Name: Nowa prosta metoda pomiaru lipofilowości (logP) przy użyciu spektroskopii 19F NMR (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2019-01-30T13:30:00.000+00:00
Duration: 9 min 32 s
Description: Poznaj nową metodę pomiaru lipofilowości związków fluorowanych przy użyciu spektroskopii 19F NMR. Technika ta nie wymaga pomiaru dokładnej masy ani krzywych kalibracyjnych, co ułatwia badania w chemii medycznej.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

To badanie jest finansowane w ramach grantów EPSRC EP/K016938/1 i EP/P019943/1 (ZW, HRF) oraz nagrody EPSRC/AstraZeneca CASE (BFJ). Dziękujemy Uniwersytetowi w Southampton za dodatkowe wsparcie. Podziękowania należą się również EPSRC za przyznanie EP/K039466/1 dotacji na zapewnianie podstawowych zdolności.

1. Partycjonowanie
<ol>
	<li>Dodać 4,4,4-trifluorobutan-1-ol (związek X, ok. 6,0 mg) i 2,2,2-trifluoroetanol (związek odniesienia, ok. 3,0 mg) do kolby w kształcie gruszki o pojemności 10 ml, rozpuścić w n-oktanolu (stopień HPLC, ok. 2 ml) i dodać wodę (stopień HPLC, ok. 2 ml). 
	Uwaga: Ten eksperyment jest przeprowadzany w trzech egzemplarzach. Należy sprawdzić rozpuszczalność związków w wodzie i n-oktanolu. Ilość związku użytego do podziału musi być dokładnie rozważona, aby uniknąć przesycenia związku w jakiejkolwiek warstwie. Należy również wziąć pod uwagę stosunek masowy między związkiem X a związkiem odniesienia ref, aby uniknąć sytuacji, w której stosunki całkowania danej próbki NMR wykraczają poza zakres od 10/1 do 1/10. Na przykład, jeśli istnieje różnica <2 jednostek logP między związkiem X a ref, optymalny stosunek masy może zapewnić, że proporcje integracji w próbkach wody i 1-oktanolu NMR mieszczą się w zakresie od 10/1 do 1/10. W przeciwieństwie do tego, jeśli uzyska się współczynnik całkowania 50/1 w jednej warstwie, bardziej prawdopodobne będą stosunkowo większe błędy w całkowaniu dla piku o niższym stężeniu. Poniższe równanie można wykorzystać do przewidzenia optymalnego stosunku masowego związku: 
	mX / mref = {(cPX / Pref)-0,5 * (MX/ Mref) * [(1 + cPX) / (1 + Pref)]} / (NX / Nref) 
	m, masa; M, masa cząsteczkowa; N, liczba atomów F; P, współczynniki podziału; cP, obliczone współczynniki podziału.</li>
	<li>Umieścić kolby w naczyniu o kontrolowanej temperaturze nad mieszadłem i podłączyć do chłodziarki recyrkulacyjnej. Mieszać dwufazową mieszaninę w temperaturze 25 °C przez 2 godziny, z prędkością mieszania ustawioną na 600 obr./min.</li>
	<li>Zrównoważyć mieszaninę w temperaturze 25 °C przez noc (ok. 16 godzin), aby umożliwić całkowite oddzielenie faz. 
	Uwaga: W niektórych przypadkach można zaobserwować tworzenie się piany między granicą n-oktanolu a wodą. W tym przypadku mieszaninę przeniesiono do szklanej fiolki o pojemności 4 ml i odwirowano aż do zniknięcia piany. Dwufazową mieszaninę pozostawiono następnie do ponownego zrównoważenia w temperaturze 25 °C przez noc.</li>
</ol>
2. Przygotowanie próbki NMR
<ol>
	<li>Przymocować kolbę do stojaka na retortę za pomocą zacisku.</li>
	<li>Pobrać porcję ok. 0,70-0,85 ml zarówno z warstwy wody, jak i n-oktanolu, używając jednorazowych plastikowych strzykawek o pojemności 1 ml z długimi igłami.
