Name: Model z zamkniętą klatką piersiową do wywoływania poprzecznego zwężenia aorty u myszy (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2018-04-05T15:00:00.000+00:00
Duration: 8 min 10 s
Description: Poznaj technikę poprzecznego zwężenia aorty u myszy w modelu z zamkniętą klatką piersiową. Ta metoda minimalnie inwazyjna wywołuje przerost lewej komory przy zminimalizowanym urazie chirurgicznym.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Dziękujemy Stilli Frede i Susanne Schulz za ich pomoc techniczną. Badanie to nie otrzymało dofinansowania.

Ten protokół został zatwierdzony przez Komitet Etyki ds. Doświadczeń na Zwierzętach LANUV Recklinghausen (#84-02.04.2016.A374). Ogólnie rzecz biorąc, procedura ta jest wykonywana na dorosłych myszach w wieku >10 tygodni. Możliwe jest jednak wykonanie tej operacji również na młodszych zwierzętach. Narzędzia chirurgiczne muszą być wysterylizowane przed użyciem, a wszystkie czynności należy wykonywać w warunkach aseptycznych.
1. Indukcja znieczulenia i intubacja
<ol>
	<li>Buprenorfinę należy wstrzyknąć dootrzewnowo w stężeniu 0,1 μg/g masy ciała w celu złagodzenia bólu. Powtarzać wstrzyknięcia dootrzewnowe w dawce 0,1 mg/kg buprenorfiny co 8 godzin przez następne trzy dni po zabiegu.</li>
	<li>W celu indukcji umieść mysz w skrzynce indukcyjnej znieczulenia, która jest podłączona do parownika ustawionego na 3,0% obj. izofluranu przy przepływie tlenu 1 l/min.</li>
	<li>Zapewnij głęboką narkozę poprzez wywołanie bodźca dotykowego. 
	UWAGA: Zwiększ obj. izofluranu do 5%, jeśli indukcja znieczulenia nie powiedzie się lub narkoza nie jest wystarczająco głęboka.</li>
	<li>Ściśnij ogon myszy, aby zapewnić brak refleksu. W przypadku całkowitego braku odruchów, zważyć mysz w celu optymalnego ustawienia respiratora (patrz 1.12).</li>
	<li>Przesuń mysz na stół operacyjny o kontrolowanej temperaturze, aby utrzymać temperaturę ciała na poziomie 37 °C przez cały czas trwania zabiegu.</li>
	<li>Umieść nos myszy w plastikowym stożku, który jest połączony ze skrzynką indukcyjną znieczulenia, aby utrzymać narkozę.</li>
	<li>Zamocuj górne siekacze myszy za pomocą nylonowego szwu. Przymocuj kończyny taśmą klejącą.</li>
	<li>Uciskaj tylną łapę końcówką kleszczy, aby ponownie zapewnić odpowiednią narkozę. W przypadku braku odruchu wycofania należy postępować zgodnie z poniższymi krokami. 
	UWAGA: Zwiększ objętość % izofluranu, jeśli indukcja znieczulenia nie powiedzie się lub narkoza nie jest wystarczająco głęboka i poczekaj na brak odruchu odstawienia.</li>
	<li>Umieść sterylny lubrykant okulistyczny na rogówce, aby zapobiec wysuszeniu w znieczuleniu. </li>
	<li>Nasmaruj sondę doodbytniczą, aby uniknąć urazu odbytnicy. Włóż sondę temperatury doodbytniczą, aby zapewnić temperaturę rdzenia 37 °C.</li>
	<li>Zrób depilację gardła i górnej części klatki piersiowej kremem do depilacji zgodnie z instrukcjami producenta. Zetrzyj krem po 1 min. W razie potrzeby powtarzaj ten krok, aż się powiedzie. 
	UWAGA: W przypadku krwawienia używaj wacików z bawełnianą końcówką.</li>
	<li>Oczyść depilowany obszar 70% etanolem. Następnie nałóż powidon-jod do miejscowej dezynfekcji skóry 3 razy i przez co najmniej 3 minuty.</li>
