Name: Kluczowe elementy testu biologicznego przyciągania zdjęć do badań owadów lub programów monitorowania (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2018-07-26T12:30:00.000+00:00
Duration: 5 min 17 s
Description: Poznaj test biologiczny przyciągania zdjęć do badań zachowań owadów i optymalizacji pułapek. Ta metoda pozwala ocenić atrakcyjność kolorów światła w laboratorium przed kosztownymi badaniami terenowymi.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

1. Składniki testu biologicznego
<ol>
	<li>Budowa areny naziemnej
	<ol>
		<li>Stosować metalowe paski obróbki blacharskiej o długości 2,54 cm. Zegnij każdy pasek w półkole o średnicy 15,24 cm (<silna klasa="xfig">Rysunek 1).</li>
		<li>Połącz końce każdego półkola i uformuj kształt liścia koniczyny z czterech części. Podłącz nakrętkę zabezpieczającą i maszynową #10 do końców każdego półkoła, aby utrzymać je razem.</li>
		<li>Wywierć otwór w środku każdego półkola 0,79 cm od dołu areny. Przymocuj oprawki LED 5 mm do otworów wywierconych w środku każdego półkola.</li>
		<li>W celu zmniejszenia odbicia spryskaj czarną matową farbę w sprayu na całej arenie14, aby pokryć metalową obróbkę blacharską. Użyj płynnej tekstury (np. Fluon), aby zapobiec wydostawaniu się owadów z areny po farbie w sprayu.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Budowa areny powietrznej 
	UWAGA: Arena powietrzna ma podobny rozmiar i wymiar do areny ziemskiej; jednak użyto materiału poliakrylowego (<silna klasa="xfig">Rysunek 2). Przezroczyste tworzywo sztuczne przepuszcza całe światło. Przezroczysty plastik zapobiega odbiciom, które przeszkadzają w eksperymencie. Przezroczysty plastik umożliwia również filmowanie eksperymentu.
	<ol>
		<li>Nawlecz najdalsze punkty każdego półkola, aby umożliwić przykręcenie pojemników do zbierania na głównej arenie. Kształt liścia koniczyny odsyła owady z powrotem do środka. Brak zewnętrznych narożników zachęca do gromadzenia się owadów; Jednak kubki do zbierania owadów powietrznych mają wszystkie narożniki wewnętrzne i nie mają narożników zewnętrznych.</li>
		<li>Do pojemników zbiorczych na arenie powietrznej należy użyć zakręcanych pojemników z polimetylopentenu (125 ml, średnica zewnętrzna 64 mm, wysokość 74 mm) i wywiercić dno (średnica 15 mm).</li>
		<li>Do każdego z dna kontenerów należy przymocować rury gwintowane (średnica 15 mm, długość 60 mm).</li>
		<li>Przymocuj uchwyt LED 5 mm do pokrywek każdego pojemnika. Nakręcić każdą pokrywę klatki zbiorczej na duży otwór klatek zbiorczych.</li>
		<li>Umieść gwintowaną rurę z areny w małym otworze po przeciwnej stronie klatki zbiorczej. Upewnij się, że cały gwintowany koniec rury jest równo ze ścianami wewnątrz areny i ściśle przylega do klatki zbiorczej. 
		UWAGA: Rura gwintowana została wykonana z teflonu. Teflon świeci kolorem diody LED, w której znajduje się jego klatka zbiorcza. Gwintowana rura była jedynym elementem, który świeci w stosunku do owadów na arenie ze względu na szarą plastikową substancję u podstawy każdej klatki zbiorczej.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Przygotowanie elektroniki 
	UWAGA: Istnieją różne kolory (długości fal) diod LED, które są zależne od substancji chemicznych użytych do budowy diody LED, dlatego możliwa jest szeroka gama kolorów (tabela 1).
	<ol>