	<ol>
		<li>W celu pobrania porcji wody należy pobrać ok. 0,02 ml powietrza do strzykawki przed włożeniem igły do mieszanki. Przesuwając igłę przez górną warstwę n-oktanolu do warstwy wody, delikatnie wypchnij powietrze, aby zapobiec przedostawaniu się roztworu n-oktanolu do igły.</li>
		<li>Usuń długą igłę z mieszanki. Wyrzucić niewielką ilość próbki wody, pozostawiając w strzykawce ok. 0,6 ml próbki. Ostrożnie przetrzeć igłę suchą chusteczką i wstrzyknąć ok. 0,5 ml próbki wody do czystej probówki NMR. Szybko zamknij probówkę NMR za pomocą nakrętki.</li>
		<li>W przypadku próbki n-oktanolu należy usunąć długą igłę z warstwy n-oktanolu. Niewielką ilość próbki n-oktanolu należy wyrzucić, pozostawiając w strzykawce ok. 0,6 ml próbki. Ostrożnie przetrzeć igłę suchą chusteczką i wstrzyknąć ok. 0,5 ml próbki n-oktanolu do czystej probówki NMR. Szybko zamknij probówkę NMR za pomocą nakrętki.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Sprawdź wzrokowo zarówno n-oktanol, jak i próbki wody pod kątem wszelkich zanieczyszczeń (np. małych kropelek n-oktanolu w próbce wody lub małych kropelek wody w próbce n-oktanolu). 
	Uwaga: W przypadku jakiegokolwiek zanieczyszczenia podwielokrotną próbkę należy ponownie przygotować z mieszaniny dwufazowej. Ponieważ pomiar jest wykonywany w trzech egzemplarzach, uzyskuje się sześć probówek NMR.</li>
	<li>Do każdej probówki NMR dodaj 0,1 ml deuterowanego rozpuszczalnika NMR, który miesza się zarówno z n-oktanolem, jak i wodą (np. acetonem-d6), aby umożliwić blokadę sygnału podczas akwizycji NMR.</li>
	<li>W przypadku związków o niskiej temperaturze wrzenia (np. <120 °C) należy uszczelnić probówki NMR za pomocą palnika, a po schłodzeniu odwrócić rurkę, aby sprawdzić, czy nie ma wycieków. Ostrożnie odwróć zapieczętowane lub nieuszczelnione probówki NMR 20 razy, aby uzyskać jednorodny roztwór do eksperymentów 19F NMR.</li>
</ol>
3. Eksperymenty NMR
<ol>
	<li>Przeprowadzić, korzystając ze standardowych ustawień parametrów NMR (NS 64, D1 1 s, SW 300 ppm, O1P -100 ppm), 19F{1H} NMR w celu zidentyfikowania przesunięć chemicznych 4,4,4-trifluorobutan-1-olu (związek X) i 2,2,2-trifluoroetanolu (związek odniesienia) zarówno w próbkach n-oktanolu, jak i wody NMR.</li>
	<li>Zmierz czas relaksacji sieci spinowej (T1) dla diagnostycznych jąder fluoru za pomocą sekwencji inwersji-odzyskiwania22. Zmierz poziom odpowiedniego czasu opóźnienia impulsu (D1, ustawiony jako ≥ 5*T1) na podstawie uzyskanych wartości T1 w celu dokładnej ilościowej integracji NMR. 
	Uwaga: Jest to bardzo czasochłonne, ale D1 wynoszące 60 s dla próbki fazy wodnej i 30 s dla próbki fazy oktanolowej to konserwatywne ustawienia, które bezpiecznie spełnią kryterium D1 ≥ 5*T1.</li>
	<li>Uruchom ponownie 19eksperymentów F{1H} NMR z dostosowanymi ustawieniami parametrów w następujący sposób: a) użyj D1 ≥ 5*T1; b) wyśrodkować punkt przesunięcia częstotliwości (O1P) między dwoma diagnostycznymi sygnałami fluoru, tak aby oba jądra mogły być jednakowo wzbudzone; c) Ustaw szerokość spektralną (SW) na 300 ppm, ale w razie potrzeby zmniejsz go, jeśli uzyskasz lepszy stosunek SNR; d) Ustaw liczbę stanów nieustalonych (NS) na 64, ale zwiększ, jeśli wymagany jest wyższy SNR. 
	Uwaga: Eksperymenty 19F NMR bez odsprzęgnięcia mogą być również wykorzystywane do pozyskiwania danych NMR. Jednak preferowane są tutaj eksperymenty z 19F NMR odsprzężonymi protonami, ponieważ upraszczają one sygnały fluorowe poprzez usunięcie sprzężeń proton-fluor, co również zwiększa stosunek sygnału do szumu. Używamy odwróconego bramkowania, aby uzyskać odsprzęgnięte widmo bez ulepszeń nOe (jądrowy efekt Overhausera)23. W przypadku integracji ilościowej pożądany jest stosunek sygnału do szumu (≥300). 24</li>
</ol>
4. Przetwarzanie danych
<ol>
	<li>Przetwarzaj uzyskane dane za pomocą procesora ACD/NMR Academic Edition lub innego niestandardowego oprogramowania do przetwarzania NMR.
