Name: Test sekwestracji dehydrogenazy mleczanowej — prosta i wiarygodna metoda określania masowej aktywności sekwestracji autofagicznej w komórkach ssaków (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2018-07-27T14:30:00.000+00:00
Duration: 9 min 34 s
Description: Odkryj metodę pomiaru masowej aktywności sekwestracji autofagicznej w komórkach ssaków poprzez oznaczanie dehydrogenazy mleczanowej. Ta technika pozwala badać endogenną sekwestrację ładunku bez sztucznych sond.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Ta praca była wspierana finansowo przez Norweską Radę ds. Badań Naukowych, Uniwersytet w Oslo, Fundację Andersa Jahre, Fundację Nansena oraz Dziedzictwo ku pamięci Henrika Homana. Dziękujemy dr Noboru Mizushimie za ATG5+/+ MEFy i ATG5-/- MEF, dr Masaaki Komatsu za MEFy ATG7+/+ i MEFy ATG7-/- oraz dr Shizuo Akirze za MEFy ATG9A+/+ i MEFy ATG9A-/- MEF. Dziękujemy Frankowi Sætre'owi za pomoc techniczną i dr Perowi O. Seglenowi za konstruktywne dyskusje metodologiczne.

1. Wysiew i traktowanie komórek
<ol>
	<li>Hodowla komórek adherentnych w kolbach 75 cm²2 kolby do hodowli tkankowych w inkubatorze z nawilżaniem i 5% CO22 w 37 °Cstosując preferowaną pożywkę hodowlaną dla danego typu komórek. Pozostawić komórki do wzrostu, aż osiągną stan niemal pełnej konfluencji. 
	UWAGA: Dla komórek LNCaP, HEK293, embrionalnych fibroblastów mysich (MEF), BJ, MCF-7 oraz RPE-1 należy stosować pożywkę RPMI 1640 uzupełnioną o 10% płodowej surowicy bydlęcej (FBS).
	<ol>
		<li>Przemyj komórki 3 ml 37 °C bufor fosforanowy (PBS), pH 7,4. PBS należy zastąpić 3 ml 0,25% (m/v) trypsyny z etylenodiaminotetraoctanem (EDTA), a następnie inkubować kolbę w wilgotnej inkubatorze z 5% CO2 w 37 °C do czasu odklejenia się komórek (2–5 min).</li>
		<li>Resuspenduj odspojone komórki w 7 ml pożywki hodowlanej zawierającej 10% FBS. Wymieszaj 10 µL alikwot zawiesiny komórkowej z 10 µL 0,4% błękitu trypanu w probówce do mikrowirówki, używając 0,5–20 µL końcówka do pipety. Używając tej samej końcówki, należy niezwłocznie napełnić komorę licznikową na szkiełku i policzyć komórki w automatycznym liczniku komórek.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Przygotować odpowiednie rozcieńczenie (patrz uwaga poniżej) zawiesiny komórek z kroku 1.1.2, używając pożywki hodowlanej zawierającej 10% FBS, a następnie zasiać 1 ml rozcieńczonej zawiesiny komórek do każdego dołka 12-dołkowej płytki do hodowli tkanek (powierzchnia ~3,8 cm2).2) stosując technikę aseptyczną. Pozostawić do wzrostu w inkubatorze z nawilżaniem i 5% CO22 w 37 °C do czasu osiągnięcia pożądanej gęstości komórek, np. 60–90% konfluencji w momencie zbioru. 
	UWAGA: Odpowiednie rozcieńczenie zawiesiny komórkowej, które pozwoli uzyskać pożądaną konfluencję komórek w momencie zbioru, będzie różnić się w zależności od typu komórek, a także czasu trwania i rodzaju zastosowanych zabiegów doświadczalnych. W związku z tym musi to być w każdym przypadku ocenione empirycznie.
	<ol>
		<li>W przypadku eksperymentów, w których zarówno traktowanie, jak i zbiór mają nastąpić 2 dni po wysiewie, wysiać 2,5 x 105 komórki LNCaP, HEK293 lub MCF-7, 5 x 104 MEF, 4 x 105 BJ lub 1,5 x 105 komórki RPE-1 w każdym dołku płytki 12-dołkowej.</li>
		<li>W przypadku komórek słabo przylegających, należy pokryć płytki powłoką zalecaną dla danego typu komórek. Dla komórek LNCaP (oraz HEK293) należy stosować płytki pokryte poli-D-lizyną (PDL).</li>
		<li>W tym celu należy dodać 500 µL PDL w 2.5 µg/mL w sterylnym H2O2do każdej studni i inkubować płytki w sterylnym środowisku przez 30 min w temperaturze pokojowej (20–25 °C). Usunąć PDL za pomocą ssaka i krótko przemyć każdą studzienkę 1 ml sterylnej H2O. 
		UWAGA: Zazwyczaj krok 1.2.1 wykonuje się bez żadnych zabiegów eksperymentalnych. Jednak w przypadku przeprowadzania RNAi wygodne może być rozpoczęcie transfekcji odwrotnej równocześnie z wysiewaniem komórek.9.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Przeprowadzić zabiegi eksperymentalne w dwóch lub trzech powtórzeniach w dołkach dla każdego warunku.
	<ol>
		<li>Na przykład należy potraktować komórki 50 nM inhibitora mTOR Torin1, który zazwyczaj jest wydajnym induktorem sekwestracji autofagicznej, lub poddać komórki gwałtownemu głodzeniu seryjnemu i aminokwasowemu poprzez przemycie ich 1 ml bezaminokwasowego zrównoważonego roztworu soli Earle'a (EBSS), a następnie inkubować komórki w 1 ml EBSS w inkubatorze z nawilżaniem i 5% CO2.2 w 37 °C.</li>
		<li>Pozostaw jeden zestaw studzienek niepoddanych działaniu czynnika, aby określić poziom tła osiadalnej LDH.</li>
		<li>Dodaj nasycającą ilość inhibitora stosowanego po sekwestracji, bafilomycyny A1 (Baf)3,13,16,18 w obecności lub w nieobecności traktowań eksperymentalnych, od 3 do 4 h przed zbiorem komórek. Inkubować komórki w inkubatorze z nawilżoną atmosferą i 5% CO22 w 37 °C.
		<ol>
			<li>Stosuj 100 nM Baf dla komórek LNCaP, HEK293, BJ, MCF-7 i RPE-1 oraz 10 nM Baf dla MEFs.</li>
			<li>W przypadku zabiegów eksperymentalnych o czasie trwania wynoszącym jedynie 3–4 h (takich, jak te przedstawione w kroku 1.3.1), należy dodać Baf jednocześnie z rozpoczęciem zabiegów. W przypadku dłuższych zabiegów eksperymentalnych należy odczekać do momentu, gdy do zbioru pozostaną 3–4 h, a następnie dodać 2 µL stoku Baf o stężeniu 500x bezpośrednio do pożywki.</li>
			<li>Wymieszaj zawartość, potrząsając płytką bezpośrednio po dodaniu Baf. Na tym etapie zaleca się również dodanie inhibitorów sekwestracji makroautofagicznej w celu uzyskania kontroli. np. 10 mM inhibitora pan-fosfoinozytolo-3-kinazy (PI3K) 3-metyloadeniny (3MA)19lub 10 µM selektywnego inhibitora PI3K klasy III SAR-40520.</li>
		</ol>
		</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
2. Zbiór komórek i przygotowanie do elektrodestrukcji
<ol>
	<li>Po zakończeniu okresu traktowania odessać medium za pomocą odsysacza i dodać 200 µL roztworu do odrywania komórek (wstępnie podgrzanego do 37 °C) do każdej studni. Inkubować w 37 °C do momentu odrywania się komórek (zazwyczaj około 5 min). 
	UWAGA: Zamiast roztworu do odrywania komórek można zastosować 0,25% (w/v) Trypsyny-EDTA, jednak ten drugi zawiera DNazę, która pomaga zmniejszyć lepkość zawiesiny odrywałych komórek. Przy dokładnym odessaniu medium nie ma potrzeby przemywania komórek przed dodaniem Trypsyny-EDTA lub roztworu do odrywania komórek.</li>
	<li>Do każdej studni dodać 500 µL PBS o temperaturze pokojowej (20-25 °C), pH 7,4, zawierającego 2% (w/v) albuminy surowicy bydlęcej (BSA), a następnie resuspender za pomocą pipety do momentu, aż znikną skupiska komórek. Natychmiast przenieść zawiesinę komórek do probówek do mikrocentryfugi o pojemności 1,5 mL umieszczonych w lodzie. 
	UWAGA: O ile nie wskazano inaczej, wszystkie kolejne kroki należy przeprowadzać w lodzie.</li>
	<li>Osadzić komórki poprzez wirowanie przy 400 x g przez 5 min w 4 °C.</li>
	<li>Dokładnie odessać nadsącz (za pomocą odsysacza), aby osady komórkowe pozostały jak najsuchsze.</li>
	<li>Do każdej probówki dodać 400 µL 10% (w/v) sacharozy (w ultrazczystej H2O).</li>
</ol>
3. Elektrodisrupcja błony plazmatycznej i rozdzielenie frakcji komórek osadzalnych oraz frakcji komórek całkowitych
<ol>
	<li>Resuspender osad komórkowy za pomocą pipety, aby uzyskać niemal jednokomórkową zawiesinę, a następnie przenieść go do kuwety do elektroporacji o szerokości 4 mm. 
	UWAGA: Zazwyczaj wystarczające jest pipetowanie w górę i w dół ok. 10–15 razy przy użyciu końcówki do pipety 100–1,000 µL.</li>
	<li>Umieścić kuwetę w elektroporatorze z falą o wykładniczym spadku i przyłożyć pojedynczy impuls elektryczny o parametrach 800 V, 25 µF oraz 400 Ω; ustawienia te generują impuls o czasie trwania ~8 ms.</li>
