>329461</td><td>Strzykawki insulinowe 0,5 ml z igłą</td></tr><tr><td>Strzykawka 20 ml&nbsp;</td><td>VWR</td><td>BD302831</td><td>BD Strzykawka z końcówką poślizgową z podziałką</td></tr><tr><td>Klej tkankowy</td><td>Santa Cruz Animal Health</td><td>sc-361931</td><td>3 mL</td></tr><tr><td>Lampa grzewcza</td><td>Fluker</td><td>27002</td><td>5,5-calowa lampa grzewcza dla z zaciskiem i przełącznikiem</td></tr><tr><td>0,9% sterylnej soli fizjologicznej</td><td>Pfizer</td><td>00409-4888-10</td><td>0,9% chlorek sodu do wstrzykiwań, 10 ml</td></tr><tr><td>Smar do oczu</td><td>Watson Rugby</td><td>PV926977</td><td>Maść do oczu ze sztucznymi łzami lubrykant, 1/8 uncji</td></tr><tr><td>Arkusze chłonne Chux</td><td>ThermoFisher Scientific</td><td>1420662</td><td>Jednorazowa chłonna wyściółka</td></tr><tr><td>Nożyczki do irysów</td><td>World Precision Instruments</td><td>503708-12</td><td>11,5 cm, Prosta, 12-pak</td></tr><tr><td>Taśma chirurgiczna</td><td>3M Durapore</td><td>1538-0</td><td>1/2" x 10 jardów rolka, jedwabna, hipoalergiczna</td></tr><tr><td>Mysz Łóżko PET</td><td>W domu</td><td></td><td>4 mysie łóżko PET</td></tr><tr><td>Zapalniczka</td><td>Bic</td><td>UDP2WMDC</td><td></td></tr><tr><td>Izofluran</td><td>Henry Schein</td><td>NDC 11695-6776-2</td><td>Izotezja, znieczulenie wziewne, 250 ml</td></tr><tr><td>tlenu</td><td>Praxiar</td><td>UN1072</td><td>Kaseta</td></tr><tr><td>autoradiograficzna</td> sprężonego gazu <td>Cole Palmer</td><td>EW-21700-34</td><td>Aluminium, 8 "x 10"</td></tr> <tr><td>Film autoradiograficzny</td><td>GE Life Sciences</td><td>28-9564-78</td><td>Ekran fosforowy do przechowywania BAS-IP SR 2025 E Super Resolution, 20 & razy; 25 cm, tylko ekran</td></tr><tr><td>Ostrza mikrotomu</td><td>ThermoFisher Scientific</td><td>30-508-35</td><td>MB35 Premier Jednorazowe, kąt cięcia 34&</td></tr><tr><td>Mikrotom</td><td>Microm</td><td></td><td>HM 550</td></tr><tr><td>Szkiełka mikroskopowe</td><td>Fisher Scientific</td><td>12-550-15</td><td>Superfrost&trade; Szkiełka mikroskopowe</td></tr><tr><td>Plus OCT liquid</td><td>VWR</td><td>25608-930</td><td>Preparat rozpuszczalnych w wodzie glikoli i żywic do kriostatu w temperaturach -10&deg; C (14&deg; F) i poniżej</td></tr><tr><td>Formy do zamrażania</td><td>Poly sciences</td><td>18646A-1</td><td>Jednorazowe formy parafinowe</td></tr><tr><td>Saran wrap</td><td>Saran</td><td>25700001300</td><td></td></tr><tr><td>Środek dezynfekujący</td><td>Virkon S</td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

obrazowanie pet zapalenia układu nerwowego przy użyciu [11c] dpa-713 w mysim modelu udaru niedokrwiennego

PET Imaging of Neuroinflammation Using [11C]DPA-713 in a Mouse Model of Ischemic Stroke

