Name: Przezczaszkowa stymulacja prądem stałym (tDCS) u myszy (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2018-09-23T15:00:00.000+00:00
Duration: 11 min 54 s
Description: Poznaj metodę przezczaszkowej stymulacji prądem stałym (tDCS) u myszy z wykorzystaniem implantowanych elektrod. Protokół umożliwia badanie biologicznych mechanizmów stymulacji w kontekście zaburzeń psychiatrycznych.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Dziękujemy Panu Rodrigo de Souza za pomoc w utrzymaniu kolonii myszy. L.A.V.M jest stypendystą CAPES. Prace te zostały wsparte grantem PRONEX (FAPEMIG: APQ-00476-14).

W tym eksperymencie użyto indywidualnie trzymanych dorosłych samców (8-12 tygodni) myszy C57BL/6. Zwierzęta otrzymały odpowiednią opiekę przed, w trakcie i po procedurach doświadczalnych z pokarmem i wodą ad libitum. Wszystkie procedury zostały zatwierdzone przez komisję etyczną ds. zwierząt z Federalnego Uniwersytetu Minas Gerais (protokół nr 59/2014).
1. Umiejscowienie elektrody
<ol>
	<li>Uspokajanie i unieruchamianie zwierzęcia na aparacie stereotaktycznym
	<ol>
		<li>Wysterylizuj wszystkie niezbędne narzędzia chirurgiczne. 
		Nuta. Narzędzia chirurgiczne sterylizowano przez 3 minuty w temperaturze 440 °C. Waciki bawełniane sterylizowano w autoklawie w temperaturze 20 psi (funtów na cal kwadratowy) w temperaturze 121 °C przez 20 minut.</li>
		<li>Ustaw regulator platformy termicznej na 37 °C.</li>
		<li>Zważyć zwierzę i obliczyć odpowiednią dawkę do indukcji znieczulenia. Stosować mieszaninę ketaminy i ksylazyny w dawce 100 mg/kg ketaminy i 8 mg/kg ksylazyny, podawaną dootrzewnowo (rozmiar igły, 31 G). Zwierzę powinno zasnąć w ciągu 2 do 3 minut.</li>
		<li>Użyj golarki elektrycznej lub maszynki do golenia, aby ogolić pole operacyjne.</li>
		<li>Umieść zwierzę na aparacie stereotaktycznym nad wstępnie podgrzaną płytą grzewczą.</li>
		<li>Chwyć głowę zwierzęcia i włóż końcówki nauszników do każdego z uszu zwierzęcia, aby przymocować je do platformy stereotaktycznej.</li>
		<li>Sprawdź, czy nie ma bocznego przesuwania głowy i niewielkiego ruchu pionowego, powoli zmieniając ułożenie głowy zwierzęcia.</li>
		<li>Delikatnie nasuń maskę anestezjologiczną na nos myszy i zamocuj ją na miejscu, dokręcając.</li>
		<li>Ustawić izofluran na 1% przy 1,0 l/minO2.</li>
		<li>Nałóż maść do oczu zwierzęcia, aby zapobiec wysuszeniu rogówki podczas zabiegu.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Mocowanie implantu do głowy zwierzęcia
	<ol>
		<li>Za pomocą bawełnianych wacików przygotuj miejsce operacji za pomocą trzech naprzemiennych peelingów z jodu powidonu (lub 2% chlorheksydyny) i 70% etanolu.</li>
		<li>Użyj pęsety, aby sprawdzić głębokość znieczulenia, lekko ściskając palce u nóg zwierzęcia i sprawdzając utratę odruchu wycofania pedału (szczypania palca).</li>
		<li>Wykonaj nacięcie około 3 mm za linią uszu zwierzęcia i zatrzymaj się na linii oczu. Miejsce nacięcia musi mieć około 1 cm długości, aby było wystarczająco duże, aby można było przyjąć implant.</li>
		<li>Delikatnie zeskrob czaszkę skrobakiem do kości, aby poprawić przyczepność kleju i cementu. Rób to lekko ręcznie z zamiarem stworzenia mikro zadrapań.</li>
		<li>Ostrożnie umieść haczyki chirurgiczne na luźnej skórze, aby utrzymać otwarte pole operacyjne i wolne od przeszkód, takich jak skóra i sierść.</li>
		<li>Użyj sterylnego bawełnianego wacika, aby wysuszyć skórę głowy zwierzęcia.</li>
		<li>Użyj mikroskopu preparacyjnego, aby uwidocznić górną część czaszki zwierzęcia.</li>
		<li>Przymocuj igłę do uchwytu stereotaktycznego i zlokalizuj bregmę. Umieść igłę bezpośrednio nad głową zwierzęcia, lekko dotykając bregmy.</li>
		<li>Wyzeruj wszystkie współrzędne na cyfrowym znaczniku, a następnie podnieś wskazówkę.</li>
		<li>Zamocuj implant tDCS na uchwycie stereotaktycznym. Umieść implant nad głową zwierzęcia i powoli opuść go na obszar zainteresowania, używając odpowiednich współrzędnych stereotaktycznych.</li>
		<li>Za pomocą igły rozprowadź 1 kroplę (około 35 μl) super kleju na podstawie implantu.</li>
		<li>Powoli przesuwaj uchwyt w dół, aż dotknie czaszki. Upewnij się, że podstawa implantu całkowicie styka się z powierzchnią.</li>
		<li>Przygotuj cement chirurgiczny zgodnie z instrukcjami producenta.</li>
		<li>Po precyzyjnym ustawieniu nałóż 3 cienkie, równe warstwy cementu w poprzek czaszki i na dolną część implantu. Nakładaj kropla po kropli za pomocą pędzla do aplikacji. Warstwy muszą tworzyć strukturę w kształcie wzgórza w celu dalszego wsparcia strukturalnego implantu.</li>
		<li>Pozostaw gwint implantu czysty z cementu, aby umożliwić gładkie, niezakłócone połączenie.</li>
		<li>Pozostaw każdą warstwę do wyschnięcia na około 4 minuty.</li>
		<li>Po wyschnięciu ostrożnie wyjmij uchwyt, aż zostanie całkowicie odłączony od implantu. Zawsze należy zachować szczególną ostrożność podczas obchodzenia się z implantem, ponieważ może on zostać przypadkowo wyjęty z czaszki zwierzęcia.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Zakończenie operacji i opieka pooperacyjna
	<ol>
		<li>Nawilżaj skórę zwierzęcia w miejscu nacięcia wacikiem nasączonym solą fizjologiczną.</li>
		<li>Pokryj skórę na podstawie implantu tDCS.</li>
		<li>Użyj pęsety, aby połączyć tkankę i zamknij nacięcie kroplą kleju do tkanek chirurgicznych na 0,2 cm tkanki.</li>
		<li>Naciekać 1-2% lidokainy w miejscu nacięcia i tkankach leżących poniżej.</li>
		<li>Nawodnij mysz 500 μl roztworu mleczanu Ringera podskórnie.</li>
		<li>Umieść mysz w ogrzanej (37 °C) czystej, pojedynczej klatce.</li>
		<li>Umieść małe naczynie z mokrymi granulkami karmy w klatce, aby mieć łatwy dostęp do jedzenia w kolejnych godzinach.</li>
		<li>Zarejestruj wagę zwierzęcia po operacji.</li>
		<li>Zwierzę należy podawać ketoprofen (5 mg/kg) podskórnie po zabiegu i przez kolejne 2 dni.</li>
		<li>Uważnie monitoruj powrót zwierzęcia do zdrowia przez co najmniej 1 tydzień. Oceń wszelkie oznaki niepokoju, takie jak piloerekcja, brak pielęgnacji, zmniejszona lokomocja, drapanie ran i zapalenie miejsca operowanego.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
2. Konfiguracja i stymulacja tDCS
<ol>
	<li>Konfiguracja tDCS (patrz <silna klasa="xfig">Rysunek 2) 
	Nuta. Upewnij się, że stymulator tDCS jest w pełni naładowany.
	<ol>
		<li>Podłącz anody i katody do stymulatora tDCS i udostępnij je w pobliżu miejsca stymulacji. Przymocuj elektrodę pinową do uchwytu stereotaktycznego.</li>
		<li>Ustaw platformę termiczną na 37 °C.</li>
		<li>Włączyć przepływomierz tlenu w systemie znieczulenia wziewnego na 1 l/min.</li>
		<li>Umieść mysz w komorze indukcyjnej znieczulenia.</li>
		<li>Włącz waporyzator izofluranowy do 3%. Pozwól zwierzęciu poddać się działaniu izofluranu przez 4 minuty.</li>
		<li>Gdy zwierzę znajduje się w komorze indukcyjnej, użyj sterylnej strzykawki, aby napełnić elektrodę ciała 0,9% roztworem soli fizjologicznej.</li>
		<li>Wyjmij zwierzę z komory indukcyjnej i umieść jego klatkę piersiową nad elektrodą ciała.</li>
		<li>Delikatnie nasuń maskę anestezjologiczną na nos myszy i zamocuj ją na miejscu. Obniżyć wydajność izofluranu do 1,5%.</li>
		<li>Napełnij implant i elektrodę szpilkową solą fizjologiczną i ostrożnie je przymocuj.</li>
		<li>Dostosuj czas stymulacji i aktualną intensywność.</li>
		<li>Sprawdź jakość kontaktu na stymulatorze tDCS. Optymalny kontakt wynosi od 7 do 10 w skali od 1 do 10.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>stymulacja
	<ol>
		<li>Rozpocznij stymulację.</li>
		<li>Obserwuj, jak prąd wzrasta przez 30 s do wybranej wartości i utrzymuje się na stałym poziomie przez ustalony czas, a następnie, pod koniec sesji, ponownie spada.</li>
		<li>Aktywuj przycisk pozorny dla myszy kontrolnych.</li>
		<li>Obserwuj, jak prąd wzrasta przez 30 s do wybranej wartości, a następnie spada do 1 przez pozostałą część okresu stymulacji z końcowym wzrostem do wybranej wartości na końcu z kolejnym zwiększaniem w dół.</li>
		<li>Po zakończeniu sesji stymulacji ostrożnie przenieś zwierzę do wstępnie ogrzanej (37 °C) klatki na 10 minut 
		Nuta. Zwierzęta zaczynają się budzić po 3 minutach.</li>
		<li>Wyłącz system znieczulenia wziewnego.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>