	<li>Używając nowej końcówki do pipety, przenieść disruptat komórkowy do probówki do mikrocentryfugi o pojemności 1.5 mL zawierającej 400 µL lodowatego roztworu sacharozy w buforze fosforanowym (100 mM monofosforanu sodu, 2 mM ditiotreitolu (DTT), 2 mM EDTA oraz 1.75% sacharozy, pH 7.5) i krótko wymieszać poprzez pipetowanie.
	<ol>
		<li>Opcjonalnie: Aby zweryfikować wydajność elektrodisrupcji błony plazmatycznej17, wymieszać 10 µL rozcieńczonego disruptatu komórkowego z kroku 3.3 z 10 µL 0.4% Trypan Blue w probówce do mikrocentryfugi o pojemności 1.5 mL. Przenieść do komory liczbowej i sprawdzić, czy odsetek komórek dodatnich z Trypan Blue wynosi &gt;99%.
		<ol>
			<li>Pozostawić próbkę w komorze liczbowej przez 30 min w temperaturze pokojowej (20–25 °C) i zweryfikować, czy odsetek komórek dodatnich z Trypan Blue nadal wynosi &gt;99%.</li>
		</ol>
		</li>
		<li>Opcjonalnie: Aby zweryfikować, czy elektrodisrupcja nie była zbyt gwałtowna, tj. czy nie uszkodziła organelli wewnątrzkomórkowych, wykonać kroki 1.1–3.3 zgodnie z powyższym opisem, lecz użyć większej ilości materiału wyjściowego (dołek z płytki 6-dołkowej z warstwą komórek o konfluencji ~80%) oraz zastosować 150 µL 10% sacharozy w kroku 2.5 i 150 µL roztworu sacharozy w buforze fosforanowym bez DTT w kroku 3.3.
		<ol>
			<li>Za pomocą pipety ostrożnie nanieść 200 µL roztworu rozcieńczonego disruptatu komórkowego na wierzch poduszki gęstościowej o objętości 1.2 mL, składającej się z fosforanowego medium gradientu gęstości 8% (w/v) (np. 8% Nycodenz, 50 mM fosforanu sodu, 2.2% sacharozy, 1 mM EDTA) w probówce do wirowania o pojemności 2 mL. Wirować przy 20,000 x g przez 45 min w 4 °C w mikrocentryfudze z funkcją soft-mode (dla łagodnego przyspieszania i zwalniania), a następnie ostrożnie umieścić probówki w lodzie.</li>
			<li>Ostrożnie pobrać 60 µL z górnej frakcji o objętości ~200 µL, dbając o to, aby nie pobrać roztworu medium gradientu gęstości, i przenieść do nowej probówki do mikrocentryfugi. 
			UWAGA: Powinno to zawierać cytosol o wyjątkowej czystości, nazywany „sokiem komórkowym”21.</li>
			<li>Przetestować czystość frakcji uzyskanej w powyższym kroku, wykonując analizę western blot dla białek zawartych w organellach, stosując standardowe techniki i żele gradientowe 4–20%16.</li>
			<li>Wykonać na przykład immunoblotting dla katepsyny B21, cytochromu c oraz białkowej izomerazy disiarczkowej, aby zweryfikować, czy wstrząs elektryczny w kroku 3.2 nie uszkodził odpowiednio lizosomów, mitochondriów lub retikulum endoplazmatycznego, a także immunoblotting dla LDH, aby potwierdzić obecność białka cytosolowego w soku komórkowym.</li>
			<li>Równolegle wykonać immunoblotting ekstraktów białkowych przygotowanych z całkowitego roztworu disruptatu komórkowego16, aby potwierdzić, że użyte przeciwciała są w stanie wykryć oceniane białka zawarte w organellach.</li>
		</ol>
		</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Powtórzyć kroki 3.1–3.3 dla każdej próbki.</li>
	<li>Odniesć 550 µL z każdego roztworu rozcieńczonego disruptatu komórkowego (uzyskanego w kroku 3.3) do probówek do mikrocentryfugi o pojemności 2 mL zawierających 900 µL lodowatego buforu do resuspensji (50 mM monofosforanu sodu, 1 mM DTT, 1 mM EDTA oraz 5.9% sacharozy, pH 7.5) uzupełnionego o 0.5% BSA i 0.01% Tween-20, i krótko wymieszać poprzez pipetowanie.</li>
	<li>Wirować przy 18,000 x g przez 45 min w 4 °C, aby uzyskać osady zawierające „osadzone LDH”. Dokładnie odessać nadsącz (za pomocą odsysacza), aby osady pozostały jak najsuchsze. Umieścić próbki w zamrażarce -80 °C.</li>
	<li>Przenieść 150 µL z każdego roztworu rozcieńczonego disruptatu komórkowego (uzyskanego w kroku 3.3) do nowych probówek i umieścić próbki w zamrażarce -80 °C. Próbki te służą do oznaczenia poziomu „całkowitego LDH” w komórkach. 
	UWAGA: Na tym etapie eksperyment można przerwać na dowolnie długi czas.</li>
</ol>
4. Ekstrakcja LDH i pomiar aktywności enzymatycznej LDH
<ol>
	<li>Odmroź na lodzie próbki „sedimented LDH” (z kroku 3.6) oraz „total LDH” (z kroku 3.7).</li>
	<li>Do próbek „total LDH” dodaj 300 µL schłodzonego w lodzie buforu do resuspensji zawierającego 1,5% Triton X-405 (aby uzyskać końcowe stężenie Triton X-405 wynoszące 1%). Próbki inkubuj na rotatorze w pomieszczeniu chłodniczym (4–8 °C) przez 30 min.</li>
	<li>Do próbek „sedimented LDH” dodaj 750 µL schłodzonego w lodzie buforu do resuspensji z 1% Triton X-405 i resuspenduj osady za pomocą pipety, aż do uzyskania jednorodnego roztworu.</li>
	<li>Próbki z kroków 4.2 i 4.3 odwiruj przy 18,000 x g przez 5 min w temperaturze 4 °C, aby osadzić nierozpuszczone szczątki komórkowe.</li>
	<li>Wymieszaj 4 części zimnego 65 mM imidazolu (pH 7,5)/0,75 mM pirogronianu z jedną częścią zimnego 65 mM imidazolu (pH 7,5)/1,8 mM NADH, aby otrzymać roztwór roboczy, który jest stabilny przez co najmniej trzy tygodnie w temperaturze 4 °C.</li>
	<li>Wymieszaj 3–30 µL supernatantów z kroku 4.4 z 200 µL roztworu roboczego z kroku 4.5.</li>
	<li>Wyznacz ilość LDH poprzez pomiar aktywności enzymatycznej LDH jako spadek absorbancji nikotynamidoadeninodynukleotydu (forma zredukowana) (NADH) przy 340 nm w temperaturze 37 °C w porównaniu do wzorca o znanym stężeniu LDH. Pomiary absorbancji prowadź do momentu, aż reakcja dobiegnie końca, t.j. dopóki absorbancja przy 340 nm nie przestanie zmieniać się w czasie. 
	UWAGA: Jest to klasyczna metoda biochemiczna pomiaru aktywności LDH. Chociaż niniejszy protokół zakłada prowadzenie reakcji w 37 °C, można ją również przeprowadzić w temperaturze pokojowej (20–25 °C), co jest zalecane w przypadku ręcznej spektrofotometrii. Obecny protokół wykorzystuje zrobotyzowany multianalityzer, który w sposób zautomatyzowany miesza próbki z roztworem roboczym na płytce 96-dołkowej i mierzy absorbancję przy 340 nm w 37 °C co 20 s przez 3 min. Następnie oprogramowanie urządzenia oblicza stężenie LDH, wyrażone w jednostkach (U)/L, porównując nachylenie krzywej pomiarów absorbancji w czasie z krzywą wzorcową uzyskaną poprzez kalibrację wzorcem o znanym stężeniu LDH. Liniowy zakres detekcji tą metodą wynosi 30–1 500 U/L. Alternatywnie dostępne są różnorodne komercyjne zestawy do pomiaru LDH. Niektóre z nich opierają się na sprzęgnięciu reakcji enzymatycznej z generowaniem produktów kolorymetrycznych lub fluorescencyjnych, co umożliwia detekcję innymi metodami niż spektrofotometria UV oraz w innych liniowych zakresach detekcji.</li>
</ol>
5. Obliczanie sekwestracji LDH
<ol>
	<li>Oblicz procent osadzonej LDH w stosunku do całkowitej LDH dla każdej próbki, uwzględniając rozcieńczenia i pobieranie próbek: 
	Sedimented LDH (%) = <img alt="Wzór równowagi statycznej, stężenie LDH, diagram równań, proces analizy biochemicznej." src="/files/ftp_upload/57971/57971eq1.jpg" data-altupdatedat="1788250015000" data-alt="Równanie 1"> 
	UWAGA: Podczas etapów 3.1–3.3 ulega utracie około 50 µL w wyniku przenoszenia do i z kuwety do elektroporacji. W związku z tym, w etapie 3.3 obliczenia należy przeprowadzić przyjmując łączną objętość 750 µL (zamiast 800 µL) rozcieńczonego lizatu komórkowego.</li>
	<li>Odejmij procent osadzonej LDH uzyskany w próbkach z komórek nieleczonych (etap 1.3.2) od procenta osadzonej LDH uzyskanego w próbkach z komórek poddanych działaniu czynnika eksperymentalnego, a następnie podziel wynik przez czas traktowania Baf, aby otrzymać procent sekwestrowanej LDH na godzinę w okresie pobierania próbek: 
	Sequestered LDH (%/h) = <img alt="Równowaga statyczna; wzór: (%Sedimented LDH_treated - %Sedimented LDH_untreated)/Time (h); wykres." src="/files/ftp_upload/57971/57971eq2.jpg" data-altupdatedat="1788250015000" data-alt="Równanie 2"></li>
</ol>

