Name: Minimalnie inwazyjny model do analizy gojenia złamań śródchrzęstnych u myszy w standaryzowanych warunkach biomechanicznych (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2018-03-22T15:00:00.000+00:00
Duration: 6 min 41 s
Description: Poznaj minimalnie inwazyjną technikę osteosyntezy z użyciem śruby śródściennej do stabilizacji złamań kości udowej u myszy CD-1. Ta metoda umożliwia analizę gojenia kostnego w standaryzowanych warunkach biomechanicznych.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Ta praca była wspierana przez RISystem AG, Davos, Szwajcaria.

Wszystkie procedury zostały przeprowadzone zgodnie z wytycznymi National Institutes of Health dotyczącymi wykorzystania zwierząt doświadczalnych i były zgodne z wytycznymi instytucjonalnymi (Landesamt für Verbraucherschutz, Zentralstelle Amtstierärztlicher Dienst, Saarbrücken, Niemcy).
1. Przygotowanie narzędzi chirurgicznych i implantów
<ol>
	<li>Wybierz ostrze skalpela (rozmiar 15), mały wacik, cienkie kleszcze, igłę 27 G, niewchłanialny szew 5-0, nożyczki i uchwyt na igłę z pudełka z narzędziami mikrochirurgicznymi.</li>
	<li>Rozpakuj śródszpikową, drut doprowadzający (średnica 0,3/0,2 mm, długość 10 cm), wiertło centrujące (średnica 0,5 mm) i wiertarkę ręczną (<silna klasa="xfig">Rysunek 1; patrz Tabela materiałów). 
	UWAGA: Śruba śródszpikowa (średnica 0,5 mm, długość 17,2 mm) jest wykonana ze stali nierdzewnej klasy medycznej do implantacji wstecznej do kości udowej. Śruba ma gwint proksymalny (średnica 0,5 mm, długość 4 mm) z końcówką (średnica 0,2 mm, długość 0,4 mm) na końcówce i dystalną główkę w kształcie stożka (średnica 0,8 mm, długość 0,9 mm), aby uzyskać kompresję pęknięcia oraz stabilność osiową i obrotową.</li>
	<li>Wystawić implanty i wszystkie narzędzia chirurgiczne na działanie roztworu dezynfekującego (96% alkoholu) przez 5 minut lub wysterylizować (sterylizacja parowa, 130 °C, 25 min). Po dezynfekcji lub sterylizacji umieść narzędzia na ściereczce operacyjnej. Umieść tkaninę operacyjną bezpośrednio obok stołu operacyjnego dla małych zwierząt.</li>
</ol>
2. Zwierzęta, znieczulenie i analgezja
<ol>
	<li>Wybierz szczep, wiek i płeć myszy zgodnie z pytaniem badawczym, które jest adresowane. 
	UWAGA: W tym badaniu wykorzystano 12- do 14-tygodniowych samców myszy CD-1. Masa ciała odpowiednia do użycia śródszpikowej wynosi od 25 do 35 g.</li>
	<li>Znieczulić myszy wstrzyknięciem dootrzewnowym 15 mg/kg ksylazyny i 75 mg/kg ketaminy. Potwierdź znieczulenie przez uszczypnięcie palca u nogi. Nałóż smar do oczu, aby chronić oczy zwierząt przed wysuszeniem podczas znieczulenia. Po indukcji znieczulenia umieść mysz pod grzejnikiem, aby utrzymać stałą temperaturę ciała. Podczas zabiegu zwierzęta były monitorowane z wielokrotnym szczypaniem palców u stóp, aby zapewnić odpowiednią płaszczyznę znieczulenia.</li>
	<li>Chlorowodorek tramadolu należy stosować w wodzie do picia (1,0 mg/ml) w celu znieczulenia od 1. dnia przed zabiegiem do 3. dnia po zabiegu. 
	UWAGA: Analgezja i zapobieganie zakażeniom powinny być zgodne z odpowiednimi wytycznymi kraju i instytucji, w której mają być przeprowadzane eksperymenty.</li>
</ol>
3. Zabieg chirurgiczny i implantacja śródszpikowej
<ol>
	<li>Przed zabiegiem należy ogolić całą prawą tylną nogę i nałożyć krem do depilacji. Po 5 minutach usuń krem i umyj nogę wodą. Następnie należy zastosować roztwór dezynfekujący z 96% alkoholem. Do alkoholu można dodać betadynę lub chlorheksydynę, aby zapewnić całkowitą aseptykę.</li>
	<li>W warunkach aseptycznych umieść mysz w pozycji leżącej na stole operacyjnym dla małych zwierząt. Zegnij prawe kolano, aby umożliwić dostęp do przodu do kłykci kolana. Wykonaj 5-milimetrowe przyśrodkowe nacięcie przyrzepkowe w prawym kolanie za pomocą ostrza skalpela.</li>
