-1::1
Simple Hit Counter
Skip to content

Products

Solutions

×
×
Sign In

PL

EN - EnglishCN - 简体中文DE - DeutschES - EspañolKR - 한국어IT - ItalianoFR - FrançaisPT - Português do BrasilPL - PolskiHE - עִבְרִיתRU - РусскийJA - 日本語TR - TürkçeAR - العربية
Sign In Start Free Trial

RESEARCH

JoVE Journal

Peer reviewed scientific video journal

Behavior
Biochemistry
Bioengineering
Biology
Cancer Research
Chemistry
Developmental Biology
View All
JoVE Encyclopedia of Experiments

Video encyclopedia of advanced research methods

Biological Techniques
Biology
Cancer Research
Immunology
Neuroscience
Microbiology
JoVE Visualize

Visualizing science through experiment videos

EDUCATION

JoVE Core

Video textbooks for undergraduate courses

Analytical Chemistry
Anatomy and Physiology
Biology
Cell Biology
Chemistry
Civil Engineering
Electrical Engineering
View All
JoVE Science Education

Visual demonstrations of key scientific experiments

Advanced Biology
Basic Biology
Chemistry
View All
JoVE Lab Manual

Videos of experiments for undergraduate lab courses

Biology
Chemistry

BUSINESS

JoVE Business

Video textbooks for business education

Accounting
Finance
Macroeconomics
Marketing
Microeconomics

OTHERS

JoVE Quiz

Interactive video based quizzes for formative assessments

Authors

Teaching Faculty

Librarians

K12 Schools

Products

RESEARCH

JoVE Journal

Peer reviewed scientific video journal

JoVE Encyclopedia of Experiments

Video encyclopedia of advanced research methods

JoVE Visualize

Visualizing science through experiment videos

EDUCATION

JoVE Core

Video textbooks for undergraduates

JoVE Science Education

Visual demonstrations of key scientific experiments

JoVE Lab Manual

Videos of experiments for undergraduate lab courses

BUSINESS

JoVE Business

Video textbooks for business education

OTHERS

JoVE Quiz

Interactive video based quizzes for formative assessments

Solutions

Authors
Teaching Faculty
Librarians
K12 Schools

Language

pl_PL

EN

English

CN

简体中文

DE

Deutsch

ES

Español

KR

한국어

IT

Italiano

FR

Français

PT

Português do Brasil

PL

Polski

HE

עִבְרִית

RU

Русский

JA

日本語

TR

Türkçe

AR

العربية

    Menu

    JoVE Journal

    Behavior

    Biochemistry

    Bioengineering

    Biology

    Cancer Research

    Chemistry

    Developmental Biology

    Engineering

    Environment

    Genetics

    Immunology and Infection

    Medicine

    Neuroscience

    Menu

    JoVE Encyclopedia of Experiments

    Biological Techniques

    Biology

    Cancer Research

    Immunology

    Neuroscience

    Microbiology

    Menu

    JoVE Core

    Analytical Chemistry

    Anatomy and Physiology

    Biology

    Cell Biology

    Chemistry

    Civil Engineering

    Electrical Engineering

    Introduction to Psychology

    Mechanical Engineering

    Medical-Surgical Nursing

    View All

    Menu

    JoVE Science Education

    Advanced Biology

    Basic Biology

    Chemistry

    Clinical Skills

    Engineering

    Environmental Sciences

    Physics

    Psychology

    View All

    Menu

    JoVE Lab Manual

    Biology

    Chemistry

    Menu

    JoVE Business

    Accounting

    Finance

    Macroeconomics

    Marketing

    Microeconomics

Start Free Trial
Loading...
Home
JoVE Journal
Behavior
Nieinwazyjne, wysokoprzepustowe określanie czasu trwania snu u gryzoni
Nieinwazyjne, wysokoprzepustowe określanie czasu trwania snu u gryzoni
JoVE Journal
Behavior
A subscription to JoVE is required to view this content.  Sign in or start your free trial.
JoVE Journal Behavior
Noninvasive, High-throughput Determination of Sleep Duration in Rodents

Nieinwazyjne, wysokoprzepustowe określanie czasu trwania snu u gryzoni

Full Text
8,123 Views
07:33 min
April 18, 2018

DOI: 10.3791/57420-v

R. Michelle Saré1, Abigail Lemons1, Anita Torossian1, Carolyn Beebe Smith1

1Section on Neuroadaptation and Protein Metabolism, National Institute of Mental Health,National Institutes of Health

AI Banner

Please note that some of the translations on this page are AI generated. Click here for the English version.