<ol><li>Rubinsztein, D. C., Frake, R. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Yoshinori+Ohsumi%27s+Nobel+Prize+for+mechanisms+of+autophagy%3A+from+basic+yeast+biology+to+therapeutic+potential%5BTitle%5D)+AND+%22J+R+Coll+Physicians+Edinb%22%5BJournal%5D)">Yoshinori Ohsumi's Nobel Prize for mechanisms of autophagy: from basic yeast biology to therapeutic potential.</a> J R Coll Physicians Edinb. 46 (4), 228-233 (2016).</li>
<li>Mizushima, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+exponential+growth+of+autophagy-related+research%3A+from+the+humble+yeast+to+the+Nobel+Prize%5BTitle%5D)+AND+%22FEBS+Lett%22%5BJournal%5D)">The exponential growth of autophagy-related research: from the humble yeast to the Nobel Prize.</a> FEBS Lett. 591 (5), 681-689 (2017).</li>
<li>Seglen, P. O., et al. <a target="_blank" href="https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/25576638">Macroautophagic cargo sequestration assays.</a> Methods. 75, 25-36 (2015).</li>
<li>Hoyvik, H., Gordon, P. B., Seglen, P. O. <a target="_blank" href="https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/3743649">Use of a hydrolysable probe, [14C]lactose, to distinguish between pre-lysosomal and lysosomal steps in the autophagic pathway.</a> Exp Cell Res. 166 (1), 1-14 (1986).</li>
<li>Plomp, P. J., Gordon, P. B., Meijer, A. J., Hoyvik, H., Seglen, P. O. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Energy+dependence+of+different+steps+in+the+autophagic-lysosomal+pathway%5BTitle%5D)+AND+%22J+Biol+Chem%22%5BJournal%5D)">Energy dependence of different steps in the autophagic-lysosomal pathway.</a> J Biol Chem. 264 (12), 6699-6704 (1989).</li>
<li>Gordon, P. B., Seglen, P. O. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Prelysosomal+convergence+of+autophagic+and+endocytic+pathways%5BTitle%5D)+AND+%22Biochem+Biophys+Res+Commun%22%5BJournal%5D)">Prelysosomal convergence of autophagic and endocytic pathways.</a> Biochem Biophys Res Commun. 151 (1), 40-47 (1988).</li>
<li>Holen, I., Gordon, P. B., Seglen, P. O. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Protein+kinase-dependent+effects+of+okadaic+acid+on+hepatocytic+autophagy+and+cytoskeletal+integrity%5BTitle%5D)+AND+%22Biochem+J%22%5BJournal%5D)">Protein kinase-dependent effects of okadaic acid on hepatocytic autophagy and cytoskeletal integrity.</a> Biochem J. 284, Pt 3 633-636 (1992).</li>
<li>Kabeya, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((LC3%2C+a+mammalian+homologue+of+yeast+Apg8p%2C+is+localized+in+autophagosome+membranes+after+processing%5BTitle%5D)+AND+%22Embo+j%22%5BJournal%5D)">LC3, a mammalian homologue of yeast Apg8p, is localized in autophagosome membranes after processing.</a> Embo j. 19 (21), 5720-5728 (2000).</li>
<li>Szalai, P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Autophagic+bulk+sequestration+of+cytosolic+cargo+is+independent+of+LC3%2C+but+requires+GABARAPs%5BTitle%5D)+AND+%22Exp+Cell+Res%22%5BJournal%5D)">Autophagic bulk sequestration of cytosolic cargo is independent of LC3, but requires GABARAPs.</a> Exp Cell Res. 333 (1), 21-38 (2015).</li>
<li>Nguyen, T. N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Atg8+family+LC3%2FGABARAP+proteins+are+crucial+for+autophagosome-lysosome+fusion+but+not+autophagosome+formation+during+PINK1%2FParkin+mitophagy+and+starvation%5BTitle%5D)+AND+%22J+Cell+Biol%22%5BJournal%5D)">Atg8 family LC3/GABARAP proteins are crucial for autophagosome-lysosome fusion but not autophagosome formation during PINK1/Parkin mitophagy and starvation.</a> J Cell Biol. , (2016).</li>
<li>Pontano Vaites, L., Paulo, J. A., Huttlin, E. L., Harper, J. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Systematic+analysis+of+human+cells+lacking+ATG8+proteins+uncovers+roles+for+GABARAPs+and+the+CCZ1%2FMON1+regulator+C18orf8%2FRMC1+in+macro+and+selective+autophagic+flux%5BTitle%5D)+AND+%22Mol+Cell+Biol%22%5BJournal%5D)">Systematic analysis of human cells lacking ATG8 proteins uncovers roles for GABARAPs and the CCZ1/MON1 regulator C18orf8/RMC1 in macro and selective autophagic flux.</a> Mol Cell Biol. , (2017).</li>
<li>Kopitz, J., Kisen, G. O., Gordon, P. B., Bohley, P., Seglen, P. O. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Nonselective+autophagy+of+cytosolic+enzymes+by+isolated+rat+hepatocytes%5BTitle%5D)+AND+%22J+Cell+Biol%22%5BJournal%5D)">Nonselective autophagy of cytosolic enzymes by isolated rat hepatocytes.</a> J Cell Biol. 111 (3), 941-953 (1990).</li>
<li>Bowman, E. J., Siebers, A., Altendorf, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Bafilomycins%3A+a+class+of+inhibitors+of+membrane+ATPases+from+microorganisms%2C+animal+cells%2C+and+plant+cells%5BTitle%5D)+AND+%22Proc+Natl+Acad+Sci+U+S+A%22%5BJournal%5D)">Bafilomycins: a class of inhibitors of membrane ATPases from microorganisms, animal cells, and plant cells.</a> Proc Natl Acad Sci U S A. 85 (21), 7972-7976 (1988).</li>
<li>Hadjivassiliou, A. G., Rieder, S. V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+enzymatic+assay+of+pyruvic+and+lactic+acids.+A+definitive+procedure%5BTitle%5D)+AND+%22Clin+Chim+Acta%22%5BJournal%5D)">The enzymatic assay of pyruvic and lactic acids. A definitive procedure.</a> Clin Chim Acta. 19 (3), 357-361 (1968).</li>
<li>Bergmeyer, H. U., Bernt, E. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aBergmeyer%2C+HU+%22Methods+of+enzymatic+analysis+%282nd+English+ed%29%22">Methods of enzymatic analysis (2nd English ed)</a>. Bergmeyer, H. U. 2, Verlag Chemie. 574-579 (1974).</li>
<li>Engedal, N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Modulation+of+intracellular+calcium+homeostasis+blocks+autophagosome+formation%5BTitle%5D)+AND+%22Autophagy%22%5BJournal%5D)">Modulation of intracellular calcium homeostasis blocks autophagosome formation.</a> Autophagy. 9 (10), 1475-1490 (2013).</li>
<li>Luhr, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+Simple+Cargo+Sequestration+Assay+for+Quantitative+Measurement+of+Nonselective+Autophagy+in+Cultured+Cells%5BTitle%5D)+AND+%22Methods+Enzymol%22%5BJournal%5D)">A Simple Cargo Sequestration Assay for Quantitative Measurement of Nonselective Autophagy in Cultured Cells.</a> Methods Enzymol. 587, 351-364 (2017).</li>
<li>Mousavi, S. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effects+of+inhibitors+of+the+vacuolar+proton+pump+on+hepatic+heterophagy+and+autophagy%5BTitle%5D)+AND+%22Biochim+Biophys+Acta%22%5BJournal%5D)">Effects of inhibitors of the vacuolar proton pump on hepatic heterophagy and autophagy.</a> Biochim Biophys Acta. 1510 (1-2), 243-257 (2001).</li>
<li>Seglen, P. O., Gordon, P. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((3-Methyladenine%3A+specific+inhibitor+of+autophagic%2Flysosomal+protein+degradation+in+isolated+rat+hepatocytes%5BTitle%5D)+AND+%22Proc+Natl+Acad+Sci+U+S+A%22%5BJournal%5D)">3-Methyladenine: specific inhibitor of autophagic/lysosomal protein degradation in isolated rat hepatocytes.</a> Proc Natl Acad Sci U S A. 79 (6), 1889-1892 (1982).</li>
<li>Ronan, B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+highly+potent+and+selective+Vps34+inhibitor+alters+vesicle+trafficking+and+autophagy%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Chem+Biol%22%5BJournal%5D)">A highly potent and selective Vps34 inhibitor alters vesicle trafficking and autophagy.</a> Nat Chem Biol. 10 (12), 1013-1019 (2014).</li>
<li>Saetre, F., Hagen, L. K., Engedal, N., Seglen, P. O. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Novel+steps+in+the+autophagic-lysosomal+pathway%5BTitle%5D)+AND+%22Febs+j%22%5BJournal%5D)">Novel steps in the autophagic-lysosomal pathway.</a> Febs j. 282 (11), 2202-2214 (2015).</li>
<li>Klionsky, D. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Guidelines+for+the+use+and+interpretation+of+assays+for+monitoring+autophagy+%283rd+edition%29%5BTitle%5D)+AND+%22Autophagy%22%5BJournal%5D)">Guidelines for the use and interpretation of assays for monitoring autophagy (3rd edition).</a> Autophagy. 12 (1), 1-222 (2016).</li>
<li>Seglen, P. O., Overbye, A., Saetre, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Sequestration+assays+for+mammalian+autophagy%5BTitle%5D)+AND+%22Methods+Enzymol%22%5BJournal%5D)">Sequestration assays for mammalian autophagy.</a> Methods Enzymol. 452, 63-83 (2009).</li>
