Name: Leczenie siarczanem wapnia obciążonym wankomycyną i autogenną kością w ulepszonym króliczym modelu infekcji kości (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2019-03-14T12:30:00.000+00:00
Duration: 9 min 9 s
Description: Poznaj metodę leczenia infekcji kostnej siarczanem wapnia z wankomycyną i autogenną kością w modelu króliczym. Technika ta wspiera badania nad regeneracją kości i patogenezą zakażeń.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Ta praca była wspierana przez Narodową Fundację Nauk Przyrodniczych Chin (81803808, 81873062), Zhejiang Provincial Medical and Health Science and Technology Fund (2017KY271) oraz Science and Technology Project of Zhejiang Province (2017C37181).

Króliki użyte w niniejszym badaniu były traktowane zgodnie z Przewodnikiem dotyczącym opieki i użytkowania zwierząt laboratoryjnych. Wszystkie procedury eksperymentalne były zgodne z zasadami Komisji Bioetycznej Akademii Tradycyjnej Medycyny Chińskiej Zhejiang.
1. Przygotowanie zawiesiny bakteryjnej
<ol>
	<li>Rozpuścić 0,5 mg proszku do liofilizacji S. aureus (ATCC 6538) w 0,3 ml pożywki hodowlanej Luria-Bertani. Całkowicie wymieszaj zawiesinę.</li>
	<li>Zawiesinę bakterii rozprowadzić na płytkach agaru sojowego tryptycznego i inkubować kolonie bakteryjne w temperaturze 37 °C przez 16 godzin.</li>
	<li>Wybierz pojedynczą jednostkę tworzącą kolonię bakteryjną (CFU) i kulturę w probówkach z bulionem sojowym przez 24 godziny. Przeprowadzaj subkulturę przez około 24 godziny w temperaturze 37 °C i uzyskaj bakterie w środkowej logarytmicznej fazie wzrostu po 16 do 18 godzinach, gdy wartość gęstości optycznej (OD) wynosi 0,6 przy 600 nm14.</li>
	<li>Przenieś 1 ml zawiesiny bakterii do probówki wirówkowej. Wirować przez 5 minut w temperaturze 825 x g i temperaturze 4 °C, a następnie odrzucić supernatant. Zawiesić i przemyć bakterie 100 μl soli fizjologicznej buforowanej fosforanami (PBS); Powtórz ten krok 3 razy. Na koniec ponownie zasmuś bakterie za pomocą 3 ml PBS.</li>
	<li>Oszacuj stężenie bakterii za pomocą mętnościomierzy McFarlanda15.
	<ol>
		<li>Przenieś od 100 do 500 μl zawiesiny bakteryjnej do probówki kolorymetrycznej, aż zmętnienie będzie równoważne 0,5 wzorca McFarlanda.</li>
		<li>Oceń zmętnienie przez wizualne porównanie z 0,5 McFarlanda, gdy zawartość bakterii osiąga około 108 CFU/mL. 
		nuta: Upewnij się, że objętość zawiesiny bakterii jest wystarczająca dla następujących protokołów. Na każdego królika objętość zawiesiny bakterii jest mniejsza niż 1 ml.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Przenieś 0,2 ml zawiesiny bakteryjnej na płytkę agarową i równomiernie nanieś. Inkubować płytkę w temperaturze 37 °C przez 16 godzin. Policz kolonie bakterii, aby zweryfikować CFU zawiesiny bakterii.</li>
</ol>
2. Przygotowanie modeli infekcji kości
<ol>
	<li>Trzymanie samców białych królików nowozelandzkich w wieku 3 miesięcy w oddzielnych klatkach, w kontrolowanych warunkach powietrza (20 ± 1 °C) i 12 godzinach/12 godzinach w jasnym i ciemnym oświetleniu. Oferuj rutynową dietę i codzienną wodę z kranu.</li>
	<li>Upewnij się, że w czasie operacji królik waży więcej niż 3 kg.</li>
	<li>Znieczulenie królików należy podać dootrzewnowo z pentobarbitalem sodu (3 mg na 100 g masy ciała). Upewnij się, że króliki są w pełni znieczulone przez brak reakcji na uszczypnięcie łapy. Zamocuj króliki na stole operacyjnym podczas procedury operacyjnej. 
	nuta: Upewnij się, że czas trwania procedury modelowania jest krótszy niż 1 godzina.</li>
	<li>Ogol proksymalny obszar piszczeli za pomocą golarki elektrycznej w kierunku przeciwnym do kierunku wzrostu włosów. Zdezynfekuj skórę, nakładając roztwór jodu powidonu.</li>
	<li>Zaznacz górny koniec kości piszczelowej i pozycję otworu do wiercenia do wstrzyknięcia za pomocą S. aureus (odległość do górnego końca kości piszczelowej wynosi 1,5 cm) długopisem i linijką. Upewnij się, że otwory do wiercenia znajdują się poziomo w środku płaskowyżu piszczelowego (<silna klasa = "xfig" >Rysunek 1A).</li>
	<li>Przetnij skórę piszczelową za pomocą skalpela nr 11 i wykonaj 1 cm nacięcie w okostnej (<silna klasa = "xfig" >Ryc. 1 B, C). Wybij otwór w kości piszczelowej o średnicy 2 mm za pomocą elektrycznego wiertła do kości (<silna klasa="xfig">Rysunek 1D).</li>
	<li>Naciśnij otwory o średnicy 2 mm w płaskowyżu piszczelowym za pomocą cylindra z wosku kostnego o średnicy 2 mm i wysokości 2 mm (<silna klasa="xfig">Rysunek 1E). Usuń zapasowy wosk kostny wzdłuż płaszczyzny poziomej płaskowyżu piszczelowego (<silna klasa = "xfig" >Rysunek 1F). Sprawdź, czy otwór o średnicy 2 mm jest wypełniony woskiem kostnym (<klasa silna = "xfig" > Rysunek 1G). 
	nuta: Upewnij się, że otwory są pełne wosku kostnego, sprawdzając otwór z przelewem krwi lub bez.</li>
	<li>Zszyj okostną i skórę wchłanialnym szwem chirurgicznym w pionowym szwie materaca, aby zapobiec żuciu szwów przez zwierzę (<silna klasa="xfig">Rysunek 1H).</li>
	<li>Wstrzyknąć 1 x 108 jtk/ml roztworów S. aureus (30 μl na 100 g masy ciała) za pomocą wstrzykiwacza aseptycznego o pojemności 1 ml (<klasa silna = "xfig">Rysunek 1I). Upewnij się, że igły wnikają w wosk kostny i powoli wstrzykuj roztwór S. aureus do szpiku kostnego.</li>
	<li>Trzymaj zwierzę w ciepłych i czystych warunkach, aby uniknąć utraty ciepła po modelowaniu. Monitoruj częstość oddechów i tętno. Po przebudzeniu trzymaj króliki w indywidualnych klatkach ze swobodnym dostępem do jedzenia i wody.</li>
</ol>
3. Ocena modelu infekcji kości
<ol>
	<li>W 7, 14, 21 i 28 dniu po zakażeniu umieść króliki w utrwalaczu królika tak, aby głowa i ucho znajdowały się na zewnątrz utrwalacza.</li>
