RESEARCH
Peer reviewed scientific video journal
Video encyclopedia of advanced research methods
Visualizing science through experiment videos
EDUCATION
Video textbooks for undergraduate courses
Visual demonstrations of key scientific experiments
BUSINESS
Video textbooks for business education
OTHERS
Interactive video based quizzes for formative assessments
Products
RESEARCH
JoVE Journal
Peer reviewed scientific video journal
JoVE Encyclopedia of Experiments
Video encyclopedia of advanced research methods
EDUCATION
JoVE Core
Video textbooks for undergraduates
JoVE Science Education
Visual demonstrations of key scientific experiments
JoVE Lab Manual
Videos of experiments for undergraduate lab courses
BUSINESS
JoVE Business
Video textbooks for business education
Solutions
Language
pl_PL
Menu
Menu
Menu
Menu
DOI: 10.3791/57420-v
Please note that some of the translations on this page are AI generated. Click here for the English version.
Opisujemy wysokoprzepustową metodę pomiaru snu za pomocą monitorowania w domowej klatce opartej na aktywności. Ta metoda ma przewagę nad tradycyjnymi metodami opartymi na EEG. Jest dobrze zwalidowany do określania całkowitego czasu trwania snu i może być potężnym narzędziem do monitorowania snu w modelach chorób ludzkich u gryzoni.
Ogólnym celem tego eksperymentu jest zarejestrowanie całkowitego czasu trwania snu w sposób wysokoprzepustowy i nieinwazyjny. Ta metoda może pomóc odpowiedzieć na kluczowe pytania w dziedzinie snu, takie jak całkowity czas trwania snu. Główną zaletą tej techniki jest to, że jest ona wysoce przepustowa, nieinwazyjna i łatwa do wykonania.
Procedurę zademonstruje Abigail Lemons, absolwentka studiów podyplomowych z laboratorium. Aby rozpocząć procedurę, ustaw detektor naprzeciwko emitera. Upewnij się, że wiązki podczerwieni są skierowane do wewnątrz i są ustawione na tej samej wysokości.
Następnie za pomocą dostarczonych ustaw detektory i emitery na żądanej wysokości na metalowym stojaku. Wysokość ta powinna być dostosowana tak, aby ściółka klatki znajdowała się poniżej poziomu wiązek podczerwieni, ale wiązka znajdowała się na odpowiedniej wysokości, aby wykryć aktywność zwierząt. Tworzy to obszar wewnętrzny o wymiarach 27 centymetrów na 32 centymetry.
Następnie podłącz do każdego detektora z każdym emiterem. Podłącz nadajnik do dostarczonego koncentratora połączonego z odbiornikiem. Wykonaj to zarówno dla płaszczyzny X, jak i Y.
Powtórz to dla wszystkich konfiguracji. Następnie podłącz odbiornik do komputera za pomocą dostarczonego koncentratora USB. Aby skonfigurować oprogramowanie, kliknij plik, a następnie otwórz konfigurację eksperymentu, aby otworzyć domyślną konfigurację eksperymentu.
Następnie kliknij experiment, właściwości. Następnie kliknij kartę skanowania. Zmień szybkość skanowania na 10 sekund.
Następnie kliknij kartę aktywności. Zmień częstotliwość próbkowania aktywności na 10 sekund. Następnie kliknij file, zapisz konfigurację eksperymentu jako, aby zapisać te ustawienia konfiguracji dla przyszłych eksperymentów.
Na tym etapie pojedynczo trzyma myszy w czystych klatkach o długości 31 centymetrów i szerokości 16,5 centymetra. Aby zapobiec gromadzeniu się ściółki przez myszy i zasłanianiu belek, używaj ściółki na głębokości 3 milimetrów i nie dostarczaj dodatkowego materiału do gniazdowania. Zapewnij myszom dostęp do pożywienia i wody ad libitum za pomocą podajnika drutu, który spoczywa na górze klatki, z dala od belek.
W razie potrzeby należy uzupełnić karmę i zmienić butelki z wodą, gdy klatki są zmieniane co trzy do pięciu dni przez cały czas trwania badania. Następnie wyrównaj klatkę myszy wewnątrz zestawu wiązki podczerwieni, upewniając się, że spoczywa mniej więcej pośrodku ziaren, aby uzyskać pełne pokrycie. Teraz otwórz domyślny plik konfiguracyjny.
Kliknij plik, otwórz konfigurację eksperymentu, aby otworzyć żądaną lub domyślną konfigurację eksperymentu. Następnie kliknij Eksperyment, a następnie Konfiguracja. Wyznacz lokalizację, w której ma zostać zapisany plik danych, a także lokalizację, w której ma zostać zapisany plik kopii zapasowej.