	<li>Ostrożnie zmobilizuj więzadło rzepki za pomocą ostrza skalpela i wacika. Następnie przesuń rzepkę na boki za pomocą cienkich kleszczyków, aby odsłonić wcięcie międzykłykciowe kości udowej.</li>
	<li>Otwórz wcięcie międzykłykciowe dokładnie pośrodku kości udowej między obydwoma kłykciami. Upewnij się, że głębokość wierconego otworu nie przekracza 1.0 mm.
	<ol>
		<li>Rozpocznij wiercenie ręczne z małą prędkością i przesunięciem brzusznym o 45 ° do osi kości udowej za pomocą wiertła centrującego 0,5 mm i wiertarki ręcznej (<silna klasa="xfig">Rysunek 1C i D, <silna klasa="xfig">Rysunek 2). Podczas wiercenia należy stale zmniejszać kąt do przesunięcia 0 ° (równolegle do osi kości udowej). Przerwij wiercenie po osiągnięciu głębokości 1,0 mm.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Po otwarciu kości w miejscu wcięcia międzykłykciowego wprowadzić igłę 27 G do jamy śródszpikowej na całej długości kości udowej. Rozwiercić jamę śródszpikową kości udowej ręcznie za pomocą ruchów obrotowych igły 27 G. Popchnij igłę do przodu, aby przebić kość korową na krętarzu większym proksymalnie.</li>
	<li>Wyjąć igłę 27 G i przeciągnąć prowadnik przez dystalną część kości udowej.
	<ol>
		<li>Wykonaj nacięcie skóry ostrzem skalpela (rozmiar 15) proksymalnie nad drutem doprowadzającym i popchnij drut doprowadzający do przodu, aż oba końce drutu doprowadzającego znajdą się na zewnątrz. Upewnij się, że przewód doprowadzający jest na miejscu.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Utwórz zdefiniowane zamknięte pęknięcie za pomocą gilotyny.
	<ol>
		<li>Umieść mysz w pozycji bocznej z prawą nogą pod gilotyną. Upewnij się, że część kłosowa kości udowej znajduje się na środku gilotyny.</li>
		<li>Upuść ciężar (200 g) z określonej odległości 25,5 cm.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Kontroluj konfigurację pęknięć i położenie pęknięcia, a także położenie drutu prowadzącego (<silna klasa="xfig">Rysunek 3) za pomocą urządzenia rentgenowskiego (patrz Tabela materiałów).</li>
	<li>Połącz śródszpikową z noskiem na dystalnym końcu do drutu prowadzącego 0,2 mm i włóż ją do kości udowej pod ciągłym naciskiem i obracając zgodnie z ruchem wskazówek zegara.
	<ol>
		<li>Ścinanie wału napędowego po osiągnięciu wystarczającego momentu obrotowego.</li>
		<li>Usuń przewód doprowadzający proksymalnie.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Zmień położenie rzepki i przymocuj ścięgno rzepki do mięśni za pomocą jednego szwu za pomocą syntetycznego, monofilamentowego, niewchłanialnego szwu polipropylenowego 5-0. Użyj pojedynczych szwów z tego samego materiału i rozmiaru, aby zamknąć ranę. Kontrolować rozdrobnienie odłamków i położenie radiologicznie za pomocą urządzenia rentgenowskiego (patrz Tabela materiałów).</li>
	<li>Trzymaj zwierzęta pod grzejnikiem, aż dojdą do siebie po znieczuleniu. Nie pozostawiaj zwierząt bez opieki, dopóki nie odzyskają wystarczającej przytomności, aby utrzymać pozycję leżącą brzusznie. Umieść zwierzęta z powrotem w pojedynczych klatkach w obiekcie dla zwierząt. Nie należy zwracać zwierząt do towarzystwa innych zwierząt w ciągu pierwszych 24 godzin, nawet jeśli w pełni wyzdrowiały po znieczuleniu.</li>
	<li>Uważnie monitoruj zwierzęta każdego dnia. Utrzymuj analgezję pooperacyjną za pomocą chlorowodorku tramadolu w wodzie do picia w dawce 1,0 mg/ml przez pierwsze trzy dni. Kontynuuj analgezję, jeśli w 4 dniu po operacji zwierzęta nadal wykazują oznaki bólu, na co wskazuje wokalizacja, niepokój, brak mobilności, brak pielęgnacji, nieprawidłowa postawa i brak normalnego zainteresowania otoczeniem. Zakończ analgezję, gdy zwierzęta są wolne od bólu.</li>
	<li>Pod koniec eksperymentu poddać zwierzę eutanazji przez przedawkowanie barbituranu.</li>
</ol>