<ol><li>Filmer, H. L., Dux, P. E., Mattingley, J. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Applications+of+transcranial+direct+current+stimulation+for+understanding+brain+function%5BTitle%5D)+AND+%22Trends+in+Neurosciences%22%5BJournal%5D)">Applications of transcranial direct current stimulation for understanding brain function.</a> Trends in Neurosciences. 37 (12), 742-753 (2014).</li>
<li>Nitsche, M. A., Paulus, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Sustained+excitability+elevations+induced+by+transcranial+DC+motor+cortex+stimulation+in+humans%5BTitle%5D)+AND+%22Neurology%22%5BJournal%5D)">Sustained excitability elevations induced by transcranial DC motor cortex stimulation in humans.</a> Neurology. 57 (10), 1899-1901 (2001).</li>
<li>Kronberg, G., Bridi, M., Abel, T., Bikson, M., Parra, L. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Direct+Current+Stimulation+Modulates+LTP+and+LTD%3A+Activity+Dependence+and+Dendritic+Effects%5BTitle%5D)+AND+%22Brain+Stimulation%22%5BJournal%5D)">Direct Current Stimulation Modulates LTP and LTD: Activity Dependence and Dendritic Effects.</a> Brain Stimulation. 10 (1), 51-58 (2017).</li>
<li>Pelletier, S. J., Cicchetti, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cellular+and+Molecular+Mechanisms+of+Action+of+Transcranial+Direct+Current+Stimulation%3A+Evidence+from+In+Vitro+and+In+Vivo+Models%5BTitle%5D)+AND+%22International+Journal+of+Neuropsychopharmacology%22%5BJournal%5D)">Cellular and Molecular Mechanisms of Action of Transcranial Direct Current Stimulation: Evidence from In Vitro and In Vivo Models.</a> International Journal of Neuropsychopharmacology. 18 (2), pyu047(2015).</li>
<li>Chang, M. C., Kim, D. Y., Park, D. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Enhancement+of+cortical+excitability+and+lower+limb+motor+function+in+patients+with+stroke+by+transcranial+direct+current+stimulation%5BTitle%5D)+AND+%22Brain+Stimulation%22%5BJournal%5D)">Enhancement of cortical excitability and lower limb motor function in patients with stroke by transcranial direct current stimulation.</a> Brain Stimulation. 8 (3), 561-566 (2015).</li>
<li>Lefaucheur, J. P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Evidence-based+guidelines+on+the+therapeutic+use+of+transcranial+direct+current+stimulation+%28tDCS%29%5BTitle%5D)+AND+%22Clinical+Neurophysiology%22%5BJournal%5D)">Evidence-based guidelines on the therapeutic use of transcranial direct current stimulation (tDCS).</a> Clinical Neurophysiology. 128 (1), 56-92 (2017).</li>
<li>Monai, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Calcium+imaging+reveals+glial+involvement+in+transcranial+direct+current+stimulation-induced+plasticity+in+mouse+brain%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Communications%22%5BJournal%5D)">Calcium imaging reveals glial involvement in transcranial direct current stimulation-induced plasticity in mouse brain.</a> Nature Communications. 7, 11100(2016).</li>
<li>Marquez-Ruiz, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Transcranial+direct-current+stimulation+modulates+synaptic+mechanisms+involved+in+associative+learning+in+behaving+rabbits%5BTitle%5D)+AND+%22Proc.+Natl.+Acad.+Sci%22%5BJournal%5D)">Transcranial direct-current stimulation modulates synaptic mechanisms involved in associative learning in behaving rabbits.</a> Proc. Natl. Acad. Sci. 109, 6710-6715 (2012).</li>
<li>Jackson, M. P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Animal+models+of+transcranial+direct+current+stimulation%3A+Methods+and+mechanisms%5BTitle%5D)+AND+%22Clinical+Neurophysiology%22%5BJournal%5D)">Animal models of transcranial direct current stimulation: Methods and mechanisms.</a> Clinical Neurophysiology. 127 (11), 3425-3454 (2016).</li>
<li>Cambiaghi, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Brain+transcranial+direct+current+stimulation+modulates+motor+excitability+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22The+European+journal+of+neuroscience%22%5BJournal%5D)">Brain transcranial direct current stimulation modulates motor excitability in mice.</a> The European journal of neuroscience. 31 (4), 704-709 (2010).</li>
<li>Monte-Silva, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Induction+of+late+LTP-like+plasticity+in+the+human+motor+cortex+by+repeated+non-invasive+brain+stimulation%5BTitle%5D)+AND+%22Brain+Stimulation%22%5BJournal%5D)">Induction of late LTP-like plasticity in the human motor cortex by repeated non-invasive brain stimulation.</a> Brain Stimulation. 6 (3), 424-432 (2013).</li>
<li>San-Juan, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Transcranial+Direct+Current+Stimulation+in+Mesial+Temporal+Lobe+Epilepsy+and+Hippocampal+Sclerosis%5BTitle%5D)+AND+%22Brain+Stimulation%22%5BJournal%5D)">Transcranial Direct Current Stimulation in Mesial Temporal Lobe Epilepsy and Hippocampal Sclerosis.</a> Brain Stimulation. 10 (1), 28-35 (2017).</li>
<li>Brunoni, A. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Transcranial+direct+current+stimulation+%28tDCS%29+in+unipolar+vs.+bipolar+depressive+disorder%5BTitle%5D)+AND+%22Progress+in+Neuro-Psychopharmacology+and+Biological+Psychiatry%22%5BJournal%5D)">Transcranial direct current stimulation (tDCS) in unipolar vs. bipolar depressive disorder.</a> Progress in Neuro-Psychopharmacology and Biological Psychiatry. 35 (1), 96-101 (2011).</li>
<li>Brunoni, A. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Trial+of+Electrical+Direct-Current+Therapy+versus+Escitalopram+for+Depression%5BTitle%5D)+AND+%22New+England+Journal+of+Medicine%22%5BJournal%5D)">Trial of Electrical Direct-Current Therapy versus Escitalopram for Depression.</a> New England Journal of Medicine. 376 (26), 2523-2533 (2017).</li>
<li>Boggio, P. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Prolonged+visual+memory+enhancement+after+direct+current+stimulation+in+Alzheimer%27s+disease%5BTitle%5D)+AND+%22Brain+Stimulation%22%5BJournal%5D)">Prolonged visual memory enhancement after direct current stimulation in Alzheimer's disease.</a> Brain Stimulation. 5 (3), 223-230 (2012).</li>
<li>Cosentino, G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Anodal+tDCS+of+the+swallowing+motor+cortex+for+treatment+of+dysphagia+in+multiple+sclerosis%3A+a+pilot+open-label+study%5BTitle%5D)+AND+%22Neurological+Sciences%22%5BJournal%5D)">Anodal tDCS of the swallowing motor cortex for treatment of dysphagia in multiple sclerosis: a pilot open-label study.</a> Neurological Sciences. , 7-9 (2018).</li>
<li>Kaski, D., Dominguez, R. O., Allum, J. H., Islam, A. F., Bronstein, A. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Combining+physical+training+with+transcranial+direct+current+stimulation+to+improve+gait+in+Parkinson%27s+disease%3A+A+pilot+randomized+controlled+study%5BTitle%5D)+AND+%22Clinical+Rehabilitation%22%5BJournal%5D)">Combining physical training with transcranial direct current stimulation to improve gait in Parkinson's disease: A pilot randomized controlled study.</a> Clinical Rehabilitation. 28 (11), 1115-1124 (2014).</li>
<li>Monai, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Calcium+imaging+reveals+glial+involvement+in+transcranial+direct+current+stimulation-induced+plasticity+in+mouse+brain%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Communications%22%5BJournal%5D)">Calcium imaging reveals glial involvement in transcranial direct current stimulation-induced plasticity in mouse brain.</a> Nature Communications. 7, 11100(2016).</li>
<li>Fritsch, B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Direct+current+stimulation+promotes+BDNF-dependent+synaptic+plasticity%3A+potential+implications+for+motor+learning%5BTitle%5D)+AND+%22Neuron%22%5BJournal%5D)">Direct current stimulation promotes BDNF-dependent synaptic plasticity: potential implications for motor learning.</a> Neuron. 66 (2), 198-204 (2010).</li>
<li>Winkler, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Sensory+and+Motor+Systems+Anodal+Transcranial+Direct+Current+Stimulation+Enhances+Survival+and+Integration+of+Dopaminergic+Cell+Transplants+in+a+Rat+Parkinson+Model%5BTitle%5D)+AND+%22New+Research%22%5BJournal%5D)">Sensory and Motor Systems Anodal Transcranial Direct Current Stimulation Enhances Survival and Integration of Dopaminergic Cell Transplants in a Rat Parkinson Model.</a> New Research. 4 (5), 17-63 (2017).</li>
<li>Nasehi, M., Khani-Abyaneh, M., Ebrahimi-Ghiri, M., Zarrindast, M. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+effect+of+left+frontal+transcranial+direct-current+stimulation+on+propranolol-induced+fear+memory+acquisition+and+consolidation+deficits%5BTitle%5D)+AND+%22Behavioural+Brain+Research%22%5BJournal%5D)">The effect of left frontal transcranial direct-current stimulation on propranolol-induced fear memory acquisition and consolidation deficits.</a> Behavioural Brain Research. 331 (May), 76-83 (2017).</li>
<li>Souza, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Neurobiological+mechanisms+of+antiallodynic+effect+of+transcranial+direct+current+stimulation+%28tDCS%29+in+a+mice+model+of+neuropathic+pain%5BTitle%5D)+AND+%22Brain+Research%22%5BJournal%5D)">Neurobiological mechanisms of antiallodynic effect of transcranial direct current stimulation (tDCS) in a mice model of neuropathic pain.</a> Brain Research. 1682 (14-23), (2018).</li>
<li>Woods, A. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+technical+guide+to+tDCS%2C+and+related+non-invasive+brain+stimulation+tools%5BTitle%5D)+AND+%22Clinical+Neurophysiology%22%5BJournal%5D)">A technical guide to tDCS, and related non-invasive brain stimulation tools.</a> Clinical Neurophysiology. 127 (2), 1031-1048 (2016).</li>
<li>Cogan, S. F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Tissue+damage+thresholds+during+therapeutic+electrical+stimulation%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Neural+Engineering%22%5BJournal%5D)">Tissue damage thresholds during therapeutic electrical stimulation.</a> Journal of Neural Engineering. 13, 2(2017).</li>
<li>Podda, M. V., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Anodal+transcranial+direct+current+stimulation+boosts+synaptic+plasticity+and+memory+in+mice+via+epigenetic+regulation+of+Bdnf+expression%5BTitle%5D)+AND+%22Scientific+reports%22%5BJournal%5D)">Anodal transcranial direct current stimulation boosts synaptic plasticity and memory in mice via epigenetic regulation of Bdnf expression.</a> Scientific reports. 6 (October 2015), 22180(2015).</li>
</ol>

