Name: Produkcja urządzeń o dopasowanym współczynniku załamania światła dla mikrofluidyki biomedycznej (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2018-09-10T14:45:00.000+00:00
Duration: 9 min 54 s
Description: Poznaj metodę produkcji mikrofluidycznych urządzeń z dopasowanym współczynnikiem załamania światła przy użyciu polimeru MY133-V2000 i form PDMS. Technika ta eliminuje artefakty mikroskopowe i poprawia uszczelnienie kanałów.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Ta praca była wspierana przez biuro Wiceprezydenta ds. Badań Uniwersytetu Utah, a także przez fundusze w połączeniu z grantem P30 CA042014 przyznanym Huntsman Cancer Institute i Programowi CRR w Huntsman Cancer Institute.

1. Wytwarzanie negatywu polidimetylosiloksanu
<ol>
	<li>Przygotowanie polidimetylosiloksanu
	<ol>
		<li>Odmierz 18 g elastomeru silikonowego PDMS i 1,8 g odczynnika utwardzającego. Wlej odczynnik utwardzający do łódki pomiarowej zawierającej elastomer.</li>
		<li>Mieszać energicznie elastomer i odczynnik utwardzający przez 1 minutę i umieścić mieszaninę w komorze próżniowej na 30 minut.</li>
		<li>Wyjmij PDMS z próżni, wlej 15 g na negatyw za pomocą foremki do ciastek (promień = 3,8 cm), aby zapobiec spływaniu PDMS z boku, i przykryj pozostałą mieszaninę PDMS.</li>
		<li>Umieść formę zawierającą PDMS w komorze próżniowej na 10 minut.</li>
		<li>Wyjmij formę zawierającą PDMS z komory próżniowej, umieść ją na płycie grzejnej ustawionej na 150 °C na 60 minut w celu utwardzenia i przykryj folią aluminiową.</li>
		<li>Wlej pozostały PDMS na odwróconą szklaną szalkę Petriego (o średnicy 10 cm), używając innej foremki do ciastek jako foremki, aby utworzyć podkładkę z PDMS. Umieść to w komorze próżniowej, aż ujemny PDMS zostanie całkowicie utwardzony.</li>
		<li>Przenieść szalkę Petriego z PDMS z próżni na wstępnie nagrzaną płytę grzejną, aby utwardzić się w temperaturze 150 °C przez 60 minut.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Plazmowa obróbka powierzchni polidimetylosiloksanu
	<ol>
		<li>Włóż ostrą żyletkę pod PDMS i foremkę do ciastek, aby ostrożnie usunąć PDMS z negatywu.</li>
		<li>Użyj ostrego noża hobbystycznego, aby wyciąć negatyw z większego kawałka PDMS; powinien być on przecięty z wystarczającą ilością obszaru buforowego, aby przymocować na nim kolejny kawałek PDMS bez zasłaniania negatywu.</li>
		<li>Włóż ostrą żyletkę pod utwardzony PDMS z negatywem, aby ostrożnie usunąć PDMS z szalki Petriego.</li>
		<li>Użyj noża hobbystycznego, aby wyciąć kawałek PDMS z podkładki, który jest tego samego rozmiaru, co kawałek wycięty na negatyw. Następnie wytnij prostokąt z nowego kawałka PDMS z wystarczającą ilością miejsca, aby zmieścić go wokół mikrokanału, gdy zostanie umieszczony na negatywie.</li>
		<li>Umieść oba kawałki PDMS (negatyw i prostokąt) na płaskim podłożu (takim jak szkiełko wykonane ze szkła, kwarcu, polistyrenu lub innego materiału) i włóż je do środka do czyszczenia plazmowego o częstotliwości radiowej (RF). Zamknij drzwi i uszczelnij komorę, odprowadzając powietrze za pomocą pompy próżniowej. Wtryskiwanie powietrza do ciśnienia 400 mTorr za pomocą cyfrowego regulatora podciśnienia. 
		UWAGA: Jeśli podłoże użyte do czyszczenia plazmowego nie zostało użyte w czyszczalni plazmowej, należy umieścić je samodzielnie w czyszczarce plazmowej na 60 sekund przed obróbką negatywu, aby zapobiec przywieraniu akrylowej warstwy bazowej do podłoża.</li>
		<li>Ustaw RF na wysokie, a różowa plazma powietrzna powinna pojawić się w viewokienko. Poddaj je obróbce plazmowej dwa kawałki PDMS przez 30 sekund, a następnie wyłącz ustawienie RF. Pozwól, aby powietrze powoli wróciło do komory, aby turbulentny przepływ powietrza nie zakłócił zawartości komory.</li>
		<li>Wyjmij PDMS z myjki plazmowej i umieść ją na blacie stołu. Następnie ostrożnie odwróć prostokąt PDMS nad negatywem i dociśnij go parą kleszczy. Pozostaw na 10 minut, aby dwa kawałki PDMS przylegały do siebie.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Fluorozylanowa obróbka powierzchniowa polidimetylosiloksanu ujemnego
	<ol>
		<li>Za pomocą zakraplacza umieść 2 krople trichloro(1H,1H,2H,2H-perfluoro-oktylo)silanu (PFOTS) do małej łódki wagowej i włóż ją do szklanej komory próżniowej.</li>
		<li>Odwróć PDMS na kawałku folii aluminiowej (tak, aby negatyw mikrokanaliku był skierowany do góry) i włóż go do szklanej komory próżniowej. Następnie opróżnij komorę w sposób ciągły przez 24 godziny.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
2. Produkcja mikrokanału MY133
<ol>
	<li>Tworzenie struktury mikrokanalików MY133-V2000
	<ol>
		<li>Napełnij negatyw PDMS 400 μl MY133-V2000. 
		UWAGA: Negatyw musi być lekko przepełniony.</li>
		<li>Umieść negatyw PDMS wypełniony MY133-V2000 w komorze próżniowej na 2 godziny, aby usunąć wszelkie pęcherzyki.</li>
		<li>Wyjmij MY133-V2000 z próżni i powoli dociśnij szklane szkiełko do górnej części lekko przepełnionego negatywu, aby utworzyć płaską powierzchnię MY133-V2000 i zapobiec hamowaniu polimeryzacji przez tlen. 
		UWAGA: PDMS na powierzchni kanału częściowo zahamuje polimeryzację, umożliwiając wiązanie w późniejszych etapach. Szkiełko ma nieco obniżoną przezroczystość UV (35%) w porównaniu do kwarcu, co pomaga zapobiegać żółknięciu utwardzonego urządzenia.</li>
		<li>Włóż MY133-V2000 do piekarnika UV o mocy 400 W i ustaw promieniowanie UV na 50% maksymalnej intensywności na 300 sekund, aby utwardzić mikrokanał MY133-V2000. 
		UWAGA: Szczytowa długość fali używana do utwardzania urządzenia wynosi około 375 nm przy szerokości pasma około 25 nm. Do utwardzenia mikrokanału użyto około 4 500 mJ/cm2 mocy, co stanowi nieco ponad dwukrotnie większą moc utwardzania niż minimalna moc utwardzania zalecana przez producenta.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Budowa uchwytu akrylowego
	<ol>
		<li>Narysuj akrylową warstwę bazową za pomocą oprogramowania do rysowania wektorowego. Upewnij się, że warstwa podstawowa jest prostokątem o grubości 1.5 mm, długości 75 mm i szerokości 25 mm, z wyśrodkowanym prostokątem o wymiarach 25 mm x 11 mm.</li>
		<li>Narysuj akrylową warstwę środkową za pomocą oprogramowania do rysowania wektorowego. Upewnij się, że środkowa warstwa jest prostokątem (1,5 mm grubości, 75 mm długości i 25 mm szerokości) z wyśrodkowanym kwadratem (5 mm x 5 mm) i dwoma okręgami (oba o średnicy 3 mm) oddalonymi od siebie o 15 mm.</li>
		<li>Narysuj akrylową warstwę wierzchnią za pomocą oprogramowania do rysowania wektorowego. Upewnij się, że górna warstwa jest prostokątem (3 mm grubości, 30 mm długości i 25 mm szerokości) z wyśrodkowanym kwadratem (5 mm x 5 mm) i dwoma okręgami (oba o średnicy 3 mm) oddalonymi od siebie o 15 mm.</li>