<ol><li>Jacenko, O., Olsen, B. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Transgenic+mouse+models+in+studies+of+skeletal+disorders%5BTitle%5D)+AND+%22J+Rheumatol+Suppl%22%5BJournal%5D)">Transgenic mouse models in studies of skeletal disorders.</a> J Rheumatol Suppl. 43, 39-41 (1995).</li>
<li>Histing, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Small+animal+bone+healing+models%3A+standards%2C+tips%2C+and+pitfalls+results+of+a+consensus+meeting%5BTitle%5D)+AND+%22Bone%22%5BJournal%5D)">Small animal bone healing models: standards, tips, and pitfalls results of a consensus meeting.</a> Bone. 49 (4), 591-599 (2011).</li>
<li>Bonnarens, F., Einhorn, T. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Production+of+a+standard+closed+fracture+in+laboratory+animal+bone%5BTitle%5D)+AND+%22J+Orthop+Res%22%5BJournal%5D)">Production of a standard closed fracture in laboratory animal bone.</a> J Orthop Res. 2 (1), 97-101 (1984).</li>
<li>Holstein, J. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Development+of+a+stable+closed+femoral+fracture+model+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22J+Surg+Res%22%5BJournal%5D)">Development of a stable closed femoral fracture model in mice.</a> J Surg Res. 153 (1), 71-75 (2009).</li>
<li>Histing, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Ex+vivo+analysis+of+rotational+stiffness+of+different+osteosynthesis+techniques+in+mouse+femur+fracture%5BTitle%5D)+AND+%22J+Orthop+Res%22%5BJournal%5D)">Ex vivo analysis of rotational stiffness of different osteosynthesis techniques in mouse femur fracture.</a> J Orthop Res. 27 (9), 1152-1156 (2009).</li>
<li>Claes, L., Augat, P., Suger, G., Wilke, H. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Influence+of+size+and+stability+of+the+osteotomy+gap+on+the+success+of+fracture+healing%5BTitle%5D)+AND+%22J+Orthop+Res%22%5BJournal%5D)">Influence of size and stability of the osteotomy gap on the success of fracture healing.</a> J Orthop Res. 15 (4), 577-584 (1997).</li>
<li>Histing, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Characterization+of+the+healing+process+in+non-stabilized+and+stabilized+femur+fractures+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Arch+Orthop+Trauma+Surg%22%5BJournal%5D)">Characterization of the healing process in non-stabilized and stabilized femur fractures in mice.</a> Arch Orthop Trauma Surg. 136 (2), 203-211 (2016).</li>
<li>Thompson, Z., Miclau, T., Hu, D., Helms, J. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+model+for+intramembranous+ossification+during+fracture+healing%5BTitle%5D)+AND+%22J+Orthop+Res%22%5BJournal%5D)">A model for intramembranous ossification during fracture healing.</a> J Orthop Res. 20 (5), 1091-1098 (2002).</li>
<li>Cheung, K. M., Kaluarachi, K., Andrew, G., Lu, W., Chan, D., Cheah, K. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((An+externally+fixed+femoral+fracture+model+for+mice%5BTitle%5D)+AND+%22J+Orthop+Res%22%5BJournal%5D)">An externally fixed femoral fracture model for mice.</a> J Orthop Res. 21 (4), 685-690 (2003).</li>
<li>Garcia, P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+new+technique+for+internal+fixation+of+femoral+fractures+in+mice%3A+impact+of+stability+on+fracture+healing%5BTitle%5D)+AND+%22J+Biomech%22%5BJournal%5D)">A new technique for internal fixation of femoral fractures in mice: impact of stability on fracture healing.</a> J Biomech. 41 (8), 1689-1696 (2008).</li>
<li>Histing, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((An+internal+locking+plate+to+study+intramembranous+bone+healing+in+a+mouse+femur+fracture+model%5BTitle%5D)+AND+%22J+Orthop+Res%22%5BJournal%5D)">An internal locking plate to study intramembranous bone healing in a mouse femur fracture model.</a> J Orthop Res. 28 (3), 397-402 (2010).</li>
<li>Garcia, P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+LockingMouseNail-a+new+implant+for+standardized+stable+osteosynthesis+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22J+Surg+Res%22%5BJournal%5D)">The LockingMouseNail-a new implant for standardized stable osteosynthesis in mice.</a> J Surg Res. 169 (2), 220-226 (2011).</li>
<li>Histing, T., Klein, M., Stieger, A., Stenger, D., Steck, R., Matthys, R., Holstein, J. H., Garcia, P., Pohlemann, T., Menger, M. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+new+model+to+analyze+metaphyseal+bone+healing+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22J+Surg+Res%22%5BJournal%5D)">A new model to analyze metaphyseal bone healing in mice.</a> J Surg Res. 178 (2), 715-721 (2012).</li>
<li>Histing, T., Menger, M. D., Pohlemann, T., Matthys, R., Fritz, T., Garcia, P., Klein, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((An+Intramedullary+Locking+Nail+for+Standardized+Fixation+of+Femur+Osteotomies+to+Analyze+Normal+and+Defective+Bone+Healing+in+Mice%5BTitle%5D)+AND+%22J+Vis+Exp%22%5BJournal%5D)">An Intramedullary Locking Nail for Standardized Fixation of Femur Osteotomies to Analyze Normal and Defective Bone Healing in Mice.</a> J Vis Exp. (117), (2016).</li>
<li>Hiltunen, A., Vuorio, E., Aro, H. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+standardized+experimental+fracture+in+the+mouse+tibia%5BTitle%5D)+AND+%22J+Orthop+Res%22%5BJournal%5D)">A standardized experimental fracture in the mouse tibia.</a> J Orthop Res. 11 (2), 305-312 (1993).</li>
<li>Manigrasso, M. B., O'Connor, J. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Characterization+of+a+closed+femur+fracture+model+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22J+Orthop+Trauma%22%5BJournal%5D)">Characterization of a closed femur fracture model in mice.</a> J Orthop Trauma. 18 (10), 687-695 (2004).</li>
<li>Holstein, J. H., Menger, M. D., Culemann, U., Meier, C., Pohlemann, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Development+of+a+locking+femur+nail+for+mice%5BTitle%5D)+AND+%22J+Biomech%22%5BJournal%5D)">Development of a locking femur nail for mice.</a> J Biomech. 40 (1), 215-219 (2007).</li>
<li>Claes, L. E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effects+of+mechanical+factors+on+the+fracture+healing+process%5BTitle%5D)+AND+%22Clin+Orthop+Relat+Res%22%5BJournal%5D)">Effects of mechanical factors on the fracture healing process.</a> Clin Orthop Relat Res. 355 Suppl, S132-S147 (1998).</li>
</ol>

