June 30th, 2018
Tutaj prezentujemy protokół wielokolorowej lokalizacji pojedynczych białek błonowych w organellach żywych komórek. Do przyłączania fluoroforów stosuje się białka samoznakujące. Białka, znajdujące się w różnych przedziałach błonowych tych samych organelli, mogą być lokalizowane z precyzją ~18 nm.
Technika ta może odpowiedzieć na kluczowe pytania w procesach regulacyjnych, takie jak rola dynamiki i organizacji białek w adaptacji funkcjonalnej. Główną zaletą tej techniki jest to, że można ją wykonać w żywych komórkach, ujawniając w ten sposób dynamikę białek na poziomie pojedynczej cząsteczki. Chociaż metoda ta została pierwotnie wdrożona w celu zapewnienia wglądu w czasoprzestrzenną organizację białek błonowych mitochondriów, można ją również zastosować do innych organelli i innych białek błonowych.
Technikę zademonstruje Timo Appelhans, doktorant z mojego laboratorium. Po transfekcji i przygotowaniu próbek komórek i mikroskopu zgodnie z protokołem tekstowym, zamontuj przygotowaną próbkę za pomocą koralików fluorescencyjnych w uchwycie próbki między pierścieniem PTFE a czerwonym gumowym pierścieniem. Uruchom mikroskop, wszystkie komponenty sprzętowe i całe oprogramowanie potrzebne do mikroskopii.
Użyj świeżej, niestrzępiącej się chusteczki spryskanej izopropanolem, aby wyczyścić soczewkę obiektywu i spód szkiełka nakrywkowego. Następnie umieść kroplę olejku immersyjnego na źrenicy soczewki obiektywu. Następnie umieść uchwyt na próbkę z próbką kulki na stoliku mikroskopu tak, aby spód szkiełka nakrywkowego stykał się z olejem.
Następnie skup się na koralikach za pomocą światła transmisyjnego lub linii laserowej. Dostosuj moc dwóch laserów wzbudzających, aby uzyskać podobną gęstość sygnału w dwóch kanałach fluorescencyjnych. Następnie poszukaj obszaru z wieloma wyraźnymi sygnałami fluorescencyjnymi.
Wygeneruj scalony widok kanałów fluorescencyjnych za pomocą oprogramowania sterującego kamerą. Następnie użyj na rozdzielaczu obrazu, aby ręcznie przechylić wewnętrzny optyczny rozdzielacz obrazu, aby uzyskać najlepsze nałożenie sygnałów z dwóch kanałów fluorescencyjnych. Uruchom oprogramowanie sterujące mikroskopem TIRF i wybierz wyświetlanie poszczególnych kanałów w trybie transmisji na żywo.
Zrób zdjęcie migawkowe, ekscytujące świetlówki we wszystkich kanałach. Następnie użyj tego obrazu, aby utworzyć macierz transformacji. Uruchom wtyczkę do analizy oprogramowania i załaduj do oprogramowania wcześniej nagrane dwukolorowe obrazy koralików fluorescencyjnych.
Wybierz używaną orientację kanałów fluorescencyjnych. Kliknij przycisk Tak, gdy pojawi się monit o kalibrację obrazów, a następnie wybierz poprzednio zrobioną migawkę. Otwórz menedżera jednostek, aby zdefiniować współczynniki konwersji jednostek, a następnie otwórz menedżera lokalizacji.
Aby określić funkcję rozproszenia punktowego, czyli PSF, naciśnij przycisk PSF Radius (Promień PSF). W wyświetlonym oknie Estymator PSF zdefiniuj aperturę numeryczną i maksimum emisji. Następnie kliknij przycisk Oszacuj promień PSF.
Następnie zaakceptuj otrzymaną eksperymentalną PSF. Zdefiniuj pole oceny, liczbę pętli deflacji oraz liczbę rdzeni komputera używanych do obliczeń. Następnie naciśnij przycisk Lokalizacja, aby rozpocząć dopasowywanie rozkładu intensywności pojedynczych cząstek, korzystając z symetrycznej funkcji Gaussa 2D.