	<li>Dostosuj ustawienia wentylatora do parametrów fizjologicznych. Ustaw częstość oddechów na 150/min, a objętość oddechową na 8-10 μl/g masy ciała (BW).</li>
	<li>Załóż nową parę sterylnych rękawiczek. Umieść mysz pod mikroskopem chirurgicznym i umieść na myszy sterylną zasłonę z okienkami.</li>
	<li>Naciąć skórę na linii środkowej około 3 mm pod żuchwą aż do 2. żebra. Zidentyfikuj linię środkową i tkanki łączne gruczołu podżuchwowego. Następnie użyj kątowych kleszczy wewnątrztorebkowych, aby delikatnie tępo podzielić gruczoł na linii środkowej za pomocą dwóch kleszczy i zbadać mięsień tchawicy.</li>
	<li>Delikatnie przygotuj tchawicę, rozciągając tępo mięśnie przytchawicze za pomocą kleszczy wewnątrztorebkowych.</li>
	<li>Pociągnij za język kleszczami, aby wyprostować gardło, aby ułatwić warunki intubacji i delikatnie włóż kaniulę intubacyjną (o średnicy zewnętrznej 1,2 mm) do tchawicy. Potwierdź intubację poprzez bezpośrednią wizualizację rurki wewnątrz tchawicy i sprawdzenie, czy ruch klatki piersiowej jest prawidłowy.</li>
	<li>Dostosuj stężenie izofluranu po intubacji do 2% izofluranu o przepływie 1,0 l/min i 100% O2, 
	UWAGA: Jeśli ruchy oddechowe nie ustają lub myszy zaczynają się poruszać, najpierw zwiększ częstość oddechów do 180/min. W razie potrzeby należy zwiększyć stężenie izofluranu do 3,5% wtórnie, aż mysz przestanie samodzielnie oddychać. Oceń wycieki lub nieodpowiednie napełnienie waporyzatora jako najczęstsze problemy.</li>
	<li>Alternatywnie należy przeprowadzić intubację zgodnie z sugestią w poniższych krokach.
	<ol>
		<li>Ustaw mysz na stole pod kątem 60°.</li>
		<li>Zamocuj kończyny myszy za pomocą taśmy klejącej i odchyl głowę.</li>
		<li>Umieść źródło zimnego światła bezpośrednio na skórze nad krtanią.</li>
		<li>Delikatnie pociągnij język kleszczami, aby uwidocznić struny głosowe.</li>
		<li>Przełóż plastikową rurkę kaniuli dożylnej (24 G) przez struny głosowe i podłącz plastikową rurkę do ustawień respiratora.</li>
		<li>Podłącz respirator do kaniuli, aby potwierdzić intubację poprzez synchroniczne ruchy klatki piersiowej. 
		UWAGA: Jeśli ruchy oddechowe nie zatrzymują się lub myszy zaczynają się poruszać, najpierw zwiększ częstość oddechów do 180 na minutę. W razie potrzeby należy zwiększyć wtórnie stężenie izofluranu do 3,5%, aż mysz przestanie samodzielnie oddychać. Oceń wycieki lub nieodpowiednie napełnienie waporyzatora jako najbardziej prawdopodobne problemy.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
2. Przedoperacyjny pomiar dopplerowski
<ol>
	<li>Przygotuj obie tętnice szyjne, które przylegają do tchawicy, delikatnie rozsuwając tkankę łączną kleszczami.</li>
	<li>Umieść końcówkę sondy Dopplera 20 MHz ze sterylnym żelem ultradźwiękowym na prawej i lewej tętnicy szyjnej pod kątem mniejszym niż 45°.</li>
	<li>Powoli obracaj sondę, aby przesunąć ją na boki i przyśrodkowo, aby znaleźć sygnał Dopplera i przechyl sondę, aby zoptymalizować sygnał.</li>
	<li>Użyj oprogramowania Dopplera, aby wyświetlić i zapisać prędkości przepływu w prawej i lewej tętnicy szyjnej wspólnej na komputerze.</li>
</ol>
3. Torakotomia
<ol>
	<li>Użyj zestawu sterylnych rękawiczek dla każdej myszy z osobna, aby zapobiec zakażeniom miejsca operowanego.</li>
	<li>Rozszerz nacięcie skóry w dół do 2. przestrzeni międzyżebrowej za pomocą nożyczek.</li>