		<li>Do wszystkich eksperymentów używaj standardowych diod LED 5 mm z przewodami dodatnimi i ujemnymi. Diody LED mogą być wąskie w swoim zakresie długości fal ± 5 nm lub mogą być duże w swoim zakresie długości fal ± 50 nm.</li>
		<li>Zdefiniuj kąt widzenia jako maksymalny kąt stożkowy, pod którym można wyświetlić wyświetlacz. Są to inaczej znane jako diody LED z otworami przelotowymi. Diody LED z otworami przelotowymi wymagają szczelin przelotowych na płytce drukowanej, wiązki przewodów lub przewodów przylutowanych do zacisków ujemnych i dodatnich. Diody LED do montażu powierzchniowego wymagają odpowiedniego zaprojektowania płytki drukowanej i, aby je zastosować.</li>
		<li>Włącz rezystory zmienne do elektroniki, aby sterować poborem mocy LED (natężeniem diody LED) (<silna klasa="xfig">Rysunek 3). Użyj spektrometru światła, aby sprawdzić natężenie (W/m2) i długość fali (nm) diod LED dla każdego eksperymentu.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
2. Przygotowanie areny
<ol>
	<li>Przed i pomiędzy każdą repliką ostrożnie zdemontuj i wyczyść arenę za pomocą bezwonnego, nieściernego mydła w ciepłej wodzie, aby usunąć wszelkie zapachy lub niechciane atraktanty. Użyj gąbki o niskim poziomie ścierności, aby uniknąć zarysowania areny.
	<ol>
		<li>Dokładnie osusz arenę i odłóż ją na bok, aby zakończyć suszenie na powietrzu w ramach przygotowań do następnej próby. Zapobiegnie to powstawaniu plam wodnych. Zadrapania i plamy wodne mogą powodować załamanie w tych punktach na arenie. Zniekształcenia powodują błąd w wynikach.</li>
		<li>Zawsze, gdy trzeba obchodzić się z areną, noś rękawice nitrylowe, aby uniknąć wprowadzania ludzkich zapachów na powierzchnię areny.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Zapisz następujące warunki środowiskowe: wilgotność, temperaturę, ciśnienie atmosferyczne, datę, godzinę rozpoczęcia/zakończenia, zewnętrzne źródła światła i pozycje diod LED na arenie. Rejestruj te wartości i monitoruj ich trendy z eksperymentu na eksperyment. Zapewnia to właściwe, jednolite kontrpróby eksperymentalne, rejestruje warunki środowiskowe przed i po powtórzeniach.</li>
	<li>Rodzaje eksperymentów 
	UWAGA: Ta konfiguracja jest zdolna do pojedynczych i konkurencyjnych testów świetlnych.
	<ol>
		<li>Do testowania pojedynczego światła użyj jednego światła emitującego na pojedynczy liść koniczyny, podczas gdy reszta liści koniczyny nie ma nic emitowanego z nich.</li>
		<li>W eksperymencie konkurencyjnym emituj światło ze wszystkich czterech liści koniczyny o różnych cechach, które konkurują ze sobą. 
		UWAGA: Inne eksperymenty mogą ocenić znaczenie stanu owadów (nakarmione, zagłodzone, teneralne, kryte, karmione krwią itp.) i etapu historii życia. Oprogramowanie do rejestrowania/analizy behawioralnej może być używane do rejestrowania i ilościowego określania zachowania. Do eksperymentów nocnych można użyć kamer na podczerwień do oglądania owadów, które będą świecić na biało w nagraniu w podczerwieni w przeciwieństwie do ciemnej areny.</li>
		<li>Obracaj pozycje diod LED po każdym powtórzeniu, aby kontrolować potencjalny wpływ interferencji światła między przeciwstawnymi źródłami światła i wszelkie preferencje środowiskowe.</li>
