Testy behawioralne gryzoni w celu oceny deficytów funkcjonalnych spowodowanych implantacją mikroelektrod w korze ruchowej szczura

Metoda ta może pomóc odpowiedzieć na kluczowe pytania w dziedzinie inżynierii neuronowej, takie jak to, czy implantacja urządzenia ma wpływ na długoterminowe funkcje motoryczne. Główną zaletą tej techniki jest to, że w przeciwieństwie do histologii punktu końcowego, ciągłe zachowanie zapewnia globalny pomiar funkcji motorycznych w czasie rzeczywistym przez cały czas trwania badania. Aby rozpocząć tę procedurę, wstrzyknij zwierzęciu podskórnie antybiotyk cefalosporynowy, aby zapobiec infekcji i niesteroidowy środek przeciwzapalny do leczenia bólu.

Następnie nałóż maść okulistyczną na oczy zwierzęcia, aby zapobiec ich wysuszeniu. Za pomocą obcinacza do paznokci małych zwierząt przycinaj paznokcie u stóp, aby zwierzę nie drapało szwów podczas gojenia się ran po operacji. Następnie należy podać miejscowy środek przeciwbólowy z podskórnym wstrzyknięciem bupiwakainy w miejsce nacięcia na głowie zwierzęcia.

Zamontuj zwierzę na ramie stereotaktycznej za pomocą pasków nausznych, aby zapobiec poruszaniu się głowy podczas operacji. Następnie umieść pod zwierzęciem poduszkę grzewczą z obiegową wodą, aby utrzymać jego temperaturę wewnętrzną. Następnie wyszoruj obszar operacyjny za pomocą naprzemiennego roztworu Betadine i peelingu izopropanolowego.

Następnie wykonaj uszczypnięcie palca u nogi zgodnie z protokołem instytucjonalnym, aby upewnić się, że zwierzę znajduje się pod płaszczyzną chirurgiczną. Aby przygotować zwierzę do implantacji, wykonaj nacięcie o długości około jednego cala wzdłuż linii środkowej, aby odsłonić czaszkę. Tępo usuń okostną za pomocą aplikatora z bawełnianą końcówką i zatamuj krwawienie za pomocą kawałka gazy.

Następnie wycofaj otaczającą tkankę za pomocą zacisków aligatorowych lub hemostatów. Po oczyszczeniu czaszki nałóż kilka kropel kleju tkankowego na bazie cyjanoakrylanu na odsłoniętą czaszkę, aby poprawić wiązanie cementu dentystycznego w późniejszych krokach. W wybranej półkuli zaznacz obszar kory ruchowej odpowiadający ruchowi przedniej łapy, tworząc nacięcie w kości.

Usuń część czaszki za pomocą wiertła dentystycznego z zaokrągloną końcówką o średnicy 1,75 milimetra, zwracając szczególną uwagę, aby nie wiercić zbyt szybko ani zbyt głęboko. Wiertło należy przykładać do czaszki z przerwami, aby uniknąć przegrzania. Za pomocą soli fizjologicznej i lekkiego ssania usuń wszelkie zanieczyszczenia kostne z czaszki.

Uważaj, aby nie uszkodzić opony twardej podczas wiercenia. Następnie użyj cienkich rongeurs lub zakrzywionych mikrokleszczyków, aby usunąć pozostałą kość. Następnie odbij oponę twardą za pomocą drobno zahaczonego kilofa 45 stopni opony twardej.

Oczyść krwawienie za pomocą aplikatora z bawełnianą końcówką i soli fizjologicznej, uważając, aby nie dotykać bezpośrednio powierzchni mózgu. Aby wprowadzić mikroelektrodę do kory ruchowej, ostrożnie zamontuj wysterylizowaną mikroelektrodę w uniwersalnym uchwycie na ramie stereotaktycznej, uważając, aby nie uderzyć w trzpień elektrody. Upewnij się, że złącze interfejsu głowicy stage elektrody jest mocno przytrzymane przez uchwyt.

Za pomocą mikromanipulatora na ramie stereotaktycznej ostrożnie umieść końcówkę elektrody nad otwartą kraniotomią. Delikatnie opuść elektrodę na około dwa milimetry w głąb mózgu. Zachowaj ostrożność, aby w miarę możliwości unikać widocznego unaczynienia.

Do ręcznego/ręcznego wprowadzania, jak pokazano tutaj, mikrokleszcze są używane do wprowadzania silikonowej, niefunkcjonalnej mikroelektrody atrapy. Gdy elektroda znajdzie się na miejscu, ostrożnie zwolnij złącze z uchwytu uniwersalnego i wsuń ramię wprowadzające. Ostrożnie oczyść wszelkie krwawienia z okolic elektrody za pomocą aplikatora z bawełnianą końcówką i soli fizjologicznej.

Następnie uszczelnić kraniotomię wokół wszczepionej elektrody za pomocą elastomeru silikonowego. Następnie przymocuj elektrodę do czaszki za pomocą cementu dentystycznego. Gdy cement całkowicie wyschnie, zbliż krawędzie nacięcia do siebie z przodu i z tyłu cementowej nasadki głowicy i zszyj je.

W przypadku implantów niefunkcjonalnych całe nacięcie może być zamknięte. Aby rozpocząć testowanie na otwartym polu, umieść zwierzę na środku siatki, odwrócone od testera. Pozwól zwierzęciu swobodnie biegać przez trzy minuty podczas nagrywania wideo.