	<ol>
		<li>Otwórz plik danych NMR, następnie otwórz folder pdata, a następnie folder 1. Usuń plik 1r.</li>
		<li>Wróć do pliku danych NMR i przeciągnij plik fid do okna Procesor ACD/NMR.</li>
		<li>Kliknij przycisk WFunctions, wybierz opcję Wykładniczy, ustaw wartość LB na 2 i kliknij przycisk OK.</li>
		<li>Kliknij przycisk Wypełnianie zerem, zwiększ liczbę punktów do 4-krotności oryginalnej liczby punktów, klikając mały przycisk obok liczby, a następnie kliknij przycisk OK.</li>
		<li>Kliknij przycisk Tr. Fouriera.</li>
		<li>Kliknij przycisk Faza, a następnie kliknij przycisk Ph myszy, kliknij i przytrzymaj lewy przycisk myszy, przesuń mysz do przodu lub do tyłu, aż główny szczyt widma zostanie prawidłowo podzielony na fazy.
		<ol>
			<li>Kliknij i przytrzymaj prawy przycisk myszy, przesuń mysz do przodu lub do tyłu, aż pozostałe szczyty widma zostaną prawidłowo zgrupowane. Następnie usuń zaznaczenie przycisku Ph myszy, powiększ obszar widmowy z pikami fluoru, kliknij przycisk Dostrajanie, w razie potrzeby wykonaj korekcję fazy, jak opisano wcześniej, aż wszystkie piki zostaną prawidłowo zgrupowane, a następnie kliknij przycisk Znacznik.</li>
		</ol>
		</li>
		<li>Kliknij przycisk Linia bazowa, a następnie przycisk Opcje. Wybierz opcję Uśrednianie widma dla modeli automatycznych, w razie potrzeby dostosuj liczbę punktów dla połówki szerokości pola (w szczególności dla widma o niskim stosunku sygnału do pionu), kliknij przycisk OK | Auto, a następnie kliknij przycisk Zaznacz przycisk.</li>
		<li>Kliknij Integracja, zintegruj diagnostyczne piki fluoru i kliknij przycisk Zaznacz . 
		Uwaga: Jeśli krzywa całkowa nie jest równoległa do linii bazowej, kliknij przycisk Korygowanie odchyleń i dostosuj nachylenie i nachylenie, aż krzywa będzie równoległa do linii bazowej.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Uzyskać współczynniki integracji z próbek n-oktanolu i wody NMR i użyć w równaniu obliczeniowym logarytmuP (rysunek 1, równanie 4) w celu uzyskania wartości logarytmuP 4,4,4-trifluorobutan-1-olu (związek X).</li>
</ol>

<ol><li>Arnott, J. A., Planey, S. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+influence+of+lipophilicity+in+drug+discovery+and+design%5BTitle%5D)+AND+%22Expert+Opinion+on+Drug+Discovery%22%5BJournal%5D)">The influence of lipophilicity in drug discovery and design.</a> Expert Opinion on Drug Discovery. 7 (10), 863-875 (2012).</li>
<li>Lipinski, C. A., Lombardo, F., Dominy, B. W., Feeney, P. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Experimental+and+computational+approaches+to+estimate+solubility+and+permeability+in+drug+discovery+and+development+settings%5BTitle%5D)+AND+%22Advanced+Drug+Delivery+Reviews%22%5BJournal%5D)">Experimental and computational approaches to estimate solubility and permeability in drug discovery and development settings.</a> Advanced Drug Delivery Reviews. 23 (1), 3-25 (1997).</li>
<li>Leeson, P. D., Springthorpe, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+influence+of+drug-like+concepts+on+decision-making+in+medicinal+chemistry%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Reviews+Drug+Discovery%22%5BJournal%5D)">The influence of drug-like concepts on decision-making in medicinal chemistry.</a> Nature Reviews Drug Discovery. 6, 881(2007).</li>
<li>Perola, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((An+Analysis+of+the+Binding+Efficiencies+of+Drugs+and+Their+Leads+in+Successful+Drug+Discovery+Programs%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Medicinal+Chemistry%22%5BJournal%5D)">An Analysis of the Binding Efficiencies of Drugs and Their Leads in Successful Drug Discovery Programs.</a> Journal of Medicinal Chemistry. 53 (7), 2986-2997 (2010).</li>
<li>Tarcsay, A., Nyiri, K., Keseru, G. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Impact+of+Lipophilic+Efficiency+on+Compound+Quality%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Medicinal+Chemistry%22%5BJournal%5D)">Impact of Lipophilic Efficiency on Compound Quality.</a> Journal of Medicinal Chemistry. 55 (3), 1252-1260 (2012).</li>
<li>Tarcsay, Á, Keserű, G. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Contributions+of+Molecular+Properties+to+Drug+Promiscuity%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Medicinal+Chemistry%22%5BJournal%5D)">Contributions of Molecular Properties to Drug Promiscuity.</a> Journal of Medicinal Chemistry. 56 (5), 1789-1795 (2013).</li>