		<li>Aby policzyć liczbę kolekcji owadów, które nie wchodzą do, użyj diod LED na podczerwień, kamery na podczerwień i software14. Nagranie wideo pokaże liczbę wizyt chrząszczy na każdej diodzie LED. Kolekcja nie jest liczona, chyba że owad przesunie się ze środka areny w kierunku diody LED, a nie podąża za krawędzią obok diody LED.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Konfiguracja areny
	<ol>
		<li>Ustaw postument z czterema identycznymi słoikami z masonem i połóż na nich czarną lnianą szmatkę. Lniana tkanina jest, aby światło nie odbijało się od dna areny.</li>
		<li>Umieść płytę podstawy areny na szczycie tego cokołu. Zmontuj każdy element areny na tej płycie podstawy.</li>
		<li>Umieść arenę koniczyny centralnie wokół punktu zwolnienia w płycie podstawy. Utrzymanie tego środka pozwala owadom wyłonić się z centrum eksperymentu, nie dając im żadnych początkowych preferencji.</li>
		<li>Zamontuj diody elektroluminescencyjne (LED) w czterech oprawkach LED pojemnika zbiorczego.</li>
		<li>Skonfiguruj sprzęt elektryczny do sterowania oświetleniem.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
3. Rozpoczynanie testów biologicznych
<ol>
	<li>Umieść przezroczystą pokrywę areny na arenie równolegle do płyty podstawy. Jeśli owady zostaną uwolnione przez płytę podstawy, pokrywa areny powinna już znajdować się na arenie. Zawiera on owady i umożliwia ocenę wizualną lub nagrywanie wideo (owady lądowe).
	<ol>
		<li>Jeśli jest to konieczne przez gatunki (owady powietrzne), tymczasowo unieruchomić owady, aby umożliwić wydobycie z ich klatek (wynurzających) się i umożliwić wprowadzenie na arenę. Ogłuszanie owadów można osiągnąć za pomocą tymczasowego dwutlenku węgla lub niskiej temperatury (< -20 °C w przypadku muszek do -4,0 °C w przypadku komarów).</li>
		<li>Za pomocą aspiratora wyekstrahuj pożądaną płeć i liczbę owadów z powalonych owadów. Następnie wprowadź owady na arenę przez płytę podstawy. Użyj fajki lub innego narzędzia do aspiracji do ekstrakcji owadów. Zbyt częste obchodzenie się z nimi lub długa ekspozycja skracają przeżywalność.</li>
		<li>Rozpocznij nagrania/ocenę testu biologicznego przed aklamacją, aby potwierdzić, że owady reagują tylko na światło i nie wykazują reakcji ucieczki. Aby uniknąć reakcji ucieczki, zapewnij owadom czas aklimatyzacji wynoszący 1 godzinę przed włączeniem elektroniki. Owady orientują się w kierunku określonych długości fal światła podczas reakcji ucieczki po umieszczeniu w nowym środowisku.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
4. Zakończenie i kwantyfikacja testów biologicznych
UWAGA: Czas trwania każdej eksperymentalnej repliki będzie zależał od zachowania owadów i czasu reakcji, zazwyczaj używaj dłuższej ekspozycji, więcej odpowiedzi jest bardziej pouczających.
<ol>
	<li>Rejestruj warunki środowiskowe.</li>
	<li>Zatrzymaj nagrywanie, takie jak kamera na podczerwień, jeśli jest używana.</li>
	<li>W przypadku korzystania z komór zbiorczych: po każdym powtórzeniu należy umieścić arenę koniczyny w zamrażarce, aby zabić owady w celu określenia ilościowego. Areny nie należy pozostawiać w zamrażarce zbyt długo, ponieważ zamarzanie może spowodować pękanie plastiku.</li>
	<li>Określ ilościowo zachowanie owadów, licząc osoby reagujące na owady w klatkach zbiorczych lub analizując wideo. Owady, które pozostały na arenie koniczyny, zostały policzone jako te, które nie dokonały wyboru. Na przykład okazało się, że Culicoides są najbardziej przyciągane do światła UV w porównaniu z brakiem wyboru7.</li>
</ol>