Autorzy oświadczają, że nie mają konkurencyjnych interesów finansowych.

Krytycznymi etapami zabiegu chirurgicznego jest znalezienie prawidłowego punktu wejścia do implantacji śrubowej w środku kłykci kości udowej w wcięciu międzykłykciowym, a także optymalna orientacja igły równolegle do osi kości w celu rozwiercenia jamy śródszpikowej. Aby uniknąć nieprawidłowej pozycji wejściowej, chirurg powinien przygotować wcięcie do momentu uzyskania optymalnego widoku. Aby kontrolować orientację podczas rozwiercania, kość udową myszy należy trzymać palcami w stabilnej pozycji. Kolejnym krytycznym krok...

Badania nad leczeniem kości u myszy cieszą się dużym zainteresowaniem ze względu na szerokie spektrum przeciwciał i genetycznie modyfikowanych zwierząt. Fakty te pozwalają na badanie molekularnych mechanizmów gojenia się kości1. W ciągu ostatnich kilku lat opracowano różne modele gojenia kości u myszy2. Modele te można podzielić na modele otwarte, w których kość jest osteotomizowana przy użyciu otwartego bocznego dostępu chirurgicznego oraz modele zamknięte, w których kość jest złamana na podstawie modelu złamania wprowadzonego przez Bonnaresa i Einhorna3. Korzystając z tej techniki, standaryzowane złamanie poprzeczne można wytworzyć za pomocą 3-punktowego urządzenia do zginania, a implanty śródszpikowe można wprowadzić przez małe przyśrodkowe nacięcie przyrzepkowe w minimalnie inwazyjnej technice, unikając poważnego urazu tkanek miękkich.
Śruba śródszpikowa może być stosowana do stabilizacji zamkniętego złamania u myszy. Śruba zapewnia stabilność obrotową i osiową. Osiąga się to poprzez kompresję złamania przez proksymalny gwint i dystalną głowę4. Kolejnymi zaletami są prosta technika chirurgiczna, niski stopień inwazyjności, niska waga implantu, a przede wszystkim wyższa stabilność zapewniająca standaryzowane i kontrolowane warunki biomechaniczne w porównaniu z innymi implantami śródszpikowymi<klasa sup="xref">5. W rzeczywistości w większości zamkniętych modeli pęknięć fragmenty są stabilizowane tylko za pomocą prostych sworzni, co wiąże się z całkowitym brakiem stabilności obrotowej i osiowej oraz dużym ryzykiem przemieszczenia sworznia, a także pęknięcia. Może to znacząco wpłynąć na proces gojenia, co może skutkować opóźnionym gojeniem lub brakiem zrostu.
Powszechnie wiadomo, że stabilność zespolenia złamania ma ogromny wpływ na proces gojenia6,7. Wysokie sztywne utrwalenie powoduje gojenie śródbłoniaste, podczas gdy mniej sztywne mocowanie, które może umożliwiać mikroruchy w szczelinie złamania, powoduje gojenie śródchrzęstne. Stabilizacja złamania za pomocą śródszpikowej wskazuje przede wszystkim na gojenie śródchrzęstne z dużą ilością tkanki modzelowej, szczególnie po 2 tygodniach gojenia się złamania. Możliwość pobrania dużej ilości tkanki kalusa umożliwia analizę wielu parametrów różnymi technikami.
Tutaj informujemy o budowie i zastosowaniu śródszpikowej u myszy, a także o jej zaletach i wadach w eksperymentalnych badaniach nad prawidłowym gojeniem kości śródchrzęstnej.