<li>Hurley, J. H., Young, L. N. <a target="_blank" href="https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/28301741">Mechanisms of Autophagy Initiation.</a> Annu Rev Biochem. 86, 225-244 (2017).</li>
<li>Thastrup, O., Cullen, P. J., Drobak, B. K., Hanley, M. R., Dawson, A. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Thapsigargin%2C+a+tumor+promoter%2C+discharges+intracellular+Ca2%2B+stores+by+specific+inhibition+of+the+endoplasmic+reticulum+Ca2%28%2B%29-ATPase%5BTitle%5D)+AND+%22Proc+Natl+Acad+Sci+U+S+A%22%5BJournal%5D)">Thapsigargin, a tumor promoter, discharges intracellular Ca2+ stores by specific inhibition of the endoplasmic reticulum Ca2(+)-ATPase.</a> Proc Natl Acad Sci U S A. 87 (7), 2466-2470 (1990).</li>
<li>Kuma, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+role+of+autophagy+during+the+early+neonatal+starvation+period%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">The role of autophagy during the early neonatal starvation period.</a> Nature. 432 (7020), 1032-1036 (2004).</li>
<li>Komatsu, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Impairment+of+starvation-induced+and+constitutive+autophagy+in+Atg7-deficient+mice%5BTitle%5D)+AND+%22J+Cell+Biol%22%5BJournal%5D)">Impairment of starvation-induced and constitutive autophagy in Atg7-deficient mice.</a> J Cell Biol. 169 (3), 425-434 (2005).</li>
<li>Saitoh, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Atg9a+controls+dsDNA-driven+dynamic+translocation+of+STING+and+the+innate+immune+response%5BTitle%5D)+AND+%22Proc+Natl+Acad+Sci+U+S+A%22%5BJournal%5D)">Atg9a controls dsDNA-driven dynamic translocation of STING and the innate immune response.</a> Proc Natl Acad Sci U S A. 106 (49), 20842-20846 (2009).</li>
<li>Gordon, P. B., Seglen, P. O. <a target="_blank" href="https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/7140848">Autophagic sequestration of [14C]sucrose, introduced into rat hepatocytes by reversible electro-permeabilization.</a> Exp Cell Res. 142 (1), 1-14 (1982).</li>
<li>An, H., Harper, J. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Systematic+analysis+of+ribophagy+in+human+cells+reveals+bystander+flux+during+selective+autophagy%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Cell+Biol%22%5BJournal%5D)">Systematic analysis of ribophagy in human cells reveals bystander flux during selective autophagy.</a> Nat Cell Biol. 20 (2), 135-143 (2018).</li>
<li>Fass, E., Shvets, E., Degani, I., Hirschberg, K., Elazar, Z. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Microtubules+support+production+of+starvation-induced+autophagosomes+but+not+their+targeting+and+fusion+with+lysosomes%5BTitle%5D)+AND+%22J+Biol+Chem%22%5BJournal%5D)">Microtubules support production of starvation-induced autophagosomes but not their targeting and fusion with lysosomes.</a> J Biol Chem. 281 (47), 36303-36316 (2006).</li>
<li>Velikkakath, A. K., Nishimura, T., Oita, E., Ishihara, N., Mizushima, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mammalian+Atg2+proteins+are+essential+for+autophagosome+formation+and+important+for+regulation+of+size+and+distribution+of+lipid+droplets%5BTitle%5D)+AND+%22Mol+Biol+Cell%22%5BJournal%5D)">Mammalian Atg2 proteins are essential for autophagosome formation and important for regulation of size and distribution of lipid droplets.</a> Mol Biol Cell. 23 (5), 896-909 (2012).</li>
<li>Øverbye, A., Sætre, F., Hagen, L. K., Johansen, H. T., Seglen, P. O. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Autophagic+activity+measured+in+whole+rat+hepatocytes+as+the+accumulation+of+a+novel+BHMT+fragment+%28p10%29%2C+generated+in+amphisomes+by+the+asparaginyl+proteinase%2C+legumain%5BTitle%5D)+AND+%22Autophagy%22%5BJournal%5D)">Autophagic activity measured in whole rat hepatocytes as the accumulation of a novel BHMT fragment (p10), generated in amphisomes by the asparaginyl proteinase, legumain.</a> Autophagy. 7 (9), 1011-1027 (2011).</li>
<li>Kominami, E., Hashida, S., Khairallah, E. A., Katunuma, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Sequestration+of+cytoplasmic+enzymes+in+an+autophagic+vacuole-lysosomal+system+induced+by+injection+of+leupeptin%5BTitle%5D)+AND+%22J+Biol+Chem%22%5BJournal%5D)">Sequestration of cytoplasmic enzymes in an autophagic vacuole-lysosomal system induced by injection of leupeptin.</a> J Biol Chem. 258 (10), 6093-6100 (1983).</li>
<li>Rosado, C. J., Mijaljica, D., Hatzinisiriou, I., Prescott, M., Devenish, R. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Rosella%3A+a+fluorescent+pH-biosensor+for+reporting+vacuolar+turnover+of+cytosol+and+organelles+in+yeast%5BTitle%5D)+AND+%22Autophagy%22%5BJournal%5D)">Rosella: a fluorescent pH-biosensor for reporting vacuolar turnover of cytosol and organelles in yeast.</a> Autophagy. 4 (2), 205-213 (2008).</li>
<li>Katayama, H., Kogure, T., Mizushima, N., Yoshimori, T., Miyawaki, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+sensitive+and+quantitative+technique+for+detecting+autophagic+events+based+on+lysosomal+delivery%5BTitle%5D)+AND+%22Chem+Biol%22%5BJournal%5D)">A sensitive and quantitative technique for detecting autophagic events based on lysosomal delivery.</a> Chem Biol. 18 (8), 1042-1052 (2011).</li>
<li>Ogier-Denis, E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+heterotrimeric+Gi3-protein+controls+autophagic+sequestration+in+the+human+colon+cancer+cell+line+HT-29%5BTitle%5D)+AND+%22J+Biol+Chem%22%5BJournal%5D)">A heterotrimeric Gi3-protein controls autophagic sequestration in the human colon cancer cell line HT-29.</a> J Biol Chem. 270 (1), 13-16 (1995).</li>
<li>Seglen, P. O., Gordon, P. B., Tolleshaug, H., Hoyvik, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Use+of+%5B3H%5Draffinose+as+a+specific+probe+of+autophagic+sequestration%5BTitle%5D)+AND+%22Exp+Cell+Res%22%5BJournal%5D)">Use of [3H]raffinose as a specific probe of autophagic sequestration.</a> Exp Cell Res. 162 (1), 273-277 (1986).</li>
<li>Luhr, M., Sætre, F., Engedal, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+Long-lived+Protein+Degradation+Assay%3A+an+Efficient+Method+for+Quantitative+Determination+of+the+Autophagic+Flux+of+Endogenous+Proteins+in+Adherent+Cell+Lines%5BTitle%5D)+AND+%22Bio-protocol%22%5BJournal%5D)">The Long-lived Protein Degradation Assay: an Efficient Method for Quantitative Determination of the Autophagic Flux of Endogenous Proteins in Adherent Cell Lines.</a> Bio-protocol. 8 (9), e2836(2018).</li>
<li>Ronning, O. W., Pettersen, E. O., Seglen, P. O. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Protein+synthesis+and+protein+degradation+through+the+cell+cycle+of+human+NHIK+3025+cells+in+vitro%5BTitle%5D)+AND+%22Exp+Cell+Res%22%5BJournal%5D)">Protein synthesis and protein degradation through the cell cycle of human NHIK 3025 cells in vitro.</a> Exp Cell Res. 123 (1), 63-72 (1979).</li>
<li>Seglen, P. O., Grinde, B., Solheim, A. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Inhibition+of+the+lysosomal+pathway+of+protein+degradation+in+isolated+rat+hepatocytes+by+ammonia%2C+methylamine%2C+chloroquine+and+leupeptin%5BTitle%5D)+AND+%22Eur+J+Biochem%22%5BJournal%5D)">Inhibition of the lysosomal pathway of protein degradation in isolated rat hepatocytes by ammonia, methylamine, chloroquine and leupeptin.</a> Eur J Biochem. 95 (2), 215-225 (1979).</li>
<li>Seglen, P. O., Solheim, A. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Valine+uptake+and+incorporation+into+protein+in+isolated+rat+hepatocytes.+Nature+of+the+precursor+pool+for+protein+synthesis%5BTitle%5D)+AND+%22Eur+J+Biochem%22%5BJournal%5D)">Valine uptake and incorporation into protein in isolated rat hepatocytes. Nature of the precursor pool for protein synthesis.</a> Eur J Biochem. 85 (1), 15-25 (1978).</li>
<li>Bauvy, C., Meijer, A. J., Codogno, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Assaying+of+autophagic+protein+degradation%5BTitle%5D)+AND+%22Methods+Enzymol%22%5BJournal%5D)">Assaying of autophagic protein degradation.</a> Methods Enzymol. 452, 47-61 (2009).</li>
<li>Engedal, N., Seglen, P. O. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Autophagy+of+cytoplasmic+bulk+cargo+does+not+require+LC3%5BTitle%5D)+AND+%22Autophagy%22%5BJournal%5D)">Autophagy of cytoplasmic bulk cargo does not require LC3.</a> Autophagy. 12 (2), 1-3 (2016).</li>
</ol>