Zapalenie nerwów jest kluczowe dla patologicznej kaskady po udarze niedokrwiennym. Nieinwazyjne metody obrazowania molekularnego mogą dostarczyć krytycznych informacji na temat dynamiki czasowej i roli niektórych interakcji neuroimmunologicznych w udarze. W szczególności obrazowanie pozytonowej tomografii emisyjnej (PET) białka translokatora 18 kDa (TSPO), markera aktywowanego mikrogleju i obwodowych komórek linii szpikowej, zapewnia środki do wykrywania i śledzenia zapalenia nerwów in vivo. W tym miejscu przedstawiamy metodę dokładnego ilościowego określenia zapalenia układu nerwowego za pomocą [11C] N,N-Diethyl-2-[2-(4-methoxyphenyl)-5,7-dimethylpyrazolo[1,5-a]pyrimidin-3-yl]acetamidu ([11C]DPA-713), obiecującego radioznacznika TSPO-PET drugiej generacji, w dystalnej niedrożności tętnicy środkowej mózgu (dMCAO) w porównaniu z myszami operowanymi pozorowanymi. Rezonans magnetyczny wykonano 2 dni po operacji dMCAO w celu potwierdzenia udaru oraz określenia lokalizacji i objętości zawału. Obrazowanie PET/tomografii komputerowej (CT) przeprowadzono 6 dni po dMCAO, aby uchwycić szczytowy wzrost poziomu TSPO po udarze. Ilościowe badanie obrazów PET przeprowadzono w celu oceny wychwytu [11C]DPA-713 w mózgu i śledzionie myszy dMCAO oraz myszy pozorowanych w celu oceny centralnych i obwodowych poziomów stanu zapalnego. Wychwyt in vivo [11C]DPA-713 w mózgu potwierdzono za pomocą autoradiografii ex vivo.