<table><tbody><tr><td>Śruba myszy</td><td>RISystem AG</td><td>221,100</td><td></td></tr><tr><td>Drut doprowadzający</td><td>RISystem AG</td><td>521,100</td><td></td></tr><tr><td>Wiertło centrujące</td><td>RISystem AG</td><td>590,205</td><td></td></tr><tr><td>Wiertarka ręczna</td><td>RISystem AG</td><td>390,130</td><td></td></tr><tr><td>Wacik bawełniany (150 mm, mała główka)</td><td>Fink Walter GmbH</td><td>8822428</td><td></td></tr><tr><td>Szew (5-0 Prolen)</td><td>Ethicon</td><td>8614H</td><td></td></tr><tr><td>Kleszcze</td><td>Braun Aesculap AG & Nożyczki CoKG</td><td>BD520R</td><td></td></tr><tr><td>Braun</td><td>Aesculap AG & CoKG</td><td>BC100R</td><td></td></tr><tr><td>Uchwyt na igłę</td><td>Braun Aesculap AG & CoKG</td><td>BM024R</td><td></td></tr><tr><td>27 G igła</td><td>Braun Melsungen AG</td><td>9186182</td><td></td></tr><tr><td>Ostrze skalpela rozmiar 15</td><td>Braun Aesculap AG & CoKG</td><td>16600525</td><td></td></tr><tr><td>Grzejnik</td><td>Sanitas</td><td>605.25</td><td></td></tr><tr><td>Krem do depilacji</td><td>Asid bonz GmbH</td><td>NDXZ10</td><td></td></tr><tr><td>Smar do oczu</td><td>Bayer Vital GmbH</td><td>2182442</td> Ksylazyna Bayer Vital GmbH 1320422 <td></td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Ketamine</td><td>Serumwerke Bernburg</td><td>7005294</td><td></td></tr><tr><td>Tramadol</td><td>Gr& UML; nenthal GmbH</td><td>2256241</td><td></td></tr><tr><td>Roztwór do dezynfekcji (SoftaseptN)</td><td>Braun Melsungen AG</td><td>8505018</td><td></td></tr><tr><td>myszy CD-1</td> Charles <td>River</td><td>22</td><td></td></tr><tr><td>Urządzenie rentgenowskie</td><td>Faxitron MX-20, Faxitron X-ray Corporation</td><td>2321A0988</td><td></td></tr><tr><td>Urządzenie do pękania małe</td><td>RISystem AG</td><td>891,100</td><td></td></tr></tbody></table>

minimalnie inwazyjny model do analizy gojenia złamań śródchrzęstnych u myszy w standaryzowanych warunkach biomechanicznych

A Minimally Invasive Model to Analyze Endochondral Fracture Healing in Mice Under Standardized Biomechanical Conditions

Modele gojenia kości są niezbędne do analizy złożonych mechanizmów gojenia złamań, aby poprawić kliniczne leczenie złamań. W ciągu ostatniej dekady zaobserwowano zwiększone wykorzystanie modeli mysich w badaniach ortopedycznych, najprawdopodobniej dlatego, że modele mysie oferują dużą liczbę genetycznie zmodyfikowanych szczepów i specjalnych przeciwciał do analizy molekularnych mechanizmów gojenia się złamań. Aby kontrolować warunki biomechaniczne, obowiązkowe są dobrze scharakteryzowane techniki osteosyntezy, również u myszy. W tym miejscu przedstawiamy projekt i zastosowanie zamkniętego modelu gojenia kości do stabilizacji złamań kości udowej u myszy. Śruba śródszpikowa, wykonana ze stali nierdzewnej klasy medycznej, zapewnia stabilność osiową i obrotową dzięki kompresji pękania w porównaniu z najczęściej stosowanymi prostymi sworzniami śródszpikowymi, które wykazują całkowity brak stabilności osiowej i obrotowej. Stabilność osiągnięta przez śródszpikową pozwala na analizę gojenia się chrzęstna. Duża ilość tkanki kalusa, otrzymana po stabilizacji ślimakiem, stwarza idealne warunki do pobrania tkanki do analiz biochemicznych i molekularnych. Kolejną zaletą stosowania jest fakt, że można wprowadzić do kości udowej za pomocą minimalnie inwazyjnej techniki bez wywoływania uszkodzenia tkanek miękkich. Podsumowując, śruba jest unikalnym implantem, który idealnie nadaje się do stosowania w zamkniętych modelach gojenia złamań oferujących ustandaryzowane warunki biomechaniczne.