<li><a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=%22OECD+Guidelines+for+Testing+of+Chemicals%22">OECD Guidelines for Testing of Chemicals</a>. , Paris. (1992).</li>
<li>Tsang, S. C., Yu, C. H., Gao, X., Tam, K. Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Preparation+of+nanomagnetic+absorbent+for+partition+coefficient+measurement%5BTitle%5D)+AND+%22International+Journal+of+Pharmaceutics%22%5BJournal%5D)">Preparation of nanomagnetic absorbent for partition coefficient measurement.</a> International Journal of Pharmaceutics. 327 (1), 139-144 (2006).</li>
<li>Andersson, J. T., Schräder, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+Method+for+Measuring+1-Octanol%E2%88%92Water+Partition+Coefficients%5BTitle%5D)+AND+%22Analytical+Chemistry%22%5BJournal%5D)">A Method for Measuring 1-Octanol−Water Partition Coefficients.</a> Analytical Chemistry. 71 (16), 3610-3614 (1999).</li>
<li>Danielsson, L. -G., Yu-Hui, Z. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mechanized+determination+of+n-octanol%2Fwater+partition+constants+using+liquid-liquid+segmented+flow+extraction%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Pharmaceutical+and+Biomedical+Analysis%22%5BJournal%5D)">Mechanized determination of n-octanol/water partition constants using liquid-liquid segmented flow extraction.</a> Journal of Pharmaceutical and Biomedical Analysis. 12 (12), 1475-1481 (1994).</li>
<li>Scherrer, R. A., Donovan, S. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Automated+Potentiometric+Titrations+in+KCl%2FWater-Saturated+Octanol%3A+Method+for+Quantifying+Factors+Influencing+Ion-Pair+Partitioning%5BTitle%5D)+AND+%22Analytical+Chemistry%22%5BJournal%5D)">Automated Potentiometric Titrations in KCl/Water-Saturated Octanol: Method for Quantifying Factors Influencing Ion-Pair Partitioning.</a> Analytical Chemistry. 81 (7), 2768-2778 (2009).</li>
<li>Poole, S. K., Poole, C. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Separation+methods+for+estimating+octanol-water+partition+coefficients%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Chromatography+B%22%5BJournal%5D)">Separation methods for estimating octanol-water partition coefficients.</a> Journal of Chromatography B. 797 (1), 3-19 (2003).</li>
<li>Ishihama, Y., Oda, Y., Uchikawa, K., Asakawa, N. <a target="_blank" href="https://pubs.acs.org/doi/pdf/10.1021/ac00105a018">Evaluation of Solute Hydrophobicity by Microemulsion Electrokinetic Chromatography.</a> Analytical Chemistry. 67 (9), 1588-1595 (1995).</li>
<li>Jorabchi, K., Smith, L. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Single+Droplet+Separations+and+Surface+Partition+Coefficient+Measurements+Using+Laser+Ablation+Mass+Spectrometry%5BTitle%5D)+AND+%22Analytical+Chemistry%22%5BJournal%5D)">Single Droplet Separations and Surface Partition Coefficient Measurements Using Laser Ablation Mass Spectrometry.</a> Analytical Chemistry. 81 (23), 9682-9688 (2009).</li>
<li>Kaliszan, R. <a target="_blank" href="https://pubs.acs.org/doi/abs/10.1021/ac00035a001">Quantitative structure-retention relationships.</a> Analytical Chemistry. 64 (11), 619A-631A (1992).</li>
<li>Mo, H., Balko, K. M., Colby, D. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+practical+deuterium-free+NMR+method+for+the+rapid+determination+of+1-octanol%2Fwater+partition+coefficients+of+pharmaceutical+agents%5BTitle%5D)+AND+%22Bioorganic+%26+Medicinal+Chemistry+Letters%22%5BJournal%5D)">A practical deuterium-free NMR method for the rapid determination of 1-octanol/water partition coefficients of pharmaceutical agents.</a> Bioorganic & Medicinal Chemistry Letters. 20 (22), 6712-6715 (2010).</li>
<li>Stéen, E. J. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Development+of+a+simple+proton+nuclear+magnetic+resonance-based+procedure+to+estimate+the+approximate+distribution+coefficient+at+physiological+pH+%28logD7.4%29%3A+Evaluation+and+comparison+to+existing+practices%5BTitle%5D)+AND+%22Bioorganic+%26+Medicinal+Chemistry+Letters%22%5BJournal%5D)">Development of a simple proton nuclear magnetic resonance-based procedure to estimate the approximate distribution coefficient at physiological pH (logD7.4): Evaluation and comparison to existing practices.</a> Bioorganic & Medicinal Chemistry Letters. 27 (2), 319-322 (2017).</li>
<li>Soulsby, D., Chica, J. A. M. <a target="_blank" href="https://onlinelibrary.wiley.com/doi/abs/10.1002/mrc.4582">Determination of partition coefficients using 1H NMR spectroscopy and time domain complete reduction to amplitude-frequency table (CRAFT) analysis.</a> Magnetic Resonance in Chemistry. 55 (8), 724-729 (2017).</li>