W ostatnich latach techniki neurostymulacji wchodzą do praktyki klinicznej jako obiecująca procedura leczenia zaburzeń neuropsychiatrycznych23. Aby zmniejszyć ograniczenia wynikające z braku wiedzy na temat mechanizmów neurostymulacji, przedstawiliśmy tutaj mysi model tDCS z elektrodą, która może celować w obszary mózgu. Ponieważ elektroda jest przewlekle wszczepialna, ten model zwierzęcy umożliwia badanie długotrwałych efektów biologicznych wywoływanych przez tDCS (przez co najmniej 1 miesiąc) w ...

Przezczaszkowa stymulacja prądem stałym (tDCS) to nieinwazyjna, tania technika terapeutyczna, która skupia się na modulacji neuronów poprzez użycie prądów ciągłych o niskim natężeniu1. Obecnie istnieją dwie konfiguracje (anodowa i katodowa) dla tDCS. Podczas gdy stymulacja anodowa wywiera pole elektryczne zbyt słabe, aby wyzwolić potencjały czynnościowe, badania elektrofizjologiczne wykazały, że ta metoda powoduje zmiany w plastyczności synaptycznej2. Na przykład dowody wskazują, że tDCS indukuje długoterminowe efekty wzmocnienia (LTP), takie jak zwiększona amplituda szczytowa pobudzających potencjałów postsynaptycznych 3,4 i modulacja pobudliwości korowej5.
Na odwrót, stymulacja katodowa wywołuje hamowanie, co prowadzi do hiperpolaryzacji błony6. Hipoteza dotycząca tego mechanizmu opiera się na wynikach fizjologicznych, w których opisano tDCS w celu modulacji częstotliwości i czasu trwania potencjału czynnościowego w ciele neuronalnym3. Warto zauważyć, że efekt ten nie wywołuje bezpośrednio potencjałów czynnościowych, chociaż może przesunąć próg depolaryzacji i ułatwić lub utrudnić odpalanie neuronów7. Te kontrastujące efekty zostały już wcześniej zademonstrowane. Na przykład stymulacja anodowa i katodowa wywołała przeciwstawne efekty w reakcjach warunkowych zarejestrowanych za pomocą aktywności elektromiografii u królików8. Jednak badania wykazały również, że długotrwałe sesje stymulacji anodowej mogą zmniejszać pobudliwość, podczas gdy wzrost prądów katodowych może prowadzić do pobudliwości, prezentując efekty kontrastujące z samym sobą3.
Zarówno bodźce anodowe, jak i katodowe agregują użycie par elektrod. Na przykład w stymulacji anodowej elektroda "aktywna" lub "anoda" jest umieszczana nad obszarem mózgu, który ma być modulowany, podczas gdy elektroda "referencyjna" lub "katodowa" znajduje się nad obszarem, w którym zakłada się, że wpływ prądu jest nieistotny9. W stymulacji katodowej rozmieszczenie elektrod jest odwrócone. Intensywność stymulacji dla skutecznego tDCS zależy od natężenia prądu i wymiarów elektrod, które w różny sposób wpływają na pole elektryczne10. W większości opublikowanych badań średnie natężenie prądu wynosi od 0,10 do 2,0 mA i od 0,1 mA do 0,8 mA odpowiednio dla ludzi i myszy6,11. Chociaż rozmiar elektrody wynoszący 35cm2 jest zwykle używany u ludzi, nie ma właściwego zrozumienia wymiarów elektrod dla gryzoni i potrzebne jest dokładniejsze badanie6.
tDCS został zaproponowany w badaniach klinicznych z próbą zaoferowania alternatywnego lub uzupełniającego leczenia kilku zaburzeń neurologicznych i neuropsychiatrycznych11 takich jak padaczka12, choroba afektywna dwubiegunowa13, udar5, duża depresja14, choroba Alzheimera15, stwardnienie rozsiane16 oraz Choroba Parkinsona17. Pomimo rosnącego zainteresowania tDCS i jego zastosowania w badaniach klinicznych, szczegółowe zmiany wywołane komórkowe i molekularne w tkance mózgowej, krótko- i długotrwałe efekty, a także wyniki behawioralne, nie zostały jeszcze dokładniej zbadane18,19. Ponieważ bezpośrednie podejście człowieka do dokładnego zbadania tDCS nie jest wykonalne, zastosowanie modelu zwierzęcego tDCS może dostarczyć cennych informacji na temat zdarzeń komórkowych i molekularnych leżących u podstaw mechanizmów terapeutycznych tDCS ze względu na dostępność tkanki mózgowej zwierzęcia.
Dostępne dowody są ograniczone na temat modeli tDCS u myszy. W większości zgłoszonych modeli wykorzystano różne układy implantacji, wymiary elektrod i materiały. Na przykład Winkler i in. (2017) wszczepili elektrodę głowicową (Ag/AgCl, średnica 4 mm) wypełnioną solą fizjologiczną i przymocowali ją do czaszki za pomocą cementu akrylowego i20. W przeciwieństwie do naszego podejścia, wszczepiono im elektrodę piersiową (platynowa, 20 x 1,5 mm). Nasehi i in. (2017) zastosowali procedurę bardzo podobną do naszej, chociaż elektroda piersiowa została wykonana z gąbki nasączonej solą fizjologiczną (wypełnionej węglem, 9,5 cm2)21. W innym badaniu wszczepiono obie elektrody do głowy zwierzęcia, co osiągnięto za pomocą stałych płytek i pokryciu głowy zwierzęcia przewodnikiem hydrożelowym22. W tym miejscu opisujemy model myszy tDCS, który wykorzystuje przewlekle wszczepioną elektrodę za pomocą prostych procedur chirurgicznych i konfiguracji tDCS (ryc. 1).