		<li>Wytnij projekty urządzeń utworzone w oprogramowaniu do rysowania wektorowego za pomocą wycinarki laserowej. Użyj przykładowych ustawień 100% mocy i 30% prędkości. Uruchom program dwukrotnie, aby upewnić się, że akryl jest wycięty.</li>
		<li>Uderz w otwory w akrylowej warstwie wierzchniej za pomocą narzędzia do gwintowania M5 0,80 mm.</li>
		<li>Przetrzyj kawałki akrylu acetonem, aby usunąć wszelkie pozostałości śladów lub przypaleń.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Klejenie MY133-V2000 w uchwycie akrylowym
	<ol>
		<li>Przymocuj warstwę bazową akrylu do szklanego podłoża za pomocą kleju, takiego jak super klej cyjanoakrylowy. Umieść dwie małe krople na krawędziach akrylu, a następnie użyj jednorazowego narzędzia, aby równomiernie rozprowadzić klej. Umieść szklane podłoże na akrylu i pozwól klejowi wyschnąć, wykorzystując ciężar szkła, aby utrzymać go na miejscu.</li>
		<li>Pokryj odsłonięte szkło 100 μl PDMS za pomocą pipety wyporowej, a następnie włóż warstwę bazową do próżniowej powlekarki wirowej i ustaw ją na 1 500 obr./min na 2 minuty, aby równomiernie pokryć szkło folią PDMS o grubości około 10 μm.</li>
		<li>Usuń warstwę bazową z powlekarki wirowej i ostrożnie zetrzyj nadmiar PDMS, który pokrył akryl, acetonem i ręcznikiem papierowym. Uważaj, aby nie naruszyć nieutwardzonego PDMS.</li>
		<li>Piecz warstwę bazową z PDMS w piekarniku w temperaturze 65 °C przez 2 godziny, aby utwardzić PDMS.</li>
		<li>Odpipetować 1 ml PDMS na szklane szkiełko, a następnie użyć innego szklanego szkiełka, aby równomiernie rozprowadzić PDMS, aż zacznie wyciekać po bokach. Utwardź na gorącej płycie w temperaturze 150 °C przez 10 minut.</li>
		<li>Wytnij utwardzony PDMS w prostokąt o takich samych wymiarach jak urządzenie MY133-V2000, a następnie, używając środkowej warstwy akrylu jako formy, przebij otwory na zbiornik i wytnij kwadratowe okienko w PDMS, aby wykonać uszczelkę PDMS.</li>
		<li>Umieść MY133-V2000, kanałem do góry, na tym samym lub podobnym płaskim podłożu, które jest używane do plazmowej obróbki PDMS w kroku 1.2.5. Umieść akrylową warstwę bazową zawierającą utwardzone podłoże PDMS wzdłuż kanału MY133-V2000 w myjce plazmowej O2. Ustaw podciśnienie na 200 mTorr, a poziom RF na wysoki i poddaj powierzchnię kanału i szklanemu podłoże przez 30 sekund.</li>
		<li>Za pomocą kleszczyków natychmiast umieść kanał MY133-V2000 stroną do dołu w prostokątnym wycięciu w warstwie bazowej akrylu, tak aby MY133-V2000 stykał się z PDMS.</li>
		<li>Umieść uszczelkę PDMS na górze urządzenia MY133-V2000, wyrównując otwory w uszczelce ze zbiornikami w urządzeniu.</li>
		<li>Umieść niedokończone urządzenie na podniesionej platformie nad stołem, aby zapewnić powierzchnię zaciskową do montażu urządzenia.</li>
		<li>Pobrać 3 ml cementu akrylowego za pomocą strzykawki. Rozprowadź wystarczającą ilość cementu akrylowego na wierzchu warstwy podstawowej, aby zapewnić cienką powłokę. Płaszcz powinien być jak najbardziej równy i nie pozwól, aby materiał wsiąkł do kanału.</li>
		<li>Umieść środkową warstwę akrylową na wierzchu akrylowej warstwy podstawowej. Upewnij się, że otwory pokrywają się ze zbiornikami kanału MY133-V2000.</li>
		<li>Użyj 3 małych zacisków, aby przytrzymać warstwę podstawową i warstwę środkową tak mocno, jak to możliwe przez 2 minuty, podczas gdy cement akrylowy twardnieje, aby połączyć ze sobą kawałki akrylu. Upewnij się, że zbiorniki nie są zatkane podczas tego kroku, aby zapobiec uwięzieniu powietrza pod urządzeniem MY133-V2000.</li>
		<li>Usuń ciśnienie z urządzenia i umieść cement akrylowy na warstwie środkowej w miejscach przewidywanego kontaktu z wierzchnią warstwą akrylu.</li>
		<li>Umieść górną warstwę akrylu na środkowym kawałku warstwy akrylu, upewniając się, że otwory są wyrównane ze zbiornikami, i pozwól jej spoczywać na ławce przez 2 minuty, aż cement akrylowy wyschnie.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
3. Testowanie i użytkowanie urządzenia MY133-V2000
<ol>
	<li>Testowanie szczelności
	<ol>
		<li>Przetestuj urządzenie MY133-V2000, dodając 10 μl barwnika spożywczego lub wody dejonizowanej do jednego z otworów zbiornika w celu przetestowania przyczepności i przepływu.</li>
		<li>Włóż rurkę (o średnicy zewnętrznej 1/8 cala) do zbiornika i podłącz drugi koniec do syfonu próżniowego. Włącz próżnię, aby przeciągnąć barwnik lub wodę przez kanał, aby upewnić się, że powstało udane urządzenie.</li>
		<li>Sprawdź pod mikroskopem, czy w kanale lub zbiorniku nie ma wycieków, napełnij zbiornik etanolem i pozostaw etanol w temperaturze pokojowej na 10 minut. Następnie przeciągnij etanol za pomocą próżni, aby usunąć barwnik lub wodę z kanału.</li>
		<li>Spryskaj kanał etanolem i włóż go do sterylnego naczynia polistyrenowego. Owiń go szczelnie parafilmem i przechowuj w sterylnym miejscu, aż będzie potrzebny. 
		UWAGA: W tym momencie z urządzeniem należy obchodzić się w sposób aseptyczny, aby zapobiec zanieczyszczeniu. Gdy pojemnik jest gotowy do użycia, zewnętrzna część pojemnika powinna zostać wysterylizowana przy użyciu etanolu i wniesiona do komory bezpieczeństwa biologicznego przed otwarciem pojemnika.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Powlekanie ogniw MCF7 w urządzeniu MY133-V2000
	<ol>
		<li>Hoduj komórki MCF7 na 10-centymetrowych szalkach Petriego w kompletnym pożywce składającej się z minimalnej pożywki niezbędnej (DMEM) Dulbecco, uzupełnionej 10% płodowej surowicy bydlęcej, penicyliny-streptomycyny, glutaminy i aminokwasów endogennych, w inkubatorze do hodowli komórkowych, który utrzymuje wilgotną atmosferę zawierającą 5%CO2 i 20%O2 w temperaturze 37 °C. Wyhoduj komórki do około 80% konfluencji przed wysiewem ich do mikrokanału.</li>
		<li>Najpierw spryskaj styropianowe naczynie zawierające mikrokanalik 70% etanolem. Następnie przenieś go do szafy bezpieczeństwa biologicznego przed usunięciem parafilmu chroniącego kanał przed otaczającym środowiskiem laboratoryjnym.</li>
		<li>Unieruchomić fibronektynę pochodzącą z ludzkiego osocza na powierzchni mikrokanału, rozcieńczając ją w roztworze soli fizjologicznej buforowanej fosforanami (DPBS) firmy Dulbecco do 10 μg/ml. Następnie wstrzyknąć 20 μl tego roztworu do kanału i inkubować w temperaturze 20 °C przez 45 minut.</li>
		<li>Wypłukać roztwór fibronektyny z kanału, wstrzykując do niego 20 μl pożywki do hodowli komórkowej i pozostawić do inkubacji w temperaturze 20 °C przez 10 minut.</li>
		<li>Umyj komórki 10 ml DPBS i trypsynizuj komórki, dodając 1 ml 1x trypsyny. Inkubować komórki w temperaturze 37 °C przez 7 minut. Zneutralizować trypsynę za pomocą 9 ml kompletnej pożywki.</li>
		<li>Wstrzyknąć 20 μl komórek do kanału i inkubować je w temperaturze 37 °C przez 45 - 120 minut, aby umożliwić przyłączenie do podłoża przed obrazowaniem.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>