<li>Tetko, I. V., Poda, G. I., Ostermann, C., Mannhold, R. <a target="_blank" href="https://onlinelibrary.wiley.com/doi/abs/10.1002/qsar.200960003">Accurate In Silico log Predictions: One Can't Embrace the Unembraceable.</a> QSAR & Combinatorial Science. 28 (8), 845-849 (2009).</li>
<li>Waring, M. J. <a target="_blank" href="https://www.tandfonline.com/doi/abs/10.1517/17460441003605098">Lipophilicity in drug discovery.</a> Expert Opinion on Drug Discovery. 5 (3), 235-248 (2010).</li>
<li>Linclau, B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Investigating+the+Influence+of+%28Deoxy%29fluorination+on+the+Lipophilicity+of+Non-UV-Active+Fluorinated+Alkanols+and+Carbohydrates+by+a+New+log+P+Determination+Method%5BTitle%5D)+AND+%22Angewandte+Chemie+International+Edition%22%5BJournal%5D)">Investigating the Influence of (Deoxy)fluorination on the Lipophilicity of Non-UV-Active Fluorinated Alkanols and Carbohydrates by a New log P Determination Method.</a> Angewandte Chemie International Edition. 55 (2), 674-678 (2016).</li>
<li>Derome, A. E. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aDerome%2C+AE+%22Modern+NMR+Techniques+for+Chemistry+Research%22">Modern NMR Techniques for Chemistry Research</a>. , 6th ed, Pergamon: Oxford. (1997).</li>
<li>Claridge, T. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aClaridge%2C+T+%22High-Resolution+NMR+Techniques+in+Organic+Chemistry%22">High-Resolution NMR Techniques in Organic Chemistry</a>. , Pergamon. (1999).</li>
<li>Zhang, F. -F., et al. <a target="_blank" href="http://pubs.rsc.org/en/content/articlehtml/2014/an/c4an01681e">Quantitative analysis of sitagliptin using the 19F-NMR method: a universal technique for fluorinated compound detection.</a> Analyst. 140 (1), 280-286 (2015).</li>
<li>Muller, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((When+is+a+trifluoromethyl+group+more+lipophilic+than+a+methyl+group%3F+partition+coefficients+and+selected+chemical+shifts+of+aliphatic+alcohols+and+trifluoroalcohols%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Pharmaceutical+Sciences%22%5BJournal%5D)">When is a trifluoromethyl group more lipophilic than a methyl group? partition coefficients and selected chemical shifts of aliphatic alcohols and trifluoroalcohols.</a> Journal of Pharmaceutical Sciences. 75 (10), 987-991 (1986).</li>
<li>Hansch, C., Leo, A. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aHansch%2C+C+%22Substituent+constants+for+correlation+analysis+in+chemistry+and+biology%22">Substituent constants for correlation analysis in chemistry and biology</a>. , Wiley. (1979).</li>
<li>Dillingham, E. O., Mast, R. W., Bass, G. E., Autian, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Toxicity+of+Methyl-+and+Halogen-Substituted+Alcohols+in+Tissue+Culture+Relative+to+Structure-Activity+Models+and+Acute+Toxicity+in+Mice%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Pharmaceutical+Sciences%22%5BJournal%5D)">Toxicity of Methyl- and Halogen-Substituted Alcohols in Tissue Culture Relative to Structure-Activity Models and Acute Toxicity in Mice.</a> Journal of Pharmaceutical Sciences. 62 (1), 22-30 (1973).</li>
<li>Leo, A., Hansch, C., Elkins, D. <a target="_blank" href="https://pubs.acs.org/doi/pdf/10.1021/cr60274a001">Partition coefficients and their uses.</a> Chemical Reviews. 71 (6), 525-616 (1971).</li>
<li>Fujita, T., Iwasa, J., Hansch, C. <a target="_blank" href="https://pubs.acs.org/doi/pdf/10.1021/ja01077a028">A New Substituent Constant, π, Derived from Partition Coefficients.</a> Journal of the American Chemical Society. 86 (23), 5175-5180 (1964).</li>
<li>Zhong-Xing, J., Xin, L., Eun-Kee, J., Bruce, Y. Y. <a target="_blank" href="https://onlinelibrary.wiley.com/doi/abs/10.1002/ange.200901005">Symmetry-Guided Design and Fluorous Synthesis of a Stable and Rapidly Excreted Imaging Tracer for 19F MRI.</a> Angewandte Chemie International Edition. 48 (26), 4755-4758 (2009).</li>
</ol>

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Opisany w pracy protokół jest prostą metodą pomiaru logarytmuP związków fluorowanych. Metodę tę stosuje się do związków fluorowanych o wartości logarytmuP od -3 do 3. W przypadku bardziej hydrofilowych (logP < -3) lub lipofilowych (logP > 3) metoda ta może być nadal stosowana, ale będzie wymagała znacznie dłuższego czasu eksperymentu NMR, ponieważ do uzyskania dobrego stosunku sygnału do szumu potrzebna jest zwiększona liczba stanów nieustalonych. W związku z tym jest to ograniczenie m...