	<li>Zidentyfikuj wizualnie 2. przestrzeń międzyżebrową, licząc żebra, a następnie tępo przeniknij tę przestrzeń kleszczami wewnątrztorebkowymi. 
	UWAGA: 1. żebro znajduje się pod obojczykiem i dlatego nie jest widoczne, ponieważ 2. przestrzeń międzyżebrowa znajduje się między pierwszym widocznym żebrem (tj. 2. żebrem) a 3. żebrem.</li>
	<li>Otwórz 2. przestrzeń międzyżebrową za pomocą końcówek kleszczy i włóż zwijacze.</li>
	<li>Wyreguluj zwijacze za pomocą gumki recepturki przymocowanej do stołu operacyjnego, aby mieć wyraźny view grasicy.</li>
	<li>W przypadku krwawienia należy użyć bawełnianego patyczka i uciskać powierzchowne naczynia krwionośne przez 2 minuty.</li>
</ol>
4. Pasowanie aorty poprzecznej
<ol>
	<li>Dostosuj powiększenie do 200%, aby zidentyfikować linię środkową i tkankę łączną. Następnie użyj kleszczy pod kątem, aby delikatnie podzielić grasicę. Usuń tkankę tłuszczową, aż łuk aorty będzie wyraźnie widoczny</li>.
	<li>Przygotuj tunel z kątowymi kleszczami do wiązania pod aortą poprzeczną między tętnicą ramienno-głowową a lewą tętnicą szyjną wspólną (patrz <silna klasa="xfig">Ryc. 1). Przytrzymaj koniec szwu 6,0 za pomocą cienkich kleszczy i przełóż nić pod łukiem aorty.</li>
	<li>Weź nić z drugimi kleszczami z drugiej strony łuku.</li>
	<li>Odciąć kawałek o długości 3 mm o wadze 27 g, aby użyć igły jako przekładki do podwiązania TAC dla myszy o masie ciała od 19 do 25 g oraz igły 26 G jako przekładki dla myszy >25 g masy ciała.</li>
	<li>Ostrożnie umieść przekładkę równolegle do aorty poprzecznej.</li>
	<li>Przygotuj luźny podwójny węzeł na przekładce i zapewnij optymalne ułożenie przekładki równolegle do aorty. Następnie zremisuj pierwszy rzut i szybko wykonaj drugi rzut przeciwny. Natychmiast usuń podkładkę dystansową.</li>
	<li>Aby wykonać pozorowane myszy w celu kontroli, postępuj zgodnie z tym samym protokołem, pomijając podwiązanie aorty.</li>
	<li>Zamknij 2. przestrzeń międzyżebrową szwem polipropylenowym 6,0. Podczas podwiązywania należy zwrócić szczególną uwagę na naczynia podobojczykowe.</li>
	<li>Zszyj skórę za pomocą nici polipropylenowej 6.0 w ciągłym wzorze szwów.</li>
</ol>
5. Potwierdzenie udanego podwiązania aorty poprzecznej
<ol>
	<li>Umieść sondę dopplerowską 20 MHz po obu stronach szyjki pod kątem 45°, jak w sekcji 2.</li>
	<li>Udokumentuj prędkości przepływu po obu stronach. 
	UWAGA: Udany TAC można zweryfikować za pomocą dopplerowskiej prędkości przepływu, jak pokazano na rysunku Rysunek 2. Stosunek prędkości przepływu 4 - 10 między prawą i lewą tętnicą szyjną zwykle gwarantuje odpowiedni TAC (patrz <silna klasa="xfig">Rysunek 2).</li>
</ol>
6. Żniwa serca
<ol>
	<li>Wywołać narkozę zgodnie z krokami 1.2 i 1.3.</li>
	<li>Umieść mysz w komorze eutanazyjnej i dostosuj natężenie przepływu dwutlenku węgla tak, aby wyparło 10 - 30% objętości na minutę.</li>
	<li>Unieruchomij mysz na stole operacyjnym. Otwórz brzuch nożyczkami i zbierz krew z żyły głównej dolnej za pomocą kaniuli do dalszej analizy.</li>
	<li>Przetnij przeponę i kość mostka mocnymi nożyczkami i usuń serce.</li>
	<li>Usuń całą tkankę tętniczą i łączną przed ważeniem serca.</li>
	<li>Oddzielić prawą komorę i przegrodę od lewej komory i zważyć obie próbki.</li>
	<li>Zamrozić obie próbki tkanek w ciekłym azocie.</li>
</ol>