<ol><li>Zare, R. N., Kim, S. <a target="_blank" href="https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/20433347">Microfluidic platforms for single-cell analysis.</a> Annual Review Biomedical Engineering. 12, 187-201 (2010).</li>
<li>Neuzi, P., Giselbrecht, S., Lange, K., Huang, T. J., Manz, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Revisiting+lab-on-a-chip+technology+for+drug+discovery%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Reviews+Drug+Discovery%22%5BJournal%5D)">Revisiting lab-on-a-chip technology for drug discovery.</a> Nature Reviews Drug Discovery. 11 (8), 620-632 (2012).</li>
<li>Xu, W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cell+stiffness+is+a+biomarker+of+the+metastatic+potential+of+ovarian+cancer+cells%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+ONE%22%5BJournal%5D)">Cell stiffness is a biomarker of the metastatic potential of ovarian cancer cells.</a> PLoS ONE. 7 (10), 46609(2012).</li>
<li>Karakas, H. E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+microfluidic+chip+for+screening+individual+cancer+cells+via+eavesdropping+on+autophagy-inducing+crosstalk+in+the+stroma+niche%5BTitle%5D)+AND+%22Scientific+Reports%22%5BJournal%5D)">A microfluidic chip for screening individual cancer cells via eavesdropping on autophagy-inducing crosstalk in the stroma niche.</a> Scientific Reports. 7 (1), 2050(2017).</li>
<li>DeBerardinis, R. J., Lum, J. J., Hatzivassiliou, G., Thompson, C. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+biology+of+cancer%3A+metabolic+reprogramming+fuels+cell+growth+and+proliferation%5BTitle%5D)+AND+%22Cell+Metabolism%22%5BJournal%5D)">The biology of cancer: metabolic reprogramming fuels cell growth and proliferation.</a> Cell Metabolism. 7 (1), 11-20 (2008).</li>
<li>Yin, H., Marshall, D. <a target="_blank" href="https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/22133547">Microfluidics for single cell analysis.</a> Current Opinion in Biotechnology. 23 (1), 110-119 (2012).</li>
<li>Kemper, B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Monitoring+of+laser+micromanipulated+optically+trapped+cells+by+digital+holographic+microscopy%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Biophotonics%22%5BJournal%5D)">Monitoring of laser micromanipulated optically trapped cells by digital holographic microscopy.</a> Journal of Biophotonics. 3 (7), 425-431 (2010).</li>
<li>Barer, R. <a target="_blank" href="https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/14919571">Interference micorscopy and mass determination.</a> Nature. 169 (4296), 366-367 (1952).</li>
<li>Zangle, T. A., Teitell, M. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Live-cell+mass+profiling%3A+an+emerging+approach+in+quantitative+biophysics%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Methods%22%5BJournal%5D)">Live-cell mass profiling: an emerging approach in quantitative biophysics.</a> Nature Methods. 11 (12), 1221-1228 (2014).</li>
<li>Chun, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Rapidly+quantifying+drug+sensitivity+of+dispersed+and+clumped+breast+cancer+cells+by+mass+profiling%5BTitle%5D)+AND+%22Analyst%22%5BJournal%5D)">Rapidly quantifying drug sensitivity of dispersed and clumped breast cancer cells by mass profiling.</a> Analyst. 137 (23), 5495-5498 (2012).</li>
<li>Reed, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Live+cell+interferometry+reveals+cellular+dynamism+during+force+propagation%5BTitle%5D)+AND+%22Acs+Nano%22%5BJournal%5D)">Live cell interferometry reveals cellular dynamism during force propagation.</a> Acs Nano. 2 (5), 841-846 (2011).</li>
<li>Eldridge, W. J., Steelman, Z. A., Loomis, B., Wax, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Optical+Phase+Measurements+of+Disorder+Strength+Link+Microstructure+to+Cell+Stiffness%5BTitle%5D)+AND+%22Biophysical+Journal%22%5BJournal%5D)">Optical Phase Measurements of Disorder Strength Link Microstructure to Cell Stiffness.</a> Biophysical Journal. 112 (4), 692-702 (2017).</li>
<li>Kim, D. N. H., Kim, K. T., Kim, C., Teitell, M. A., Zangle, T. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Soft+lithography+fabrication+of+index-matched+microfluidic+devices+for+reducing+artifacts+in+fluorescence+and+quantitative+phase+imaging%5BTitle%5D)+AND+%22Microfluidics+and+Nanofluidics%22%5BJournal%5D)">Soft lithography fabrication of index-matched microfluidic devices for reducing artifacts in fluorescence and quantitative phase imaging.</a> Microfluidics and Nanofluidics. 22 (1), 11(2018).</li>
<li>Byron, M. L., Variano, E. A. <a target="_blank" href="https://link.springer.com/article/10.1007/s00348-013-1456-z">Refractive-index-matched hydrogel materials for measuring flow-structure interactions.</a> Experiments in Fluids. 54 (2), 6(2013).</li>
<li>Ogawa, T., Hanada, Y. <a target="_blank" href="https://link.springer.com/article/10.1007/s00339-016-9688-4">Microfabrication of the UV transparent polymer CYTOP using a conventional pulsed green laser.</a> Applied Physics a-Materials Science & Processing. 122 (3), 6(2016).</li>
<li>Hanada, Y., Ogawa, T., Koike, K., Sugioka, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Making+the+invisible+visible%3A+a+microfluidic+chip+using+a+low+refractive+index+polymer%5BTitle%5D)+AND+%22Lab+on+a+Chip%22%5BJournal%5D)">Making the invisible visible: a microfluidic chip using a low refractive index polymer.</a> Lab on a Chip. 16 (13), 2481-2486 (2016).</li>
<li>Zangle, T. A., Burnes, D., Mathis, C., Witte, O. N., Teitell, M. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Quantifying+biomass+changes+of+single+CD8%2B+T+cells+during+antigen+specific+cytotoxicity%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+One%22%5BJournal%5D)">Quantifying biomass changes of single CD8+ T cells during antigen specific cytotoxicity.</a> PLoS One. 8 (7), 68916(2013).</li>
<li>Huang, D., et al. <a target="_blank" href="https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/29381859">High Speed Live Cell Interferometry: A New Method for Rapidly Quantifying Tumor Drug Resistance and Heterogeneity.</a> Analytical Chemistry. 90 (5), 3299-3306 (2018).</li>
<li>Mir, M., Bergamaschi, A., Katzenellenbogen, B. S., Popescu, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Highly+sensitive+quantitative+imaging+for+monitoring+single+cancer+cell+growth+kinetics+and+drug+response%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+ONE%22%5BJournal%5D)">Highly sensitive quantitative imaging for monitoring single cancer cell growth kinetics and drug response.</a> PLoS ONE. 9 (2), 89000(2014).</li>
</ol>