Autorzy nie pozostają w konflikcie interesów.

Podsumowując, opisany tutaj protokół stanowi wiarygodną i szeroko stosowaną metodę monitorowania masowej aktywności sekwestracji autofagicznej w komórkach ssaków. W porównaniu z pierwotną metodą12,16 usunęliśmy szereg niepotrzebnych kroków, uprościliśmy kilka pozostałych kroków i wprowadziliśmy znaczne zmniejszenie skali. W rezultacie, protokół został znacznie ulepszony pod względem efektywności kosztowej i czasowej, a ta sama liczba próbek może być teraz przetwa...

Autofagia (po grecku "samozjadanie") to ewolucyjnie zachowany proces wakuolarnej/lizosomalnej degradacji materiału wewnątrzkomórkowego. Po odkryciu genów związanych z autofagią ("ATG"), które są ważne dla autofagii u drożdży i ludzi, oraz uświadomieniu sobie, że autofagia odgrywa znaczącą rolę w ludzkim zdrowiu i chorobach (potwierdzone Nagrodą Nobla w dziedzinie medycyny lub fizjologii w 2016 r. dla Yoshinori Ohsumi), autofagia szybko stała się jednym z najintensywniej badanych procesów w biologii komórki1, 2.
Makroautofagia (zwana dalej "autofagią") charakteryzuje się rozszerzaniem i fałdowaniem wewnątrzkomórkowych błon cisternae ("fagoforów") w szczelne, podwójne lub wielobłonowe struktury ("autofagosomy"), które skutecznie sekwestrują owinięty materiał od reszty cytoplazmy. Po fuzji autofagosomów z lizosomami wewnętrzna błona autofagosomalna i sekwestrowany ładunek są degradowane i poddawane recyklingowi. Autofagosomy mogą sekwestrować materiał cytoplazmatyczny zarówno w sposób losowy (autofagia nieselektywna), jak i selektywny (autofagia selektywna). Autofagia masowa najprawdopodobniej stanowi mieszankę autofagii nieselektywnej i selektywnej.
W latach sześćdziesiątych i siedemdziesiątych ("era morfologiczna" badań nad autofagią), sekwestracja autofagiczna była głównie oceniana za pomocą analiz ultrastrukturalnych. W latach osiemdziesiątych i na początku lat dziewięćdziesiątych ("era biochemiczna") Per Seglen i współpracownicy, którzy badali autofagię w pierwotnych hepatocytach szczurów, opracowali pierwsze metody ilościowego pomiaru aktywności sekwestracji autofagicznej3. Korzystając z tych testów, Seglen zdefiniował i scharakteryzował różne etapy szlaku autofagiczno-lizosomalnego4,5, odkrył i ukuł amfisom6 (produkt fuzji endosomu z autofagosomem) i jako pierwszy opisał rolę fosforylacji białek w regulacji autofagii7. Jednak po odkryciu ATG w latach 90. ("era molekularna") i pierwszej charakterystyce ssaczego białka ATG8, białka związanego z mikrotubulami 1A/1B-łańcuch lekki 3 (LC3) w 20008, zastosowanie białek ATG jako markerów procesu autofagicznego szybko zyskało popularność, a starsze i bardziej pracochłonne metody biochemiczne pozostały w tyle. W rzeczywistości, w ciągu ostatnich 18 lat, analizy LC3 za pomocą western blot i mikroskopii fluorescencyjnej stały się zdecydowanie najpopularniejszym (a w wielu przypadkach jedynym) sposobem badania autofagii w komórkach ssaków. Zaletą jest względna łatwość, z jaką można przeprowadzić te metody. Wadą jest to, że bada się komponent wózka (LC3), a nie rzeczywisty ładunek autofagiczny. Jest to dość poważna wada, ponieważ związek między stanami i/lub przepływem LC3 przez ścieżkę a sekwestracją i przepływem ładunku jest wysoce niejasny. W rzeczywistości wykazaliśmy, że strumień ładunków masowych może być utrzymywany na wysokim poziomie w warunkach, w których nie ma strumienia LC3, pomimo obecności sprzężonego LC3 w komórkach9. Co więcej, wykazaliśmy, że na masową autofagię nie ma wpływu efektywne zubożenie LC3, a zatem prawdopodobnie jest niezależna od LC39. Odkrycie to zostało później potwierdzone przez LC3 knock-out studies10,11, które wskazują również, że mitofagia zależna od Parkiny (selektywna autofagia mitochondriów) jest niezależna od LC310,11.
Podsumowując, istnieje wyraźna potrzeba testów opartych na ładunku do monitorowania aktywności autofagicznej. Optymalnie takie testy powinny mieć szerokie zastosowanie, być dobrze zdefiniowane i łatwe do wykonania. W ciągu ostatnich kilku lat szczególnie zainteresowaliśmy się testem sekwestracji LDH, który został opracowany przez Pera Seglena w latach 1980-tych12 i opiera się na pomiarze transferu cytozolowego LDH do sedymentowalnych, autofagicznych frakcji komórek zawierających wakuolę. LDH jest stabilnym, rozpuszczalnym białkiem cytozolowym, które jest łatwo sekwestrowane, gdy fagofory owijają ładunek cytoplazmatyczny. Sekwestracja LDH jest zatem ogólną miarą sekwestracji autofagicznej. LDH jest rozkładany wyłącznie przez szlak autofagiczno-lizosomalny12. Tak więc, w obecności lizosomalnych inhibitorów degradacji, np. bafilomycyny A1 (Baf)13, eksperymentalne efekty leczenia bezpośrednio odzwierciedlają zmiany w aktywności sekwestracji autofagicznej. W przypadku braku inhibitorów degradacji można zmierzyć efekt netto zmian w sekwestracji i degradacji LDH.
Test sekwestracji LDH ma szerokie zastosowanie, ponieważ LDH jest wysoce i wszechobecnie wyrażany we wszystkich typach komórek, a poziomy LDH mogą być dokładnie określone ilościowo za pomocą testu enzymatycznego14,15. Jednak oryginalny protocol12 — ustalony w pierwotnych hepatocytach szczurów — był dość czasochłonny i wymagał dużej ilości materiału wyjściowego, a także specjalnie wykonanego kondensatora wyładowczego. Stopniowo przekształcaliśmy test w łatwą i wszechstronną metodę. Po pierwsze, oryginalny protokół został zaadaptowany do użytku w liniach komórkowych ssaków16. Po drugie, metoda została znacznie przeskalowana w dół3,9. Po trzecie, wyeliminowano kilka etapów protokołu, w tym pracochłonny etap poduszki gęstości17. Umożliwiło to jednocześnie dalsze zmniejszenie skali metody, od pierwotnego punktu wyjścia, w którym używano płytki o średnicy 10 cm na próbkę16, do użycia pojedynczego dołka z płytki 12-dołkowej na próbkę (tj. około 15-krotnie mniej materiału wyjściowego)17. Po czwarte, zidentyfikowaliśmy komercyjne urządzenie do elektroporacji, które mogłoby zastąpić wykonany na zamówienie kondensator wyładowczy elektryczny17.
Tutaj prezentowany jest nasz najbardziej aktualny protokół testu sekwestracji LDH, który zawiera kilka dalszych uproszczeń metody w porównaniu do poprzednio opublikowanego17. Ponadto przedstawiono zestaw typowych wyników uzyskanych na wielu różnych typach komórek, a co ważne, przedstawiono wiele linii eksperymentalnych walidacji metody przy użyciu metod farmakologicznych oraz genetycznych knockdown i knockout. Aby zapoznać się z ogólnym schematem przepływu całego protokołu, zobacz Rysunek 1.