	<li>Pobrać 2 ml krwi z żył usznych do pojemnika na krew przeciwzakrzepową z kwasem dipotasowym etylenodiaminotetraoctowym (EDTA-K2). Pobrać 1 ml krwi z naczynia krwionośnego do pojemnika na krew. Wirować surowicę przez 10 minut z prędkością 651 x g w temperaturze pokojowej.
	<ol>
		<li>Określ liczbę białych krwinek (WBC) we krwi pełnej za pomocą analizatora biochemicznego krwi i białka C-reaktywnego (CRP) za pomocą testu immunoenzymatycznego (ELISA) metodą16.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>W 7, 14, 21 i 28 dniu po zakażeniu znieczulij jednego modelowego królika pentobarbitalem sodu w dawce 3 mg na 100 g masy ciała. Przeciąć skórę piszczeli za pomocą skalpela nr 11 i wykonać 2 cm nacięcie w okostnej (<silna klasa="xfig">Rysunek 2A).</li>
	<li>Czysty wosk kostny. Oczyścić kość martwiczą, przebijając dwa sąsiednie otwory o średnicy 4,8 mm za pomocą elektrycznego wiertarki do kości (<silna klasa="xfig">Rysunek 2B). Oczyścić martwiczy szpik kostny i tkankę ziarninową za pomocą łyżki kostnej (<silna klasa="xfig">Rysunek 2C). 
	nuta: Podczas oczyszczania należy oczyścić tkankę kostną, aby uniknąć pozostania tkanki kostnej w szpiku kostnym.</li>
	<li>Zeskrob i oczyść tkankę kostną między dwoma otworami (<silna klasa = "xfig" >Rysunek 2D).</li>
	<li>Rozprowadź 1 ml szpiku kostnego na płytkach agarowych z krwią owczą. Inkubować płytki przez noc w temperaturze 37 °C. Wybierz płytki z 30–300 koloniami i oblicz liczbę kolonii.</li>
	<li>Pod koniec 28 dnia po zakażeniu należy pobrać próbki kości piszczelowej wzdłuż krawędzi stawów kolanowych i skokowych. Utrwal próbki piszczeli w 4% paraformaldehydzie przez 24 godziny. Odwapnić próbki kości piszczelowej w 10% EDTA przez 8 tygodni.</li>
	<li>Odwodnić próbki kości piszczelowej w stopniowanej serii rozcieńczeń etanolu, a następnie zanurzyć w wosku parafinowym. Wytnij 4 kolejne sekcje o grubości 5 μm od płaszczyzn koronalnych. Wytnij skrawki za pomocą zestawu do barwienia hematoksyliny i eozyny (H&E).</li>
	<li>Użyj mikroskopu, aby wyświetlić poplamione skrawki i zarejestrować obrazy w świetle przechodzącym za pomocą standardowego oprogramowania.</li>
</ol>
4. Przygotowanie koralików VCS
<ol>
	<li>Dodać 1 g chlorowodorku wankomycyny w proszku do 9,5 g medycznego siarczanu wapnia, a następnie dodać 3 ml soli fizjologicznej do zmieszanej mocy. Dokładnie wymieszaj je szpatułką przez 30 do 45 s.</li>
	<li>Wymieszany produkt umieścić w elastycznej foremce z żelem krzemionkowym (cylinder o średnicy 4,8 mm i wysokości 4,8 mm) i suszyć w temperaturze pokojowej przez 15 minut. Usuń kulki VCS, zginając formę.</li>
</ol>
5. Antybiotykoterapia i implantacja kości autogennej
<ol>
	<li>Modelowe króliki należy znieczulić pentobarbitalem sodu w dawce 3 mg na 100 g masy ciała w 28 dniu po zakażeniu. Ogol bliższy obszar piszczeli za pomocą golarki elektrycznej. Zdezynfekować skórę, stosując roztwór jodu powidonu. 
	nuta: Upewnij się, że procedura modelowania trwa krócej niż 1 godzinę.</li>
	<li>Ogol okolicę ogona za pomocą golarki elektrycznej i zdezynfekuj ogon, nakładając roztwór jodu powidonu.</li>
	<li>Odetnij ogon za pomocą nożyczek chirurgicznych. Przetnij skórę ogona za pomocą skalpela nr 11 i odsłoń kość ogonową. Zszyj skórę w okolicy ogona za pomocą wchłanialnych szwów chirurgicznych w pionowym szwie materacowym, aby zapobiec żuciu szwów przez zwierzę.</li>
	<li>Usuń wszelkie mięśnie, tkanki miękkie i okostną. Odłączyć kość ogonową w każdym stawie i przenieść fragment kości do plastikowego naczynia o średnicy 100 mm zawierającego sterylną sól fizjologiczną.</li>
	<li>Wszczepić 4 kawałki kulek VCS (cylinder o średnicy 4,8 mm i wysokości 4,8 mm, 1,25 mg wankomycyny na kawałek kulki) do jamy szpiku za pomocą zakrzywionej pęsety (<silna klasa = "xfig">Rysunek 2E).</li>
	<li>Wypełnij ubytek kostny 8 kawałkami kości autogennych (cylinder o średnicy 2 mm i wysokości 4 mm na każdy kawałek) za pomocą zakrzywionej pęsety (<silna klasa="xfig">Rysunek 2E).</li>
	<li>Zszyj okostną i skórę wchłanialnymi szwami chirurgicznymi w sposób zszywany materacem (<silna klasa="xfig">Rysunek 2F). 
	nuta: Podczas zabiegu należy utrzymywać temperaturę na poziomie 25 °C.</li>
	<li>Trzymaj zwierzę w ciepłych i czystych warunkach, aby uniknąć utraty ciepła po operacji. Monitoruj częstość oddechów i tętno. Po przebudzeniu trzymaj króliki w indywidualnych klatkach ze swobodnym dostępem do jedzenia i wody.</li>
</ol>
6. Oceny aktywności antybiotyków
<ol>
	<li>Umieść króliki w utrwalaczu dla królików i umieść głowę i ucho na zewnątrz utrwalacza po 2, 4, 6 i 8 tygodniach od zabiegu.</li>
	<li>Pobrać krew z żył usznych za pomocą antykoagulantu EDTA-K2 naczynia krwionośnego. Pobrać 1 ml krwi z naczynia krwionośnego do pojemnika na krew. Wirować surowicę przez 10 minut z prędkością 651 x g w temperaturze pokojowej.</li>
	<li>Określ liczbę białych krwinek (WBC) we krwi pełnej za pomocą analizatora biochemicznego krwi i białka C-reaktywnego (CRP) metodą ELISA16.</li>
</ol>
7. Oceny regeneracji kości
<ol>
	<li>Poddać króliki eutanazji poprzez wstrzyknięcie nadmiernej dawki sodu pentobarbitalu pod koniec 8 lub 12 tygodni po leczeniu.</li>
	<li>Wyciągnij próbki piszczeli, wzdłuż krawędzi stawów kolanowych i skokowych. Oczyścić mięśnie i warstwy powięziowe.</li>
	<li>Analiza struktury kości piszczelowej za pomocą mikrotomografii komputerowej (micro-CT). Wybierz owalny obszar o średnicy 4,8 mm i długości 9,6 mm jako obszar zainteresowania (ROI). Rekonstrukcja obrazów modeli 3D przy użyciu danych bitmapowych.</li>
	<li>Wybierz wyniki stosunku objętości kości do objętości tkanki (BV/TV), grubości beleczki (Tb.Th), liczby beleczkowej (Tb.N) i separacji beleczkowej (Tb.Sp) z modeli 3D, aby ocenić regenerację kości.</li>
</ol>