Myszy poddano badaniu MRI w celu weryfikacji skuteczności wywołania udaru, a następnie przeprowadzono badanie PET z użyciem [1C]DPA-713, skanując 4 myszy jednocześnie. Obrazy PET, CT i MR zarejestrowano wspólnie przed ręcznym wyznaczeniem obszarów zainteresowania (ROI) w mózgu i przeprowadzeniem półautomatycznej analizy z wykorzystaniem atlasu mózgu w celu zbadania wychwytu znacznika w obszarach ipsilateralnych i kontralateralnych (Rysunek 2).
Obrazy PET/CT oraz krzywe aktywności w czasie (TAC – aktywność radiotraceru jako funkcja czasu) wykazują zwiększony pobór [1C]DPA-713 w półkuli ipsilateralnej w porównaniu do półkuli kontralateralnej (Rycina 3A). Ilościowa analiza dynamicznych obrazów PET mózgu, z wykorzystaniem danych zsumowanych z przedziału 50–60 min, wykazała istotny wzrost poboru znacznika (% ID/g) w półkuli ipsilateralnej (z zawalem) w porównaniu do półkuli kontralateralnej w grupie dMCAO, lecz nie w grupie sham, przy zastosowaniu metody ręcznego wyznaczania ROI (Rycina 3B). Zwiększony pobór zaobserwowano również w półkuli ipsilateralnej w porównaniu między myszami dMCAO a sham. Nie stwierdzono istotnych różnic między półkulami ipsilateralną i kontralateralną przy zastosowaniu metody z wykorzystaniem atlasu, co prawdopodobnie wynika z faktu, że obszary ROI z atlasu są większe niż obszar zawału (zwykle ograniczony do kory somatosensorycznej), co prowadzi do rozcieńczenia sygnału. Jednakże we wszystkich ROI zaobserwowano ogólnie zwiększony pobór w grupie dMCAO w porównaniu do grupy sham, co jest zgodne z wcześniejszymi doniesieniami z wykorzystaniem modelu MCAO u myszy, wykazującymi zwiększoną ekspresję TSPO w obszarach poza miejscem zawału19. Stosunki ipsilateralna/kontralateralna były wyższe u myszy dMCAO w porównaniu do myszy sham w obu zastosowanych metodach; jednakże różnica ta była istotna jedynie w korze przy zastosowaniu metody z atlasem mózgu, ze względu na większą wariancję w metodzie ROI. Można to rozwiązać poprzez zwiększenie liczby myszy w każdej grupie. Ilościowe oznaczenie poboru [11C]DPA-713 w śledzionie nie wykazało istotnych różnic między grupami (Rycina 4).
Wyniki obrazowania PET mózgu myszy po dMCAO zostały potwierdzone za pomocą wysokorozdzielczej cyfrowej autoradiografii ex vivo (Rycina 5). Zaobserwowano zwiększony wychwyt [1C]DPA-713 w tkance zawałowej, przy pomijalnym sygnale w otaczającej zdrowej tkance mózgowej. Ilościowa analiza tych obrazów wykazała stosunki strony ipsilateralnej do kontralateralnej w zakresie od 1,4 do 2,09 u myszy z dMCAO.
<img alt="Przygotowanie do zabiegu chirurgicznego ze strzykawkami i narzędziami chirurgicznymi, z wykorzystaniem sprzętu obrazującego." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/57243/57243fig1.jpg" data-altupdatedat="1788250015000" data-alt="Rysunek 1"> 
Rycina 1: Konfiguracja skanera PET i stanowiska pracy. Wszystkie obszary robocze wyłożono ochronnymi matami chłonnymi w celu stworzenia sterylnego środowiska. (A) Po kalibracji w skanerze zamocowano wydrukowane w technologii 3D podłoże dla myszy, przystosowane do obrazowania 4 osobników jednocześnie, a stożki nosowe wszystkich 4 myszy podłączono do aparatury do znieczulenia. (B) Z wyprzedzeniem przygotowano niezbędny sprzęt do obrazowania PET, w tym cewniki 27,5 G wypełnione solą fizjologiczną, lubrykant do oczu, gaziki nasączone etanolem, lampy grzewcze, taśmę chirurgiczną, klej tkankowy, strzykawki dozujące o pojemności 0,5 ml, nożyczki oraz zapalniczkę. (C) Do wstrzyknięcia radiotraceru należy przygotować strzykawki z solą fizjologiczną do przepłukania oraz nożyce, umieszczając je z tyłu skanera. <a href="https://cloudflare.jove.com/files/ftp_upload/57243/57243fig1large.jpg" target="_blank">Proszę kliknąć tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej figury.</a>
<img alt="Przebieg procesu korejestracji, PET/CT do MRI, schemat, dopasowanie atlasu mózgu, ręczne wyznaczanie ROI." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/57243/57243fig2.jpg" data-altupdatedat="1788250015000" data-alt="Rysunek 2"> 