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

MY133-V2000 może być używany jako alternatywa dla tradycyjnych materiałów do produkcji miękkiej litografii, takich jak PDMS. Wcześniejsze prace wykazały, że materiały o wysokim współczynniku załamania, takie jak PDMS, wprowadzają znaczące artefakty w pobliżu ścianek kanału z powodu niedopasowanych wskaźników załamania światła między materiałem produkcyjnym a roztworem wodnym wewnątrz kanału13. MY133-V2000 umożliwia dopasowanie indeksu refrakcji urządzenia mikroprzepływowego do roztworów wodnych po...

Rozwój technologii mikroprzepływowej umożliwił szeroki zakres nowych technik biomedycznych, które wykorzystują unikalną fizykę przepływów w skali mikroskopowej1,2. Obejmuje to techniki diagnostyczne zbudowane na platformach mikroprzepływowych, które określają ilościowo klinicznie istotne biomarkery, w tym sztywność komórek3, markery powierzchniowe4 i growth5. Manipulując pojedynczymi komórkami, urządzenia mikroprzepływowe mogą być również wykorzystywane do pomiaru niejednorodności biomarkerów, na przykład jako wskaźnik złośliwości6. Możliwość połączenia zastosowań mikroprzepływowych z mikroskopią jeszcze bardziej zwiększyła użyteczność tych platform, umożliwiając korzystanie z urządzeń, które mierzą wiele biomarkerów jednocześnie7.
QPM to technika mikroskopowa, która mierzy przesunięcie fazowe, gdy światło przechodzi i oddziałuje z materią wewnątrz przezroczystych próbek. Masę poszczególnych komórek można obliczyć na podstawie pomiarów QPM, wykorzystując znaną zależność między współczynnikiem załamania światła a gęstością biomasy8,9. Wcześniejsze prace wykazały, że QPM jest w stanie mierzyć klinicznie istotne parametry, takie jak wzrost komórek10,11 oraz właściwości mechaniczne komórek za pomocą siły zaburzenia12. W połączeniu z mikrofluidyką, QPM może być potencjalnie stosowany do pomiaru zachowania komórek w wysoce kontrolowanym środowisku in vitro. Jednym z głównych wyzwań stojących przed połączeniem QPM z mikrofluidyką jest wysoki współczynnik załamania światła większości polimerów używanych do budowy kanałów mikroprzepływowych za pomocą miękkiej litografii13.
Ważnym wyzwaniem stojącym przed połączeniem mikrofluidyki z różnymi technikami mikroskopowymi jest niezgodność między współczynnikiem załamania światła materiału urządzenia w stosunku do współczynnika załamania światła wody14,15. Jedną z metod rozwiązania tego problemu jest zastosowanie polimeru o niskim współczynniku załamania światła, takiego jak CYTOP16 lub MY133-V200013. Ten ostatni jest fluorowanym, utwardzanym promieniowaniem ultrafioletowym (UV) polimerem akrylowym, który ma współczynnik załamania światła podobny do wody (n = 1,33) i jest kompatybilny z technikami miękkiej litografii, co pozwala na płynną integrację z wieloma uznanymi procesami produkcji urządzeń mikroprzepływowych. To sprawia, że MY133-V2000 nadaje się nie tylko do produkcji urządzeń mikroprzepływowych, ale także pozwala na łatwe połączenie z QPM i innymi metodami mikroskopii, w celu pomiaru zachowania komórek zarówno w kolonii, jak i w skali pojedynczej komórki. MY133-V2000 eliminuje artefakty spowodowane odwijaniem fazy, wytwarzając niewielkie, jeśli w ogóle, przesunięcie fazowe, gdy światło przechodzi przez interfejs woda-MY133.
Chociaż eliminując niezgodność w indeksie refrakcji, jednym z głównych wyzwań związanych z urządzeniami wykonanymi z fluorowanych polimerów, takich jak MY133-V2000, jest niska przyczepność do innych materiałów, takich jak szkło czy PDMS. Prezentowana praca przedstawia sposób wytwarzania urządzenia mikroprzepływowego MY133-V2000 z wykorzystaniem miękkiej litografii. Użycie plazmyO2 do obróbki powierzchni zarówno kanału, jak i podłoża PDMS w połączeniu z specjalnie wykonanym uchwytem akrylowym zapewnia, że urządzenie przylega do podłoża, tworząc uszczelniony kanał. To urządzenie nadaje się do hodowli komórkowych i QPM do pomiaru masy komórek w kanale, co ma ważne zastosowania do pomiaru wzrostu żywych komórek i wewnątrzkomórkowego transportu biomasy komórkowej, które mają znaczenie kliniczne w medycynie diagnostycznej i odkrywaniu leków.