<ol><li>Briscoe, A. D., Chittka, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+evolution+of+color+vision+in+insects%5BTitle%5D)+AND+%22Annu.+Rev.+Entomol%22%5BJournal%5D)">The evolution of color vision in insects.</a> Annu. Rev. Entomol. 46, 471-510 (2001).</li>
<li>Srinivasan, M. V., Venkatesh, S. Embodying natural vision into machines. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aSrinivasan%2C+MV+%22From+living+eyes+to+seeing+machines%22">From living eyes to seeing machines</a>. , Oxford University Press. U.K. 249-265 (1997).</li>
<li>Srinivasan, M., Moore, R. J. D., Thurrowgood, S., Soccol, D., Bland, D. From Biology to engineering: insect vision and applications to robotics. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aSrinivasan%2C+M+%22Frontiers+in+sensing%22">Frontiers in sensing</a>. Barth, F. G., Humphrey, J. A. C., Srinivasan, M. V. , Springer. Vienna, Austria. 19-39 (2012).</li>
<li>Allan, S. A., Day, J. F., Edman, J. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Visual+ecology+of+biting+flies%5BTitle%5D)+AND+%22Annu.Rev.+Entomol%22%5BJournal%5D)">Visual ecology of biting flies.</a> Annu.Rev. Entomol. 32, 297-316 (1987).</li>
<li>Brown, A. W. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Studies+of+the+responses+of+the+female+Aedes+mosquito+Part+V.+The+role+of+visual+factors%5BTitle%5D)+AND+%22Bull.+Entomol.+Res%22%5BJournal%5D)">Studies of the responses of the female Aedes mosquito Part V. The role of visual factors.</a> Bull. Entomol. Res. 44, 567-574 (1953).</li>
<li>Brown, A. W. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Studies+on+the+responses+of+the+female+Aedes+mosquito+Part+VI.+The+attractiveness+of+coloured+cloths+and+Canadian+species%5BTitle%5D)+AND+%22Bull.+Entomol.+Res%22%5BJournal%5D)">Studies on the responses of the female Aedes mosquito Part VI. The attractiveness of coloured cloths and Canadian species.</a> Bull. Entomol. Res. 45, 67-78 (1954).</li>
<li>Snyder, D., Cernicchiaro, N., Cohnstaedt, L. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Sugar-feeding+status+alters+biting+midge+photoattraction%5BTitle%5D)+AND+%22Med.+Vet.+Entomol%22%5BJournal%5D)">Sugar-feeding status alters biting midge photoattraction.</a> Med. Vet. Entomol. 30, 31-38 (2016).</li>
<li>Menzel, R., Shmida, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+ecology+of+flower+colours+and+the+natural+colour+vision+of+insect+pollinators%3A+The+Israeli+flora+as+a+study+case%5BTitle%5D)+AND+%22Biological+Reviews%22%5BJournal%5D)">The ecology of flower colours and the natural colour vision of insect pollinators: The Israeli flora as a study case.</a> Biological Reviews. 68, 81-120 (1993).</li>
<li>Walker, W. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Responses+of+selected+thysanoptera+to+colored+surfaces%5BTitle%5D)+AND+%22Environ.+Entomol%22%5BJournal%5D)">Responses of selected thysanoptera to colored surfaces.</a> Environ. Entomol. 3, 295-304 (1974).</li>
<li>Lelito, J. P., Fraser, I., Mastro, V. C., Tumlinson, J. H., Baker, T. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Novel+visual-cue-based+stickytraps+for+monitoring+of+emerald+ash+borers%2C+Agrilus+planipennis+%28Col.%2C+Buprestidae%29%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Appl.+Entomol%22%5BJournal%5D)">Novel visual-cue-based stickytraps for monitoring of emerald ash borers, Agrilus planipennis (Col., Buprestidae).</a> J. Appl. Entomol. 132, 668-674 (2008).</li>
<li>Diclaro, J. W. II, Cohnstaedt, L. W., Pereira, R. M., Allan, S. A., Koehler, P. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Behavioral+and+Physiological+Response+of+Musca+domestica+to+Colored+Visual+Targets%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Med.+Entomol%22%5BJournal%5D)">Behavioral and Physiological Response of Musca domestica to Colored Visual Targets.</a> J. Med. Entomol. 49 (1), 94D100(2012).</li>
<li>Steverding, D., Troscianko, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((On+the+role+of+blue+shadows+in+the+visual+behaviour+of+tsetse+flies%5BTitle%5D)+AND+%22Proc.+R.+Soc.+Lond.+B%22%5BJournal%5D)">On the role of blue shadows in the visual behaviour of tsetse flies.</a> Proc. R. Soc. Lond. B. 271, 16-17 (2004).</li>
<li>Cohnstaedt, L. W., Gillen, J. I., Munstermann, L. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Light-emitting+diode+technology+improves+insect+trapping%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Am.+Mosq.+Control+Assoc%22%5BJournal%5D)">Light-emitting diode technology improves insect trapping.</a> J. Am. Mosq. Control Assoc. 24, 331-334 (2008).</li>
<li>Duehl, A. J., Cohnstaedt, L. W., Arbogast, R. T., Teal, P. E. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Evaluating+light+attraction+to+increase+trap+efficiency+for+Tribolium+castaneum+%28Coleoptera%3A+Tenebrionidae%29%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Economic+Entomol%22%5BJournal%5D)">Evaluating light attraction to increase trap efficiency for Tribolium castaneum (Coleoptera: Tenebrionidae).</a> J. Economic Entomol. 104, 1430-1435 (2011).</li>
<li>Schmid, R. B., Snyder, D., Cohnstaedt, L. W., McCornack, B. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Hessian+Fly+%28Diptera%3A+Cecidomyiidae%29+Attraction+to+Different+Wavelengths+and+Intensities+of+Light-EmittingDiodes+in+the+Laboratory%5BTitle%5D)+AND+%22Environ.+Entomol%22%5BJournal%5D)">Hessian Fly (Diptera: Cecidomyiidae) Attraction to Different Wavelengths and Intensities of Light-EmittingDiodes in the Laboratory.</a> Environ. Entomol. 46 (4), 895-900 (2017).</li>
<li>Cohnstaedt, L. W., Snyder, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Design+features+of+a+proposed+insecticidal+sugar+trap+for+biting+midges%5BTitle%5D)+AND+%22Vet.+Ital%22%5BJournal%5D)">Design features of a proposed insecticidal sugar trap for biting midges.</a> Vet. Ital. 52 (3-4), 265-269 (2016).</li>
</ol>