Rysunek 2: Proces analizy obrazów PET z atlasu mózgu z podziałem na prawą i lewą półkulę oraz wyznaczeniem jednostronnych i przeciwstawnych obszarów zainteresowania (ROI). Do oznaczenia poboru znacznika w obszarach zainteresowania (ROI) po stronie ipsilateralnej i kontralateralnej wykorzystano oprogramowanie do analizy obrazu, stosując ręcznie wyznaczone ROI oraz półautomatyczne podejście z wykorzystaniem 3D atlasu z podziałem mózgu. Przeprowadzono automatyczną rejestrację obrazów 3D PET/CT, a następnie dokonano ręcznej rejestracji obrazu MRI mózgu w obrębie odpowiadającej mu czaszki myszy zdefiniowanej na obrazie CT. Za pomocą narzędzia 3D ROI ręcznie wyznaczono obszary ipsilateralne (czerwone) i kontralateralne (zielone), przyjmując obszar zawału na obrazie MRI jako punkt odniesienia. W przypadku podejścia z podziałem mózgu, załadowano 3D atlas mózgu myszy z podziałem lewym/prawym i dopasowano go do czaszki zdefiniowanej przez obraz CT. ROI mózgu wykorzystane do kwantyfikacji w tym 3D atlasie mózgu myszy obejmowały: korę lewą (ciemnoszary), hipokamp lewy (bławateczny niebieski), prążkowie lewe (głęboki róż), korę prawą (pomidorowa czerwień), hipokamp prawy (zielony) oraz prążkowie prawe (cyjan). Pobór [11Stężenie [C]DPA-713 w każdym z regionów wyznaczono w nCi/cm³ i następnie przeliczono na %ID/g poprzez normalizację do skorygowanej o rozpad dawki w momencie skanowania dla każdej myszy. <a href="https://cloudflare.jove.com/files/ftp_upload/57243/57243fig2large.jpg" target="_blank">Proszę kliknąć tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej figury.</a>
<img alt="Obrazowanie PET/CT i analiza wykresów dla modelu dMCAO w porównaniu z grupą Sham; obejmuje wyniki dla ROI oraz podejścia z wykorzystaniem atlasu mózgu." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/57243/57243fig3.jpg" data-altupdatedat="1788250015000" data-alt="Rycina 3"> 
Rycina 3Reprezentatywny In vivo [11Przenikanie C]DPA-713 do mózgu u myszy z modelem DMCAO i myszy pozorowanych. (A) Dynamiczne obrazy PET/CT oraz krzywe aktywności tkankowej (TAC) wykazują zwiększone [11Wchłanianie C]DPA-713 w korze przeciwstawnej u myszy po DMCAO (n = 3) oraz niewielki wzrost u myszy z grupy sham (n = 3), przy czym u myszy po DMCAO stwierdzono istotnie większy kontrast w procentowej dawce wstrzykniętej pomiędzy obszarem zawału a przeciwległą stroną mózgu (%ID/g). (B) Ilościowa analiza PET (sumaryczna dla 50–60 min) wykazała istotnie zwiększone pobranie w obszarze zainteresowania (ROI) po stronie ipsilateralnej przy zastosowaniu metody ROI oraz w korze (Ctx) przy zastosowaniu metody atlasu mózgu z podziałem na półkule. Nie stwierdzono istotnych różnic w hipokampie (HC) ani w prążkowiu (Str). Zwiększone stosunki wartości ipsilateralnych do kontralateralnych zaobserwowano w obu podejściach analitycznych, jednak były one istotne statystycznie jedynie w obrębie Ctx przy zastosowaniu metody atlasu mózgu. *p &lt;0.05), *** (p &lt;0.001) <a href="https://cloudflare.jove.com/files/ftp_upload/57243/57243fig3large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.</a>
<img alt="Obrazowanie fluorescencyjne dMCAO w porównaniu z grupą Sham; wykres słupkowy porównujący poziomy wychwytu w %ID/g; analiza naukowa." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/57243/57243fig4v2.jpg" data-altupdatedat="1788250015000" data-alt="Rycina 4"> 
Rysunek 4: Reprezentatywny In vivo [11C] Wchłanianie C]DPA-713 przez śledzionę u myszy z modelem dMCAO oraz w grupie kontrolnej (Sham). (A) [11Dynamiczne obrazy PET/CT z zastosowaniem [C]DPA-713 przedstawiające obszary zainteresowania (ROI) śledziony u myszy z dMCAO (n = 3) oraz w grupie kontrolnej (sham, n = 3). (B) Wyniki ilościowe nie wykazują istotnych różnic w wychwycie przez śledzionę pomiędzy myszami z grupą dMCAO a grupą sham. <a href="https://cloudflare.jove.com/files/ftp_upload/57243/57243fig4v2large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.</a>
<img alt="Obrazowanie jądrowe, mapa ciepła radioaktywności, schemat, obszary wysokiej i niskiej aktywności, naukowa wizualizacja danych." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/57243/57243fig5v2.jpg" data-altupdatedat="1788250015000" data-alt="Rysunek 5"> 
Rysunek 5Reprezentatywne wyniki autoradiografii. Obrazy z cyfrowej autoradiografii wykazują zwiększoną [11Wchłanianie C]DPA-713 w półkuli ipsilateralnej w porównaniu z półkulą kontralateralną. <a href="https://cloudflare.jove.com/files/ftp_upload/57243/57243fig5v2large.jpg" target="_blank">Proszę kliknąć tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.</a>