<table><tbody><tr><td>Strzykawka BD Ultra-Fine 50U</td><td>BD</td><td>10033430026</td><td>Do iniekcji dootrzewnowej.</td></tr><tr><td>Golarka (Philips Multigroom)</td><td>Philips (Brazylia)</td><td>QG3340/16</td><td>Do przycinania miejsca operowanego.</td></tr><tr><td>Sprzęt chirurgiczny</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Model 940 Przyrząd stereotaktyczny dla małych zwierząt z cyfrową konsolą wyświetlacza</td><td>KOPF</td><td>940</td><td>Do chirurgicznego ograniczania i pozycjonowania zwierząt.</td></tr><tr><td>Model 922 Pręty nauszne z końcówką 60 stopni bez pękania</td><td>KOPF</td><td>922</td><td>Do chirurgicznego ograniczania i pozycjonowania zwierząt.</td></tr><tr><td>Uchwyt do kaniuli</td><td>KOPF</td><td>1766-AP</td><td>Do pozycjonowania implantu.</td></tr><tr><td>Precyzyjny mikroskop lornetkowy stereo z zoomem (III) na statywie wysięgnika</td><td>WPI</td><td>PZMIII-BS</td><td>Do lokalizacji bregma i pozycjonowania implantu.</td></tr><tr><td>Model systemu kontroli temperatury&nbsp;</td><td>KOPF</td><td>TCAT-2LV</td><td>Do kontroli termicznej zwierząt.</td></tr><tr><td>Źródło zimnego światła&nbsp;</td><td>WPI</td><td>WA-12633</td><td>Do jasności ogniskowej</td></tr><tr><td>Stołowy laboratoryjny system znieczulenia zwierząt z oczyszczaczem</td><td>VetEquip</td><td>901820</td><td>Do dostarczania izofluranu i bezpieczeństwa.</td></tr><tr><td>Filtr adsorpcyjny z węglem aktywnym VaporGuard</td><td>VetEquip</td><td>931401</td><td>Środki bezpieczeństwa systemu dostarczania.&nbsp;</td></tr><tr><td>Model 923-B Uchwyt głowicy do znieczulenia gazem mysim</td><td>KOPF</td><td>923-B</td><td>Do ograniczania zwierząt oraz dostarczania O2 i izofluranu.</td></tr><tr><td>Reduktor tlenu, butla elektroniczna&nbsp;</td><td>VetEquip</td><td>901305</td><td>do regulacji i dostawy O2.</td></tr><tr><td>Wąż tlenowy &ndash; zielony&nbsp;</td><td>VetEquip</td><td>931503</td><td>Do podawania O2 i izofluranu.</td></tr><tr><td>Sterylizator na podczerwień 800 &ordm; C</td><td>Marconi</td><td>MA1201</td><td>Do sterylizacji narzędzi.</td></tr><tr><td>Surgical Instruments</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Fine Scissors - ToughCut</td><td>Fine Science Tools</td><td>14058-11</td><td>Do nacinania.</td></tr><tr><td>Haczyki chirurgiczne</td><td>INJEX</td><td>1636</td><td>In House Fabricated - Służą do oczyszczania pola operacyjnego ze skóry i sierści.</td></tr><tr><td>Standardowa pęseta lub kleszcze</td> <td>-</td><td></td> <td>do chwytania skóry.</td></tr><tr><td>Surgical Consumables</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Vetbond</td><td>3M</td><td>SC-361931</td><td>Do zamykania nacięć.</td></tr><tr><td>Zestaw do cementu i katalizatora (Duralay)</td><td>Reliance</td><td>2OZ</td><td>Do mocowania implantu.</td></tr><tr><td>Sterylne waciki bawełniane (autoklawowane)</td><td>JnJ</td><td>75U</td><td>Do antyseptyki miejsca operowanego.&nbsp;</td></tr><tr><td>Płytka 24-dołkowa (płytka do hodowli tkankowej)</td><td>SARSTEDT</td><td>831,836</td><td>Do przygotowania cementu.</td></tr><tr><td>Pędzel aplikacyjny</td><td>parkell</td><td>S286</td><td>Do mieszania i aplikacji cementu.</td></tr><tr><td>Pharmaceutics</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Xylazin (ANASEDAN 2%)</td><td>Ceva Pharmaceutical (Brazylia)</td><td>P10160</td><td>Do indukcji znieczulenia.</td></tr><tr><td>Ketamina (DOPALEN 10%)</td><td>Ceva Pharmaceutical (Brazylia)</td><td>P30101</td><td>Do indukcji znieczulenia.</td></tr><tr><td>Izofluran (100%)</td><td>Crist&aaostry; lia (Brazylia)</td> <td>100ML</td><td>Do konserwacji znieczulenia.</td></tr><tr><td>Lidokaina (XYLESTESIN 5%)</td><td>Cristal Pharma-Do</td><td></td> <td>opieki pooperacyjnej.</td></tr><tr><td>Ketoprofen (PROFENID 100 mg)</td><td>Sanofi Aventis</td><td>20ML</td><td>Do opieki pooperacyjnej.</td></tr><tr><td>Roztwór mleczanowy Ringera</td><td>SANOBIOL LAB</td><td>7898153652145</td><td>Do pielęgnacji pooperacyjnej.</td></tr><tr><td>TobraDex (deksametazon 1 mg/g)</td><td>Alcon</td><td>631</td><td>Do nawilżania i ochrony oczu.&nbsp;</td></tr><tr><td><silny>Stymulacja</silny></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Stymulator przezczaszkowy dla zwierząt</td><td>Soterix Medical</td><td>2100</td><td>Dla obecnej generacji.</td></tr><tr><td>Uchwyt elektrody typu sworzniowego (cylindryczna podstawa uchwytu)</td><td>Soterix Medical</td><td>2100</td><td>Wspornik elektrody (implant).</td></tr><tr><td>Elektroda pinowa (Ag/AgCl)</td><td>Soterix Medical</td><td>2100</td><td>Do dostarczania prądu (elektroda).&nbsp;</td></tr><tr><td>Nasadka elektrody typu pinowego</td><td>Soterix Medical</td><td>2100</td><td>Do ochrony implantów.</td></tr><tr><td>Elektroda do ciała (pokryta Ag/AgCl)</td><td>Soterix Medical</td><td>2100</td><td>Do dostarczania prądu (elektroda).&nbsp;</td></tr><tr><td>Roztwór soli fizjologicznej (0,9%)</td><td>FarmaX</td><td>7896902206441</td><td>Podłoże przewodzące do dostarczania prądu.</td></tr><tr><td>Standardowa pęseta lub kleszcze</td> <td>-</td><td></td> <td>do konfiguracji tDCS.</td></tr><tr><td>Reakcja łańcuchowa polimerazy w czasie rzeczywistym</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>BioRad CFX96 System czasu rzeczywistego</td><td>BioRad</td><td>C1000</td><td>Do qPCR</td></tr><tr><td>SsoAdvancedTM Uniwersalny SYBR Green Supermix (5 X 1mL)</td><td>BioRad</td><td>1725271</td> Do <td></td></tr><tr><td>płytek PCR z twardą skorupą qPCR COM 50 p/ CFX96</td><td>BioRad</td><td>HSP9601</td><td>Do qPCR</td></tr><tr><td>Microseal "B" pieczęć pct c/ 100</td><td>BioRad</td><td>MSB1001</td><td>Do qPCR</td></tr></tbody></table>