<ol><li>Tarnavski, O. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mouse+surgical+models+in+cardiovascular+research%5BTitle%5D)+AND+%22Methods+Mol+Biol+Clifton+NJ%22%5BJournal%5D)">Mouse surgical models in cardiovascular research.</a> Methods Mol Biol Clifton NJ. 573, 115-137 (2009).</li>
<li>Tarnavski, O., McMullen, J. R., Schinke, M., Nie, Q., Kong, S., Izumo, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mouse+cardiac+surgery%3A+comprehensive+techniques+for+the+generation+of+mouse+models+of+human+diseases+and+their+application+for+genomic+studies%5BTitle%5D)+AND+%22Physiol+Genomics%22%5BJournal%5D)">Mouse cardiac surgery: comprehensive techniques for the generation of mouse models of human diseases and their application for genomic studies.</a> Physiol Genomics. 16 (3), 349-360 (2004).</li>
<li>Rockman, H. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Segregation+of+atrial-specific+and+inducible+expression+of+an+atrial+natriuretic+factor+transgene+in+an+in+vivo+murine+model+of+cardiac+hypertrophy%5BTitle%5D)+AND+%22Proc+Natl+Acad+Sci+U+S+A%22%5BJournal%5D)">Segregation of atrial-specific and inducible expression of an atrial natriuretic factor transgene in an in vivo murine model of cardiac hypertrophy.</a> Proc Natl Acad Sci U S A. 88 (18), 8277-8281 (1991).</li>
<li>deAlmeida, A. C., van Oort, R. J., Wehrens, X. H. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Transverse+Aortic+Constriction+in+Mice%5BTitle%5D)+AND+%22J+Vis+Exp+JoVE%22%5BJournal%5D)">Transverse Aortic Constriction in Mice.</a> J Vis Exp JoVE. (38), (2010).</li>
<li>Grossman, W., Jones, D., McLaurin, L. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Wall+stress+and+patterns+of+hypertrophy+in+the+human+left+ventricle%5BTitle%5D)+AND+%22J+Clin+Invest%22%5BJournal%5D)">Wall stress and patterns of hypertrophy in the human left ventricle.</a> J Clin Invest. 56 (1), 56-64 (1975).</li>
<li>Hartley, C. J., Reddy, A. K., Madala, S., Michael, L. H., Entman, M. L., Taffet, G. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Doppler+estimation+of+reduced+coronary+flow+reserve+in+mice+with+pressure+overload+cardiac+hypertrophy%5BTitle%5D)+AND+%22Ultrasound+Med+Biol%22%5BJournal%5D)">Doppler estimation of reduced coronary flow reserve in mice with pressure overload cardiac hypertrophy.</a> Ultrasound Med Biol. 34 (6), 892-901 (2008).</li>
<li>Reddy, A. K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Pulsed+Doppler+signal+processing+for+use+in+mice%3A+applications%5BTitle%5D)+AND+%22IEEE+Trans+Biomed+Eng%22%5BJournal%5D)">Pulsed Doppler signal processing for use in mice: applications.</a> IEEE Trans Biomed Eng. 52 (10), 1771-1783 (2005).</li>
<li>Shioura, K. M., Geenen, D. L., Goldspink, P. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Assessment+of+cardiac+function+with+the+pressure-volume+conductance+system+following+myocardial+infarction+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Am+J+Physiol+-+Heart+Circ+Physiol%22%5BJournal%5D)">Assessment of cardiac function with the pressure-volume conductance system following myocardial infarction in mice.</a> Am J Physiol - Heart Circ Physiol. 293 (5), H2870-H2877 (2007).</li>
<li>Zhang, B., Davis, J. P., Ziolo, M. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cardiac+Catheterization+in+Mice+to+Measure+the+Pressure+Volume+Relationship%3A+Investigating+the+Bowditch+Effect%5BTitle%5D)+AND+%22JoVE+J+Vis+Exp%22%5BJournal%5D)">Cardiac Catheterization in Mice to Measure the Pressure Volume Relationship: Investigating the Bowditch Effect.</a> JoVE J Vis Exp. (100), e52618(2015).</li>
<li>Barrick, C. J., Rojas, M., Schoonhoven, R., Smyth, S. S., Threadgill, D. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cardiac+response+to+pressure+overload+in+129S1%2FSvImJ+and+C57BL%2F6J+mice%3A+temporal-+and+background-dependent+development+of+concentric+left+ventricular+hypertrophy%5BTitle%5D)+AND+%22Am+J+Physiol+Heart+Circ+Physiol%22%5BJournal%5D)">Cardiac response to pressure overload in 129S1/SvImJ and C57BL/6J mice: temporal- and background-dependent development of concentric left ventricular hypertrophy.</a> Am J Physiol Heart Circ Physiol. 292 (5), H2119-H2130 (2007).</li>
<li>Patten, R. D., Hall-Porter, M. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Small+animal+models+of+heart+failure%3A+development+of+novel+therapies%2C+past+and+present%5BTitle%5D)+AND+%22Circ+Heart+Fail%22%5BJournal%5D)">Small animal models of heart failure: development of novel therapies, past and present.</a> Circ Heart Fail. 2 (2), 138-144 (2009).</li>
<li>Zaw, A. M., Williams, C. M., Law, H. K. W., Chow, B. K. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Minimally+Invasive+Transverse+Aortic+Constriction+in+Mice%5BTitle%5D)+AND+%22J+Vis+Exp+JoVE%22%5BJournal%5D)">Minimally Invasive Transverse Aortic Constriction in Mice.</a> J Vis Exp JoVE. (121), (2017).</li>
<li>Tavakoli, R., Nemska, S., Jamshidi, P., Gassmann, M., Frossard, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Technique+of+Minimally+Invasive+Transverse+Aortic+Constriction+in+Mice+for+Induction+of+Left+Ventricular+Hypertrophy%5BTitle%5D)+AND+%22J+Vis+Exp%22%5BJournal%5D)">Technique of Minimally Invasive Transverse Aortic Constriction in Mice for Induction of Left Ventricular Hypertrophy.</a> J Vis Exp. (127), (2017).</li>
<li>Kim, S. -C., Boehm, O., Meyer, R., Hoeft, A., Knüfermann, P., Baumgarten, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+Murine+Closed-chest+Model+of+Myocardial+Ischemia+and+Reperfusion%5BTitle%5D)+AND+%22J+Vis+Exp+JoVE%22%5BJournal%5D)">A Murine Closed-chest Model of Myocardial Ischemia and Reperfusion.</a> J Vis Exp JoVE. (65), (2012).</li>
<li>Veldhuizen, R. A., Slutsky, A. S., Joseph, M., McCaig, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effects+of+mechanical+ventilation+of+isolated+mouse+lungs+on+surfactant+and+inflammatory+cytokines%5BTitle%5D)+AND+%22Eur+Respir+J%22%5BJournal%5D)">Effects of mechanical ventilation of isolated mouse lungs on surfactant and inflammatory cytokines.</a> Eur Respir J. 17 (3), 488-494 (2001).</li>
</ol>