Obrazowanie pozytonowej tomografii emisyjnej (PET) białka translokatorowego 18 kDa (TSPO) dostarcza nieinwazyjnego sposobu wizualizacji dynamicznej roli zapalenia układu nerwowego w rozwoju i progresji chorób mózgu. Protokół ten opisuje TSPO-PET i autoradiografię ex vivo w celu wykrycia zapalenia nerwów w mysim modelu udaru niedokrwiennego.

Obrazowanie PET zapalenia układu nerwowego przy użyciu [11C] DPA-713 w mysim modelu udaru niedokrwiennego

Neuroinflammation is central to the pathological cascade following ischemic stroke. Non-invasive molecular imaging methods have the potential to provide ...

Ogólnym celem tego eksperymentu jest dokładne ilościowe określenie rozkładu przestrzennego i rozległości zapalenia układu nerwowego w mysim modelu udaru niedokrwiennego za pomocą obrazowania TSPO-PET i MR oraz walidacja tych wyników in vivo za pomocą autoradiografii ex vivo. Jestem naprawdę podekscytowany, że mogę podzielić się z wami tym przewodnikiem krok po kroku, jak używać obrazowania PET do wizualizacji zapalenia nerwów u żywego obiektu. Tutaj używamy mysiego modelu obrysu jako przykładu.Dlaczego warto skorzystać z tej techniki? Powodów jest kilka. Pierwszym z nich jest to, że zapalenie nerwów, które jest po prostu stanem zapalnym występującym w ośrodkowym układzie nerwowym, uważa się za ściśle związane i naprawdę coś, co leży u podstaw wielu, wielu chorób mózgu, w tym udaru, ale także choroby Alzheimera, stwardnienia rozsianego, choroby Parkinsona, a lista jest długa.Jest więc niezwykle ważne, abyśmy dysponowali technikami, które naprawdę pozwalają nam badać te zjawiska biologiczne. Po drugie, obrazowanie PET ma wiele zalet w porównaniu z niektórymi bardziej tradycyjnymi technikami. Na przykład, większość z tych tradycyjnych technik opiera się w dużej mierze na wykorzystaniu zarówno ludzkiej, jak i mysiej pośmiertnej tkanki mózgowej i chociaż dostarczyły one wielu ważnych spostrzeżeń, techniki te są z natury statyczne, co oznacza, że mogą naprawdę przekazać nam informacje tylko o jednym momencie w czasie.Ponieważ wiemy, że zarówno mózg, jak i układ odpornościowy są bardzo dynamiczne, sensowne jest, że chcielibyśmy mieć technikę, która pozwoli nam naprawdę uchwycić te procesy molekularne w żywych, nienaruszonych systemach, a więc w ich naturalnym środowisku w czasie rzeczywistym, i to jest dokładnie to, co robi obrazowanie PET. Tutaj pokażemy Ci, w jaki sposób używamy specyficznego radioznacznika PET, DPA-713, o którym wiadomo, że wiąże się z TSPO lub białkiem translokatora. Pokażemy Ci konkretnie, w jaki sposób dynamicznie wstrzykujemy obraz nie tylko jednej myszy, ale czterem myszom jednocześnie, i dlaczego jest to tak ważne, ponieważ naprawdę pomaga to zwiększyć liczbę myszy, które możesz obrazować w danym dniu za pomocą tej samej partii znacznika, co naprawdę usprawnia twoje eksperymenty.Chociaż jest to technicznie trudne, naprawdę mam nadzieję, że ten film pomoże Ci poprowadzić Cię tak, abyś mógł to zrobić we własnym laboratorium. Zacznij od ułożenia znieczulonych myszy leżących na łóżku skanera PET/CT, upewniając się, że są wyprostowane i bezpiecznie w stożkach nosowych. Przyklej głowę i ciało każdej myszy do łóżka miękką taśmą chirurgiczną, upewniając się, że oddychanie nie jest ograniczone przez umieszczenie taśmy.Gdy zwierzęta są już bezpieczne w łóżku, a oddychanie jest stabilne, włącz celownik laserowy i przesuń łóżko skanujące tak, aby zrównało się z mózgiem wszystkich czterech myszy. Przesuń łoże skanera do pozycji akwizycji, tak aby mózgi myszy znajdowały się jak najbliżej środka pola widzenia. Uzyskaj obraz myszy w widoku zwiadowcy, aby zweryfikować ich pozycję i dostosuj pozycję, przeciągając pole pola widzenia na interfejsie, jeśli to konieczne.Na koniec kliknij przycisk Rozpocznij przepływ pracy w oprogramowaniu skanera, aby rozpocząć tomografię komputerową, upewniając się, że wybrano opcję wyświetlania interaktywnych monitów użytkownika, aby skanowanie PET można było rozpocząć ręcznie przed wstrzyknięciem znacznika. Gdy myszy automatycznie przejdą z tomografii komputerowej do PET, ustaw tylną część skanera do wstrzyknięcia radioznacznika. Umieść ochronną, chłonną wyściółkę na półce i upewnij się, że nożyczki i zapalniczka są pod ręką.Przetnij zapieczętowaną rurkę cewnika nożyczkami. Sprawdź, czy linie cewnika są wolne od pęcherzyków i upewnij się, że kaniula nadal znajduje się w żyle, wykonując płukanie solą fizjologiczną o pojemności od 10 do 20 mikrolitrów, a następnie załaduj wcześniej zmierzone strzykawki do każdego z czterech cewników, śledząc, jaka dawka została podana każdej myszy. Kliknij OK, gdy skanowanie PET jest gotowe do rozpoczęcia, jednocześnie uruchamiając 10-sekundowy timer.Niech dwóch badaczy z tyłu skanera ze strzykawkami z dawką w ręku wstrzyknie wszystkim czterem myszom jednocześnie, gdy zegar osiągnie zero. Przepłucz każdy cewnik od 50 do 100 mikrolitrów soli fizjologicznej, aby upewnić się, że pełna dawka dostanie się do żyły ogonowej i ponownie uszczelnij rurkę za pomocą zapalniczki. Następnie należy zmierzyć dawkę strzykawki za pomocą kalibratora dawki, aby uzyskać resztkową wartość radioaktywności.Zwróć uwagę na wartości i czas ich rejestrowania. Po zakończeniu skanowania przywróć łóżko PET do pierwotnej pozycji za pomocą przycisku Horizontal Home (Poziome położenie początkowe) w panelu sterowania ruchem. Wyjmij myszy ze skanera i ostrożnie wyjmij