przezczaszkowa stymulacja prądem stałym (tdcs) u myszy

Transcranial Direct Current Stimulation (tDCS) in Mice

Przezczaszkowa stymulacja prądem stałym (tDCS) to nieinwazyjna technika neuromodulacji proponowana jako alternatywne lub uzupełniające leczenie kilku chorób neuropsychiatrycznych. Biologiczne skutki tDCS nie są w pełni zrozumiałe, co częściowo wynika z trudności w uzyskaniu ludzkiej tkanki mózgowej. Protokół ten opisuje model myszy tDCS, który wykorzystuje przewlekle wszczepioną elektrodę, co pozwala na badanie długotrwałych skutków biologicznych tDCS. W tym modelu eksperymentalnym tDCS zmienia ekspresję genów w korze mózgowej i stanowi znaczący wkład w zrozumienie przesłanek jego terapeutycznego stosowania.

Przedstawiony protokół chirurgiczny zapewnił długoterminową stabilność implantów przez co najmniej miesiąc, bez sygnałów stanu zapalnego w miejscu stymulacji oraz bez żadnych innych niepożądanych efektów. Wszystkie zwierzęta przeżyły procedurę chirurgiczną oraz sesje tDCS (n = 8). W tym doświadczeniu implanty tDCS umieszczono nad korami M1 i M2 (+1,0 mm w osi przednio-tylnej i 0,0 mm bocznie względem bregmy). Tydzień później myszy w grupie tDCS (n = 3-4) oraz w grupie pozornej (sham, n = ...

Przezczaszkowa stymulacja prądem stałym (tDCS) jest techniką terapeutyczną proponowaną do leczenia chorób psychicznych. Model zwierzęcy jest niezbędny do zrozumienia konkretnych zmian biologicznych wywoływanych przez tDCS. Ten protokół opisuje model myszy tDCS, który wykorzystuje przewlekle wszczepioną elektrodę.

Przezczaszkowa stymulacja prądem stałym (tDCS) u myszy

Transcranial direct current stimulation (tDCS) is a non-invasive neuromodulation technique proposed as an alternative or complementary treatment for ...