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Szybki początek nadciśnienia tętniczego spowodowany TAC różni się od klinicznie istotnego przerostu spowodowanego zwężeniem zastawki aortalnej lub nadciśnieniem. Niemniej jednak wykorzystanie małych modeli zwierzęcych do wywoływania niewydolności serca ma wiele zalet i dlatego jest wybierane przez wielu badaczy11. Ten zamknięty model klatki piersiowej ulepsza już istniejące modele techniki chirurgicznej w celu wywołania poprzecznego zwężenia aorty u myszy4.
<p class="jo...

Modele myszy są często używane do naśladowania ludzkich chorób1. Poprzeczne zwężenie aorty (TAC) służy do wywoływania przeciążenia ciśnieniowego i przerostu lewej komory2. Model TAC z otwartą klatką piersiową u myszy został zweryfikowany przez Rockmana i wsp.3, a procedura chirurgiczna jest szczegółowo opisana przez DeAlmeida et al.4. Prążkowanie aorty poprzecznej jest korzystniejsze w porównaniu do zwężenia aorty brzusznej, ponieważ większa część krążenia może zrekompensować negatywne skutki tej ostatniej procedury2.
Prążkowanie aorty poprzecznej prowadzi do zwiększonego ciśnienia tętniczego w aorcie wstępującej i tętnicy ramienno-głowowej, ale pozostawia wystarczającą perfuzję narządów przez naczynia dystalne (tj. lewą tętnicę szyjną wspólną, lewą tętnicę podobojczykową i aortę zstępującą). Prowadzi to do zwiększonego obciążenia wtórnego serca i podwyższonego obciążenia ściany serca. Naprężenie ściany następnie zmniejsza się z powodu pogrubienia włókien5. Przewlekła zmiana hemodynamiki serca powoduje nieprzystosowanie i poszerzenie lewej komory. W ten sposób TAC tworzy powtarzalny model przerostu mięśnia sercowego, który ostatecznie prowadzi do niewydolności serca.
Standardowa procedura dla TAC opisana przez DeAlmeide et al.4 zbliża się do łuku aorty poprzez częściową górną torakotomię, poprzez rozwarstwienie żeber lub mostka i wejście do śródpiersia, jak również do jamy opłucnej. Pozwala to na dobry widok łuku aorty i jej bocznych odgałęzień. Niestety, wypreparowanych żeber nie można ponownie przymocować, co sprawia, że swobodnie unoszą się w powietrzu, a tym samym zmieniają dynamikę oddychania.
Dlatego też ustaliliśmy minimalnie inwazyjne podejście do łuku aorty z zamkniętą klatką piersiową, stosując boczne podejście chirurgiczne przez 2.przestrzeń międzyżebrową. Największą zaletą tego modelu jest możliwość wykonania TAC nawet bez przecinania żeber. Uraz chirurgiczny ogranicza się do nacięcia skóry i rozwarstwienia mięśni międzyżebrowych. Zabieg ten minimalizuje sam uraz i pomaga utrzymać odpowiednią stabilność klatki piersiowej.
Tutaj opisujemy szczegółową procedurę krok po kroku, aby przeprowadzić operację TAC u myszy bez wykonywania całkowitej lub górnej torakotomii. Doppler o wysokiej częstotliwości został użyty w celu zapewnienia sukcesu TAC zgodnie z wcześniejszym opisem 6,7.

<table><tbody><tr><td>Cewnik ciśnieniowo-objętościowy</td><td>Millar Instruments, USA</td><td>SPR-839</td><td></td></tr><tr><td>Respirator myszy</td><td>Harvard Apparatus GmbH, Niemcy</td><td>Minivent - TYP 845</td><td></td></tr><tr><td>Respirator</td><td>myszy Harvard Apparatus GmbH, Niemcy</td><td>Złącze Y z kaniulą intubacyjną OD 1,2mm 73-2844</td><td></td></tr><tr><td>Parownik</td><td>Dr&auml; ger Medical AG&CO. KG, Niemcy</td><td>19.3 Isofluran-Vaporizer (nowsza wersja dostępna pod numerem katalogowym&nbsp; D-877-2010)Mikroskop</td><td></td></tr><tr><td>&nbsp;</td><td>Leica Microsystems, Niemcy</td><td>MZ 7.5</td><td></td></tr><tr><td>Źródło światła&nbsp;</td><td>Schott AG, Niemcy</td><td>KL 1500 LCD</td><td></td></tr><tr><td>6-0 Prolene</td><td>Ethicon, USA</td><td>Szew polipropylenowy BV-1 9,3 mm 3/8c</td><td>szew do chirurgii</td></tr><tr><td>Seraflex</td><td>Serag Wiessner, Niemcy</td><td>USP 5/0; &nbsp; IC108000&nbsp;</td><td>szew do zwężenia</td></tr><tr><td>Stoły operacyjne sterowane homeotermicznie</td><td>Harvard Apparatus GmbH, Niemcy</td><td>Typ 872/3 HT ze statywem i kontrolerem homeotermicznym Typ 874; 73-4233</td><td></td></tr><tr><td>Elastyczna sonda doodbytnicza</td><td>Harvard Apparatus GmbH, Niemcy</td><td>1,6 mm OD; 55-7021</td><td></td></tr><tr><td>Przyrząd do wizualizacji sygnału dopplerowskiego Indus</td><td>Instruments, USA</td><td>Stacja robocza przetwarzania sygnałów dopplerowskich (DSWP) z modułem impulsowego Dopplera 20 MHz</td><td></td></tr><tr><td>Kleszcze wewnątrztorebkowe Arruga</td><td>Altomed, Wielka Brytania</td><td>A5400</td><td></td></tr><tr><td>Sonda dopplerowska</td><td>Indus Instruments, USA</td><td>20MHz Sonda</td><td></td>montowana na rurkach</tr><tr><td>Jaffe Retraktor z pokrywą</td><td>Altomed, Wielka Brytania</td><td>A3513</td><td></td></tr></tbody></table>

model z zamkniętą klatką piersiową do wywoływania poprzecznego zwężenia aorty u myszy