cewnik.Delikatnie uciskaj miejsce kaniulacji, aby zapobiec nadmiernemu krwawieniu. Następnie zmierz pozostałą aktywność w cewniku za pomocą kalibratora dawki. Na koniec zrekonstruuj dane, otwierając oprogramowanie zarządzające przetwarzaniem końcowym, które automatycznie zrekonstruuje każde skanowanie przy użyciu danych histogramu wygenerowanych z pierwszego pliku.W przypadku analizy PET zacznij od otwarcia oprogramowania do analizy obrazu, kliknięcia ikony Otwórz dane, aby załadować obraz CT i wybrania ikony Dołącz dane, aby załadować dynamiczny PET. Przeprowadź wizualną kontrolę jakości danych za pomocą operatora szeregów czasowych w menu rozwijanym. Wybierz opcję odniesienie i globalne, a następnie zastosuj odpowiednie wartości minimalne i maksymalne dla skali kolorów.Wizualizuj dynamiczne dane PET klatka po klatce, weryfikując wychwyt radioaktywności i sprawdzając, czy w skanowaniu nie ma zakłóceń w ruchu. Następnie utwórz średni obraz PET za pomocą funkcji arytmetycznej. Wybierz opcję Średnia zaznaczona, usuń zaznaczenie opcji Odniesienie i upewnij się, że wybrano opcje Wejście 1, Wejście 2 i Wejście, aby utworzyć średnią ze wszystkich ramek PET.Przejdź do zakładki Data Manager (Menedżer danych) i przeciągnij uśredniony obraz w górę do pozycji Input 1, aby umożliwić wizualizację sygnału PET za pomocą uśrednionego obrazu PET. Następnie ponownie rozprowadź skalę kolorów, klikając automatyczne obliczenia w narzędziu Min/Max. Następnie zarejestruj CT w przeciętnym pliku PET za pomocą funkcji automatycznego 3D w menu rozwijanym Rejestracja reorientacji.Wybierz opcję Ref i Input 1, a następnie wybierz opcję Rigid, Fast, Input 1 do Ref registration. Sprawdź wzrokowo pasowanie we wszystkich trzech wymiarach i w razie potrzeby ręcznie dostosuj w zakładce Manual 3D za pomocą funkcji Translation i Rotation. Jeśli rejestracja jest zadowalająca, wybierz Wejście 2 i Wejście i zastosuj do wszystkich ramek PET, klikając znacznik wyboru.Kliknij prawym przyciskiem myszy pliki CT i PET w DM i zapisz jako surowe. Następnie wybierz Kadrowanie z menu rozwijanego i przeciągnij granice obrazu, aby przyciąć głowę jednej myszy na raz poniżej pnia mózgu. Ręcznie zmień orientację obrazów PET i CT tak, aby czaszka była prosta we wszystkich wymiarach.Załaduj obraz MR dla tej myszy za pomocą przycisku Dołącz dane w lewym górnym rogu interfejsu. Przesuń rezonans magnetyczny za pomocą ręcznej reorientacji 3D i dopasuj go do czaszki na obrazie CT. Następnie wyłącz wizualizację PET, odznaczając ją na karcie Kontroler wizualny i użyj tylko MR i CT do narysowania obszaru zainteresowania lub ROI.W narzędziu 3D ROI kliknij przycisk Dodaj ROI, aby utworzyć nowy ROI i nazwać go Infarct. Wybierz narzędzie Splajn, klikając lewym przyciskiem myszy, aby narysować obramowanie ROI i kliknij prawym przyciskiem myszy, aby je zamknąć. Następnie utwórz nowy zwrot z inwestycji i oznacz go jako kontralateralny.Kliknij prawym przyciskiem myszy ROI zawału i wybierz Eksportuj. Następnie przesuń ROI do pozycji 2, wejście 1, aby umożliwić wizualizację i ręczną zmianę orientacji nowego ROI. Po wybraniu tylko wejścia 1 zaznacz pole ROI i wybierz opcję Tylko wyświetlanie, aby umożliwić wizualizację zwrotu z inwestycji w zawał bez zmiany jego orientacji.W menu Rejestracja zmiany orientacji zastosuj przewrót w lewo i w prawo za pomocą funkcji Operator i ręcznie przenieś nowy zwrot z inwestycji do tego samego obszaru po stronie przeciwnej. Następnie wybierz operator arytmetyki i zastosuj pomnożenie skalarne liczby dwóch do nowego zwrotu z inwestycji, umożliwiając niezależną kwantyfikację zwrotów z inwestycji. Wróć do narzędzia ROI 3D.Przejdź do zakładki Expert i Experimental i kliknij przycisk Importuj ROI. Wybierz opcję Wejście 1 w oknie dialogowym, aby załadować nowy wolumin jako kontralateralny zwrot z inwestycji. Na koniec kliknij prawym przyciskiem myszy przeciętny obraz PET, rozładuj go i ponownie włącz PET.Wygeneruj ilościowe wyniki absorpcji za pomocą ikony Eksportuj wyniki w narzędziu 3D ROI. Uzyskane obrazy PET/CT i krzywe aktywności w czasie wskazują na zwiększony wychwyt radioznacznika w półkulach ipsilateralnych i przeciwległych. Kwantyfikacja dynamicznych obrazów mózgu PET przy użyciu zsumowanych danych z 50 do 60 minut ujawniła znaczny wzrost wychwytu znacznika w półkuli ipsilateralnej w porównaniu z półkulą przeciwległą w dMCAO, ale nie u myszy pozorowanych przy użyciu ręcznie rysowanego podejścia ROI.Po obejrzeniu tej techniki powinieneś dobrze zrozumieć, jak dokładnie i skutecznie określić ilościowo zapalenie nerwów w mysim modelu udaru niedokrwiennego za pomocą TSPO-PET, przy użyciu zarówno automatycznych, jak i ręcznych metod analizy obrazu. Co ważne, powinieneś być również w stanie potwierdzić te wyniki in vivo za pomocą cyfrowej autoradiografii ex vivo. Ponieważ okres półtrwania węgla 11 jest tak krótki, ważne jest, aby nakreślić jasny plan eksperymentalny i harmonogram przed przystąpieniem do tej procedury, aby zmaksymalizować ilość i jakość danych.Po tej procedurze można wykonać inne metody, takie jak immunohistochemia, aby odpowiedzieć na dodatkowe pytania, takie jak korelacja między aktywacją glejową a ekspresją TSPO. Należy pamiętać, że stosowanie radioaktywności może być bardzo niebezpieczne. Aby zminimalizować narażenie, podczas wykonywania tej procedury należy używać odzieży ochronnej, osłon ołowianych i zwiększać odległość.