Gdy zwierzę zakończy badania, zdejmij je z siatki i dokładnie wyczyść siatkę środkiem sterylizującym na bazie dwutlenku chloru. Analizuj liczbę przekroczonych linii siatki, całkowitą przebytą odległość i maksymalną prędkość zwierzęcia jako wskaźniki funkcji motoryki dużej za pomocą oprogramowania do śledzenia wideo. W przypadku testów drabinkowych wymagany jest tydzień szkolenia przed zarejestrowaniem wyników wyjściowych sprzed operacji.

Następnie przenieś zwierzę do tymczasowej, czystej klatki, aby rozpocząć testowanie drabiny. Ustaw drabinę tak, aby łączyła dwie klatki. Początkowy koniec drabiny spoczywa na czystej klatce, a końcowy koniec spoczywa w domowej klatce zwierzęcia, aby służyć jako motywacja do ukończenia biegu.

Ustaw kamerę wideo używaną do filmowania testowania drabiny na statywie na środku drabiny na wysokości szczebla. Przy włączonej kamerze wideo trzymaj zwierzę na linii startu drabiny, pozwalając jego przednim łapom dotknąć pierwszego szczebla. Pozwól szczurowi przejść przez drabinę we własnym tempie.

upłynął od momentu, w którym łapa zwierzęcia dotknie pierwszego szczebla, a linią mety przedostatniego szczebla określi czas przejścia zwierzęcia na przekroczenie. Jeśli zwierzę obróci się na drabinie lub nie ruszy się przez 20 sekund, weź pod uwagę, że zwierzę nie działa. Przypisz mu czas oceny karnej za każdy nieudany bieg i określ czas kary na podstawie najwolniejszego występu zarejestrowanego podczas testów przedoperacyjnych.

Pozwól każdemu zwierzęciu przejść przez drabinę pięć razy w ciągu dnia testowego, z około minutą odpoczynku pomiędzy każdym biegiem. Uśrednij najszybsze trzy biegi dziennie jako metrykę funkcji motoryki małej. Dodatkowo rejestruj, ile razy każda z przednich łap ześlizgnęła się ze szczebli za pomocą oprogramowania do śledzenia wideo.

W celu sprawdzenia siły chwytu umieść miernik siły chwytu na krawędzi blatu z kierownicą uchwytu wysuniętą nad podłogą. Następnie pozwól zwierzęciu chwycić kierownicę obiema przednimi łapami, trzymając zwierzę za podstawę ogona. Gdy zwierzę mocno chwyci każdą łapę, odciągnij je od miernika za podstawę ogona z powolną i stałą siłą.

Za pomocą miernika siły chwytu należy zapisać maksymalną siłę chwytu wywieraną przez zwierzę. Badaj każde zwierzę trzy razy w ciągu dnia testowego, z około dwiema minutami odpoczynku między każdym badaniem. Jako metrykę funkcji motoryki małej, zapisz i uśrednij maksymalną siłę chwytu z każdej z trzech prób.

Istotną różnicę w wydajności siatki na otwartym polu między zwierzętami kontrolnymi a implantowanymi zaobserwowano dopiero w pierwszym tygodniu badań po okresie rekonwalescencji. Nie stwierdzono różnicy w wydajności w pozostałej części badania, co wskazuje na brak długotrwałego deficytu funkcji motorycznych. Poza pierwszym tygodniem testów po wyzdrowieniu, zwierzęta kontrolne przekraczają drabinę znacznie szybciej niż zwierzęta implantowane.

Wszczepione zwierzęta nie były w stanie utrzymać przedoperacyjnej prędkości przekraczania drabiny, co wskazuje na możliwe deficyty w funkcjach motorycznych. Jest to dodatkowo wspierane przez częstsze występowanie poślizgnięć prawej łapy u wszczepionych zwierząt, co koreluje z obszarem mózgu otrzymującym implant. Zwierzęta kontrolne często osiągały znacznie wyższe wyniki w zakresie siły chwytu w porównaniu ze zwierzętami implantowanymi w trakcie badania.

Ponadto wszczepione zwierzęta osiągają znacznie niższą niż wyjściową wydajność bezpośrednio po wyzdrowieniu, ale z czasem uległy poprawie i powróciły do wydajności wyjściowej. Pokazano tutaj korelację działania drabiny z intensywnością fluorescencji immunoglobuliny G, markera przepuszczalności bariery krew-mózg. Stwierdzono współczynnik korelacji na poziomie 0,901, co wskazuje na bardzo silną korelację.

Po opanowaniu tej techniki można ją wykonać w ciągu około 30 minut na zwierzę na sesję testową. Podczas wykonywania tej procedury ważne jest, aby zmniejszyć zmienne środowiskowe, ponieważ mogą one odciągnąć zwierzęta od wykonywanego zadania. Po tej procedurze można wykonać inne metody, w tym immunohistochemię lub inne techniki obrazowania światłem, w celu zbadania odpowiedzi komórek lub tkanek na wszczepioną mikroelektronikę.

Po obejrzeniu tego filmu powinieneś dobrze zrozumieć, jak wykonać szybki, prosty i powtarzalny test na deficyty motoryczne duże i małe, które mogą wynikać z implantacji urządzenia lub urazu w pierwotnej korze ruchowej.