<ol><li>Malizos, K. N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Global+Forum%3A+The+Burden+of+Bone+and+Joint+Infection%3A+A+Growing+Demand+for+More+Resources%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Bone+and+Joint+Surgery-American+Volume%22%5BJournal%5D)">Global Forum: The Burden of Bone and Joint Infection: A Growing Demand for More Resources.</a> Journal of Bone and Joint Surgery-American Volume. 99, 20(2017).</li>
<li>Peeters, O. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Teicoplanin+-+based+antimicrobial+therapy+in+Staphylococcus+aureus+bone+and+joint+infection%3A+tolerance%2C+efficacy+and+experience+with+subcutaneous+administration%5BTitle%5D)+AND+%22BMC+Infectious+Diseases%22%5BJournal%5D)">Teicoplanin - based antimicrobial therapy in Staphylococcus aureus bone and joint infection: tolerance, efficacy and experience with subcutaneous administration.</a> BMC Infectious Diseases. 16, 622(2016).</li>
<li>Sugaya, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Percutaneous+autologous+concentrated+bone+marrow+grafting+in+the+treatment+for+nonunion%5BTitle%5D)+AND+%22European+Journal+of+Orthopeadic+Surgery+and+Traumatology%22%5BJournal%5D)">Percutaneous autologous concentrated bone marrow grafting in the treatment for nonunion.</a> European Journal of Orthopeadic Surgery and Traumatology. 24, 671-678 (2014).</li>
<li>Birt, M. C., Anderson, D. W., Bruce, T. E., Wang, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Osteomyelitis%3A+Recent+advances+in+pathophysiology+and+therapeutic+strategies%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Orthopeadics%22%5BJournal%5D)">Osteomyelitis: Recent advances in pathophysiology and therapeutic strategies.</a> Journal of Orthopeadics. 14, 45-52 (2017).</li>
<li>Walter, G., Kemmerer, M., Kappler, C., Hoffmann, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Treatment+algorithms+for+chronic+osteomyelitis%5BTitle%5D)+AND+%22Deutsches+Arzteblatt+International%22%5BJournal%5D)">Treatment algorithms for chronic osteomyelitis.</a> Deutsches Arzteblatt International. 109, 257-264 (2012).</li>
<li>Henriksen, K., Neutzsky-Wulff, A. V., Bonewald, L. F., Karsdal, M. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Local+communication+on+and+within+bone+controls+bone+remodeling%5BTitle%5D)+AND+%22Bone%22%5BJournal%5D)">Local communication on and within bone controls bone remodeling.</a> Bone. 44, 1026-1033 (2009).</li>
<li>Mendoza, M. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+effect+of+vancomycin+powder+on+bone+healing+in+a+rat+spinal+rhBMP-2+model%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Neurosurgery+Spine%22%5BJournal%5D)">The effect of vancomycin powder on bone healing in a rat spinal rhBMP-2 model.</a> Journal of Neurosurgery Spine. 25, 147-153 (2016).</li>
<li>Cohn Yakubovich, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Computed+Tomography+and+Optical+Imaging+of+Osteogenesis-angiogenesis+Coupling+to+Assess+Integration+of+Cranial+Bone+Autografts+and+Allografts%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%22%5BJournal%5D)">Computed Tomography and Optical Imaging of Osteogenesis-angiogenesis Coupling to Assess Integration of Cranial Bone Autografts and Allografts.</a> Journal of Visualized Experiments. (106), e53459(2015).</li>
<li>Brecevich, A. T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Efficacy+Comparison+of+Accell+Evo3+and+Grafton+Demineralized+Bone+Matrix+Putties+against+Autologous+Bone+in+a+Rat+Posterolateral+Spine+Fusion+Model%5BTitle%5D)+AND+%22Spine+Journal%22%5BJournal%5D)">Efficacy Comparison of Accell Evo3 and Grafton Demineralized Bone Matrix Putties against Autologous Bone in a Rat Posterolateral Spine Fusion Model.</a> Spine Journal. 17, 855-862 (2017).</li>
<li>Jensen, L. K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Novel+porcine+model+of+implant-associated+osteomyelitis%3A+A+comprehensive+analysis+of+local%2C+regional%2C+and+systemic+response%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Orthopeadic+Research%22%5BJournal%5D)">Novel porcine model of implant-associated osteomyelitis: A comprehensive analysis of local, regional, and systemic response.</a> Journal of Orthopeadic Research. 35, 2211-2221 (2016).</li>
<li>de Mesy Bentley, K. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Evidence+of+Staphylococcus+Aureus+Deformation%2C+Proliferation%2C+and+Migration+in+Canaliculi+of+Live+Cortical+Bone+in+Murine+Models+of+Osteomyelitis%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Bone+and+Mineral+Research%22%5BJournal%5D)">Evidence of Staphylococcus Aureus Deformation, Proliferation, and Migration in Canaliculi of Live Cortical Bone in Murine Models of Osteomyelitis.</a> Journal of Bone and Mineral Research. 32, 985-990 (2017).</li>
<li>Norden, C. W., Kennedy, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Experimental+osteomyelitis.+I%3A+A+description+of+the+model%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Infectious+Diseases%22%5BJournal%5D)">Experimental osteomyelitis. I: A description of the model.</a> Journal of Infectious Diseases. 122, 410-418 (1970).</li>
<li>Mistry, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+novel%2C+multi-barrier%2C+drug+eluting+calcium+sulfate%2Fbiphasic+calcium+phosphate+biodegradable+composite+bone+cement+for+treatment+of+experimental+MRSA+osteomyelitis+in+rabbit+model%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Controlled+Release%22%5BJournal%5D)">A novel, multi-barrier, drug eluting calcium sulfate/biphasic calcium phosphate biodegradable composite bone cement for treatment of experimental MRSA osteomyelitis in rabbit model.</a> Journal of Controlled Release. 239, 169-181 (2016).</li>