<table><tbody><tr><td>Probówki do mikrowirówek 1,5 ml i 2 ml&nbsp;</td><td>Eppendorf</td><td>211-2130 i 211-2120</td><td></td></tr><tr><td>płytki 12-dołkowe&nbsp;</td><td>Falcon</td><td>353043</td><td></td></tr><tr><td>Accumax&nbsp; rozwiązanie do odłączania komórek</td><td>Innowacyjne technologie komórkowe</td><td>A7089</td><td>Utrzymuj podwielokrotności na poziomie -20 & deg; C przez lata, a w lodówce przez kilka miesięcy</td></tr><tr><td>Bafilomycyna A1</td><td>Enzo</td><td>BML-CM110-0100</td><td>Rozpuścić w komórkach DMSO</td></tr><tr><td>BJ</td><td>ATCC</td><td>CRL-2522</td><td>stosować przy pasażu < 30</td></tr><tr><td>Albumina surowicy bydlęcej (BSA)</td><td>VWR</td><td>422361V</td><td></td></tr><tr><td>Komora licząca Burker</td><td>Fisher Scientific</td><td>139-658585</td><td></td></tr><tr><td>Szkiełka komory liczenia komórek Countess</td><td>ThermoFisher Scientfic</td><td>C10228</td><td></td></tr><tr><td>Automatyczny licznik komórek Countess II</td><td>ThermoFisher Scientfic</td><td>AMQAX1000</td><td></td></tr><tr><td>Szkło nakrywkowe do komory</td> <td>liczącej BurkerFisher Scientific</td><td>139-658586</td><td></td></tr><tr><td>Criterion Tris-HCl Gel, 4&ndash; 20%, 26-dołkowe, 15 i mikro; dł., 13,3 cm x 8,7 cm (szer. x dł.)&nbsp;</td><td>Bio-Rad</td><td>3450034</td><td></td></tr><tr><td>DTT</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>D0632</td><td></td></tr><tr><td>Zrównoważony roztwór soli Earle'a (EBSS)</td><td>Gibco</td><td>24010-043</td><td>zawiera 0,1% glukozy</td></tr><tr><td>EDTA</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>E7889</td><td></td></tr><tr><td>Kuweta elektroporacyjna (4 mm)</td><td>Bio-Rad</td><td>1652088</td><td></td></tr><tr><td>Elektroporator fali rozpadu wykładniczego</td><td>BTX Harvard Aparatura</td><td>&nbsp; EMC 630</td><td></td></tr><tr><td>Płodowa surowica bydlęca (FBS)</td><td>Sigma</td><td>F7524</td><td>10% stężenie końcowe w RPMI 1640 pożywka</td></tr><tr><td>HEK293 komórki</td><td>ATCC</td><td>CRL-1573</td><td></td></tr><tr><td>Imidazol</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>56750</td><td>Autoklaw 65 mM roztwór i przechowywać w lodówce przez miesiące</td></tr><tr><td>Inkubator; Inkubator CO2 z automatycznym przepływem IR Direct Heat</td><td>NuAire</td><td>NU-5510E</td><td></td></tr><tr><td>Lipofectamina RNAiMAX Odczynnik do transfekcji</td><td>ThermoFisher</td><td>13778150</td><td></td></tr><tr><td>Ogniwa LNCaP</td><td>ATCC</td><td>CRL-1740</td><td>zastosowanie przy pasażu < 30</td></tr><tr><td>3-metyloadenina (3MA)</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>M9281</td><td>Zapas 100 mM w RPMI w -20 &deg;C.&nbsp; Podgrzej zapas do 65 & deg; C przez 10 minut i stosować przy końcowym stężeniu 10 mM</td></tr><tr><td>Mikrowirówka chłodnicza</td><td>Beckman Coulter Life Sciences</td><td>368831</td><td></td></tr><tr><td>Mikrowirówka lodówkowa z funkcją trybu miękkiego</td><td>Eppendorf&nbsp;</td><td>Eppendorf 5417R&nbsp;</td><td></td></tr><tr><td>MRT67307 chlorowodorek (ULKi)</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>SML0702</td><td>Hamuje aktywność kinazy ULK. Rozpuścić w DMSO.</td></tr><tr><td>Przyrząd MaxMat Multianalyzer</td><td>Erba Diagnostics</td><td>PL-II</td><td></td></tr><tr><td>MCF7 komórki</td><td>ATCC</td><td>HTB-22</td><td></td></tr><tr><td>NADH</td><td>Merck-Millipore</td><td>1.24644.001</td><td></td></tr><tr><td>Nycodenz</td><td>Axis-Shield</td><td>1002424</td><td></td></tr><tr><td>Opti-MEM Obniżona surowica</td><td>ThermoFisher</td><td>31985062</td><td></td></tr><tr><td>Sól fizjologiczna buforowana fosforanami (PBS)</td><td>Gibco</td><td>20012-019</td><td></td></tr><tr><td>Końcówki do pipet 3 (0,5-20 &mikro; L)</td><td>VWR</td><td>732-2223</td><td>Thermo Fischer ART Końcówki barierowe</td></tr><tr><td>Końcówki do pipet (1-200 &mikro; L)</td><td>VWR</td><td>732-2207&nbsp;</td><td>Thermo Fischer ART Końcówki barierowe</td></tr><tr><td>Końcówki do pipet (100-1 000 i mikro; L)</td><td>VWR</td><td>732-2355&nbsp;</td><td>Thermo Fischer ART Końcówki barierowe</td></tr><tr><td>Pipety</td><td>ThermoFisher</td><td>4701070</td><td>Finnpipette F2 GLP Kit</td></tr><tr><td>Poly-D-lizyna</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>P6407-10X5MG</td><td>Przygotuj roztwór podstawowy o stężeniu 1 mg/ml w sterylnym H2O. To rozwiązanie jest stabilne przy -20 &deg; C przez co najmniej 1 rok.</td></tr><tr><td>Pirogroniany</td><td>Merck-Millipore</td><td>1066190050</td><td></td></tr><tr><td>Ogniwa RPE-1 (hTERT RPE-1)</td><td>ATCC</td><td>CRL-4000</td><td></td></tr><tr><td>RPMI 1640</td><td>Gibco</td><td>21875-037</td><td></td></tr><tr><td>SAR-405</td><td>ApexBio&nbsp;</td><td>A8883</td><td>Hamuje kinazę fosfoinozytolu 3-klasy III (PIK3C3). Rozpuścić w DMSO.</td></tr><tr><td>Tłumik Select Negative Control #1 (siCtrl)</td><td>ThermoFisher/Ambion</td><td>4390843</td><td></td></tr><tr><td>Silencer Select ATG9-ukierunkowany na siRNA (siATG9A)</td><td>ThermoFisher/Ambion</td><td>s35504</td><td></td></tr><tr><td>Silencer Select FIP200 ukierunkowany na FIP200</td> <td>ThermoFisher/Ambion</td><td>s18995</td><td></td></tr><tr><td>Tuner Select siRNA ukierunkowany na ULK1 (siULK1)</td><td>ThermoFisher/Ambion</td><td>s15964</td><td></td></tr><tr><td>Silencer Select siRNA ukierunkowany na ULK2 (siULK2)</td><td>ThermoFisher/Ambion</td><td>s18705</td><td></td></tr><tr><td>Silencer Select siRNA ukierunkowany na GABARAP (siGABARAP)</td><td>ThermoFisher/Ambion</td><td>s22362</td><td></td></tr><tr><td>Silencer Select siRNA ukierunkowany na GABARAPL1 (siGABARAPL1)</td><td>ThermoFisher/Ambion</td><td>s24333</td><td></td></tr><tr><td>Silencer Select siRNA ukierunkowany na GABARAPL2 (siGABARAPL2)</td><td>ThermoFisher/Ambion</td><td>s22387</td><td></td></tr><tr><td>Fosforan sodu jednozasadowy dwuwodny (NaH2PO4 &bull; 2H2O)&nbsp;</td><td>Merck-Millipore</td><td>1.06580.1000</td><td></td></tr><tr><td>Fosforan sodu dwuzasadowy dwuwodny (Na2HPO4 &bull; 2H2O )&nbsp;</td><td>Prolabo</td><td>28014.291</td><td></td></tr><tr><td>Sacharoza</td><td>VWR</td><td>443816T</td><td>10% stężenie końcowe w wodzie; przefiltrować przez 0,45 i mikro; m przefiltrować i przechowywać w lodówce przez miesiące</td></tr><tr><td>Thapsigargin</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>T9033</td><td>Hamuje pompę SERCA ER Ca2+. Rozpuścić w DMSO.</td></tr><tr><td>Tryton X-405&nbsp;</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>X405</td><td>1% końcowy</td></tr><tr><td>Trypan Blue barin 0,4%</td> <td>Sondy molekularne</td><td>T10282</td><td></td></tr><tr><td>Trypsin-EDTA (0,25% w/v Trypsyna)</td> <td>Gibco</td><td>25200-056</td><td></td></tr><tr><td>Tween-20</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>P2287</td><td>0,01% końcowy</td></tr></tbody></table>

test sekwestracji dehydrogenazy mleczanowej — prosta i wiarygodna metoda określania masowej aktywności sekwestracji autofagicznej w komórkach ssaków