<table><tbody><tr><td>MY133-V2000</td><td>MY Polimery</td><td>MY133-V2000</td><td></td></tr><tr><td>Sylgard 184</td><td>Kleje Ellsworth</td><td>184 SIL ELAST KIT 0,5 kg</td><td></td></tr><tr><td>Szkiełka mikroskopowe Fisher Premium</td><td>Fisher Scientific</td><td>12-544-4.118</td><td></td></tr> <tr><td>"(3,0 mm) x 12" x 12 " Arkusz akrylowy</td><td>United States Plastic Corp</td><td>44290.060</td><td></td></tr> <tr><td>"(1,5 mm) x 12" x 12 " Arkusz akrylowy</td><td>Stany Zjednoczone Plastic Corp</td><td>44200</td><td></td></tr><tr><td>SCIGRIP 3 Bardzo szybko wiążący cement akrylowy</td><td>Stany Zjednoczone Plastic Corp</td><td>45735</td><td></td></tr><tr><td>Standardowa folia aluminiowa (grubość 6 mm)</td><td>VWR</td><td>89107-726</td><td></td></tr><tr><td>Kim Wipes</td><td>Fisher Scientific</td><td>06-666</td><td></td></tr><tr><td>Insta-Cure+ Super Glue</td><td>Bob Smith Industries</td><td>BSI-109</td><td></td></tr><tr><td>1/8" Rurka PVC</td><td>McMaster Carr</td><td>5231K55</td><td></td></tr><tr><td>McCormick Barwnik spożywczy</td><td>Cel</td><td>13353207</td><td></td></tr><tr><td>Nóż precyzyjny X-Acto #1</td><td>X-Acto</td><td>X3201</td><td></td></tr><tr><td>X-Acto #18 Ciężkie ostrze do dłutowania w drewnie</td><td>X-Acto</td><td>X218</td><td></td></tr><tr><td>Żyletki VWR</td><td>VWR</td><td>55411-055</td><td></td></tr><tr><td>Naczynia do hodowli komórkowych poddane obróbce powierzchniowej</td><td>Fisher Naukowe</td><td>FBO12922</td><td></td></tr><tr><td>Fibronektyna Osocze ludzkie</td><td>Sigma-Aldritch</td><td>F0895-1MG</td><td></td></tr><tr><td>Trypsyna-EDTA 10x</td><td>Fisher Scientific</td><td>15-400-054</td><td></td></tr><tr><td>Sól fizjologiczna buforowana fosforanem Corning Dulbecco</td><td>Fisher Scientific</td><td>MT21030CM</td><td></td></tr><tr><td>Gibco Penicylina-Streptomycyna</td><td>Fisher Scientific</td><td>15-140-148</td><td></td></tr><tr><td>HyClone Aminokwasy endogenne 100x</td><td>Fisher Scientific</td><td>SH3023801</td><td></td></tr><tr><td>Surowica bydlęca</td><td>płodu Omega Scientific</td><td>FB-12</td><td></td></tr><tr><td>Corning DMEM z L-glutaminą i glukozą</td><td>Fisher Scientific</td><td>MT10013CV</td><td></td></tr><tr><td>Trichloro(1H,1H,2H,2H-perfluorooktylo)silan</td><td>Sigma-Aldritch</td><td>448931</td><td>Gwałtownie (W)Reaguje gwałtownie z wodą</td></tr><tr><td>Etanol, 200 proof Decon Labs</td><td>Fisher Scientific</td><td>04-355-223</td><td></td></tr><tr><td>Aceton</td><td>Fisher Scientific</td><td>A18P-4</td><td></td></tr><tr><td>Bel-Art 42025 Plastikowy eksykator</td><td>Cole-Parmer</td><td>EW-06514-30</td><td></td></tr><tr><td>Wycinarka laserowa Epilog Fusion, 120 W</td><td>Epilog Laser</td><td>Epilog Fusion M2 32 Laserowa</td><td></td></tr><tr><td>płyta grzejna z mieszadłem izotempowym</td><td>Fisher Scientific</td><td>SP88850200</td><td></td></tr><tr><td>Ateco 14111 1,5-calowy nóż ze stali nierdzewnej</td><td>Ateco</td><td>14111</td><td></td></tr><tr><td>Naczynie do hodowli komórek ze szkła Pyrex</td><td>Fisher Scientific</td><td>08-747B</td><td></td></tr><tr><td>Środek do czyszczenia plazmy o częstotliwości radiowej</td><td>Harrick Plasma</td><td>PDC-32G</td><td>Używany z gazem tlenowym</td></tr><tr><td>Black Hole Laboratories Digivac</td><td>Black Hole</td><td>Laboratories Model 215</td><td></td></tr><tr><td>Piec ultrafioletowy Intelli-Ray</td><td>Uvitron</td><td>UVO338</td><td></td></tr><tr><td>Kompaktowa powlekarka wirowa</td><td>MTI Corporation</td><td>VTC-100A</td><td></td></tr><tr><td>Piec izotempowy marki Fisher</td><td>Fisher Scientific</td><td>15-103-0510</td> Pipeta wyporowa Gilson z <td>wymuszonym obiegiem powietrza</td></tr><tr><td>P1000</td><td>Fisher Scientific</td><td>FD10006G</td><td></td></tr><tr><td>HeraCell VIOS 160i</td><td>Fisher Scientific</td><td>13 998 212PM</td><td></td></tr></tbody></table>

produkcja urządzeń o dopasowanym współczynniku załamania światła dla mikrofluidyki biomedycznej