<li>Bernthal, N. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Combined+In+vivo+Optical+and+%C2%B5CT+Imaging+to+Monitor+Infection%2C+Inflammation%2C+and+Bone+Anatomy+in+an+Orthopaedic+Implant+Infection+in+Mice%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%22%5BJournal%5D)">Combined In vivo Optical and µCT Imaging to Monitor Infection, Inflammation, and Bone Anatomy in an Orthopaedic Implant Infection in Mice.</a> Journal of Visualized Experiments. (92), e51612(2014).</li>
<li>Koeth, L. M., DiFranco-Fisher, J. M., McCurdy, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+Reference+Broth+Microdilution+Method+for+Dalbavancin+In+Vitro+Susceptibility+Testing+of+Bacteria+that+Grow+Aerobically%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%22%5BJournal%5D)">A Reference Broth Microdilution Method for Dalbavancin In Vitro Susceptibility Testing of Bacteria that Grow Aerobically.</a> Journal of Visualized Experiments. (103), e53028(2015).</li>
<li>Uttra, A. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Ephedra+gerardiana+aqueous+ethanolic+extract+and+fractions+attenuate+Freund+Complete+Adjuvant+induced+arthritis+in+Sprague+Dawley+rats+by+downregulating+PGE2%2C+COX2%2C+IL-1%CE%B2%2C+IL-6%2C+TNF-%CE%B1%2C+NF-kB+and+upregulating+IL-4+and+IL-10%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Ethnopharmacology%22%5BJournal%5D)">Ephedra gerardiana aqueous ethanolic extract and fractions attenuate Freund Complete Adjuvant induced arthritis in Sprague Dawley rats by downregulating PGE2, COX2, IL-1β, IL-6, TNF-α, NF-kB and upregulating IL-4 and IL-10.</a> Journal of Ethnopharmacology. 224, 482-496 (2018).</li>
<li>Harrasser, N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+new+model+of+implant-related+osteomyelitis+in+the+metaphysis+of+rat+tibiae%5BTitle%5D)+AND+%22BMC+Musculoskeletal+Disorders%22%5BJournal%5D)">A new model of implant-related osteomyelitis in the metaphysis of rat tibiae.</a> BMC Musculoskeletal Disorders. 17, 152(2016).</li>
<li>Abedon, S. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Commentary%3A+Phage+Therapy+of+Staphylococcal+Chronic+Osteomyelitis+in+Experimental+Animal+Model%5BTitle%5D)+AND+%22Frontiers+in+Microbiology%22%5BJournal%5D)">Commentary: Phage Therapy of Staphylococcal Chronic Osteomyelitis in Experimental Animal Model.</a> Frontiers in Microbiology. 7, 1251(2016).</li>
<li>Tan, H. L., Ao, H. Y., Ma, R., Lin, W. T., Tang, T. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((In+vivo+effect+of+quaternized+chitosan-loaded+polymethylmethacrylate+bone+cement+on+methicillin-resistant+Staphylococcus+epidermidis+infection+of+the+tibial+metaphysis+in+a+rabbit+model%5BTitle%5D)+AND+%22Antimicrobial+Agents+and+Chemotherapy%22%5BJournal%5D)">In vivo effect of quaternized chitosan-loaded polymethylmethacrylate bone cement on methicillin-resistant Staphylococcus epidermidis infection of the tibial metaphysis in a rabbit model.</a> Antimicrobial Agents and Chemotherapy. 58, 6016-6023 (2014).</li>
<li>Chiara, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Detection+of+Osteomyelitis+in+the+Diabetic+Foot+by+Imaging+Techniques%3A+A+Systematic+Review+and+Meta-analysis+Comparing+MRI%2C+White+Blood+Cell+Scintigraphy%2C+and+FDG-PET%5BTitle%5D)+AND+%22Diabetes+Care%22%5BJournal%5D)">Detection of Osteomyelitis in the Diabetic Foot by Imaging Techniques: A Systematic Review and Meta-analysis Comparing MRI, White Blood Cell Scintigraphy, and FDG-PET.</a> Diabetes Care. 40, 1111-1120 (2017).</li>
<li>Khalid, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Raman+Spectroscopy+detects+changes+in+Bone+Mineral+Quality+and+Collagen+Cross-linkage+in+Staphylococcus+Infected+Human+Bone%5BTitle%5D)+AND+%22Scientific+Reports%22%5BJournal%5D)">Raman Spectroscopy detects changes in Bone Mineral Quality and Collagen Cross-linkage in Staphylococcus Infected Human Bone.</a> Scientific Reports. 8, 9417(2018).</li>
<li>Putters, T. F., Schortinghuis, J., Vissink, A., Raghoebar, G. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+prospective+study+on+the+morbidity+resulting+from+calvarial+bone+harvesting+for+intraoral+reconstruction%5BTitle%5D)+AND+%22International+Journal+of+Oral+and+Maxillofacial+Surgery%22%5BJournal%5D)">A prospective study on the morbidity resulting from calvarial bone harvesting for intraoral reconstruction.</a> International Journal of Oral and Maxillofacial Surgery. 44, 513-517 (2015).</li>
<li>Yin, J., Jiang, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Completely+resorption+of+autologous+skull+flap+after+orthotopic+transplantation%3A+a+case+report%5BTitle%5D)+AND+%22International+Journal+of+Clinical+and+Experimental+Medicine%22%5BJournal%5D)">Completely resorption of autologous skull flap after orthotopic transplantation: a case report.</a> International Journal of Clinical and Experimental Medicine. 7, 1169-1171 (2014).</li>
<li>Takehiko, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Preliminary+results+of+managing+large+medial+tibial+defects+in+primary+total+arthroplasty%3A+autogenous+morcellised+bone+graft%5BTitle%5D)+AND+%22International+Orthopaedics%22%5BJournal%5D)">Preliminary results of managing large medial tibial defects in primary total arthroplasty: autogenous morcellised bone graft.</a> International Orthopaedics. 41, 931-937 (2017).</li>
</ol>