Czas operacji od nacięcia skóry do zamknięcia rany wynosił 20 min. Zabieg można przeprowadzić bez użycia stereomikroskopu. Po operacji zwierzęta były monitorowane codziennie. Analgezję pooperacyjną przerwano po 2 dniach, ponieważ po tym okresie u żadnego ze zwierząt nie stwierdzono oznak bólu. W ciągu 2 dni po operacji u zwierząt zaobserwowano również prawidłowe obciążanie kończyn. W całym okresie obserwacji nie odnotowano infekcji ran.
<p class="jove_content" fo:keep-together.within-...

Ten protokół opisuje minimalnie inwazyjną technikę osteosyntezy wykorzystującą śródszpikową do standaryzowanej stabilizacji złamań kości udowej, która może być wykorzystana do analizy endochrzęstnego gojenia kości u myszy.

Minimalnie inwazyjny model do analizy gojenia złamań śródchrzęstnych u myszy w standaryzowanych warunkach biomechanicznych

Bone healing models are necessary to analyze the complex mechanisms of fracture healing to improve clinical fracture treatment. During the last decade, an ...

Ogólnym celem tej techniki chirurgicznej jest zapewnienie ustandaryzowanych warunków do analizy gojenia się złamań u myszy. Metoda ta może pomóc odpowiedzieć na kluczowe pytania w badaniach nad gojeniem złamań, takie jak rola różnych czynników wzrostu w mechanizmach naprawy kości. Główną zaletą tej procedury jest to, że może być stosowana w technice małoinwazyjnej i zapewnia standaryzowane warunki biomechaniczne do badania gojenia złamań śródchrzęstnych u myszy.W dalszej części Philipp, student, zademonstruje procedurę chirurgiczną. Zacznij od upewnienia się, że wszystkie wymagane sterylne narzędzia i materiały chirurgiczne są umieszczone na tkaninie operacyjnej bezpośrednio przylegającej do stołu operacyjnego dla małych zwierząt. W tym badaniu wykorzystano 12 do 14-tygodniowych samców myszy CD-1.Po wywołaniu znieczulenia zatwierdzoną metodą, należy potwierdzić znieczulenie brakiem reakcji na uszczypnięcie palca u nogi. Nałóż lubrykant do oczu, aby chronić oczy przed wysuszeniem podczas znieczulenia, a znieczuloną mysz umieść pod grzejnikiem, aby utrzymać stałą temperaturę ciała. Przed zabiegiem należy ogolić całą prawą tylną nogę i nałożyć krem do depilacji.Po pięciu minutach usuń krem i umyj nogę wodą. Następnie nałóż roztwór dezynfekujący z 96% alkoholem. Umieść mysz w pozycji leżącej na stole operacyjnym dla małych zwierząt.W warunkach aseptycznych zegnij prawe kolano, aby umożliwić dostęp do kłykci kolana z przodu. Użyj ostrza skalpela, aby wykonać pięciomilimetrowe przyśrodkowe nacięcie przyrzepkowe w prawym kolanie. Ostrożnie zmobilizuj więzadło rzepki za pomocą ostrza skalpela i wacika.Następnie użyj cienkich kleszczy, aby przesunąć rzepkę na boki, aby odsłonić wcięcie międzykłykciowe kości udowej. Otwórz wcięcie międzykłykciowe dokładnie pośrodku kości udowej między obydwoma kłykciami. Użyj wiertarki ręcznej z wiertłem centrującym o średnicy 0,5 milimetra i rozpocznij wiercenie z małą prędkością i przesunięciem brzusznym o 45 stopni do osi kości udowej.Podczas wiercenia należy stale zmniejszać kąt do zera stopni przesunięcia, aż będzie równoległy do osi kości udowej. Przerwij wiercenie, gdy zostanie osiągnięta głębokość jednego milimetra. Włóż igłę o rozmiarze 27 do jamy śródszpikowej na całej długości kości udowej i ręcznie rozwiercić jamę śródszpikową kości udowej za pomocą ruchu obrotowego.Następnie popchnij igłę do przodu, aby przebić kość korową na krętarzu większym proksymalnie. Wyjmij igłę o rozmiarze 27 i przełóż drut doprowadzający przez dystalną część kości udowej. Następnie użyj ostrza skalpela w rozmiarze 15, aby wykonać nacięcie skóry proksymalnie