Procedura Alvara Gaauda polega na zastosowaniu przezczaszkowej stymulacji prądem stałym u myszy. Osiągnięto to poprzez generowanie prądów o niskim natężeniu z generatora prądu stałego i przesyłanie ich bezpośrednio do zwierzęcia przez elektrody. tDCS został przebadany jako niefarmakologiczna alternatywa terapeutyczna dla głównych zaburzeń psychicznych u ludzi, takich jak depresja, schizofrenia, choroba Alzheimera, AHDH i autyzm.Co więcej, tDCS jest unikalną techniką ze względu na niski koszt, łatwość użycia i nieinwazyjny profil. Jednak biologiczne skutki tDCS nie są w pełni zrozumiałe i nie ma zgody co do parametrów stymulacji, takich jak intensywność prądu, czas trwania i kafelki obszarów mózgu. W związku z tym stosowanie minimalnych rzędów jest niezbędne do dokładnego zbadania takich mechanizmów, co doprowadzi do lepszego zrozumienia skuteczności klinicznej tDCS poprzez pozyskiwanie i analizę behawioralnych danych komórkowych i molekularnych.Obecnie istnieją dwie konfiguracje elektrod dla tDCS, określane jako stymulacja anodowa i katodowa. W stymulacji anodowej prądy są dostarczane bezpośrednio do głowy zwierzęcia, przez ciało zwierzęcia oraz do katody umieszczonej na klatce piersiowej zwierzęcia. Podczas stymulacji katodowej prąd przepływa przez klatkę piersiową zwierzęcia, przemieszcza się do jego głowy i do katody.W obu sytuacjach generator prądu kontroluje natężenie prądu i czas trwania stymulacji. Jednocześnie zapewniając jakość kontaktu i wnioskując o informacjach zwrotnych. Istnieje wiele różnych konfiguracji aktywnego pozycjonowania.W związku z tym należy wziąć pod uwagę wszystkie osie trójwymiarowe. W tym protokole elektroda na głowę została wszczepiona na jeden milimetr w ukorzenioną bregmę, na boczną do środkowej linii czaszki, a elektroda ciała została umieszczona na klatce piersiowej zwierzęcia. Ze względu na symulację krótkiego okresu zalecono stosowanie szybkiego działania i krótkotrwałego znieczulenia, takiego jak odparowany izofluran.Procedura ta składa się z dwóch kluczowych etapów. Umieszczenie elektrod i przezczaszkowa stymulacja prądem stałym. Narzędzia chirurgiczne sterylizowano przed konserwacją w temperaturze 440 stopni Celsjusza.Waciki bawełniane sterylizowano w autoklawie w temperaturze 20 funtów na cal kwadratowy w temperaturze 121 stopni Celsjusza przez 20 minut. Ustaw regulator platformy termicznej na 37 stopni Celsjusza. Zważyć zwierzę i obliczyć odpowiednią dawkę do indukcji znieczulenia.Użyj mieszaniny ketaminy i ksylazyny w dawce 100 miligramów na kilogram ketaminy i 8 miligramów na kilogram ksylazyny. Rozmiar igły 31G. Zwierzę powinno zasnąć w ciągu 2 do 3 minut.Użyj golarki elektrycznej lub maszynki do golenia, aby ogolić pole operacyjne. Umieść zwierzę na aparacie stereotaktycznym nad wstępnie podgrzaną płytą grzewczą. Chwyć głowę zwierzęcia i włóż końcówki nauszników do każdego z uszu zwierzęcia, aby przymocować je do platformy sterotaktycznej.Sprawdź, czy nie ma bocznego przesuwania głowy i niewielkiego ruchu w pionie, powoli przesuwając głowę zwierzęcia. Delikatnie nasuń maskę anestezjologiczną na nos myszy i zamocuj na miejscu, dokręcając. Nałóż maść do oczu zwierzęcia, aby zapobiec wysuszeniu rogówki podczas zabiegu.Za pomocą bawełnianego wacika przygotuj miejsce operacji za pomocą trzech naprzemiennych peelingów jodu powidonu lub 2% chloroheksydyny i 70% etynolu. Użyj pęsety, aby sprawdzić, czy znieczulenie zostało przyjęte, lekko ściskając palce u nóg zwierzęcia i weryfikując prawa ogólnego odruchu wycofania pedoterapii zwierzęcia. Wykonaj nacięcie około trzech milimetrów za linią uszu zwierzęcia i zatrzymaj się na linii oczu.Miejsce nacięcia musi mieć około jednego centymetra długości, aby było wystarczająco duże, aby można było przyjąć implant. Delikatnie zeskrob czaszkę skrobakiem do kości, aby poprawić przyczepność kleju i cementu. Należy to zrobić lekką ręką z zamiarem stworzenia mikrozadrapań.Ostrożnie przymocuj haczyki chirurgiczne do luźnej skóry, aby utrzymać otwarte pole operacyjne i uwolnić je od przeszkód, takich jak skóra i sierść. Użyj sterylnego bawełnianego wacika, aby delikatnie osuszyć skórę głowy zwierzęcia. Użyj mikroskopu preparacyjnego, aby uwidocznić górną część czaszki zwierzęcia.Przymocuj igłę do uchwytu sterotaksyjnego i zlokalizuj bregmę. Umieść igłę bezpośrednio nad głową zwierzęcia, lekko dotykając bregmy. Użyj bregmy jako odniesienia, aby dostosować współrzędne obszaru zainteresowania.Zamocuj implant na uchwycie stereotaktycznym. Umieść implant nad głową zwierzęcia i powoli opuść go na obszar zainteresowania. Za pomocą igły rozprowadź jedną kroplę, około 35 mikrolitrów, kleju superglue na przestrzeni implantu.Powoli przesuwaj uchwyt w dół, aż dotknie czaszki. Upewnij się, że przestrzeń implantu jest całkowicie stykająca się z powierzchnią. Przygotuj cement