Fabrication of Refractive-index-matched Devices for Biomedical Microfluidics

Użycie urządzeń mikroprzepływowych stało się narzędziem definiującym zastosowania biomedyczne. W połączeniu z nowoczesnymi technikami mikroskopowymi, urządzenia te mogą być wdrażane jako część solidnej platformy zdolnej do jednoczesnego wykonywania pomiarów uzupełniających. Podstawowym wyzwaniem powstałym w wyniku połączenia tych dwóch technik jest niezgodność współczynnika załamania światła między materiałami tradycyjnie stosowanymi do produkcji urządzeń mikroprzepływowych a roztworami wodnymi zwykle stosowanymi w biomedycynie. Ta niezgodność może powodować powstawanie artefaktów optycznych w pobliżu krawędzi kanału lub urządzenia. Jednym z rozwiązań jest zmniejszenie współczynnika załamania światła materiału użytego do produkcji urządzenia poprzez zastosowanie fluorowanego polimeru, takiego jak MY133-V2000, którego współczynnik załamania światła jest podobny do współczynnika załamania światła wody (n = 1,33). W tym miejscu zademonstrowano budowę urządzenia mikroprzepływowego wykonanego z MY133-V2000 przy użyciu technik miękkiej litografii, wykorzystującego plazmęO2 w połączeniu z akrylowym uchwytem w celu zwiększenia przyczepności między urządzeniem wyprodukowanym przez MY133-V2000 a substratem polidimetylosiloksanu (PDMS). Urządzenie jest następnie testowane poprzez inkubację wypełnioną pożywką do hodowli komórkowych przez 24 godziny, aby zademonstrować zdolność urządzenia do utrzymania warunków hodowli komórkowej w trakcie typowego eksperymentu obrazowania. Wreszcie, ilościowa mikroskopia fazowa (QPM) służy do pomiaru rozkładu masy w żywych przylegających komórkach w mikrokanale. W ten sposób zademonstrowano zwiększoną precyzję, możliwą dzięki wytworzeniu urządzenia z polimeru o niskim współczynniku załamania, takiego jak MY133-V2000, zamiast tradycyjnych materiałów do miękkiej litografii, takich jak PDMS. Ogólnie rzecz biorąc, to podejście do wytwarzania urządzeń mikroprzepływowych można łatwo zintegrować z istniejącymi przepływami pracy miękkiej litografii w celu zmniejszenia artefaktów optycznych i zwiększenia precyzji pomiaru.

Niniejszy protokół opisuje wytwarzanie MY133-V2000, polimeru fluorkowanego o niskim współczynniku załamania światła, dopasowanym do współczynnika załamania wody. Kluczowym elementem tego protokołu jest sposób przezwyciężenia braku adhezji charakterystycznego dla polimerów fluorkowanych poprzez zastosowanie plazmy tlenowej oraz wykonanie urządzenia w uchwycie akrylowym, aby zapewnić dodatkową siłę mechaniczną niezbędną do uszczelnienia kanału na podłożu z PDMS (Rysunek...

Ten protokół opisuje wytwarzanie urządzeń mikroprzepływowych z MY133-V2000 w celu wyeliminowania artefaktów, które często powstają w mikrokanałach z powodu niezgodności współczynników załamania światła między strukturami mikrokanalików a roztworem wodnym. Protokół ten wykorzystuje akrylowy uchwyt do ściskania zamkniętego urządzenia, poprawiając przyczepność zarówno chemicznie, jak i mechanicznie.

Produkcja urządzeń o dopasowanym współczynniku załamania światła dla mikrofluidyki biomedycznej

The use of microfluidic devices has emerged as a defining tool for biomedical applications. When combined with modern microscopy techniques, these devices ...