nad drutem prowadzącym.Utrzymuj przewód doprowadzający na miejscu, popychając go do przodu, aż oba końce przewodu doprowadzającego znajdą się na zewnątrz. Aby utworzyć zdefiniowane zamknięte pęknięcie za pomocą gilotyny, umieść mysz w pozycji bocznej z prawą nogą pod gilotyną. Upewnij się, że część kłosowa kości udowej znajduje się na środku gilotyny.Upuść 200-gramowy ciężar z określonej odległości 7,6 centymetra. Użyj urządzenia rentgenowskiego, aby kontrolować konfigurację i położenie pęknięcia, a także położenie drutu prowadzącego. Użyj nosa na dystalnym końcu śródszpikowej, aby połączyć ją z drutem prowadzącym o średnicy 0,2 milimetra.Włóż go do kości udowej pod ciągłym naciskiem i obracając zgodnie z ruchem wskazówek zegara. Odetnij wał napędowy, gdy zostanie osiągnięty wystarczający moment obrotowy, a następnie usuń drut doprowadzający proksymalnie. Zmień położenie rzepki i przymocuj ścięgno rzepki do mięśni za pomocą jednego szwu za pomocą syntetycznego nici monofilamentowej 5-0 z niewchłanialnego szwu polipropylenowego.Użyj pojedynczych szwów z tego samego materiału i rozmiaru, aby zamknąć ranę. Za pomocą urządzenia rentgenowskiego można sterować radiologicznie redukcją fragmentów i położeniem. Trzymaj zwierzę po operacji pod grzejnikiem do czasu wyzdrowienia ze znieczulenia.Obserwuj mysz, dopóki nie odzyska wystarczającej przytomności, aby utrzymać brzuszną pozycję leżącą. Wszystkie zwierzęta pooperacyjne należy umieścić z powrotem w pojedynczych klatkach w pomieszczeniu dla zwierząt. Uważnie monitoruj zwierzęta każdego dnia i zapewnij analgezję pooperacyjną przy użyciu zatwierdzonych metod przez pierwsze trzy dni po operacji.Analizy radiologiczne po dwóch tygodniach wykazały wyraźne tworzenie się tkanki kalusa wypełniającej lukę po złamaniu. Po pięciu tygodniach złamanie zostało zagojone, a kalus okostnej został prawie całkowicie przebudowany. Analizy histologiczne modzeli i strefy złamania po dwóch tygodniach wykazały typowy rozkład gojenia śródchrzęstnego z tkanką cząsteczkową powstałą w procesie chondrogennym i tkaną kością.Po pięciu tygodniach tkanka chrzęstna zniknęła, a tkana kość została przekształcona w kość blaszkowatą, aby odtworzyć normalne właściwości anatomiczne i nośne kości. Analizy biomechaniczne po dwóch tygodniach wykazały sztywność zginania na poziomie 37% w porównaniu z niezłamaną kością po przeciwnej stronie. Po pięciu tygodniach sztywność zginania wynosiła prawie 100%, co wskazuje na całkowite wygojenie.Po opanowaniu tej techniki można ją wykonać w 20 minut, jeśli jest wykonywana prawidłowo. Po obejrzeniu tego filmu powinieneś dobrze zrozumieć, jak używać tej techniki jako ustandaryzowanego modelu do badań nad gojeniem złamań.

a-minimally-invasive-model-to-analyze-endochondral-fracture-healing

Research

JoVE Journal

Medicine

Medycyna

Modele zwierzęce są często wykorzystywane do naśladowania poważnych uszkodzeń kości w badaniach biomedycznych. Ze względu na ich niewielkie rozmiary, ustalenie ustabilizowanych zmian kostnych u myszy wykracza poza możliwości większości grup badawczych. W tym artykule opisujemy prostą metodę ustalania i analizowania eksperymentalnych wad kości udowej u myszy.

Prosty model ubytku kości udowej o krytycznej wielkości u myszy

Chociaż modele mysie są nieocenionymi narzędziami do inżynierii tkanki kostnej, modele długich wad kostnych są rzadkie. Ta potrzeba zmotywowała do opracowania obecnego protokołu, który wykorzystuje płytkę blokującą z czterema i dedykowanym przyrządem do wykonania i ustabilizowania powtarzalnego ubytku udowego o krytycznej wielkości przy niskiej zachorowalności.