chirurgiczny zgodnie z instrukcjami producenta.Po precyzyjnym ustawieniu nałóż trzy cienkie, równe warstwy cementu w poprzek czaszki i na dolną część implantu. Nakładaj kropla po kropli za pomocą pędzla do aplikacji. Warstwy muszą tworzyć strukturę w kształcie litery U, aby zapewnić dalsze wsparcie strukturalne implantu.Pozostaw gwint implantu czysty z cementu, aby umożliwić gładkie, niezakłócone połączenie. Pozostaw każdą warstwę do wyschnięcia na około cztery minuty. Po wyschnięciu ostrożnie wyjmij uchwyt, aż do całkowitego odłączenia go od implantu.Zawsze należy zachować szczególną ostrożność podczas obchodzenia się z implantem, ponieważ może on zostać przypadkowo zniszczony z czaszki zwierzęcia. Nawilżaj skórę zwierzęcia i miejsce nacięcia wacikiem nasączonym solą fizjologiczną. Przeciąć skórę nad podstawą implantu.Użyj pęsety, aby połączyć tkankę i zamknij nacięcie jedną kroplą kleju chirurgicznego na punkt 2 centymetrów tkanki. Naciekać 1 do 2% lidokainy w miejscu nacięcia i tkankach leżących poniżej. Nawodnij zwierzę jednocześnie 500 mikrolitrami dzwonka mleczanowego.Umieść mysz w ogrzanej, czystej klatce domowej o temperaturze 37 stopni Celsjusza. Zbuduj małe naczynie z mokrymi granulkami karmy w klatce, aby mieć łatwy dostęp do jedzenia w kolejnych godzinach. Zarejestruj wagę zwierzęcia po operacji.Zwierzęciu należy podawać ketoprofen. 5 miligramów na kilogram jednocześnie po zabiegu i przez następne dwa dni. Upewnij się, że stymulator tDCS jest w pełni naładowany.Podłącz anody i katody do stymulatora tDCS i udostępnij je w pobliżu miejsca symulacji. Przymocuj elektrodę typu bolcowego do uchwytu sterotaksyjnego. Ustaw platformę termiczną na 37 stopni Celsjusza.Włącz przepływomierz tlenu w systemie znieczulenia wziewnego na 1 litr na minutę. Umieść mysz w komorze indukcyjnej znieczulenia. Włącz waporyzator izofluranu do 3%Pozwól zwierzęciu doświadczyć działania izofluranu przez cztery minuty.Gdy zwierzę znajduje się w komorze indukcyjnej, użyj sterylnej strzykawki, aby napełnić elektrodę ciała 0,9% roztworem soli fizjologicznej. Wyjmij zwierzę z komory indukcyjnej i umieść jego klatkę piersiową nad elektrodą ciała. Delikatnie nasuń maskę anestezjologiczną na nos myszy i zamocuj na miejscu.Obniż wydajność izofluranu do 1,5%Napełnij implant i elektrodę typu szpilkowego solą fizjologiczną. Ostrożnie połącz je ze sobą. Dostosuj czas stymulacji i aktualną intensywność zgodnie ze swoim protokołem.Sprawdź jakość styku w systemie tDCS później. Rozpocznij stymulację. Obserwuj, jak prąd wzrasta przez 20 sekund do wybranej wartości.I utrzymując się w niezłomnym miejscu przez ustalony czas. Następnie, na końcu sekcji, ponownie się rozpędza. Aktywuj przycisk goleni, aby sterować.Obserwuj, jak prąd wzrasta przez 20 sekund do wybranej wartości. A następnie w dół o jeden przez resztę okresu stymulacji, z końcową rampą do wybranej wartości, na końcu, z kolejnym zwężeniem w dół. Po zakończeniu sekcji stymulacji ostrożnie przenieś zwierzę do wstępnie ogrzanej klatki o temperaturze 37 stopni Celsjusza na 10 minut.Protokół ten wykorzystuje tDCS do stymulacji kory mózgowej myszy jeden milimetr przed bregmą. Ten wykres przedstawia statystyczną ekspresję genów po protokole stymulacji tDCS. Używanie natężenia prądu 0,35 miliampera przez 10 minut dziennie.Implant tCDS okazał się zdolny do życia od pierwszego do piątego dnia, bez znaczącej różnicy między dniami w jakości kontaktu. Istnieje wiele protokołów stymulacji tCDS w modelowych mózgach. Protokoły muszą być wybrane zgodnie ze specyfiką eksperymentu, na którym się opiera.Obszar stymulacji, natężenie prądu, czas trwania sesji i ustawienie elektrod. W tym konkretnym protokole naszym celem było modulowanie kory ruchowej za pomocą naszego znanego tDCS prądem o natężeniu 350 mikroamperów przez 10 minut. Po obejrzeniu tego filmu będziesz mógł wykonać tDCS u myszy.Kiedy ktoś ćwiczy operację, może to zająć do czterech minut na zwierzę. Konieczne jest uwzględnienie wytycznych dotyczących opieki nad zwierzętami podczas wykorzystywania myszy podczas operacji i przestrzegania opieki pooperacyjnej nad zwierzętami, aby zwierzęta pozostały zdrowe podczas badania. Zalecamy również odczekanie od pięciu do siedmiu dni po wszczepieniu implantu w celu przeprowadzenia eksperymentów, ponieważ fizjologiczna reakcja zwierzęcia na uraz może zakłócać wyniki biologiczne.

transcranial-direct-current-stimulation-tdcs-in-mice

Research

JoVE Journal

Neuroscience

Neuronauka

Przezczaszkowa stymulacja prądem stałym (tDCS) jest uznaną techniką modulacji pobudliwości kory mózgowej1,2. Ze względu na wpływ na plastyczność kory, łatwość obsługi oraz profil bezpieczeństwa, metoda ta jest wykorzystywana jako narzędzie badawcze w neuronauce. Jednym z obszarów, w którym tDCS wykazuje obiecujące wyniki, jest łagodzenie bólu 3-5.