Otwórz menedżera kalibracji. Na renderowanym, scalonym obrazie dwóch kanałów zostanie pokazany oryginalny sygnał i zlokalizowane środki. Wybierz tryb Afine.
Następnie ręcznie połącz odpowiednie pary zlokalizowanych środków w dwóch kanałach, które pochodzą z tego samego koralika fluorescencyjnego, rysując linię łączącą. Podłącz odpowiednie sygnały rozprowadzane w polu view. Następnie naciśnij przycisk Akceptuj i zapisz macierz transformacji.
Aby przeprowadzić obrazowanie pojedynczej cząsteczki białek błony mitochondrialnej, należy zamontować szkiełko nakrywkowe próbki między pierścieniami gumowymi i PTFE. Następnie napełnij komorę 0,5 do 0,8 mililitra pożywki obrazowej. Oczyść soczewkę obiektywu i spód szkiełka nakrywkowego.
Następnie użyj światła transmisyjnego lub linii laserowej, aby skupić się na komórkach, po dodaniu kropli oleju do soczewki. Następnie dostosuj moc dwóch laserów wzbudzających, aby osiągnąć podobną intensywność i poszukaj obszaru z wieloma sygnałami fluorescencyjnymi. Dostosuj kąt oświetlenia w oprogramowaniu sterującym mikroskopem TIRF, aby utworzyć kąt padania, który jest mniejszy niż kąt krytyczny lub tryb TIR, aby wzbudzić określony obszar zainteresowania za pomocą arkusza HILO.
Dostosowanie oświetlenia mikroskopu TIRF do wzbudzania organelli komórkowych za pomocą oświetlenia HILO wymaga szybkiej oceny stosunku sygnału do tła oraz doświadczenia w mikroskopii TIRF, a także znajomości morfologii komórek. Ustaw wzmocnienie EM i wybierz czas ekspozycji odpowiedni dla eksperymentu, który zbiera wystarczającą ilość fotonów na klatkę. Następnie dostosuj moc lasera, aby uzyskać wysoki stosunek sygnału do szumu, ponieważ stosunek ten bezpośrednio odpowiada precyzji lokalizacji.
Znajdź obszar na obrzeżach komórki z nienakładającymi się, wydłużonymi mitochondriami i sygnałami jednocząsteczkowymi. Jeśli w jednym lub obu kanałach nie są widoczne żadne pojedyncze sygnały, poczekaj, aż wybielanie spowoduje pojawienie się sygnałów jednocząsteczkowych. W przypadku, gdy tylko jeden kanał musi być wybielony, wyłącz laser drugiego kanału, aby uniknąć wybielania, przed nagraniem tego kanału.
Nagrywaj do momentu, gdy liczba sygnałów będzie zbyt niska, aby można było kontynuować grę. Uruchom oprogramowanie do przetwarzania obrazowania i sprawdź struktury mitochondrialne, generując skumulowany obraz o wyrenderowanej sumie co najmniej 1 000 zarejestrowanych klatek. Uruchom wtyczkę do analizy oprogramowania.
Aby przeprowadzić przetwarzanie danych w celu lokalizacji i śledzenia, załaduj nieprzetworzone dane. Sprawdź wielokolorowy. Wybierz właściwą orientację obu kanałów.
Po wyświetleniu monitu o kalibrację obrazów załaduj macierz transformacji. Kanały będą wyświetlane osobno. Otwórz nieprzetworzone dane z kontenera obrazu, klikając przycisk Pokaż.
Następnie otwórz menedżera jednostek w górnej zakładce i zdefiniuj współczynniki konwersji jednostek w każdym kanale. Otwórz menedżera lokalizacji w górnej zakładce i zdefiniuj pole oceny oraz liczbę pętli deflacji. Kliknij Promień PSF, aby otworzyć estymator PSF.