The Lactate Dehydrogenase Sequestration Assay &#8212; A Simple and Reliable Method to Determine Bulk Autophagic Sequestration Activity in Mammalian Cells

Masowa autofagia charakteryzuje się sekwestracją dużych porcji cytoplazmy na podwójne/wielobłonowe struktury zwane autofagosomami. Tutaj opisano prosty protokół monitorowania tego procesu. Ponadto przedstawiono typowe wyniki i eksperymentalną walidację metody w warunkach indukujących autofagię w różnych typach hodowanych komórek ssaków. Podczas autofagii masowej autofagosomy sekwestrują cytozol, a tym samym rozpuszczalne białka cytozolowe, wraz z innymi ładunkami autofagicznymi. LDH jest stabilnym i bardzo obfitym, rozpuszczalnym enzymem cytozolowym, który jest nieselektywnie sekwestrowany do autofagosomów. Wielkość sekwestracji LDH odzwierciedla zatem wielkość masowej sekwestracji autofagicznej. Aby skutecznie i dokładnie określić sekwestrację LDH w komórkach, stosujemy protokół frakcjonowania oparty na elektrozakłóceniach, który skutecznie oddziela LDH osadowy od cytozolowego, a następnie mierzy aktywność enzymatyczną we frakcjach sedymentacyjnych w porównaniu z próbkami całych komórek. Sekwestrację autofagiczną określa się poprzez odjęcie proporcji sedymentacyjnego LDH w komórkach niepoddanych działaniu substancji od proporcji w komórkach poddanych działaniu substancji chemicznej. Zaletą testu sekwestracji LDH jest to, że daje ilościową miarę autofagicznej sekwestracji ładunku endogennego, w przeciwieństwie do innych metod, które obejmują ektopową ekspresję sond sekwestracyjnych lub półilościowe analizy ochrony proteazy markerów lub receptorów autofagii.

Zastosowanie opisanego tutaj protokołu pozwoliło na pomiar całkowitej aktywności sekwestracji autofagicznej w wielu różnych liniach komórkowych ssaków, w tym w komórkach LAPC4, DU145, Huh7, PNT2A, HeLa, VCaP, H3122, Hec1A, MCF-7, T47D, U2OS, PC3, G361, embrionalnych fibroblastach mysich (MEFs), RPE-1, HEK293, BJ oraz LNCaP. Sekwestrację oceniano w warunkach bazalnych (w pełnym, bogatym w składniki odżywcze medium) lub w komórkach poddanych ostremu głodzeniu z surowicy i aminokwasów (warun...

Tutaj opisany jest prosty i dobrze sprawdzony protokół pomiaru masowej aktywności sekwestracji autofagicznej w komórkach ssaków. Metoda opiera się na ilościowym określeniu proporcji dehydrogenazy mleczanowej (LDH) we frakcjach komórek sedymentacyjnych w porównaniu z całkowitymi poziomami LDH w komórkach.

Test sekwestracji dehydrogenazy mleczanowej — prosta i wiarygodna metoda określania masowej aktywności sekwestracji autofagicznej w komórkach ssaków

Bulk autophagy is characterized by the sequestration of large portions of cytoplasm into double/multi-membrane structures termed autophagosomes. Here a ...

Metoda ta może pomóc odpowiedzieć na kluczowe pytania w dziedzinie autofagii, takie jak sposób regulacja tworzenia autofagosomów i jak różne zabiegi komórkowe i warunki wpływają na masową autoforientację. Główną zaletą tej techniki jest to, że mierzy ona endogenną sekwestrację ładunku. W związku z tym metoda ta ma szerokie zastosowanie i jest niezależna od sztucznej nadekspresji czy wprowadzenia sond ładunkowych.Procedurę zademonstrują Paula Szalai i Morten Luhr, doktoranci z mojego laboratorium. Na początek hoduj przylegające komórki w kolbach do hodowli tkankowych o powierzchni 75 centymetrów kwadratowych w wilgotnym inkubatorze z 5% dwutlenkiem węgla w temperaturze 37 stopni Celsjusza. Pozwól komórkom rosnąć, aż dotrą do prawie zlewającej się warstwy komórek.Następnie umyj komórki trzema mililitrami PBS w temperaturze 37 stopni Celsjusza i pH 7,4. Usuń PBS i zastąp go trzema mililitrami 0,25% trypsyny EDTA. Inkubować w wilgotnym inkubatorze z 5% dwutlenkiem węgla w temperaturze 37 stopni Celsjusza, aż komórki się odłączą.Następnie zawiesić komórki w siedmiu mililitrach pożywki hodowlanej zawierającej 10% FBS i przenieść do sterylnej probówki o pojemności 50 mililitrów. Za pomocą końcówki pipety o pojemności od 0,5 do 20 mikrolitrów przenieś 10 mikrolitrów zawiesiny komórek do probówki mikrowirówki zawierającej 10 mikrolitrów błękitu trypanowego. Użyj tej samej końcówki pipety, aby natychmiast napełnić szkiełko komory liczącej i policzyć komórki w automatycznym liczniku komórek.Następnie użyć pożywki hodowlanej zawierającej 10% FBS, aby przygotować odpowiednie rozcieńczenie zawiesiny komórek. Stosując techniki aseptyki, wysiewać jeden mililitr zawiesiny rozcieńczonych komórek do każdej studzienki 12-dołkowej płytki do hodowli tkankowej. Inkubować w wilgotnym inkubatorze z 5% dwutlenkiem węgla w temperaturze 37 stopni Celsjusza, aż do osiągnięcia pożądanej gęstości komórek.Przy pożądanych zabiegach doświadczalnych pozostawia się jeden zestaw studzienek nieoczyszczonych w celu określenia poziomów tła sedymentacyjnego LDH. Trzy do czterech godzin przed zbiorami dodaj do każdej studzienki nasyconą ilość inhibitora po sekwestracji, Bafilomycyny A1. Inkubować w wilgotnym inkubatorze z 5% dwutlenkiem węgla w temperaturze 37 stopni Celsjusza.Pod koniec okresu leczenia odsysa się w celu zassania medium. Do każdej studzienki dodać 200 mikrolitrów roztworu do oddzielania komórek podgrzanego do 37 stopni Celsjusza. Inkubować w temperaturze 37 stopni Celsjusza, aż komórki się oderwą.Do każdej studzienki dodać 500 mikrolitrów PBS o temperaturze pokojowej i pH 7,4 zawierającej 2% BSA. Za pomocą pipety zawiesić każdą studzienkę, aż nie będą widoczne grudki komórek. Następnie natychmiast przenieś zawiesinę komórek w każdej studzience do oddzielnej 1,5 mililitrowej probówki wirówkowej na lodzie.Odwirować probówki w temperaturze 400 razy g i czterech stopniach Celsjusza przez pięć minut, aby osadzić komórki. Użyj ssania, aby dokładnie zassać supernatant, pozostawiając granulki komórek tak suche, jak to możliwe. Następnie dodaj 400 mikrolitrów roztworu zawierającego 10% sacharozy w ultra czystej wodzie do każdej probówki.Za pomocą pipety ponownie zawiesić osad komórek, aby uzyskać zawiesinę prawie pojedynczej komórki. Przenieś tę zawiesinę do czteromilimetrowej kuwety do elektroporacji. Umieść kuwetę w elektroporatorze fali rozpadu wykładniczego i wyładuj pojedynczy impuls elektryczny o napięciu 800 woltów, 25 mikrofaradach i 400 omach.Użyj nowej końcówki pipety, aby przenieść rozdrobnioną komórkę do 1,5-mililitrowej probówki wirówkowej zawierającej 400 mikrolitrów lodowatego roztworu sacharozy buforowanego fosforanem i krótko wymieszać przez pipetowanie. Powtórzyć ten proces zawieszania, elektrozakłócenia i mieszania dla każdej próbki. Jeśli wykonujesz zabieg po raz pierwszy, upewnij się, że zweryfikowałeś skuteczne i selektywne elektrozakłócenie błony plazmatycznej zgodnie z opisem w tekście.Aby uzyskać osadzone frakcje LDH, należy usunąć 550 mikrolitrów z każdego rozcieńczonego roztworu zaburzającego tworzenie komórek i przenieść go do własnej dwumililitrowej probówki mikrowirówkowej zawierającej 900 mikrolitrów lodowatego buforu do zawieszania z 0,5% BSA i 0,01% Tween 20. Krótko odpipetować do wymieszania. Wirować przy 18 000 g i czterech stopniach Celsjusza przez 45 minut, aby wytworzyć granulki zawierające osadzony LDH.Za pomocą odsysania dokładnie odessać supernatant, aby pozostawić granulki tak suche, jak to możliwe. Przechowuj osadzone próbki LDH w temperaturze minus 80 stopni Celsjusza, aż będą gotowe do analizy. Aby uzyskać całkowite frakcje LDH, przenieś 150 mikrolitrów z każdego z rozcieńczonych roztworów zaburzających komórki do własnej nowej probówki.Przechowuj je w zamrażarce o temperaturze minus 80 stopni Celsjusza, aż będą gotowe do analizy. Rozmrozić zarówno osadzony LDH, jak i wszystkie próbki LDH na lodzie. Po rozmrożeniu dodaj 300 mikrolitrów lodowatego buforu do reprodukcji zawierającego 1,5% Triton X-405 do całkowitych próbek LDH.Obracaj próbki na wałku w chłodnym pomieszczeniu przez 30 minut. Następnie dodaj 750 mikrolitrów lodowatego buforu do zawieszania zawierającego 1% Triton X-405 do osadzonych próbek LDH. Za pomocą pipety zawiesić granulki, aż roztwór będzie jednorodny.Odwirować wszystkie próbki w temperaturze 18 000 g i czterech stopniach Celsjusza przez pięć minut, aby osadzać nierozpuszczone resztki komórkowe. Po zakończeniu wirowania umieścić próbki na lodzie. Oznaczyć poziomy LDH w supernatantach za pomocą klasycznego testu enzymatycznego, jak opisano w tekście, lub dowolnego z szerokiej gamy dostępnych na rynku zestawów.W tym badaniu masowa aktywność sekwestracji autofagicznej jest monitorowana w wielu różnych liniach komórkowych ssaków. Jak pokazano tutaj, zarówno podstawowa, jak i indukowana głodem sekwestracja LDH oraz komórki LNCaP są całkowicie zniesione przez inhibitor kinazy pan-PI3, 3MA. Selektywny inhibitor kinazy PI3 klasy trzeciej, SAR-405 i inhibitor pompy wapniowej ER, Thapsigargin.W komórkach HEK293 sekwestracja LDH w warunkach głodu jest silnie zmniejszona zarówno przez Thapsigarginę, jak i przez inhibitor ULK, MRT 67307. Co więcej, wykazano, że sekwestracja LDH wywołana głodem jest konsekwentnie hamowana przez 3MA w innych obserwowanych liniach komórkowych. Następnie stosuje się różne MEF-y z nokautem genu ATG w celu przetestowania, czy geny związane z autofagią, które są niezbędne do tworzenia autofagosomów, są wymagane do sekwestracji LDH.Jak widać, sekwestracja LDH wywołana głodem została zniesiona w MEFS z nokautem ATG5. Co więcej, jest również stępiony w nokautujących MEF-ach ATG7 i ATG9A. Na koniec określono efekty wyciszania kluczowych transkryptów genu ATG za pośrednictwem RNAi.Obserwuje się, że transfekcja za pomocą siRNA ukierunkowanego na ATG9A lub z połączonym celowaniem w ULK1 i ULK2 znacznie zmniejsza sekwestrację LDH w komórkach LNCaP. Podczas wykonywania tej procedury ważne jest, aby zachować dokładność na wszystkich etapach pipetowania. Zgodnie z tą procedurą można zastosować inne metody, takie jak test długotrwałej degradacji białek, aby odpowiedzieć na dodatkowe pytania, takie jak to, czy zaobserwowano zmiany w aktywności sekwestracji, skutkujące porównywalnymi zmianami w aktywności degradacji autofagicznej.Po ustaleniu tej metody w liniach komórkowych ssaków, użyliśmy jej do wykazania, że masowa autofagia jest niezależna od rodziny białek LC3 i zamiast tego wymaga GABARAP. Podkreśla to znaczenie stosowania niezależnych od LC3 metod monitorowania aktywności autofagii.