Pozycjonowanie i montaż elektrod w przezczaszkowej stymulacji prądem stałym

Źródło: Shaw, M. T. i wsp. Zdalnie nadzorowana przezczaszkowa stymulacja prądem stałym: aktualne informacje na temat bezpieczeństwa i tolerancji. J. Vis. Exp. (2017)Ten film pokazuje proces samodzielnego podawania przezczaszkowej stymulacji prądem stałym (tDCS) w celu poprawy funkcji poznawczych. Przedstawiono w nim etapy umieszczania elektrod, konfiguracji stymulacji, oceny tolerancji oraz efektów neuroplastycznych wywołanych przez tDCS.

Samodzielne stosowanie przezczaszkowej stymulacji prądem stałym w celu poprawy funkcji poznawczych

Źródło: Chen, W., et al. Określanie lokalizacji stymulacji za pomocą digitizera 3D z przezczaszkową stymulacją prądem stałym o wysokiej rozdzielczości. J. Vis. Exp. (2019 rok)Ten film przedstawia procedurę dostarczania przezczaszkowej stymulacji prądem stałym w wysokiej rozdzielczości (HD-tDCS) poprzez dokładne pozycjonowanie elektrod za pomocą systemu 10-10, mapowanie ich lokalizacji za pomocą digitizera 3D i zastosowanie stymulacji w celu modulacji aktywności neuronalnej w docelowym regionie...

Przezczaszkowa stymulacja prądem stałym o wysokiej rozdzielczości w celu aktywacji docelowego obszaru mózgu

Przezczaszkowa stymulacja prądem stałym o wysokiej rozdzielczości (HD-tDCS), z montażem pierścieniowym 4x1, jest nieinwazyjną techniką stymulacji mózgu, która łączy w sobie zarówno neuromodulacyjne efekty konwencjonalnego tDCS, jak i zwiększoną ogniskowość. Niniejszy artykuł zawiera systematyczną demonstrację zastosowania 4x1 HD-tDCS oraz zagadnienia potrzebne do bezpiecznej i skutecznej stymulacji.

Technika i rozważania dotyczące stosowania przezczaszkowej stymulacji prądem stałym o wysokiej rozdzielczości z pierścieniem 4x1 (HD-tDCS)

Przezczaszkowa stymulacja prądem stałym (tDCS) to nieinwazyjna technika stymulacji mózgu, która wykazała początkowe efekty terapeutyczne w kilku stanach neurologicznych. Głównym mechanizmem leżącym u podstaw tych efektów terapeutycznych jest modulacja pobudliwości kory mózgowej. Dlatego monitorowanie pobudliwości kory mózgowej online pomogłoby w kierowaniu parametrami stymulacji i optymalizacji jej efektów terapeutycznych. W niniejszym artykule omówiono zastosowanie nowatorskiego urządzenia,...

Jednoczesne monitorowanie EEG podczas przezczaszkowej stymulacji prądem stałym

Przezczaszkowa stymulacja prądem stałym (tDCS) jest techniką nieinwazyjnej stymulacji mózgu. Z powodzeniem stosuje się go w badaniach podstawowych i warunkach klinicznych do modulowania funkcji mózgu u ludzi. W artykule opisano implementację tDCS i jednoczesnego funkcjonalnego obrazowania metodą rezonansu magnetycznego (fMRI) w celu zbadania neuronalnych podstaw efektów tDCS.

Przezczaszkowa stymulacja prądem stałym i jednoczesne funkcjonalne obrazowanie metodą rezonansu magnetycznego

Badania wykazały, że katodowa przezczaszkowa stymulacja prądem stałym może powodować efekt tłumiący napady oporne na leki. W tym badaniu opracowano konfigurację eksperymentalną in vitro, w której oceniano stymulację prądem stałym i rejestrację wieloelektrodową aktywności podobnej do napadu w przygotowaniu wycinków mózgu myszy. Ocenie poddano parametry stymulacji prądem stałym.

Stymulacja prądem stałym i wieloelektrodowa rejestracja aktywności podobnej do napadów w przygotowaniu do wycinka mózgu myszy

Ten manuskrypt zawiera zaktualizowany protokół zdalnego nadzoru, który umożliwia udział w badaniach klinicznych nad przezczaszkową stymulacją prądem stałym (tDCS) podczas otrzymywania sesji leczenia z domu. Protokół został z powodzeniem wdrożony pilotażowo zarówno u pacjentów ze stwardnieniem rozsianym, jak i chorobą Parkinsona.

Zdalnie nadzorowana przezczaszkowa stymulacja prądem stałym: aktualne informacje na temat bezpieczeństwa i tolerancji

Ten protokół opisuje chirurgiczną konfigurację stałego leja elektrody oczaszkowej i wszczepionej elektrody klatki piersiowej u gryzoni. Umieszczając drugą elektrodę w gnieździe, różne rodzaje przezczaszkowej elektrycznej stymulacji mózgu mogą być dostarczane do układu motorycznego u zwierząt czujnych przez nienaruszoną czaszkę.

Przezczaszkowa elektryczna stymulacja mózgu u czujnych gryzoni

Opisujemy protokół oceny krzywych dawka-odpowiedź dla stymulacji pozaczaszkowej pod względem pomiarów pola elektrycznego mózgu i odpowiedniego biomarkera przepływu krwi w mózgu. Ponieważ protokół ten obejmuje inwazyjne umieszczenie elektrod w mózgu, potrzebne jest znieczulenie ogólne, w którym preferowane jest spontaniczne oddychanie, a nie kontrolowane oddychanie.

Umieszczenie zewnątrzczaszkowych elektrod stymulujących i pomiar przepływu krwi w mózgu i wewnątrzczaszkowych pól elektrycznych u znieczulonych myszy

Ten protokół opisuje metodę umieszczania elektrod sterowanych neuronami do ogniskowej, przezczaszkowej stymulacji prądem stałym (tDCS) podawanej podczas funkcjonalnego rezonansu magnetycznego (fMRI).

Neuronavigated Zogniskowana przezczaszkowa stymulacja prądem stałym podawana podczas funkcjonalnego rezonansu magnetycznego

Poznaj metodę przezczaszkowej stymulacji prądem stałym (tDCS) u myszy z wykorzystaniem implantowanych elektrod. Protokół umożliwia badanie biologicznych mechanizmów stymulacji w kontekście zaburzeń psychiatrycznych.

Przezczaszkowa stymulacja prądem stałym (tDCS) u myszy

Przeglądaj więcej filmów