Testy biologiczne przyciągania zdjęć są ważnym narzędziem do określania optymalnych atrakcyjnych kolorów i minimalizowania możliwości prób terenowych tych kolorów. Jednak przy optymalizacji testu biologicznego dla konkretnego owada należy wziąć pod uwagę kilka czynników, w tym: Pojedyncze światło vs. konkurencyjne eksperymenty świetlne, jasność, optymalny zakres widmowy, zakłócenia światła otoczenia, stan owadów i naturalne zachowania, które mogą ograniczać możliwe reakcje.
Większość ...

Prawie cały nadzór entomologiczny opiera się na atraktantach węchowych lub wzrokowych, a często na obu. Lotne atraktanty węchowe mogą rozpraszać się w środowisku, powodując duży atrakcyjny obszar. Jednak atraktanty wzrokowe mogą mieć bardziej ograniczony zasięg ze względu na obrazy rozpoznawania oczu przez bezkręgowce1,2,3. Dlatego atraktanty wizualne muszą być zoptymalizowane pod kątem owada będącego przedmiotem zainteresowania, aby zmaksymalizować atrakcyjność, a pułapka zaprojektowana tak, aby wykorzystać naturalne zachowania owada docelowego.
Przyciąganie wizualne opiera się na długościach fal pochodzących od słońca lub innych źródeł światła, które są pochłaniane lub odbijane przez powierzchnię obiektu; organizmy postrzegają tę absorpcję/załamanie długości fal jako kolor. Stwierdzono, że widzenie owadów obejmuje długości fal niebieskich, zielonych i ultrafioletowych (UV)1. Owady wykorzystują swój wzrok do pomocy w znajdowaniu partnerów, pożywienia i schronienia4. Owady mogą wizualnie definiować rozmiary obiektów, kolory, kształty, ruchy i kontrasty5,6. Owady aktywne nocnie są na ogół przyciągane przez światło o różnym kontraście i intensywności4, podczas gdy owady dzienne mogą rozróżniać kolory i obrazy, oprócz kontrastu, ze względu na większą dostępność fotonów w ciągu dnia. Pułapki monitorujące wykorzystują wizualne wskazówki owadów na swoją korzyść, aby zoptymalizować przyciąganie i chwytać7.
Najczęstszą metodą oceny fotoatrakcyjności była obserwacja ruchu owadów w kierunku różnych kolorowych kształtów, takich jak kwiaty8 lub obiektów (takich jak karteczki samoprzylepne9,10). Wizualne testy biologiczne z wykorzystaniem skolonizowanych owadów mogą pomóc w określeniu optymalnego zakresu długości fal i/lub intensywności, co zmniejsza liczbę prób terenowych. Wizualne testy biologiczne, takie jak "Dwustronny tunel świetlny", zostały zaprojektowane do testowania much11. Problem z dwustronnymi tunelami świetlnymi polega na tym, że nie uwzględniają one owadów, które nie są zbierane. Większość owadów utknie na wewnętrznych rogach i wzdłuż krawędzi na arenach. Ponadto tylko dwa kolory mogą być testowane w tym samym czasie. Inne testy obejmują metody Steverdinga i Troscianko (2004)12, które zawęziły przyciąganie much tse-tse do szerokich pasm (±50 nm) jasnych kolorów. Diody elektroluminescencyjne (LED) zostały wbudowane w pułapki, aby poprawić przyciąganie owadów poprzez optymalizację długości fal emitowanego światła1,13,14. Optymalizacja atrakcyjności wizualnej tych pułapek lub urządzeń monitorujących poprawi skuteczność zbierania owadów poprzez wykorzystanie wrodzonych zachowań owadów do zwabienia owadów. W ten sposób wyniki testów biologicznych są wykorzystywane do optymalizacji istniejącej technologii odłowu. "Pułapka na stawonogi lądowe", która ulepszyła standardową pułapkę kopułową do nadzoru nad chrząszczami mącznymi (patent amerykański # US8276314B2)) oraz "Metoda i kompozycje ulepszonych pułapek świetlnych", która zawierała diody elektroluminescencyjne w powietrznych pułapkach na owady (patent USA # US2009/0025275A1). Dwa patenty wykorzystują technologię LED, która została zoptymalizowana przy użyciu wyników testów biologicznych, aby znacznie poprawić pułapki na owady.
To badanie opisuje arenę testów biologicznych przyciągania zdjęć oraz metody, które pozwalają badaczom ocenić reakcję owadów na wąskie długości fal jako konkurencyjny lub pojedynczy atrakcyjny kolor. Przedstawiono sprzęt i modyfikacje eksperymentalne dla owadów prowadzących nocny, dzienny, lądowy i powietrzny.

<table><tbody><tr><td>metalowy materiał</td><td></td><td></td><td></td> do obróbki blacharskiej</tr><tr><td>#10 śruba</td><td></td> maszynowa ze stali nierdzewnej <td>Nakrętka</td> blokująca ze stali nierdzewnej Stock<td></td></tr><tr><td>#10</td><td>Uchwyt</td><td></td>LED 5 mm Radio Shack Corp 276-080 matowa farba w sprayu Zapas Fluon Stock <td></td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>formowana poliakrylowa</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>nakrętka Nalgene</td><td>Thermo Fisher Scientific</td><td>Nunc polimetylopentenian</td><td>125 mL, średnica zewnętrzna 64 mm, wysokość 74 mm</td></tr><tr><td>Gwintowane rury</td><td></td> teflonowe <td></td><td>Kolba Średnica 15 mm, długość 60 mm</td></tr><tr><td>Spektrometr światła StellarNet</td><td>Stellar Net, Inc</td><td>BLACK Comet C-SR-25</td><td></td></tr><tr><td>Źródło światła podczerwonego LED</td><td>Tracksys LTD</td><td></td><td></td></tr><tr><td>kamera wideo na podczerwień</td><td>Panasonic Corp</td><td>WV-BP330 Kamera</td><td></td>CCTV Panasonic</tr><tr><td>Oprogramowanie MEDIACRUISE</td><td>Canopus Corp</td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

kluczowe elementy testu biologicznego przyciągania zdjęć do badań owadów lub programów monitorowania