A Closed-chest Model to Induce Transverse Aortic Constriction in Mice

Badania nad przerostem serca i niewydolnością serca często opierają się na mysich modelach przeciążenia ciśnieniem wywołanych przez TAC. Standardową procedurą jest wykonanie częściowej torakotomii w celu uwidocznienia poprzecznego łuku aorty. Jednak uraz chirurgiczny spowodowany torakotomią w modelach z otwartą klatką piersiową zmienia fizjologię układu oddechowego, ponieważ żebra są preparowane i pozostawiane nieprzymocowane po zamknięciu klatki piersiowej. Aby temu zapobiec, ustaliliśmy minimalnie inwazyjne, zamknięte podejście do klatki piersiowej za pomocą torakotomii bocznej. W tym przypadku zbliżamy się do łuku aorty przez 2.przestrzeń międzyżebrową bez wchodzenia do jam klatki piersiowej, pozostawiając mysz z mniej traumatycznym urazem, z którego może dojść do siebie. Przeprowadzamy tę operację przy użyciu standardowych warunków laboratoryjnych dla procedur TAC na otwartej klatce piersiowej z równymi wskaźnikami przeżycia. Oprócz utrzymania fizjologicznych wzorców oddychania dzięki podejściu z zamkniętą klatką piersiową, myszy wydają się odnosić korzyści z szybkiego powrotu do zdrowia, ponieważ mniej inwazyjna technika wydaje się ułatwiać szybki proces gojenia i zmniejszać odpowiedź immunologiczną po urazie.

Pomyślne wykonanie zabiegu TAC gwarantuje indukcję przeciążenia ciśnieniowego oraz przerostu lewej komory. Ad hoc walidację przeciążenia ciśnieniowego można przeprowadzić za pomocą pomiaru prędkości przepływu metodą Dopplera, co przedstawiono na Rysunku 2. Podczas gdy przedoperacyjna prędkość przepływu krwi jest taka sama w obu tętnicach szyjnych, TAC powoduje zwiększenie prędkości krwi w prawej tętnicy szyjnej z powodu podwyższonego ciśnienia w lewej komorze...

Tutaj prezentujemy protokół poprzecznego zwężenia aorty (TAC) za pomocą torakotomii bocznej. Technika ta jest minimalnie inwazyjnym, zamkniętym zabiegiem chirurgicznym klatki piersiowej, mającym na celu symulację przeciążenia ciśnieniem i niewydolności serca u myszy wykorzystujących standardowe warunki laboratoryjne TAC.

Model z zamkniętą klatką piersiową do wywoływania poprzecznego zwężenia aorty u myszy

Research on cardiac hypertrophy and heart failure is frequently based on pressure overload mouse models induced by TAC. The standard procedure is to ...