Autorzy nie zgłaszają żadnych konfliktów interesów w tej pracy.

W poprzednich badaniach skonstruowano różnego rodzaju modele zwierzęce do badania zarówno ostrych, jak i przewlekłych infekcji kości; Jednak poszukiwanie idealnego modelu nadal trwa17,18. Ponadto oczekuje się, że idealny model infekcji kości będzie symulował patologiczne cechy infekcji kości w warunkach klinicznych, podczas gdy okresy modelowania pozostaną tanie i łatwe do przeprowadzenia. Jak dotąd model infekcji kości królika jest najczęstszym modelem w badania...

Infekcja kości zwykle wynika z inwazji bakterii lub innych mikroorganizmów po urazie, złamaniu kości lub innych chorobach kości1. Zakażenie kości może wywołać wysoki poziom stanu zapalnego i zniszczenie tkanki kostnej. W klinice Staphylococcus aureus (S. aureus) jest głównym czynnikiem wywołującym infekcję kości2,3. Infekcja kości jest bolesna, wyniszczająca i często przebiega przewlekle, co jest niezwykle trudne do wyleczenia4. Obecnie potwierdzono, że oczyszczanie tkanki martwiczej i wszczepianie kulek wapnia obciążonych wankomycyną (VCS) jest skuteczną strategią kontrolowania miejscowej infekcji5,6. Jednak od 10% do 15% pacjentów doświadczyło przedłużonego procesu naprawy kości, opóźnionego zrostu lub braku zrostu po leczeniu przeciwinfekcyjnym7. Duży fragment ubytku kostnego jest najtrudniejszym zagadnieniem dla chirurgów ortopedów. Autologiczny przeszczep kostny jest uważany za optymalną wymianę kości w leczeniu bez zrostu kostnego8,9.
Do tej pory większość badań nad infekcją kości i autologicznym implantowaniem kości została przeprowadzona na różnych rodzajach modeli zwierzęcych, takich jak szczury, króliki, psy, świnie i owce10,11. Modele królików są najczęściej używane do badań nad infekcjami kości, po raz pierwszy przeprowadzonych przez Nordena i Kennedy'ego w 1970 roku12,13. W naszym poprzednim badaniu użyliśmy modeli królików zgodnie z metodą Nordena i stwierdziliśmy, że ilość S. aureus wstrzykniętej do szpiku kostnego nie mogła być dokładnie określona ilościowo, ponieważ krew wyciekająca ze szpiku kostnego prowadziła do przepełnienia roztworu bakteryjnego.
Ten artykuł przedstawia ulepszoną metodę chirurgiczną wywoływania infekcji kości u królików. Na zakończenie zabiegu wykonano badanie biochemiczne krwi, badanie bakteriologiczne oraz badanie histopatologiczne w celu weryfikacji modelu zakażenia kości. Następnie wszczepiono VCS w celu zahamowania infekcji, a także wszczepiono autogenną kość w celu wspomagania regeneracji kości.

<table><tbody><tr><td>wchłanialny szew chirurgiczny</td> Wtryskiwacz aseptyczny <td>Jinghuan</td><td>18S0604A</td><td></td></tr> Wosk kostny <tr><td></td><td>Jinglong</td><td>20170501</td><td></td></tr><tr><td>Kamera</td> CCD <td>ETHICON</td><td>JH5CQLM</td><td></td></tr><tr><td>Olympus</td><td></td><td>DP72</td><td></td></tr><tr><td>EDTA-K2 antykoagulacyjne naczynie krwionośne</td><td>XINGE</td><td>20170802</td><td></td></tr><tr><td>Elektryczna wiertarka do kości</td><td>Bao Kang</td><td>BKZ-1</td><td></td></tr><tr><td>Golarka elektryczna</td><td>Codos</td><td>3800</td><td></td></tr><tr><td>elastyczna forma z żelu krzemionkowego&nbsp;</td><td>WRIGHT</td><td>1527745</td><td></td></tr><tr><td>Zestaw do barwienia hematoksyliny i eozyny</td><td>Beyotime</td><td>20170523</td><td></td></tr><tr><td>Pożywka hodowlana Luria-Bertani</td><td>Baisi Biothchnology</td><td>20170306</td><td></td></tr><tr><td>Medyczny siarczan wapnia</td><td>WRIGHT</td><td>1527745</td><td></td></tr><tr><td>tomografia mikrokomputerowa (mikro-CT)</td><td>Bruker</td><td>SkyScan 1172&nbsp;</td><td></td></tr><tr><td>Mikroskop</td><td>Olympus</td><td>CX41</td><td></td></tr><tr><td>Nowozelandzkie białe króliki</td><td>Zhejiang Experimental Animal Center&nbsp;</td><td>SCXK 2014-0047</td><td></td></tr><tr><td>Skalpel nr 11&nbsp;</td><td>Yuanlikang</td><td>20170604</td><td></td></tr><tr><td>sól fizjologiczna</td><td>Mingsheng</td><td>20170903</td><td></td></tr><tr><td>PBS</td><td>TBD(Jingyi)</td><td>20170703-0592</td><td></td></tr><tr><td>pentobarbital sodu</td><td>Merk</td><td>2070124</td><td></td></tr><tr><td>roztwór jodu powidonu</td><td>Lierkang</td><td>20170114</td><td></td></tr><tr><td>S. aureus proszek do liofilizacji</td><td>Chiny Ogólne Mikrobiologiczne Centrum Zbierania Kultur</td><td>ATCC 6538</td><td></td></tr><tr><td>agar z krwią owczą</td><td>HuanKai Mikrobiologiczne</td><td>3103210</td><td></td></tr><tr><td>tryptyczne płytki agarowe sojowe</td><td>HuanKai Microbial</td><td>3105697</td><td></td></tr><tr><td>tryptyczne rurki bulionowe</td><td>HuanKai Microbial</td> C599180 <td>3104260</td><td></td></tr> <tr><td></td><td></td><td>Vancomycin</td><td>Lilly</td></tr></tbody></table>

leczenie siarczanem wapnia obciążonym wankomycyną i autogenną kością w ulepszonym króliczym modelu infekcji kości