Key Elements of Photo Attraction Bioassay for Insect Studies or Monitoring Programs

Zoptymalizowane wizualne atraktanty zwiększą skuteczność łapania owadów poprzez wykorzystanie wrodzonych zachowań docelowego owada (pozytywne foto-taksisy) jako środka do zwabienia owada do pułapki kontrolującej lub monitorującej populację. Diody elektroluminescencyjne (LED) stworzyły konfigurowalne opcje oświetlenia o określonych długościach fal (kolorach), intensywnościach i szerokościach pasma, z których wszystkie można dostosować do docelowych owadów. Testy behawioralne fotoprzyciągania mogą wykorzystywać diody LED do optymalizacji atrakcyjnych kolorów dla gatunku owadów aż do określonych etapów historii życia lub zachowań (krycie, karmienie lub szukanie schronienia). Naukowcy muszą następnie potwierdzić wyniki testów biologicznych w terenie i zrozumieć ograniczoną atrakcyjną odległość wizualnych atraktantów.
Arena testów biologicznych koniczyny to elastyczna metoda oceny atrakcyjności fotograficznej, a także szeregu naturalnych zachowań owadów, takich jak reakcje ucieczki i żerowania. Arena może być wykorzystywana do eksperymentów z owadami lądowymi lub powietrznymi, a także z owadami dziennymi i nocnymi. Techniki zbierania danych na arenie to filmowanie, liczenie kontaktu ze światłami lub fizyczne zbieranie owadów, gdy są przyciągane do świateł. Test uwzględnia owady, które nie dokonują wyboru, a areny mogą być jednokolorowe (niekonkurencyjne) lub wielokolorowe (konkurencyjne). Konstrukcja w kształcie liścia koniczyny powoduje, że owady z silną tigmotaksją wracają na środek areny, gdzie mogą zobaczyć wszystkie opcje w konkurencyjnych testach LED. Prezentowana tutaj arena koniczyny była używana z komarami, pluskwami, muchami heskimi, muchami domowymi, gryzącymi muszkami, czerwonymi chrząszczami mącznymi i psocidaami. Testy biologiczne są wykorzystywane do opracowywania dokładnych i skutecznych pułapek na owady, które kierują rozwojem i optymalizacją pułapek na owady wykorzystywanych do monitorowania wahań populacji szkodników w celu oceny ryzyka wektorów chorób, wprowadzania gatunków inwazyjnych i/lub wykorzystywania do tłumienia populacji.

Arenę lądową wykorzystano do ulepszenia pułapek do monitorowania szkodników w przypadku mącznika czerwonego14, natomiast areny powietrzne zastosowano dla muchy jesionowej15 oraz ziemiórek7. Choć areny w kształcie koniczyny były do siebie podobne, warunki dla każdego gatunku owadów były odmienne i dostosowane do oceny owadów nocnych lub dziennych, które potrafią pełzać lub latać. Co ważniejsze, te badania laboratoryjne...

Areny do testowania biologicznego przyciągania zdjęć są używane do określenia optymalnego koloru (kolorów) światła, aby zmaksymalizować atrakcyjność owadów; jednak testy biologiczne i metody są specyficzne dla docelowych zachowań i siedlisk owadów. Konfigurowalny sprzęt i modyfikacje są wyjaśnione dla owadów prowadzących nocny lub dzienny tryb życia oraz lądowych lub powietrznych.

Kluczowe elementy testu biologicznego przyciągania zdjęć do badań owadów lub programów monitorowania

Optimized visual attractants will increase insect trapping efficiency by using the target insect&#39;s innate behaviors (positive photo-taxis) as a means ...