Metoda ta może pomóc w rozwiązaniu ważnego wyzwania, jakim jest połączenie mikroskopii z mikrofluidyką, umożliwiając dopasowanie współczynnika załamania światła między strukturą mikrokanału a ośrodkami wodnymi wewnątrz kanału. Główną zaletą tej techniki jest to, że jest ona kompatybilna z metodami wytwarzania powszechnie stosowanymi do tworzenia urządzeń mikroprzepływowych. Kolejną kluczową zaletą naszego podejścia jest metoda stosowana do uszczelniania mikrokanalików wykonanych z materiałów o niskiej adhezji, co jest częstym problemem wśród polimerów o dobrze załamującym się współczynniku załamania światła.Wizualna demonstracja tej metody ma kluczowe znaczenie, ponieważ kroki mające na celu uszczelnienie kanału mogą być trudne do prawidłowego wykonania. Na przykład ważne jest, aby zbiorniki były drożne podczas zaciskania. Rozpocznij tę procedurę od wytworzenia polidimetylosiloksanu lub PDMS, ujemnego, zgodnie z opisem w protokole tekstowym.Następnie napełnij negatyw PDMS 400 mikrolitrami MY-133-V-2000. Negatyw musi być lekko przepełniony. Umieść negatyw PDMS wypełniony MY-133-V-2000 w komorze próżniowej na dwie godziny, aby usunąć wszelkie pęcherzyki.Po wyjęciu MY-133-V-2000 z komory próżniowej, dociśnij szklany szkiełko do górnej części lekko przepełnionego negatywu, aby utworzyć płaską powierzchnię MY-133-V-2000 i zapobiec hamowaniu polimeryzacji tlenu. Następnie włóż MY-133-V-2000 do 400-watowego piekarnika UV. Ustaw promieniowanie UV na 50% maksymalnej intensywności na 300 sekund, aby utwardzić mikrokanał.Jest to moc około 4,5 dżuli na centymetr kwadratowy, czyli mniej więcej dwa razy więcej niż minimalna moc utwardzania zalecana przez producenta. Po przecięciu akrylu zgodnie z opisem w protokole tekstowym umieść dwie małe krople na krawędzi akrylu, a następnie użyj jednorazowego narzędzia, aby równomiernie rozprowadzić klej. Umieść szklane podłoże na akrylu i pozwól klejowi wyschnąć, wykorzystując ciężar szkła, aby utrzymać go na miejscu.Pokryj odsłonięte szkło 100 mikrolitrami PDMS za pomocą pipety wyporowej. Następnie włóż warstwę bazową do próżniowej powlekarki wirowej, aby równomiernie pokryć szkło folią PDMS o grubości około 10 mikrometrów z prędkością 1500 obr./min przez dwie minuty. Usuń warstwę bazową z powlekarki wirowej i ostrożnie zetrzyj nadmiar PDMS, który pokrył akryl, acetonem i ręcznikiem papierowym.Uważaj, aby nie naruszyć nieutwardzonego PDMS. Teraz upiecz warstwę bazową z PDMS w piekarniku w temperaturze 65 stopni Celsjusza przez dwie godziny, aby utwardzić PDMS. Odpipetuj jeden mililitr PDMS na szklane szkiełko, a następnie użyj innego szklanego szkiełka, aby równomiernie rozprowadzić PDMS, aż zacznie wyciekać po bokach.Utwardź to na gorącej płycie w temperaturze 150 stopni Celsjusza przez 10 minut. Wytnij utwardzony PDMS na prostokąt o takich samych wymiarach jak urządzenie MY-133-V-2000. Następnie, używając środkowej warstwy akrylu jako formy, przebij otwory na zbiornik i wytnij kwadratowe okienko w PDMS, aby wykonać uszczelkę PDMS.Teraz wyjmij utwardzony MY-133-V-2000 z pieca UV i wyjmij kanał z negatywu i umieść go na płaskim podłożu stroną kanałową skierowaną do góry. Usuń warstwę bazową zawierającą utwardzony PDMS z pieca o temperaturze 65 stopni i umieść ją na podłożu. Następnie umieść podłoże zarówno z kanałem MY-133-V-2000, jak i warstwą bazową w myjce plazmowej tlenowej.Ustaw podciśnienie na 200 militorów, a poziom częstotliwości radiowej na wysoki. Przystąp do obróbki powierzchni, przygotuj, kanał i szklane podłoże przez 30 sekund. Plazma tlenowa powinna świecić na niebiesko, gdy odkurzacz plazmowy jest włączony.Po 30 sekundach usuń zarówno mikrokanaliki, jak i warstwę podstawową z myjki plazmowej. Za pomocą kleszczy natychmiast umieść kanał MY-133-V-2000 stroną do dołu w prostokątnym wycięciu w akrylowej warstwie podstawowej, tak aby stykał się z PDMS. Teraz umieść uszczelkę PDMS na górze urządzenia MY-133-V-2000, wyrównując otwory w uszczelce ze zbiornikami w urządzeniu.Zastosowanie tej uszczelki PDMS ma kluczowe znaczenie, ponieważ PDMS jest bardziej elastyczny niż MY-133-V-2000 i dlatego może być bardziej ściśnięty. Pozwala to na przeniesienie siły z akrylu do mikrokanalika bez rozbijania szkła. W tym momencie umieść niedokończone urządzenie na podniesionej platformie nad stołem, aby zapewnić powierzchnię zaciskową do montażu urządzenia.Następnie usuń trzy mililitry cementu akrylowego za pomocą strzykawki. Rozprowadź wystarczającą ilość cementu akrylowego na wierzchu warstwy podstawowej, aby zapewnić cienką powłokę. Płaszcz powinien być jak najbardziej równy i nie pozwól, aby materiał wsiąkł do kanału.Teraz umieść środkową warstwę akrylową na wierzchu akrylowej warstwy podstawowej. Upewnij się, że otwory pokrywają się ze zbiornikami kanału MY-133-V-2000. Zaciśnij środkową warstwę na warstwie podstawowej tak mocno, jak to możliwe i przytrzymaj ją przez dwie minuty, aż cement stwardnieje, aby połączyć ze sobą kawałki akrylu.Upewnij się, że zbiorniki nie są zatkane podczas tego kroku, aby zapobiec uwięzieniu powietrza pod urządzeniem MY-133-V-2000. Powietrze uwięzione między MY-133-V-2000 a podłożem pozostanie uwięzione, jeśli zbiorniki zostaną zatkane. Spowoduje to nieszczelności w gotowym urządzeniu.Dlatego bardzo ważne jest, aby na tym etapie otwory nie były zasłonięte. Po stwardnieniu cementu usuń ciśnienie z urządzenia. Umieść cement akrylowy na warstwie środkowej w miejscach przewidywanego kontaktu z wierzchnią warstwą akrylu.Teraz umieść górną warstwę akrylu na środkowym kawałku akrylu, upewniając się, że otwory są wyrównane ze zbiornikami. Pozostaw go na ławce na dwie minuty, aż cement akrylowy wyschnie. Przetestuj urządzenie MY-133-V-2000, dodając 10 mikrolitrów barwnika spożywczego lub wody dejonizowanej do jednego z otworów zbiornika w celu przetestowania przyczepności i przepływu.Włóż rurkę do przeciwległego zbiornika i podłącz drugi koniec do syfonu próżniowego. Włącz próżnię, aby przeciągnąć barwnik lub wodę przez kanał, aby upewnić się, że powstało udane urządzenie. Sprawdź pod mikroskopem, czy w kanale lub zbiorniku nie ma wycieków.Za pomocą próżni usuń barwnik z obu zbiorników. Następnie przepłucz zbiorniki etanolem. Umieść etanol w jednym zbiorniku.Przeciągnąć etanol za pomocą próżni. Pozostaw etanol w temperaturze pokojowej na 10 minut. Dokładnie spryskaj kanał etanolem i włóż go do sterylnego naczynia polistyrenowego.Owiń go szczelnie Parafilm i przechowuj, aż będzie potrzebny. Przedstawiona tutaj mapa cieplna przedstawia masę przylegających do FOD komórek MCF-7 w mikrokanale. Niewiele artefaktów jest widocznych w pobliżu ścian mikrokanału.W tym pomiarze można zobaczyć pojedynczą odpowiednią komórkę MCF-7 na krawędzi mikrokanału przy ścianie. Brak artefaktów w pobliżu ściany pozwala na uzyskanie precyzyjnych pomiarów ilościowych, nawet gdy komórki znajdują się w bliskiej odległości od ściany kanału. Ten ostatni rysunek przedstawia parę komórek MCF-7 umieszczonych w pobliżu ściany mikrokanału.Masę tych komórek w każdym pikselu można precyzyjnie zmierzyć za pomocą ilościowej mikroskopii fazowej. Postępując zgodnie z tym protokołem, ważne jest, aby nie zasłaniać zbiorników podczas zaciskania urządzenia, gdy cement akrylowy wysycha. Zasłanianie otworów zatrzymuje powietrze między MY-133-V-2000 a podłożem.Spowoduje to nieszczelności w kanale podczas przepływu. Zastosowanie MY-133-V-2000 jako materiału produkcyjnego dla urządzeń mikroprzepływowych zapewnia wyraźną przewagę nad tradycyjnymi materiałami poprzez znaczne zmniejszenie artefaktów w pobliżu ścianek mikrokanałów. Pozwala to na wykonywanie pomiarów ilościowych w bliskiej odległości od struktur mikrokanałowych.Urządzenia wykonane z tym protokołem są kompatybilne z każdą powszechnie stosowaną techniką mikroskopową. Protokół ten opiera się na patografii komórki, dzięki czemu jest kompatybilny z innymi zaawansowanymi technikami mikroprzepływowymi, takimi jak sortery komórek lub generatory gradientów do badania zachowania komórek. Ogólnie rzecz biorąc, technika ta uzbraja naukowców w nowe narzędzie do biomedycznych testów mikroprzepływowych opartych na mikroskopii.Dodatkowa precyzja, jaką zapewnia pomiarom ilościowym w mikrokanałach, ma ważne zastosowania w wielu dziedzinach, w tym w odkrywaniu leków i analizie pojedynczych komórek.