Lipofilowość to kluczowy parametr fizykochemiczny cząsteczek leku, który wpływa na właściwości kandydatów na leki w wielu aspektach, w tym rozpuszczalności leku, biodostępności i toksyczności1. Lipofilowość mierzy się jako logarytm (logP) stosunku stężeń związków po rozdzieleniu między n-oktanolem a wodą. Optymalne zakresy lipofilowości zostały zaproponowane na podstawie danych statystycznych leków podawanych doustnie, z których najsłynniejszym przykładem jest "reguła 5" Lipińskiego2,3. Rzeczywiście, kontrolowanie lipofilowości okazało się niezbędne dla poprawy perspektyw kandydatów na leki. Zwiększenie powinowactwa wiązania leków poprzez podwyższoną lipofilowość zostało zidentyfikowane jako jeden z głównych problemów w projektach odkrywania leków w ciągu ostatnich kilku dekad, prowadząc do zwiększonych wskaźników wyczerpania3. W związku z tym zasugerowano, że pomyślne opracowanie leku wiąże się z utrzymaniem lipofilowości molekularnej kandydatów na leki w optymalnych granicach podczas procesu optymalizacji powinowactwa3,4. W związku z tym wprowadzono nowe koncepcje (takie jak wskaźniki efektywności lipofilowej)5,6.
Dlatego bardzo ważne jest dokładne zmierzenie lipofilowości podczas procesu opracowywania leku. Poza tym istnieje zapotrzebowanie na dostępność prostych metod pomiaru lipofilowości, ponieważ badania podstawowe mają na celu zidentyfikowanie rozwiązań dla modulacji logarytmuP. Obecnie dostępnych jest wiele uznanych metod oznaczania lipofilowości1. Standardowa metoda 'shake-flask (SF)'7i jej odmiany są powszechnie stosowane do bezpośredniego pomiaru wartości logarytmuP, które w większości przypadków zależą od spektroskopii UV-Vis w celu określenia ilościowego. Główną wadą tej klasycznej metody SF jest jej pracochłonny charakter. Ponadto może dojść do tworzenia emulsji, szczególnie w przypadku związków silnie lipofilowych8,9. Opracowano kilka metod obejścia takich problemów, takich jak analiza wtrysku przepływowego, rurki do dializy itp. 9,10. Jednak żadna z tych metod nie jest prosta ani łatwa do zastosowania w niewyspecjalizowanych laboratoriach.
Istnieje również wiele metod pośrednich dostępnych do użycia, takich jak miareczkowanie potencjometryczne11, metody elektroforetyczne12,13, metody chromatograficzne oparte na RP-HPLC, metody oparte na spektrometrii mas14, itd. Są to metody pośrednie, ponieważ wartości logarytmuP uzyskuje się za pomocą krzywych kalibracyjnych. Wśród tych metod metoda RP-HPLC jest szeroko stosowana, ponieważ jest przyjazna dla użytkownika i oszczędza czas. Niemniej jednak jego dokładność zależy od zestawu treningowego użytego do wyznaczenia krzywej kalibracyjnej, a szacowana lipofilowość zależy od zastosowanego systemu partycji13,15.
W literaturze opisano wiele metod określania lipofilowości opartych na 1 H NMR. Mo i wsp. opracowali metodę pomiaru logarytmuP przy użyciu 1H NMR bez deuterowanych rozpuszczalników. Woda i oktanol, jako rozpuszczalniki podziału podziału, zostały użyte jako odniesienia do ilościowego określenia stężenia substancji rozpuszczonej w każdej fazie16. Herth i współpracownicy opisali również podejście, w którym eksperyment z podziałem przeprowadzono bezpośrednio w probówce NMR, gdzie dane NMR dolnej warstwy wodnej D2O zostały zebrane przed i po ekstrakcji 1-oktanolem, aby uzyskać współczynnik dystrybucji17. Ponadto Soulsby i in. wykorzystali 1H NMR jako narzędzie analityczne, określając amplitudę sygnałów za pomocą oprogramowania do pełnej redukcji do tabeli amplitudy i częstotliwości. Stosunek amplitud w obu warstwach doprowadził do zmierzonego współczynnika podziału18. Metody te są stosunkowo proste w użyciu, ale często wymagają kalibracji selektywnych impulsów i poziomów mocy lub użycia kształtowych impulsów gradientowych w celu zapewnienia odpowiedniego tłumienia rozpuszczalnika i selektywności sygnału.