pet-imaging-neuroinflammation-using-11cdpa-713-mouse-model-ischemic

Research

JoVE Journal

Medicine

Medycyna

Źródło: Chaney, A. M., et.al.  Obrazowanie zapalenia nerwów metodą PET za pomocą [11C]DPA-713 w mysim modelu udaru niedokrwiennego. J. Vis. exp. (2018).  Ten film demonstruje technikę obrazowania in vivo zapalenia nerwów w mysim modelu udaru niedokrwiennego przy użyciu radioznacznika specyficznego dla TSPO. Po wstrzyknięciu radioznacznik wiąże się z TSPO, białkiem znajdującym się na zewnętrznej błonie mitochondrialnej i ulegającym nadekspresji w aktywowanych komórkach odpornościowych. Skaner...

Obrazowanie TSPO-PET/CT w celu wykrycia powstania zawału w mysim modelu udaru niedokrwiennego

Źródło: Ouyang, Y., i wsp. Jednoczesne obrazowanie PET/MRI podczas niedotlenienia mózgu myszy. J. Vis. Exp. (2015)Ten film przedstawia technikę oceny uszkodzenia niedotlenienia mózgu za pomocą jednoczesnej pozytonowej tomografii emisyjnej (PET) i rezonansu magnetycznego (MRI). Znieczulona mysz przechodzi podwiązanie wspólnej tętnicy szyjnej (CCA), zmniejszając przepływ krwi do jednej półkuli mózgu i predysponując ją do uszkodzenia wywołanego niedotlenieniem. Obrazowanie PET i MRI ocenia...

Obrazowanie uszkodzenia mózgu wywołanego niedotlenieniem-niedokrwieniem mózgu w modelu mysim

Uszkodzenia mózgu wynikające z niedokrwienia mózgu mogą być nieinwazyjnie obrazowane i badane u szczurów za pomocą przedklinicznej pozytonowej tomografii emisyjnej połączonej z wstrzykiwaną sondą radioaktywną, 18F-fluorodeoksyglukozą. Co więcej, wykorzystanie nowoczesnych narzędzi programowych, które zawierają szablony mózgu dotyczące ilości zainteresowania (VOI), znacznie zwiększa ilość informacji uzyskanych z tych badań.