the-lactate-dehydrogenase-sequestration-assay-simple-reliable-method

Research

JoVE Journal

Biology

Biologia

Ten film opisuje test kolorymetryczny do pomiaru mleczanu w lizatach komórkowych przy użyciu enzymu dehydrogenazy mleczanowej. Enzym ten przekształca mleczan w pirogronian, wraz z konwersją NAD do NADH, który reaguje z barwnikami tetrazolowymi i daje kolorowy produkt, który można zmierzyć spektrofotometrycznie w celu ilościowego określenia mleczanu.

Test kolorymetryczny do oznaczania ilościowego mleczanu w próbkach badanych

Film demonstruje test do oceny masowej aktywności sekwestracji autofagicznej w komórkach ssaków. Wykorzystuje elektroporację do uwalniania białek cytozolowych, w tym dehydrogenazy mleczanowej (LDH). Sekwestrowane LDH i całkowite komórkowe frakcje LDH są oznaczane w celu oceny sekwestracji LDH, dostarczając wglądu w ogólną aktywność sekwestracji masowej.

Kwantyfikacja masowej aktywności sekwestracji autofagicznej w komórkach ssaków

Tutaj, wielospektralna cytometria przepływowa z funkcją analityczną, która porównuje jasne obrazy szczegółów 3 markerów autofagii i określa ilościowo ich kolokalizację, wraz z liczeniem plamek LC3, została użyta do pomiaru autofagii w obiektywny, ilościowy i statystycznie solidny sposób.

Ocena strumienia autofagicznego poprzez pomiar kolokalizacji LC3, p62 i LAMP1 za pomocą cytometrii przepływowej obrazowania wielospektralnego

Mitofagia, proces oczyszczania uszkodzonych mitochondriów, jest niezbędny do homeostazy mitochondriów i utrzymania zdrowia. W tym artykule przedstawiono niektóre z najnowszych metod wykrywania mitofagii w komórkach ludzkich, Caenorhabditis elegans i myszach.

Wykrywanie mitofagii in vitro i in vivo w komórkach ludzkich, C. elegans i myszach

Opisujemy protokół mapowania przestrzennego rozkładu aktywności enzymatycznej dla enzymów, które generują fosforan dinukleotydu nikotynoatmidadeninowego (NAD(P)H) + H+ bezpośrednio w próbkach tkanek.

Mapowanie metabolizmu: monitorowanie aktywności dehydrogenazy mleczanowej bezpośrednio w tkance

Opisujemy nasz protokół pomiaru rytmów biologicznych w katabolizmie białek poprzez autofagię i proteasom w wątrobie myszy.

Pomiar rytmów dobowych w strumieniu autofagicznym i proteasomalnym

Celem tego protokołu jest określenie poziomów autofagicznych w raku trzustki i komórkach groniastych trzustki poprzez immunofluorescencję LC3 i kwantyfikację kropek LC3.

Ocena poziomów autofagii w dwóch różnych modelach komórek trzustki przy użyciu immunofluorescencji LC3

Tutaj prezentujemy kompilację testów do bezpośredniego pomiaru funkcji mitochondriów w komórkach ssaków, niezależnie od ich zdolności do zużywania tlenu cząsteczkowego.

Testy niezależne od tlenu do pomiaru funkcji mitochondriów u ssaków

Tutaj opisujemy szczegółowy protokół użycia testu reporterowego opartego na lucyferazie w półautomatycznym, wysokoprzepustowym formacie przesiewowym.

Badania przesiewowe leków komórkowych w kierunku inhibitorów peptydazy cysteinowej 4B związanej z autofagią

Tutaj prezentujemy metodologię zwięzłej oceny poziomów markera autofagosomu LC3-II w pęcherzykach zewnątrzkomórkowych (EVs) za pomocą immunoblottingu. Analiza poziomów LC3-II w EV, tworzeniu autolizosomów i tworzeniu omegasomów sugeruje nową rolę STX6 w uwalnianiu LC3-II-dodatnich EV, gdy fuzja autofagosomu z lizosomem jest hamowana.

Ocena uwalniania LC3-II przez pęcherzyki zewnątrzkomórkowe w odniesieniu do akumulacji wewnątrzkomórkowych pęcherzyków LC3-dodatnich

Odkryj metodę pomiaru masowej aktywności sekwestracji autofagicznej w komórkach ssaków poprzez oznaczanie dehydrogenazy mleczanowej. Ta technika pozwala badać endogenną sekwestrację ładunku bez sztucznych sond.

Test sekwestracji dehydrogenazy mleczanowej — prosta i wiarygodna metoda określania masowej aktywności sekwestracji autofagicznej w komórkach ssaków (Wideo) | JoVE Journal

Test sekwestracji dehydrogenazy mleczanowej — prosta i wiarygodna metoda określania masowej aktywności sekwestracji autofagicznej w komórkach ssaków

Przeglądaj więcej filmów