Treatment with Vancomycin Loaded Calcium Sulphate and Autogenous Bone in an Improved Rabbit Model of Bone Infection

Infekcja kości wynika z inwazji bakterii, która jest niezwykle trudna do leczenia w chirurgii klinicznej, ortopedycznej i urazowej. Zakażenie kości może prowadzić do utrzymującego się stanu zapalnego, zapalenia kości i szpiku oraz ewentualnego braku zrostu kostnego. Stworzenie wykonalnego, powtarzalnego modelu zwierzęcego jest ważne dla badań nad infekcjami kości i antybiotykoterapii. Jako model in vivo, model królika jest szeroko stosowany w badaniach nad infekcjami kości. Jednak wcześniejsze badania na modelach infekcji kości królika wykazały, że status infekcji był niespójny, ponieważ ilość bakterii była zmienna. Badanie to przedstawia ulepszoną chirurgiczną metodę wywoływania infekcji kości u królika poprzez blokowanie bakterii w szpiku kostnym. Następnie można przeprowadzić wielopoziomowe oceny w celu weryfikacji metody modelowania.
Ogólnie, w leczeniu antybiotykami dominuje oczyszczanie tkanki martwiczej i implantacja siarczanu wapnia naładowanego wankomycyną (VCS). Chociaż siarczan wapnia w VCS korzystnie wpływa na pełzanie osteocytów i wzrost nowych kości, po uszkodzeniu dochodzi do masywnych ubytków kostnych. Kość autogenna (AB) jest atrakcyjną strategią przezwyciężania ubytków kostnych w leczeniu masywnych ubytków kostnych po usunięciu martwiczej kości.
W tym badaniu użyliśmy kości ogonowej jako autogennej kości wszczepionej w ubytek kostny. Naprawę kości mierzono za pomocą mikrotomografii komputerowej (mikro-CT) i analizy histologicznej po uśmierceniu zwierząt. W rezultacie, w grupie VCS konsekwentnie uzyskiwano brak zrostu kostnego. Natomiast obszary ubytków kostnych w grupie VCS-AB uległy znacznemu zmniejszeniu. Przedstawiona metoda modelowania opisywała powtarzalną, wykonalną i stabilną metodę przygotowania modelu zakażenia kości. Leczenie VCS-AB skutkowało obniżeniem odsetka braku zrostów kostnych po leczeniu antybiotykami. Ulepszony model infekcji kości i skojarzone leczenie VCS i kości autogennej mogą być pomocne w badaniu mechanizmów leżących u podstaw infekcji kości i regeneracji kości związanych z zastosowaniami ortopedycznymi w traumatologii.

Ocena modelu infekcji kości 
Po zakażeniu S. aureus objawy patologiczne u królików były podobne do reprezentatywnych symptomów przewlekłego zapalenia kości występującego w praktyce klinicznej. W naszym badaniu zainfekowano 30 królików, które stanowiły grupę modelową, natomiast 10 królików posłużyło jako zwierzęta kontrolne. Wszystkie króliki z grupy modelowej miały zainfekowane zatoki w miejscu miejscowym kości piszczelowej, z wyciekiem białej i żółtej ropy z ...

To badanie przedstawia ulepszony model królika zakażonego Staphylococcus aureus poprzez blokowanie tej samej ilości bakterii w szpiku kostnym. Siarczan wapnia obciążony wankomycyną i autogenna kość są stosowane w leczeniu antybiotykami i naprawą kości. Protokół może być pomocny w badaniu infekcji i regeneracji kości.

Leczenie siarczanem wapnia obciążonym wankomycyną i autogenną kością w ulepszonym króliczym modelu infekcji kości

Bone infection results from bacterial invasion, which is extremely difficult to treat in clinical, orthopedic, and traumatic surgery. The bone infection ...