Następnie przypisz identyfikator zwierzęcia do każdej komory do spania i w razie potrzeby wprowadź wagę zwierzęcia. Jeśli komora nie jest używana w eksperymencie, odznaczenie tego pola dezaktywuje tę komorę. Po wprowadzeniu informacji identyfikacyjnych kliknij przycisk Gotowe.
Kliknij pozycję plik, zapisz eksperyment jako, aby zapisać bieżącą konfigurację eksperymentu pod żądaną nazwą pliku. Następnie kliknij Eksperyment, Uruchom, aby rozpocząć nagrywanie. Poczekaj na 10-sekundową epokę, aby upewnić się, że wszystkie komory nabierają aktywności.
Ponieważ zwierzętom właśnie wstrzyknięto, jest wysoce prawdopodobne, że będą się poruszać na tyle, aby mogły zostać wykryte przez wiązki podczerwone. Następnego dnia, w momencie wstrzyknięcia, kliknij eksperyment, a następnie zatrzymaj się, aby zakończyć nagrywanie. Następnie kliknij plik, eksportuj, wygeneruj pliki CSV tematu, aby zebrać surowe dane dla każdej myszy.
Następnie kliknij file, export and sleep analysis (Plik), eksportuj i analizuj sen, aby wyeksportować plik snu dla każdego eksperymentu, otwierając plik raw. Plik danych CDTA. W obszarze źródła aktywności parametrów wykrywania upewnij się, że zaznaczone są pola oś X i oś Y.
Następnie w obszarze Epoki progu uśpienia upewnij się, że wybrano cztery epoki. W obszarze Próg aktywności progu uśpienia upewnij się, że wybrano 0 zliczeń, a w obszarze Cykl jasny-ciemny sprawdź odpowiedni czas dla cyklu jasnego-ciemnego. W oknie zestawienia wybierz żądany czas analizy.
W przypadku badań z wstrzykiwaniami należy pozostawić dzień jako domyślny. Ustaw czas rozpoczęcia jako ExpSTART, a czas trwania jako 24:00 na 24 godziny. Zapisz konfigurację, aby zaoszczędzić czas na eksport danych, a następnie kliknij przycisk aktualizuj.
Kliknij przycisk generuj plik CSV i zapisz plik w żądanej lokalizacji. Aby przeanalizować dane dla każdej sesji nagrywania, otwórz plik uśpienia. Aby przypisać identyfikator obiektu, otwórz indywidualny plik CSV dla każdej komory, aby określić identyfikator obiektu.Zapisz sen, godziny, minuty i sekundy TOT, zarówno dla fazy jasnej, jak i ciemnej dla wszystkich zwierząt.
Sprawdź, czy w pliku CSV z danym tematem nie ma niespójności wskazujących na niepowodzenie nagrywania. Jeśli liczba świateł drogowych zostanie wykryta w jednej płaszczyźnie, ale nie zostaną zaobserwowane żadne liczby na drugiej płaszczyźnie, oznacza to awarię wiązki. Ten rysunek pokazuje, że myszy otrzymywały codzienne zastrzyki IP soli fizjologicznej lub 30% cyklodekstryny o godzinie 9 rano.
w fazie światła. Pola wokół strzałek wskazują zmianę klatki. Testy T post hoc sugerują, że czas trwania snu różnił się w fazie światła pierwszego dnia od innych dni, co wskazuje na przyzwyczajenie zarówno do konfiguracji snu, jak i zastrzyków IP.
Sen został skrócony przez zmiany klatek w szóstym, dziewiątym i trzynastym dniu w porównaniu z innymi dniami. Czas snu po wstrzyknięciach cyklodekstryny był stosunkowo stabilny w dniach, w których klatki nie były zmieniane, co wskazuje, że myszy przyzwyczaiły się do wstrzyknięć cyklodekstryny IP. Po opanowaniu konfiguracji można przeprowadzić w mniej niż godzinę, a analizę można również przeprowadzić bardzo szybko.
Po tej procedurze można wykonać inne metody, takie jak EEG, aby odpowiedzieć na dodatkowe pytania, takie jak fragmentacja snu lub fazy snu.
View the full transcript and gain access to thousands of scientific videos
Related Videos
10:45
Related Videos
20.7K Views
05:54
Related Videos
233 Views
05:00
Related Videos
1.3K Views
08:45
Related Videos
24.9K Views
07:47
Related Videos
12.6K Views
10:56
Related Videos
10.4K Views
03:46
Related Videos
10.7K Views
08:58
Related Videos
10.3K Views
05:05
Related Videos
2.2K Views
05:59
Related Videos
2.9K Views