Obliczone wartości logarytmuP (zatkaniaP) dla związków mogą być również uzyskane. Dostępnych jest kilka metod obliczeniowych i dostępne na rynku oprogramowanie. Takie zatkane wartościP są powszechnie stosowane w przemyśle farmaceutycznym przy ocenie dużej liczby cząsteczek leków. Jednak duże błędy wynikające z zatkanych wartościP nie są rzadkością19,20.
Wymagania dotyczące aktywności UV do analizy stężenia i ustanowienie krzywych kalibracyjnych do obliczania logarytmuP hamują postęp badań w tej dziedzinie. Dotyczy to w szczególności związków alifatycznych nieaktywnych w promieniowaniu UV. Fluorowane ugrupowania alifatyczne stają się w ostatnich latach coraz bardziej atrakcyjne dla projektowania leków, a ich wpływ na ogólną lipofilowość związku jest tematem badawczym w naszej grupie21. Ponadto 19F jest bardzo czułym jądrem aktywnym NMR, co sprawia, że 19F NMR jest użytecznym narzędziem do analizy związków fluorowanych. Ma również większy zakres przesunięcia chemicznego w porównaniu do 1H. Dlatego warto opracować prostą metodę oznaczania logarytmuP nieaktywnych w promieniowaniu UV związków fluorowanych metodą spektroskopii 19F NMR. W związku z tym ogólnym celem tej metody jest uzyskanie wygodnego oznaczania lipofilowości związków fluorowanych.
Kluczową zasadą naszej metody opartej na 19F NMR jest dodanie fluorowanego związku referencyjnego w eksperymencie partycji (Rysunek 1)21. Związek X i związek odniesienia (ref) są podzielone między wodę i n-oktanol. Po zrównoważeniu podwielokrotność z każdej fazy jest pobierana do probówki NMR i przeprowadza się 19eksperymentów F NMR na obu próbkach NMR. Intensywność pików fluoru jest proporcjonalna do stężenia związku (C) i liczby atomów fluoru (n) w związkach. Pomiędzy związkiem X i ref można uzyskać stosunki całkowe dla obu faz. Stosunek w warstwie n-oktanolu definiuje się jako ρokt, a ρaq dla warstwy wody (równanie 1). Stosunek wartości ρ jest równy stosunkowi współczynników podziału (P) związku X i ref (równanie 2). Prowadzi to do końcowego równania (równanie 4) dla pomiaru logarytmuP związku X. Dlatego, aby określić wartość logarytmuP nieznanego związku X, za pomocą 19F NMR należy zmierzyć tylko współczynniki całkowania (ρoct i ρaq) w obu warstwach.

<table><tbody><tr><td>NMR (400 MHz) z sondą Bruker 5 mm SEF</td><td>Bruker</td><td>n/a</td><td>AVIIIHD400</td></tr><tr><td>NMR (400 MHz) z sondą Bruker 5 mm SMART</td><td>Reaktor Bruker</td><td>n/a</td><td></td></tr><tr><td>DrySyn Recyrkulacyjny</td> agregat chłodniczy <td>Asynt</td><td>ADS13-S</td><td></td></tr><tr><td></td><td>Asynt</td><td>n/a</td><td>model:Grant-LTC2</td></tr><tr><td>mieszadło magnetyczne</td><td>Asynt</td><td>ADS-HP-NT</td><td></td></tr><tr><td>Oprogramowanie procesora ACD/NMR</td> Procesor <td>ACD/Labs</td><td>n/a</td><td>ACD/NMR w wersji akademickiej lub procesor ACD/Spectrus 2015</td></tr></tbody></table>

nowa prosta metoda pomiaru lipofilowości (logp) przy użyciu spektroskopii 19f nmr

A New Straightforward Method for Lipophilicity (logP) Measurement using 19F NMR Spectroscopy

Fluorowanie stało się skutecznym narzędziem do optymalizacji właściwości fizykochemicznych związków bioaktywnych. Jednym z zastosowań wprowadzenia fluoru jest modulowanie lipofilowości związku. W naszej grupie interesuje nas badanie wpływu fluoracji na lipofilowość alifatycznych fluorohydryn i fluorowanych węglowodanów. Nie są one aktywne w promieniowaniu UV, co powoduje trudne określenie lipofilowości. W tym miejscu przedstawiamy prostą metodę pomiaru lipofilowości związków fluorowanych metodą spektroskopii 19F NMR. Ta metoda nie wymaga aktywności UV. Nie jest również wymagane mierzenie dokładnej masy substancji rozpuszczonej, rozpuszczalnika i podwielokrotnej objętości. Za pomocą tej metody zmierzyliśmy lipofilowość dużej liczby fluorowanych alkanoli i węglowodanów.