Metoda ta może pomóc odpowiedzieć na kluczowe pytania dotyczące nadzoru i kontroli owadów, poprawiając atrakcyjność istniejących pułapek i włączając kolory lub światła do projektowania przyszłych pułapek do monitorowania i kontroli. Główną zaletą tej techniki jest wstępna ocena atrakcyjnych kolorów i zachowań owadów w laboratorium, przed kosztownymi i czasochłonnymi testami w terenie. Owady mają wrodzone zachowania lub instynkty, które powinny być wykorzystywane, aby monitorowanie i odławianie były bardziej skuteczne.Arena testów biologicznych została zaprojektowana jako elastyczna metoda oceny zachowań u dowolnych gatunków owadów przed próbami terenowymi. Ten protokół wykorzystuje arenę powietrzną, ale dostępny jest również projekt areny naziemnej. Zasadniczą różnicą między areną powietrzną a naziemną jest wykorzystanie przestrzeni pionowej, która zmienia rozmiar areny.Wybierając typ areny do eksperymentu, weź pod uwagę badane gatunki owadów. Arena powietrzna ma możliwość chwytania owadów w pojemniku zbiorczym, podczas gdy arena ziemska jest obiektem dwuwymiarowym i tak naprawdę jest przeznaczona do rejestrowania wizyt w światłach. Aby rozpocząć, zdemontuj i wyczyść arenę powietrzną bezwonnym, nieściernym mydłem i ciepłą wodą.Następnie wysusz arenę i pozwól jej dokończyć suszenie na powietrzu. Przed każdym eksperymentem zapisuj odpowiednie warunki środowiskowe i monitoruj wszelkie trendy, które pojawiają się z eksperymentu na eksperyment. Najpierw użyj czterech podpór i czarnej lnianej tkaniny, aby ustawić cokół.Następnie umieść płytę podstawy areny na szczycie cokołu i zmontuj każdy element areny na płycie podstawy. Następnie umieść arenę koniczyny wokół centralnego punktu uwalniania w płycie podstawowej. Następnie zainstaluj diody LED w oprawkach LED czterech pojemników zbiorczych i skonfiguruj sprzęt elektryczny do sterowania oświetleniem.Aby przygotować arenę do konkurencyjnego eksperymentu, umieść światła LED o różnych cechach na każdym liściu koniczyny. Ustawienie areny jest najważniejszym i krytycznym czynnikiem, ponieważ proste zmiany na arenie mogą zmienić zachowania owadów. Dlatego wiele czynników można zmienić lub zmodyfikować, aby rozwiązać problem zachowań owadów, takich jak przyciąganie zdjęć.Zachowania związane z karmieniem, czyli karmienie krwią, cukrem lub głodzenie. Różne etapy historii życia lub różne reakcje fizjologiczne. Następnie, aby kontrolować potencjalny wpływ interferencji światła lub preferencji środowiskowych, obracaj pozycje światła po każdej powtórzeniu.Więcej informacji na temat urządzeń do filmowania można znaleźć w protokole tekstowym. Najpierw umieść przezroczystą pokrywę nad areną, równolegle do płyty podstawy. Następnie wprowadź na arenę unieruchomione muszki.Po zakończeniu okresu doświadczalnego należy zapisać odpowiednie warunki środowiskowe. Na koniec, po eutanazji, muszki liczą ratowników w każdym pojemniku do pobrania. W tym badaniu ruch chrząszczy czerwonych kwiatów oceniano na arenie naziemnej w stylu konkurencyjnym przez pięć minut i filmowano kamerą na podczerwień.Kolory testowe obejmowały niebieski i trzy długości fal światła UV. Dane z badań wykazały, że chrząszcze były najbardziej przyciągane do światła bliskiego UV o długości fali 390 nanometrów. Ruch much heskich oceniano również na arenie powietrznej w stylu konkurencyjnym z dziennym ustawieniem.Światła najbardziej przyciągały światła na zielonych falach o dużym natężeniu. Samice much preferowały zielone widma o długości 502 i 525 nanometrów. Podczas gdy obie płcie preferowały światło o wysokiej intensywności 16 watów na metr kwadratowy.Gryzące muszki były również testowane na arenie powietrznej w warunkach nocnych, aby określić optymalne atrakcyjne kolory. Największy odsetek muszek przyciągnęło światło UV, przy czym najjaśniejsze światła były najbardziej atrakcyjne. Po opanowaniu, test biologiczny przyciągania zdjęć może być wykorzystany do szybkiej oceny zachowania owadów przed kosztownymi i pracochłonnymi próbami terenowymi.

key-elements-photo-attraction-bioassay-for-insect-studies-or

Research

JoVE Journal

Behavior

Zachowanie

Niniejszy artykuł demonstruje i omawia techniki stosowane do badania wrażliwości na pestycydy oraz wykrywania oporności na pestycydy kontaktowe i systemiczne u szkodników z grupy stawonogów.

Bioanalizy w monitorowaniu oporności na insektycydy

Przedstawiono metodę szybkiego przesiewania substancji lotnych roślin żywicielskich poprzez pomiar odpowiedzi elektrofizjologicznej czułków dorosłych osobników omacnicy brzoskwiniowej (Amyelois transitella) na pojedyncze składniki oraz mieszaniny za pomocą analizy elektroantenograficznej.