Ogólnym celem tej procedury jest wykonanie poprzecznego zwężenia aorty w mysim modelu zamkniętej klatki piersiowej, wywołującego przerost mięśnia sercowego lewej komory. Ta minimalnie inwazyjna technika pomaga zmniejszyć problemy z oddychaniem i zminimalizować reakcję zapalną. Metoda ta może pomóc nam odpowiedzieć na kluczowe pytania z zakresu immunologii, na przykład odpowiedź makrofagii serca na rozwój przerostu lewej komory.Główną zaletą tej techniki jest to, że klatka piersiowa pozostaje nienaruszona, a zatem uraz jest zminimalizowany. Ponieważ przestrzenie i objętości oddechowe są dostosowane do masy ciała, protokół ten może być stosowany u myszy o różnej wielkości. Zmniejsza również uraz chirurgiczny i zmniejsza odchylenia w wartościach pomiarów.Po znieczuleniu myszy, zgodnie z protokołem tekstowym, przenieś mysz na stół operacyjny o kontrolowanej temperaturze i odłącz stożek nosowy, który jest podłączony do skrzynki indukcyjnej znieczulenia, aby utrzymać narkozę. Za pomocą nylonowego szwu przymocuj górne siekacze myszy. Uszczypnij ogon, aby upewnić się, że nie ma odruchu.Użyj taśmy klejącej, aby przymocować kończyny. Po włożeniu sondy doodbytniczej nałóż krem do depilacji na gardło i górną część klatki piersiowej, zgodnie z instrukcjami producenta i pozostaw na minutę. Następnie zetrzyj krem i powtórz w razie potrzeby.Przy ustawieniach respiratora dostosowanych do parametrów fizjologicznych i zwierzęciu pod mikroskopem operacyjnym należy naciąć skórę w linii środkowej około trzech milimetrów poniżej żuchwy aż do drugiego żebra. Zidentyfikuj linię środkową i tkanki łączne gruczołu podżuchwowego. Następnie użyj dwóch ustawionych pod kątem kleszczy, aby delikatnie i tępo podzielić gruczoł w linii środkowej i zbadać mięsień tchawicy.Delikatnie przygotuj tchawicę, tępo rozsuwając mięśnie przytchawicze. Użyj kleszczy, aby pociągnąć za język, aby wyprostować gardło w celu łatwiejszej intubacji, i delikatnie włóż kaniulę intubacyjną do tchawicy. Potwierdź intubację poprzez bezpośrednią wizualizację rurki wewnątrz tchawicy i sprawdzenie, czy ruch klatki piersiowej jest prawidłowy.Przygotuj obie tętnice szyjne, które leżą przylegające do tchawicy, za pomocą kleszczy, aby delikatnie rozsunąć tkankę łączną. Nałóż żel ultradźwiękowy na końcówkę sondy dopplerowskiej 20 Hz i umieść końcówkę sondy na prawej i lewej tętnicy szyjnej pod kątem mniejszym niż 45 stopni. Powoli obracaj sondę, aby przesuwać ją na boki i przyśrodkowo, aby znaleźć sygnał dopplerowski, a następnie przechyl sondę, aby zoptymalizować sygnał.Używając świeżego zestawu sterylnych rękawiczek i nożyczek, rozszerz nacięcie skóry aż do drugiej przestrzeni międzyżebrowej. Następnie końcówką kleszczy otwórz drugą przestrzeń międzyżebrową i włóż zwijacze. W powiększeniu 200% zidentyfikuj linię środkową i tkankę łączną.Następnie użyj kleszczy pod kątem, aby delikatnie podzielić grasicę. Usuń tkankę tłuszczową, aż łuk aorty będzie wyraźnie widoczny. Za pomocą skośnych kleszczyków kciukowych przygotuj tunel pod aortą poprzeczną, między tętnicą ramienno-głowową a lewą tętnicą szyjną wspólną.Następnie za pomocą cienkich kleszczyków przytrzymaj szew 6-0 i przełóż nić pod łukiem aorty. Za pomocą drugich kleszczy weź nić z drugiej strony łuku. Ostrożnie umieść przekładkę równolegle do aorty poprzecznej.Przygotuj luźny podwójny węzeł na przekładce i zapewnij optymalne ułożenie przekładki równolegle do aorty. Następnie zawiąż pierwszy węzeł i szybko wykonaj drugi węzeł przeciwstawny, zanim natychmiast usuniesz przekładkę. Najważniejszym krokiem całej procedury jest szybkie i mocne zawiązanie obu węzłów oraz natychmiastowe usunięcie przekładki.Zamknij drugą przestrzeń międzyżebrową szwem polipropylenowym 6-0 i zwróć szczególną uwagę na naczynia podobojczykowe podczas podwiązywania. Następnie, za pomocą nici polipropylenowego 6-0, zszyj skórę w ciągły wzór szwów. Potwierdź podwiązanie i przeprowadź opiekę pooperacyjną, zgodnie z protokołem tekstowym.Te dopplerowskie pomiary prędkości przepływu potwierdzają udany TAC, który powoduje zwiększoną prędkość krwi w prawej tętnicy szyjnej z powodu podwyższonego ciśnienia w lewej komorze i aorcie, powodując jednocześnie osłabioną prędkość przepływu krwi w lewej tętnicy szyjnej po zwężeniu. Jak pokazano na tym wykresie, stosunek masy serca do masy ciała znacznie wzrósł u myszy TAC w porównaniu z myszami bez opasek, sześć dni po operacji. Stosunek ten był prawie stały po 21 dniach.Tętno ma znaczący wpływ na kurczliwość lewej komory i pojemność minutową serca. Ten wykres pokazuje, że nie było różnic w częstości akcji serca myszy z opaską aortalną i nieaortalną po 21 dniach. Jak wykazano tutaj, stałe prążkowanie aorty zostało udowodnione przez wzrost skurczowego ciśnienia krwi, mierzony za pomocą cewnika do lewej komory po 21 dniach.Czarne myszy C57 są powszechnie znane z rozwoju ekscentrycznego przerostu z dysfunkcją skurczową po TAC. Stwierdzono wzrost średnicy lewej komory, który również wydaje się istotny w pomiarach objętości ciśnienia. W rezultacie znacznie zwiększyła się końcowa objętość skurczowa i rozkurczowa.Po opanowaniu tej techniki można ją wykonać w mniej niż 10 minut, jeśli zostanie wykonana prawidłowo. Wreszcie, procedura ta zapewnia zoptymalizowaną analizę odpowiedzi immunologicznej w przeroscie lewej komory, ponieważ minimalny uraz chirurgiczny ogranicza niespecyficzną indukcję układu odpornościowego. Po obejrzeniu tego filmu powinieneś dobrze zrozumieć, jak wykonać standardowe, minimalnie inwazyjne poprzeczne zwężenie aorty.

a-closed-chest-model-to-induce-transverse-aortic-constriction-in-mice

Research

JoVE Journal

Medicine

Medycyna

Poprzeczne zwężenie aorty (TAC) u myszy jest powszechnie stosowanym modelem eksperymentalnym do badania mechanizmów leżących u podstaw przerostu mięśnia sercowego i rozwoju niewydolności serca. W niniejszym materiale opisujemy procedury zwężania aorty w celu wywołania powtarzalnego stopnia przerostu serca u myszy.