fabrication-refractive-index-matched-devices-for-biomedical

Research

JoVE Journal

Engineering

Inżynieria

Niniejszym opisano procedurę implementacji czujnika współczynnika załamania światła dla częstotliwości terahercowych, opartego na geometrii falowodu z równoległymi płytkami z rowkami. Metoda ta pozwala na pomiar współczynnika załamania światła małej objętości cieczy poprzez monitorowanie przesunięcia częstotliwości rezonansowej struktury...

Mikrofluidyczne detekcje w zakresie terahercowym z wykorzystaniem czujnika z falowodem z równoległych płytek

W tym filmie najpierw opisujemy procedury produkcji i obsługi akustycznego urządzenia przeciwprądowego powierzchniowej fali akustycznej (SAW). Następnie demonstrujemy eksperymentalną konfigurację, która pozwala zarówno na jakościową wizualizację przepływu, jak i analizę ilościową złożonych przepływów w urządzeniu pompującym SAW.

Wytwarzanie, eksploatacja i wizualizacja przepływu w mikrofluidyce akustyczno-przeciwprądowej opartej na powierzchniowych falach akustycznych

Parametryczne wzbudzenia optomechaniczne zostały ostatnio eksperymentalnie zademonstrowane w mikroprzepływowych rezonatorach optomechanicznych za pomocą ciśnienia promieniowania optycznego i stymulowanego rozpraszania Brillouina. W artykule opisano wytwarzanie tych rezonatorów mikroprzepływowych wraz z metodologiami generowania i weryfikacji oscylacji optomechanicznych.

Produkcja i testowanie mikroprzepływowych oscylatorów optomechanicznych

Tutaj opisujemy procedurę, która wykorzystuje technikę schlierena w mikroskali do pomiaru niejednorodności mieszania w urządzeniu mikroprzepływowym. Dzięki kalibracji można wyprowadzić rozkład gradientu stężeń na podstawie obrazu mikro-schlierena.

Analiza niejednorodności mieszania w urządzeniu mikroprzepływowym za pomocą mikroskalowej techniki Schliarenna

Urządzenia akustofluidyczne wykorzystują fale ultradźwiękowe w kanałach mikroprzepływowych do manipulowania, koncentracji i izolowania zawieszonych mikro i nanoskopowych jednostek. Protokół ten opisuje produkcję i działanie takiego urządzenia obsługującego masowe akustyczne fale stojące w celu skupienia cząstek w centralnym strumieniu bez pomocy płynów osłonowych.

Wytwarzanie i eksploatacja urządzeń akustyczno-przepływowych wspomagających masowe akustyczne fale stojące do bezosłonowego ogniskowania cząstek

Zaprojektowaliśmy aparat do ciągłej hodowli do użytku z systemami optogenetycznymi do oświetlania kultur mikrobów i regularnego obrazowania komórek w ściekach za pomocą mikroskopu odwróconego. Hodowla, pobieranie próbek, obrazowanie i analiza obrazu są w pełni zautomatyzowane, dzięki czemu dynamiczne reakcje na oświetlenie mogą być mierzone przez kilka dni.

Projekt i wdrożenie zautomatyzowanego systemu oświetlenia, hodowli i pobierania próbek do zastosowań optogenetycznych drobnoustrojów

Opisano protokół wytwarzania plastikowych urządzeń mikroprzepływowych z przezroczystymi otworami do obrazowania światłem widzialnym i podczerwonym.

Miękka procedura litograficzna do wytwarzania plastikowych urządzeń mikroprzepływowych z otworami widokowymi przezroczystymi dla światła widzialnego i podczerwonego

Tutaj prezentujemy protokół do projektowania i produkcji niestandardowych urządzeń mikroprzepływowych przy minimalnym nakładzie finansowym i czasowym. Celem jest ułatwienie przyjęcia technologii mikroprzepływowych w biomedycznych laboratoriach badawczych i placówkach edukacyjnych.

Szybka produkcja niestandardowych urządzeń mikroprzepływowych do zastosowań badawczych i edukacyjnych

Mikrofluidyka to potężne narzędzie do tworzenia testów diagnostycznych. Jednak często wymagany jest drogi sprzęt i materiały, a także pracochłonne techniki wytwarzania i obsługi. W tym miejscu szczegółowo opisujemy protokół wytwarzania akrylowego urządzenia mikroprzepływowego do magnetycznych testów immunologicznych opartych na mikro- i nanocząsteczkach w tanich i prostych w użyciu.

Mikromielenie mikroprzepływowe urządzenia akrylowego sterowane numerycznie z ograniczeniem naprzemiennym dla testów immunologicznych opartych na nanocząstkach magnetycznych

Ten protokół opisuje wytwarzanie wszczepialnego, zintegrowanego okna obrazowania za pomocą laserowego druku 3D. Okno składa się z systemu mikrosoczewek sprzężonych z mikrorusztowaniami. Metoda polega na polimeryzacji dwufotonowej (2PP) biokompatybilnego fotorezystu SZ2080 w ciągłej sekwencji, optymalizując wydajność produkcji i wyrównanie między różnymi komponentami.

Mikrofabrykacja wszczepialnej optyki zintegrowanej z mikrostrukturalnym oknem obrazowania w celu zaawansowanego obrazowania in vivo

Poznaj metodę produkcji mikrofluidycznych urządzeń z dopasowanym współczynnikiem załamania światła przy użyciu polimeru MY133-V2000 i form PDMS. Technika ta eliminuje artefakty mikroskopowe i poprawia uszczelnienie kanałów.

Produkcja urządzeń o dopasowanym współczynniku załamania światła dla mikrofluidyki biomedycznej

Przeglądaj więcej filmów