Ustalenie segmentalnego modelu ubytku krytycznej wielkości kości udowej u myszy stabilizowanych przez osteosyntezę płytkową

Ten protokół opisuje technikę osteosyntezy wykorzystującą gwóźdź blokujący śródszpikowy do standaryzacji osteotomii kości udowej, która może być używana do analizy prawidłowego i wadliwego gojenia kości u myszy.

Śródszpikowy gwóźdź blokujący do standaryzowanego mocowania osteotomii kości udowej w celu analizy prawidłowego i wadliwego gojenia kości u myszy

Ocena rozwoju tkanki w złamaniu modzeli podczas gojenia kości śródchrzęstnej jest niezbędna do monitorowania procesu gojenia. W tym miejscu informujemy o zastosowaniu zewnętrznego stabilizatora kompatybilnego z rezonansem magnetycznym (MRI) dla kości udowej myszy, aby umożliwić skany MRI podczas regeneracji kości u myszy.

In vivo (in vivo) Ocena rozwoju kalusa złamania podczas gojenia kości u myszy przy użyciu urządzenia do osteosyntezy kompatybilnego z MRI dla kości udowej myszy

Ten protokół opisuje mysi model chirurgii ortopedycznej, który był używany do badania mechanizmów pooperacyjnego zapalenia nerwów i zmian w zachowaniu, a w połączeniu z parabiozą, do badania regeneracji tkanek podczas starzenia.

Mysi model chirurgii ortopedycznej do badania pooperacyjnych dysfunkcji poznawczych i regeneracji tkanek

Model mysiego zamkniętego złamania kości udowej jest potężną platformą do badania gojenia złamań i nowatorskich strategii terapeutycznych przyspieszających regenerację kości. Celem tego protokołu chirurgicznego jest wygenerowanie jednostronnie zamkniętych złamań kości udowej u myszy za pomocą śródszpikowego pręta stalowego do stabilizacji kości udowej.

Generowanie zamkniętych złamań kości udowej u myszy: model do badania gojenia kości

Przedstawiamy metodę oceny przestrzennego zasięgu uszkodzenia/śmierci komórek na powierzchni stawowej nienaruszonych stawów mysich po zastosowaniu kontrolowanych obciążeń mechanicznych lub uderzeń. Metoda ta może być wykorzystana do zbadania, w jaki sposób choroba zwyrodnieniowa stawów, czynniki genetyczne i/lub różne schematy obciążenia wpływają na podatność chondrocytów in situ.

Wizualizacja i analiza w czasie rzeczywistym uszkodzeń chondrocytów spowodowanych obciążeniem mechanicznym w całkowicie nienaruszonych eksplantatach chrząstki myszy

Ten protokół opisuje metodę wykonywania złamań u dorosłych myszy i monitorowania procesu gojenia.

Złamanie poprzeczne kości udowej myszy ze sworzniem stabilizującym

Ten protokół opisuje procedurę chirurgiczną mającą na celu wykrycie złamania trzonu w kości udowej myszy, która jest stabilizowana drutem śródszpikowym, do badań nad gojeniem złamań.

Ustalenie modelu złamania kości udowej trzonu u myszy

Ten protokół przedstawia kompleksową i efektywną metodę analizy naprawy kości żuchwy. Opisujemy powtarzalną technikę nieustabilizowanego złamania żuchwy w modelu mysim, pozwalającą na analizę procesu naprawy kości śródchrzęstnej przy minimalnym uszkodzeniu tkanek i ubytku kości.

Mniej inwazyjna technika niestabilizowanego złamania żuchwy w modelach mysich

Model uszkodzenia szpiku kostnego u myszy jest użytecznym narzędziem do badania osteogenezy poporodowej poprzez kostnienie śródbłoniaste. Ten uproszczony protokół chirurgiczny opisuje procedurę ablacji szpiku kostnego w celu dalszej oceny tworzenia się nowej kości i odpowiedzi komórkowych po urazie.

Ulepszona metodologia badania osteogenezy poporodowej poprzez kostnienie śródbłoniaste w mysim modelu uszkodzenia szpiku kostnego

Poznaj minimalnie inwazyjną technikę osteosyntezy z użyciem śruby śródściennej do stabilizacji złamań kości udowej u myszy CD-1. Ta metoda umożliwia analizę gojenia kostnego w standaryzowanych warunkach biomechanicznych.

Minimalnie inwazyjny model do analizy gojenia złamań śródchrzęstnych u myszy w standaryzowanych warunkach biomechanicznych

Przeglądaj więcej filmów