Ustaw aperturę numeryczną i maksimum emisji, aby uzyskać teoretyczną wartość PSF. Naciśnij przycisk Akceptuj. Powtórz tę czynność dla wszystkich kanałów.
Następnie naciśnij Localize, aby rozpocząć lokalizację pojedynczej cząstki dla zarejestrowanych sygnałów w obu kanałach. Poczekaj, aż oprogramowanie zakończy działanie. Teraz w kontenerze obrazów wtyczki do analizy oprogramowania uzyskuje się obraz o wysokiej rozdzielczości dla każdego kanału.
PINK1 jest ważnym czynnikiem gwarantującym funkcjonalność mitochondriów. Aby określić lokalizację PINK1 względem Tom20 w funkcjonalnych i dysfunkcyjnych mitochondriach, zarejestrowano szereg czasowy 1000 klatek. Skumulowany obraz wszystkich sygnałów w czasie z jednego kanału wykazał, że PINK1 był zlokalizowany w cytozolu, na błonie zewnętrznej i wewnątrz mitochondriów w normalnych warunkach, ale preferencyjnie w zewnętrznej błonie zdepolaryzowanych mitochondriów.
Jak pokazują zsumowane obrazy zlokalizowanych cząstek, PINK1 jest rozmieszczony głównie w spolaryzowanych mitochondriach, podczas gdy Tom20 jest zlokalizowany w zewnętrznej błonie mitochondrialnej. Staje się to jeszcze wyraźniejsze w połączonym obrazie zlokalizowanych cząstek Tom20 i PINK1, który pokazuje, że dystrybucja białka błony zewnętrznej Tom20 jest znacznie szersza. Aby zweryfikować lokalizację PINK1 w mitochondriach, 30-kilodaltonową podjednostkę pierwszego kompleksu oddechowego połączono z fotoaktywowanym GFP i zarejestrowano za pomocą fluorescencyjnej mikroskopii lokalizacyjnej fotoaktywacji.
Skumulowany trójkolorowy obraz i rozkład przekrojów poprzecznych pokazują nakładanie się kompleksu jeden i PINK1, potwierdzając import pełnowymiarowego PINK1. Dane te pokazują, że subpopulacje PINK1 zajmują kilka mikrokompartmentów mitochondrialnych. Po opanowaniu tej techniki można ją wykonać w ciągu 20 godzin, wliczając w to nagrywanie i przetwarzanie końcowe danych, jeśli zostanie to wykonane prawidłowo.
Próbując wykonać tę procedurę, należy pamiętać o przetestowaniu ruchu organelli. Po tej procedurze można określić względną lokalizację białek. Po jej opracowaniu technika ta utorowała drogę naukowcom zajmującym się śledzeniem pojedynczych cząstek białek mitochondrialnych w celu obserwacji ich zachowania w Z2 i różnych warunkach metabolicznych oraz w warunkach stresu.
Po obejrzeniu tego filmu powinieneś dobrze zrozumieć, jak przeprowadzić dwukolumnową mikroskopię białek mitochondrialnych, aby ujawnić ich pozycję suborganelli i transport.
View the full transcript and gain access to thousands of scientific videos
Ten artykuł przedstawia protokół wielokolorowej lokalizacji pojedynczych białek błonowych w żywych organellach komórkowych przy użyciu samooznaczających się białek. Technika ta umożliwia precyzyjne lokalizowanie białek w różnych przegrodach błonowych, osiągając rozdzielczość około 18 nm.
Multi-color localization microscopy enables precise mapping of single membrane proteins in live mammalian cells, providing critical insights into protein dynamics and organelle-specific organization. This capability supports target validation by revealing subcellular trafficking patterns and functional micro-compartmentalization, which are essential for de-risking mechanistic hypotheses in early discovery. The technique’s applicability to live cells and multiple organelles enhances translational relevance for assessing protein behavior under physiological conditions.
The method integrates into early discovery workflows by providing subcellular resolution data that informs target validation and lead identification decisions, particularly for membrane-associated targets.