Opisujemy wysokoprzepustową metodę pomiaru snu za pomocą monitorowania w domowej klatce opartej na aktywności. Ta metoda ma przewagę nad tradycyjnymi metodami opartymi na EEG. Jest dobrze zwalidowany do określania całkowitego czasu trwania snu i może być potężnym narzędziem do monitorowania snu w modelach chorób ludzkich u gryzoni.

Ogólnym celem tego eksperymentu jest zarejestrowanie całkowitego czasu trwania snu w sposób wysokoprzepustowy i nieinwazyjny. Ta metoda może pomóc odpowiedzieć na kluczowe pytania w dziedzinie snu, takie jak całkowity czas trwania snu. Główną zaletą tej techniki jest to, że jest ona wysoce przepustowa, nieinwazyjna i łatwa do wykonania.

Procedurę zademonstruje Abigail Lemons, absolwentka studiów podyplomowych z laboratorium. Aby rozpocząć procedurę, ustaw detektor naprzeciwko emitera. Upewnij się, że wiązki podczerwieni są skierowane do wewnątrz i są ustawione na tej samej wysokości.

Następnie za pomocą dostarczonych ustaw detektory i emitery na żądanej wysokości na metalowym stojaku. Wysokość ta powinna być dostosowana tak, aby ściółka klatki znajdowała się poniżej poziomu wiązek podczerwieni, ale wiązka znajdowała się na odpowiedniej wysokości, aby wykryć aktywność zwierząt. Tworzy to obszar wewnętrzny o wymiarach 27 centymetrów na 32 centymetry.

Następnie podłącz do każdego detektora z każdym emiterem. Podłącz nadajnik do dostarczonego koncentratora połączonego z odbiornikiem. Wykonaj to zarówno dla płaszczyzny X, jak i Y.

Powtórz to dla wszystkich konfiguracji. Następnie podłącz odbiornik do komputera za pomocą dostarczonego koncentratora USB. Aby skonfigurować oprogramowanie, kliknij plik, a następnie otwórz konfigurację eksperymentu, aby otworzyć domyślną konfigurację eksperymentu.

Następnie kliknij experiment, właściwości. Następnie kliknij kartę skanowania. Zmień szybkość skanowania na 10 sekund.

Następnie kliknij kartę aktywności. Zmień częstotliwość próbkowania aktywności na 10 sekund. Następnie kliknij file, zapisz konfigurację eksperymentu jako, aby zapisać te ustawienia konfiguracji dla przyszłych eksperymentów.

Na tym etapie pojedynczo trzyma myszy w czystych klatkach o długości 31 centymetrów i szerokości 16,5 centymetra. Aby zapobiec gromadzeniu się ściółki przez myszy i zasłanianiu belek, używaj ściółki na głębokości 3 milimetrów i nie dostarczaj dodatkowego materiału do gniazdowania. Zapewnij myszom dostęp do pożywienia i wody ad libitum za pomocą podajnika drutu, który spoczywa na górze klatki, z dala od belek.

W razie potrzeby należy uzupełnić karmę i zmienić butelki z wodą, gdy klatki są zmieniane co trzy do pięciu dni przez cały czas trwania badania. Następnie wyrównaj klatkę myszy wewnątrz zestawu wiązki podczerwieni, upewniając się, że spoczywa mniej więcej pośrodku ziaren, aby uzyskać pełne pokrycie. Teraz otwórz domyślny plik konfiguracyjny.

Kliknij plik, otwórz konfigurację eksperymentu, aby otworzyć żądaną lub domyślną konfigurację eksperymentu. Następnie kliknij Eksperyment, a następnie Konfiguracja. Wyznacz lokalizację, w której ma zostać zapisany plik danych, a także lokalizację, w której ma zostać zapisany plik kopii zapasowej.