Możliwy do wyprodukowania model zwierzęcy jest bardzo ważny dla badań nad infekcjami kości. Jednak obecnie nie ma modelu królika, dla którego status infekcji i liczba bakterii są spójne. Nasz model królika z infekcją kości wykorzystuje spójne bakterie i jest leczony siarczanem wapnia obciążonym wankomycyną i fragmentami autogennymi.Technika ta może zostać rozszerzona na diagnostykę infekcji kości i terapię braku zrostów kostnych, a także na zrozumienie patogenezy infekcji kości. Metoda ta może zapewnić wgląd w inne modele infekcji kości u szczurów, myszy i świń. Trudno jest załadować taką samą objętość zawiesiny bakteryjnej do szpiku kostnego.Demonstracja wizualna może pomóc naukowcom w łatwym i dokładnym wykonaniu krytycznych kroków. Aby przygotować zawiesinę bakteryjną, najpierw rozpuść 0,5 miligrama liofilizowanego proszku S.aureus w 0,3 mililitra pożywki hodowlanej LB. Dokładnie wymieszaj zawiesinę i rozłóż bakterie na tryptycznych płytkach sojowych w celu ich inkubacji przez 16 godzin w temperaturze 37 stopni Celsjusza.Następnego ranka wybierz pojedynczą jednostkę tworzącą kolonie bakteryjne do hodowli w probówkach z bulionem sojowym przez 24 godziny w temperaturze 37 stopni Celsjusza. Gdy bakterie znajdują się w środkowej logarytmicznej fazie wzrostu, przenieś 1 mililitr bakterii do 1,5 mililitrowej probówki i zbierz bakterie przez odwirowanie. Następnie umyj osad komórek bakteryjnych trzy razy w 100 mikrolitrach PBS na pranie, ponownie zawieszając bakterie w 3 mililitrach świeżego PBS po ostatnim praniu.Aby ustawić formę infekcji kości, potwierdź brak reakcji na uszczypnięcie łapy u trzymiesięcznego, trzykilogramowego samca białego królika nowozelandzkiego i użyj golarki elektrycznej, aby usunąć włosy z bliższego obszaru piszczelowego w kierunku przeciwnym do kierunku wzrostu włosów. Zdezynfekuj odsłoniętą skórę roztworem jodu powidonu i za pomocą długopisu i linijki zaznacz górny koniec kości piszczelowej i pozycję otworu do wiercenia do wstrzyknięcia S.Aureus, uważając, aby pozycja otworu wiertniczego znajdowała się w poziomym środku płaskowyżu piszczelowego. Następnie za pomocą skalpela numer 11 wykonaj nacięcie w skórze, a następnie jednocentymetrowe nacięcie w otrzewnej.Za pomocą elektrycznej wiertarki do kości przebij otwór o średnicy dwóch milimetrów w kości piszczelowej i dociśnij otwór cylindrem wosku kostnego o średnicy dwóch milimetrów i długości dwóch milimetrów. Usuń zapasowy wosk kostny wzdłuż poziomej płaszczyzny płaskowyżu piszczelowego i upewnij się, że otwór jest pełen wosku kostnego. Następnie użyj wchłanialnych szwów chirurgicznych, aby zszyć okostną i skórę w pionowym szwie materaca, aby zapobiec żuciu szwów przez zwierzę.I użyj jednomililitrowego wtryskiwacza aseptyki, aby powoli wstrzyknąć jeden razy 10 do ośmiu jednostek tworzących kolonie na mililitr roztworu S.Aureus do wywierconego otworu. W siódmym, 14, 21 i 28 dniu po wstrzyknięciu umieść zakażone króliki w unieruchomieniu dla królików z głową i uchem poza ogranicznikiem i pobierz próbki krwi z żył usznych do białych krwinek i analizy białka C-reaktywnego. Po znieczuleniu użyj skalpela numer 11, aby wykonać centymetrowe nacięcia skóry piszczelowej i otrzewnej, a następnie oczyścić wosk kostny.Następnie użyj elektrycznej wiertarki do kości, aby przebić dwa sąsiednie otwory o średnicy 4,8 milimetra, aby usunąć martwiczą kość, a następnie użyj łyżki do kości, aby oczyścić martwiczy szpik kostny i tkankę ziarninową. Następnie zeskrob i oczyść tkankę kostną między dwoma otworami i rozprowadź jeden mililitr oczyszczonego szpiku kostnego na płytkach agarowych z krwią owczą w celu inkubacji przez noc w temperaturze 37 stopni Celsjusza. Następnego ranka wybierz płytki z 30 do 300 koloniami i oblicz liczbę jednostek tworzących kolonie na zakażone zwierzę.W 28 dniu po zakażeniu dodaj jeden gram proszku chlorowodorku wankomycyny do 9,5 grama siarczanu wapnia klasy medycznej i za pomocą szpatułki mieszaj mieszaninę z trzema mililitrami zwykłej soli fizjologicznej przez 30 do 45 sekund. Dodaj zmieszany produkt do elastycznej formy z żelem krzemionkowym i pozostaw produkt do wyschnięcia w temperaturze pokojowej przez 15 minut. Następnie zegnij formę, aby usunąć siarczan wapnia obciążony wankomycyną lub koralik VCS.W przypadku antybiotykoterapii i implantacji kości autogennej, najpierw należy ponownie odsłonić uszkodzoną kość piszczelową, a następnie ogolić okolicę ogona i zdezynfekować odsłoniętą skórę ogona roztworem jodu powidonu. Użyj nożyczek chirurgicznych, aby przyciąć ogon i użyj wchłanialnych szwów chirurgicznych, aby zamknąć skórę w pionowym szwie materaca, aby zapobiec żuciu szwów przez zwierzę. Użyj skalpela numer 11, aby przeciąć skórę ogona, aby odsłonić kość ogonową.Usuń wszelkie mięśnie, tkanki miękkie i okostną oraz odłącz kość ogonową w każdym stawie. Przenieś fragmenty kości do 100-milimetrowego plastikowego naczynia zawierającego sterylną sól fizjologiczną. Następnie za pomocą zakrzywionych nożyczek wszczepić cztery kawałki koralika VCS do jamy szpiku piszczelowego i użyć zakrzywionych kleszczy, aby wypełnić ubytek kości ośmioma kawałkami autogennych fragmentów kości ogonowej.Następnie zamknij okostną i nacięcia skóry wchłanialnymi szwami chirurgicznymi w sposób materacowy. Poziomy białka C-reaktywnego i białych krwinek są wyższe w grupie modelowej zakażenia kości niż u zwierząt kontrolnych. Dwa, cztery, sześć i osiem tygodni po VCS lub autogennym leczeniu kości VCS poziom białka C-reaktywnego i białych krwinek jest znacznie obniżony.Dwuwymiarowe obrazy rekonstrukcyjne wskazują na postępujący wzrost objętości kości w okresie 12 tygodni po leczeniu VCS lub VCS i kością autogenną, podczas gdy utrata masy kostnej jest znacząca w grupie modelowej nieleczonego zakażenia kości. Aby przeanalizować wskaźniki ilościowe regeneracji kości, obrazy modeli 3D można zrekonstruować przy użyciu danych bitmapowych, a w każdej kości można wybrać owalny obszar zainteresowania o średnicy 4,8 milimetra i długości 9,6 milimetra. Stosunek objętości kości do objętości tkanki w grupie modelowej nieleczonego zakażenia kości jest znacznie niższy niż mierzony w grupach VCS i VCS autogennych kości.Wyniki liczby i grubości beleczkowania w grupie kości autogennych VCS są znacznie wyższe niż w nieleczonym modelu infekcji kości i u zwierząt VCS. Co więcej, wyniki separacji beleczkowej w grupie autogennych kości VCS są znacznie niższe niż te mierzone w nieleczonym modelu infekcji kości i grupach VCS. Zadbaj o to, aby wybrać króliki o odpowiedniej masie ciała.Zablokuj roztwór Staphylococcus aureus woskiem kostnym. Całkowicie oczyścić kość martwiczą i przebić dwa sąsiednie otwory o średnicy 4,8 milimetra. Po zabiegu można wykonać inne metody diagnostyczne, takie jak ultrasonografia, radiologia i tomografia komputerowa, w celu monitorowania patologicznych procesów infekcji i naprawy kości.Ten ulepszony model infekcji kości oraz połączenie VCS i autogennego leczenia kości mogą być pomocne w badaniu podstawowego mechanizmu infekcji kości i regeneracji kości. Ponieważ liofilizowany proszek Staphylococcus aureus jest niebezpieczny, zawiesinę bakteryjną należy zawsze przygotowywać w izolowanym laboratorium bakteryjnym.