Poprzeczne zwężenie aorty u myszy

Uraz chirurgiczny wywołuje odpowiedź zapalną. Wiadomo, że cytokiny i ligandy endogenne modulują wielkość zawału mięśnia sercowego po niedokrwieniu i reperfuzji. Przedstawiamy zmodyfikowany model niedokrwienia i reperfuzji u myszy z zamkniętą klatką piersiową, wykorzystujący obciążniki wiszące w celu zminimalizowania efektów torakotomii.

Mysi model zamkniętoklatkowy niedokrwienia i reperfuzji mięśnia sercowego

W tym filmie demonstrujemy eksperymentalny protokół minimalnie inwazyjnego poprzecznego zwężenia aorty u myszy w celu zbadania niewydolności serca wywołanej przeciążeniem ciśnieniem.

Pasaż poprzecznego łuku aorty w modelu mysim: minimalnie inwazyjna technika u myszy do indukcji wysokiego ciśnienia w lewej komorze

Opisujemy stopniową procedurę tworzenia przeciążenia ciśnieniowego i przerostu lewej komory u szczurów Wistar poprzez zwężenie aorty wstępującej za pomocą małego metalowego klipsa. Model ten jest szeroko stosowany do badania zmian przebudowy podczas przerostu mięśnia sercowego oraz do identyfikacji i oceny strategii regresji takich zmian.

Zwężenie aorty wstępującej u szczurów w celu stworzenia modelu przerostu mięśnia sercowego spowodowanego przeciążeniem ciśnieniem

Celem tego protokołu jest nieinwazyjna ocena zmian strukturalnych i funkcjonalnych w mysim modelu choroby serca powstałych w wyniku poprzecznego zwężenia aorty, przy użyciu echokardiografii w trybie B i M oraz obrazowania dopplerowskiego kolorem/falą tętna.

Ocena zmian morfologicznych i czynnościowych serca w mysim modelu poprzecznego zwężenia aorty za pomocą obrazowania echokardiograficznego

Minimalnie inwazyjne poprzeczne zwężenie aorty (MTAC) zachowuje podstawowe cechy regularnego poprzecznego zwężenia aorty (TAC), eliminując jednocześnie użycie respiratora z intubacją tchawiczą. Okazuje się, że jest to wysoce pożądana metoda w wysokoprzepustowych badaniach przeciążenia lewej komory, szczególnie w badaniach translacyjnych.

Minimalnie inwazyjne poprzeczne zwężenie aorty u myszy

Celem tego protokołu jest opisanie krok po kroku techniki minimalnie inwazyjnego poprzecznego zwężenia aorty (TAC) u myszy. Poprzez wyeliminowanie intubacji i wentylacji, które są obowiązkowe w powszechnie stosowanej procedurze standardowej, minimalnie inwazyjny TAC upraszcza procedurę operacyjną i zmniejsza obciążenie zwierzęcia.

Technika minimalnie inwazyjnego poprzecznego zwężenia aorty u myszy w celu indukcji przerostu lewej komory

Ten protokół przedstawia ulepszoną metodę uzyskiwania przejściowego przerostu mięśnia sercowego za pomocą wchłanialnego szwu, symulując zmniejszenie przerostu lewej komory po usunięciu przeciążenia ciśnieniowego. Może to być cenne dla badań nad wstępnym kondycjonowaniem przerostu mięśnia sercowego.

Operacyjne poprzeczne zwężenie aorty z wchłanialnym szwem w celu uzyskania przejściowego przerostu mięśnia sercowego

Obecny protokół opisuje zmodyfikowaną i uproszczoną technikę z minimalnie inwazyjną procedurą poprzecznego zwężenia aorty (TAC) przy użyciu samodzielnie wykonanego retraktora. Procedura ta może być przeprowadzona bez respiratora lub mikroskopu i wprowadza przeciążenie ciśnieniem, ostatecznie prowadząc do przerostu serca lub niewydolności serca.

Zmodyfikowana technika poprzecznego zwężenia aorty u myszy

Zakażenie myszy adenowirusem wykazującym ekspresję głównego ludzkiego autoantygenu cytochromu P450 2D6 (hCYP2D6), rozpoznawanego przez surowice pacjentów cierpiących na autoimmunologiczne zapalenie wątroby typu 2, prowadzi do utrwalonej formy autoimmunologicznej choroby wątroby charakteryzującej się rozległym zapaleniem wątroby, włóknieniem oraz generowaniem swoistej odpowiedzi immunologicznej przeciwko CYP2D6.

Model zwierzęcy CYP2D6: Jak indukować autoimmunologiczne zapalenie wątroby u myszy

Poznaj technikę poprzecznego zwężenia aorty u myszy w modelu z zamkniętą klatką piersiową. Ta metoda minimalnie inwazyjna wywołuje przerost lewej komory przy zminimalizowanym urazie chirurgicznym.

Model z zamkniętą klatką piersiową do wywoływania poprzecznego zwężenia aorty u myszy

Przeglądaj więcej filmów