Następnie przypisz identyfikator zwierzęcia do każdej komory do spania i w razie potrzeby wprowadź wagę zwierzęcia. Jeśli komora nie jest używana w eksperymencie, odznaczenie tego pola dezaktywuje tę komorę. Po wprowadzeniu informacji identyfikacyjnych kliknij przycisk Gotowe.

Kliknij pozycję plik, zapisz eksperyment jako, aby zapisać bieżącą konfigurację eksperymentu pod żądaną nazwą pliku. Następnie kliknij Eksperyment, Uruchom, aby rozpocząć nagrywanie. Poczekaj na 10-sekundową epokę, aby upewnić się, że wszystkie komory nabierają aktywności.

Ponieważ zwierzętom właśnie wstrzyknięto, jest wysoce prawdopodobne, że będą się poruszać na tyle, aby mogły zostać wykryte przez wiązki podczerwone. Następnego dnia, w momencie wstrzyknięcia, kliknij eksperyment, a następnie zatrzymaj się, aby zakończyć nagrywanie. Następnie kliknij plik, eksportuj, wygeneruj pliki CSV tematu, aby zebrać surowe dane dla każdej myszy.

Następnie kliknij file, export and sleep analysis (Plik), eksportuj i analizuj sen, aby wyeksportować plik snu dla każdego eksperymentu, otwierając plik raw. Plik danych CDTA. W obszarze źródła aktywności parametrów wykrywania upewnij się, że zaznaczone są pola oś X i oś Y.

Następnie w obszarze Epoki progu uśpienia upewnij się, że wybrano cztery epoki. W obszarze Próg aktywności progu uśpienia upewnij się, że wybrano 0 zliczeń, a w obszarze Cykl jasny-ciemny sprawdź odpowiedni czas dla cyklu jasnego-ciemnego. W oknie zestawienia wybierz żądany czas analizy.

W przypadku badań z wstrzykiwaniami należy pozostawić dzień jako domyślny. Ustaw czas rozpoczęcia jako ExpSTART, a czas trwania jako 24:00 na 24 godziny. Zapisz konfigurację, aby zaoszczędzić czas na eksport danych, a następnie kliknij przycisk aktualizuj.

Kliknij przycisk generuj plik CSV i zapisz plik w żądanej lokalizacji. Aby przeanalizować dane dla każdej sesji nagrywania, otwórz plik uśpienia. Aby przypisać identyfikator obiektu, otwórz indywidualny plik CSV dla każdej komory, aby określić identyfikator obiektu.Zapisz sen, godziny, minuty i sekundy TOT, zarówno dla fazy jasnej, jak i ciemnej dla wszystkich zwierząt.

Sprawdź, czy w pliku CSV z danym tematem nie ma niespójności wskazujących na niepowodzenie nagrywania. Jeśli liczba świateł drogowych zostanie wykryta w jednej płaszczyźnie, ale nie zostaną zaobserwowane żadne liczby na drugiej płaszczyźnie, oznacza to awarię wiązki. Ten rysunek pokazuje, że myszy otrzymywały codzienne zastrzyki IP soli fizjologicznej lub 30% cyklodekstryny o godzinie 9 rano.

w fazie światła. Pola wokół strzałek wskazują zmianę klatki. Testy T post hoc sugerują, że czas trwania snu różnił się w fazie światła pierwszego dnia od innych dni, co wskazuje na przyzwyczajenie zarówno do konfiguracji snu, jak i zastrzyków IP.

Sen został skrócony przez zmiany klatek w szóstym, dziewiątym i trzynastym dniu w porównaniu z innymi dniami. Czas snu po wstrzyknięciach cyklodekstryny był stosunkowo stabilny w dniach, w których klatki nie były zmieniane, co wskazuje, że myszy przyzwyczaiły się do wstrzyknięć cyklodekstryny IP. Po opanowaniu konfiguracji można przeprowadzić w mniej niż godzinę, a analizę można również przeprowadzić bardzo szybko.