Nieinwazyjne obrazowanie i analiza niedokrwienia mózgu u żywych szczurów przy użyciu pozytonowej tomografii emisyjnej z 18F-FDG

Przedstawiona tutaj metoda wykorzystuje jednoczesną pozytonową tomografię emisyjną i obrazowanie metodą rezonansu magnetycznego. W modelu niedotlenienia i niedokrwienia mózgu dynamiczne zmiany w dyfuzji i metabolizmie glukozy zachodzą w trakcie i po urazie. Ewoluujące i niepowtarzalne uszkodzenia w tym modelu wymagają jednoczesnej akwizycji, jeśli mają zostać pozyskane znaczące dane obrazowania multimodalnego.

Jednoczesne obrazowanie PET/MRI podczas niedotlenienia-niedokrwienia mózgu myszy

Tutaj prezentujemy metodologię wytwarzania ogniskowego udaru w mysiej istocie białej poprzez miejscowe wstrzyknięcie nieodwracalnego inhibitora śródbłonkowej syntazy tlenku azotu (eNOS) (L-Nio). Przedstawiono dwie odmiany stereotaktyczne, wsteczne śledzenie neuronów oraz znakowanie i rozwarstwianie świeżych tkanek, które rozszerzają potencjalne zastosowania tej techniki.

Wszechstronny mysi model podkorowego udaru istoty białej do badania zwyrodnienia aksonów i neurobiologii istoty białej

Przedstawiamy protokół do pomiaru [14C]-jodoantypiryny (IAP) i oceny aktywacji substratów nerwowych, które są zaangażowane w centralny ból poudarowy (CPSP) w modelu gryzoni.

Pomiary autoradiograficzne [14C]-jodoantypiryny w mózgu szczura po centralnym bólu poudarowym

Ten protokół opisuje zastosowanie połączonego obrazowania fluorescencyjnego w bliskiej podczerwieni (NIRF) i mikrotomografii komputerowej (microCT) do wizualizacji choroby zakrzepowo-zatorowej mózgu. Technika ta pozwala na ilościowe określenie obciążenia skrzepliną i ewolucji. Technika obrazowania NIRF wizualizuje znakowaną fluorescencyjnie skrzeplinę w wyciętym mózgu, podczas gdy technika mikroCT wizualizuje skrzeplinę wewnątrz żywych zwierząt za pomocą nanocząstek złota.

Połączone obrazowanie fluorescencyjne w bliskiej podczerwieni i tomografia mikrokomputerowa do bezpośredniej wizualizacji choroby zakrzepowo-zatorowej mózgu

Ta praca demonstruje wykorzystanie multimodalnej platformy obrazowania opartej na ultradźwiękach do nieinwazyjnego obrazowania udaru niedokrwiennego. System ten pozwala na ilościowe określenie natlenienia krwi za pomocą obrazowania fotoakustycznego i upośledzonej perfuzji w mózgu za pomocą angiografii akustycznej.

Zintegrowana tomografia fotoakustyczna, ultrasonograficzna i angiograficzna (PAUSAT) do nieinwazyjnego obrazowania całego mózgu udaru niedokrwiennego

Tutaj prezentujemy protokół do ustalenia modelu dystalnej niedrożności tętnicy środkowej mózgu (dMCAO) poprzez przezczaszkową elektrokoagulację u myszy C57BL/6J i oceny późniejszego zachowania neurologicznego i cech histopatologicznych.

Indukcja ostrego udaru niedokrwiennego u myszy przy użyciu techniki niedrożności dystalnej tętnicy środkowej

Stosując całkowicie optyczne podejście, udar niedokrwienny jest indukowany, jednocześnie rejestrując aktywność neuronów Ca2+ za pomocą fluorescencyjnego biosensora w wyłaniającym się rdzeniu udaru czujnej, zachowującej się myszy.

Jednoczesna fotozakrzemia i fotometria włókien w celu wywołania i monitorowania udaru niedokrwiennego u zachowujących się myszy

Poznaj obrazowanie PET zapalenia układu nerwowego w mysim modelu udaru niedokrwiennego przy użyciu radiomarkeru DPA-713. Ta metoda umożliwia nieinwazyjną, dynamiczną obserwację procesów neurozapalnych w czasie rzeczywistym.

Obrazowanie PET zapalenia układu nerwowego przy użyciu [¹¹C] DPA-713 w mysim modelu udaru niedokrwiennego

Przeglądaj więcej filmów