treatment-with-vancomycin-loaded-calcium-sulphate-autogenous-bone-an

Research

JoVE Journal

Medicine

Medycyna

Opisano eksperymentalną technikę leczenia uszkodzeń chrzęstnych w stawie kolanowym królika. Implantacja autologicznych chondrocytów osadzonych na macierzy jest powszechnie akceptowaną metodą przebudowy i naprawy uszkodzeń chrząstki stawowej, zapewniającą satysfakcjonujące długoterminowe wyniki. Transplantacja autologicznych chondrocytów wspomagana macierzą (MACT) oferuje zstandaryzowaną i klinicznie uznaną metodę implantacji.

Przeszczep chrząstki autologicznej wspomagany macierzą w celu przebudowy i naprawy ubytków chrzęstnych w modelu królika

Opisano eksperymentalną technikę leczenia ubytków chrzęstno-kostnych w stawie kolanowym królika. Implantacja allogenicznych mezenchymalnych komórek macierzystych w ubytki chrzęstno-kostne stanowi obiecujący kierunek rozwoju w dziedzinie inżynierii tkankowej. Przygotowanie skrzepów fibrynowo-komórkowych in vitro oferuje zestandaryzowaną metodę implantacji.

Leczenie ubytków chrzęstno-kostnych w stawie kolanowym królika poprzez implantację allogenicznych mezenchymalnych komórek macierzystych w skrzepach fibrynowych

W tym filmie opisujemy procedurę chirurgiczną polegającą na wygenerowaniu modelu kalwaryjnego królika w celu oceny zdolności do regeneracji kości interesujących materiałów do substytucji próbek kości.

Generowanie modelu ubytku kości nazębnej królika: zabieg chirurgiczny mający na celu utworzenie okrągłych ubytków w górnej części czaszki królika w celu oceny materiałów substytucyjnych kości pod kątem zdolności regeneracji kości

Ten film opisuje technikę chirurgicznego wywoływania infekcji bakteryjnej w szpiku kostnym królika za pomocą wosku kostnego, aby uniknąć wycieku bakterii. Ten model królika może być wykorzystany do badania leczenia infekcji kości i regeneracji kości.

Generowanie króliczego modelu infekcji kości: technika wywoływania przewlekłej infekcji poprzez wstrzykiwanie bakterii bezpośrednio do szpiku kostnego

Połączone obrazowanie optyczne i μCT w mysim modelu infekcji implantu ortopedycznego, wykorzystujące bioluminescencyjny zmodyfikowany szczep Staphylococcus aureus, zapewniło możliwość nieinwazyjnego i podłużnego monitorowania dynamiki infekcji bakteryjnej, jak również odpowiadającej jej reakcji zapalnej i zmian anatomicznych w kości.

Połączone obrazowanie optyczne in vivo i μCT w celu monitorowania infekcji, stanu zapalnego i anatomii kości w zakażeniu implantu ortopedycznego u myszy

Obecnie każdy rodzaj unaczynionej allotransplantacji kompozytowej zależy od długotrwałej immunosupresji, co jest trudne do wsparcia w przypadku wskazań niekrytycznych dla życia. Przedstawiamy nowy model VCA kości piszczelowej świni, który można wykorzystać do badania VCA kości i zademonstrowania zastosowania angiogenezy chirurgicznej w celu utrzymania żywotności kości bez konieczności długotrwałej modulacji immunologicznej.

Angiogeneza chirurgiczna w allotransplantacji kości piszczelowej świń: nowy model allotransplantacji kompozytowej z unaczynionymi kośćmi dużych zwierząt

Tutaj prezentujemy protokół chirurgiczny u królików, którego celem jest ocena materiałów zastępczych kości pod kątem zdolności do regeneracji kości. Za pomocą cylindrów PEEK przymocowanych do czaszek królików, osteokondukcja, osteoindukcja, osteogeneza i waskulogeneza wywołane przez materiały mogą być oceniane zarówno na żywych, jak i uśpionych zwierzętach.

Kalwaryjny model augmentacji kości u królika do oceny wzrostu kości i neowaskularyzacji w materiałach kościozastępczych

Protokół opisuje nowatorski model infekcji implantu kręgosłupa in vivo, gdzie implant z drutu k-wire ze stali nierdzewnej jest infekowany bioluminescencyjnym Staphylococcus aureus Xen36. Obciążenie bakteryjne jest monitorowane podłużnie za pomocą obrazowania bioluminescencyjnego i potwierdzane liczbą jednostek tworzących kolonie po eutanazji.

Mysi model zakażenia implantu rdzeniowego in vivo

Model otwartego wpływu kłykcia kości udowej przyśrodkowej u królików jest wiarygodny do badania pourazowej choroby zwyrodnieniowej stawów (PTOA) i nowych strategii terapeutycznych mających na celu złagodzenie progresji PTOA. Protokół ten generuje izolowany ubytek chrząstki tylnego przyśrodkowego kłykcia kości udowej u królików za pomocą wieży zrzutowej opartej na wózku z głowicą impaktora.

Powtarzalny model wpływu chrząstki w celu wygenerowania pourazowej choroby zwyrodnieniowej stawów u królika

Modele zwierzęce są często wykorzystywane do badania przerzutów nowotworowych do kości. W niniejszym protokole opiszemy dwie powszechne metody inokulacji guza w badaniach nad przerzutami do kości oraz krótko omówimy niektóre z analiz stosowanych do monitorowania i ilościowego określania tych modeli.

Modele przerzutów do kości

Poznaj metodę leczenia infekcji kostnej siarczanem wapnia z wankomycyną i autogenną kością w modelu króliczym. Technika ta wspiera badania nad regeneracją kości i patogenezą zakażeń.

Leczenie siarczanem wapnia obciążonym wankomycyną i autogenną kością w ulepszonym króliczym modelu infekcji kości

Przeglądaj więcej filmów