Po tej procedurze można wykonać inne metody, takie jak EEG, aby odpowiedzieć na dodatkowe pytania, takie jak fragmentacja snu lub fazy snu.

View the full transcript and gain access to thousands of scientific videos

Sign In Start Free Trial

Explore More Videos

Słowa kluczowe: Czas trwania snu nieinwazyjny wysoka przepustowość gryzonie wiązki podczerwieni wykrywanie aktywności konfiguracja eksperymentu konfiguracja klatki głębokość ściółki dostęp do jedzenia i wody zbieranie danych

Related Videos

Jednoczesna elektroencefalografia, pomiar stężenia mleczanu w czasie rzeczywistym i optogenetyczna manipulacja aktywnością neuronalną w korze mózgowej gryzoni

10:45

Jednoczesna elektroencefalografia, pomiar stężenia mleczanu w czasie rzeczywistym i optogenetyczna manipulacja aktywnością neuronalną w korze mózgowej gryzoni

Related Videos

20.7K Views

Manipulacja optogenetyczna obwodów neuronowych w celu przejścia ze snu do czuwania u myszy

05:54

Manipulacja optogenetyczna obwodów neuronowych w celu przejścia ze snu do czuwania u myszy

Related Videos

233 Views

Analiza zachowań związanych ze snem u myszy za pomocą elektroencefalogramu i zapisów elektromiogramu

05:00

Analiza zachowań związanych ze snem u myszy za pomocą elektroencefalogramu i zapisów elektromiogramu

Related Videos

1.3K Views

Procedura rejestracji poligraficznej do pomiaru snu u myszy

08:45

Procedura rejestracji poligraficznej do pomiaru snu u myszy

Related Videos

24.9K Views

Test czujności psychomotorycznej gryzoni (rPVT): metoda oceny sprawności neurobehawioralnej u szczurów i myszy

07:47

Test czujności psychomotorycznej gryzoni (rPVT): metoda oceny sprawności neurobehawioralnej u szczurów i myszy

Related Videos

12.6K Views

Kwantyfikacja dynamiki mocy widmowej i tętna w podczerwieni u śpiących myszy

10:56

Kwantyfikacja dynamiki mocy widmowej i tętna w podczerwieni u śpiących myszy

Related Videos

10.4K Views

Przewlekły brak snu u młodych myszy poprzez delikatne obchodzenie się z nim

03:46

Przewlekły brak snu u młodych myszy poprzez delikatne obchodzenie się z nim

Related Videos

10.7K Views

Manipulacja optogenetyczna obwodów nerwowych podczas monitorowania stanów snu/czuwania u myszy

08:58

Manipulacja optogenetyczna obwodów nerwowych podczas monitorowania stanów snu/czuwania u myszy

Related Videos

10.3K Views

Ustanowienie urządzenia do deprywacji snu u myszy

05:05

Ustanowienie urządzenia do deprywacji snu u myszy

Related Videos

2.2K Views

Wysokoprzepustowe badania przesiewowe leków małocząsteczkowych w kierunku zaburzeń snu związanych z wiekiem przy użyciu Drosophila melanogaster

05:59

Wysokoprzepustowe badania przesiewowe leków małocząsteczkowych w kierunku zaburzeń snu związanych z wiekiem przy użyciu Drosophila melanogaster

Related Videos

2.9K Views

JoVE logo
Contact Us Recommend to Library
Research
  • JoVE Journal
  • JoVE Encyclopedia of Experiments
  • JoVE Visualize
Business
  • JoVE Business
Education
  • JoVE Core
  • JoVE Science Education
  • JoVE Lab Manual
  • JoVE Quizzes
Solutions
  • Authors
  • Teaching Faculty
  • Librarians
  • K12 Schools
About JoVE
  • Overview
  • Leadership
Others
  • JoVE Newsletters
  • JoVE Help Center
  • Blogs
  • Site Maps
Contact Us Recommend to Library
JoVE logo

Copyright © 2025 MyJoVE Corporation. All rights reserved

Privacy Terms of Use Policies
WeChat QR code