Bioassay elektroantenograficzny jako narzędzie przesiewowe dla lotnych substancji rośliny żywicielskiej

Larwy Drosophila są wrażliwe na światło i reagują na zmiany w otaczającym świetle. Ten film opisuje test, który testuje ich zdolność do unikania światła, zwany testem plamki świetlnej. Prezentowany protokół pokazuje, jak skonfigurować test z niebieską diodą LED i pokazuje, jak rejestrować zachowanie zwierzęcia w odpowiedzi na spotkanie ze światłem.

Test plamki świetlnej: metoda badania zachowania fototaktycznego Drosophila

Pionowy olfaktometr labiryntu w kształcie litery T jest opisany do badania reakcji behawioralnej stawonogów. Olfaktometr pozwala eksperymentatorowi zmierzyć wybory dokonywane przez osoby badane pod wpływem dwóch potencjalnych pól zapachowych. Za pomocą tego urządzenia można zmierzyć zarówno przyciąganie, jak i odpychanie od substancji zapachowych.

Pionowy test wyboru labiryntu w kształcie litery T dla reakcji stawonogów na substancje zapachowe

Protokoły są opisane do oceny toksyczności chemii dla niedojrzałych i dorosłych komarów do rozwoju jako nowe klasy larwobójców, adultycydów i endektocydów. Protokoły umożliwiają wysokoprzepustowe testowanie wielu substancji chemicznych przy dawce jednopunktowej, a następnie ocenę za pomocą testu dawka-odpowiedź w celu określenia toksyczności w kontakcie lub po spożyciu.

Protokoły badania toksyczności nowych środków owadobójczych dla komarów

Tutaj opisujemy budowę i wykorzystanie tunelu aerodynamicznego do testów behawioralnych z owadami za pośrednictwem zapachu. Konstrukcja tunelu aerodynamicznego ułatwia uwalnianie źródeł zapachów na kilka sposobów, z bodźcami wizualnymi lub bez. Eksperymenty w tunelu aerodynamicznym są ważnymi metodami identyfikacji behawioralnie aktywnych lotnych substancji chemicznych.

Tunel aerodynamiczny do testów behawioralnych owadów na podstawie zapachu

Ten protokół wprowadza test plamki świetlnej do zbadania fototaktycznego zachowania larw Drosophila. W tym teście plamka świetlna jest generowana jako stymulacja światłem, a proces unikania światła larwalnego jest rejestrowany przez system obrazowania oparty na świetle podczerwonym.

Test punktowy świetlny do analizy fototaksji larw Drosophila

Niniejszy artykuł szczegółowo opisuje krok po kroku protokół udanych i nisko stosowanych elektroantennogramów u kilku rodzajów komarów, w tym zarówno u samic, jak i u samców.

Przewodnik krok po kroku po elektroantennografii komarów

Aby zbadać wpływ sztucznego światła w nocy (ALAN) na nocne owady latające, pobieranie próbek musi być ograniczone do nocy. Protokół opisuje tanią, zautomatyzowaną pułapkę przechwytującą lot, która umożliwia naukowcom pobieranie próbek w zdefiniowanych przez użytkownika okresach ze zwiększoną replikacją.

Tani zautomatyzowany pułap przechwytujący lot do czasowego pobierania próbek owadów latających zwabionych przez sztuczne światło w nocy

Opisujemy metodologię i znaczenie testu biologicznego do stosowania miejscowego do pomiaru podatności na insektycydy u komarów i muszek owocowych. Prezentowany test jest wysokoprzepustowy, wykorzystuje masę owadów - co pozwala na obliczenie zrelatywizowanej dawki śmiertelnej zamiast stężenia - i prawdopodobnie ma mniejszą zmienność niż inne podobne metody.

Test biologiczny do stosowania miejscowego w celu ilościowego określenia toksyczności insektycydów dla komarów i muszek owocowych

Ten protokół opisuje obowiązkowy test żywieniowy w celu oceny potencjalnie toksycznego wpływu substancji fitochemicznej na larwy owadów z rzędu Lepidoptera. Jest to wysoce skalowalny test biologiczny owadów, łatwy do optymalizacji dawki subletalnej i śmiertelnej, działania odstraszającego i efektu fizjologicznego. Można to wykorzystać do badań przesiewowych przyjaznych dla środowiska środków owadobójczych.

Opracowanie systemu oznaczania żywienia do oceny owadobójczego wpływu fitochemikaliów na Helicoverpa armigera

Poznaj test biologiczny przyciągania zdjęć do badań zachowań owadów i optymalizacji pułapek. Ta metoda pozwala ocenić atrakcyjność kolorów światła w laboratorium przed kosztownymi badaniami terenowymi.

Kluczowe elementy testu biologicznego przyciągania zdjęć do badań owadów lub programów monitorowania

Przeglądaj więcej filmów