Dwa zestawy danych z eksperymentów kontrolnych przedstawiono na Rysunku 221. Przyjmując 2,2,2-trifluoroetanol jako związek referencyjny, uzyskano wartości logP dla 2-fluoroetanolu i 3,3,3,2,2-pentafluoropropanolu wynoszące odpowiednio -0,75 i +1,20 (Rysunek 2A). Następnie ponownie wyznaczono lipofilność 2-fluoroetanolu, lecz tym razem jako referencję zastosowano 3,3,3,2,2-pentafluoropropanol (wyko...

Nowatorska i prosta odmiana metody wstrząsania kolbą została opracowana do dokładnego pomiaru lipofilowości związków fluorowanych za pomocą spektroskopii 19F NMR.

Nowa prosta metoda pomiaru lipofilowości (logP) przy użyciu spektroskopii 19F NMR

Fluorination has become an effective tool to optimize physicochemical properties of bioactive compounds. One of the applications of fluorine introduction ...

Opracowaliśmy prostą metodę pomiaru lipofilowości związków gorączkowych za pomocą fluorowego NMR, który jest wystarczająco gryzący, aby się rozmnażać, mierzymy niewielkie różnice w lipofilowości. Metoda ta może być stosowana do systematycznego badania wpływu powstawania związków organicznych na rozwiązane zmieniające się zmiany lipofilowości, co jest przedmiotem zainteresowania w ogólnej chemii medycznej. Zaletą tej metody jest to, że związki nie muszą być reaktywne, a także nie muszą być całkowicie czyste.Nie ma potrzeby dokładnego pomiaru masy lub objętości ani ustalania krzywych kalibracyjnych. Należy wybrać odpowiedni związek odniesienia i unikać zanieczyszczenia krzyżowego podwielokrotności w fazie pobierania próbek. W tym filmie zademonstrujemy odpowiednie umiejętności praktyczne w zakresie pobierania próbek, uszczelniania probówek NMR i prawidłowego korzystania z oprogramowania NMR do przetwarzania danych.Dodać 6,0 miligramów związku X i 3,0 miligramów związku odniesienia do 10 mililitrowej kolby w kształcie gruszki. Rozpuść związki w około dwóch mililitrach n-oktanolu klasy HPLC i dodaj dwa mililitry wody klasy HPLC. Umieść kolby w pojemniku o kontrolowanej temperaturze nad płytką mieszającą i podłącz do agregatu chłodniczego z recyrkulacją.Mieszaj dwufazową mieszaninę w temperaturze 25 stopni Celsjusza przez dwie godziny, z prędkością mieszania ustawioną na 600 obr./min. Zrównoważyć mieszaninę w temperaturze 25 stopni Celsjusza przez noc, aby umożliwić całkowite rozdzielenie faz. Przymocować kolbę do stojaka na retortę za pomocą zacisku.Weź porcję około 0,70 do 0,85 mililitra zarówno z warstw wody, jak i n-oktanolu, używając jednomililitrowych jednorazowych plastikowych strzykawek z długimi igłami. W celu pobrania porcji wody należy pobrać około 0,02 mililitra powietrza do strzykawki przed włożeniem igły do mieszanki. Przesuwając igłę przez górną warstwę n-oktanolu do warstwy wody, delikatnie wypchnij powietrze, aby zapobiec przedostawaniu się roztworu n-oktanolu do igły.Usuń długą igłę z mieszanki. Wyrzuć niewielką ilość próbki wody, pozostawiając około 0,6 mililitra próbki w strzykawce. Ostrożnie przetrzyj igłę suchą chusteczką i wstrzyknij około 0,5 mililitra próbki wody do czystej probówki NMR.Szybko zamknij probówkę NMR za pomocą nakrętki. W przypadku próbki n-oktanolu należy usunąć długą igłę z warstwy n-oktanolu. Wyrzuć niewielką ilość próbki n-oktanolu, pozostawiając około 0,6 mililitra próbki w strzykawce.Po dokładnym przetarciu igły suchą chusteczką, wstrzyknąć około 0,5 mililitra próbki n-oktanolu do czystej probówki NMR. Szybko zamknij probówkę NMR za pomocą nakrętki. Sprawdź wzrokowo zarówno n-oktanol, jak i próbki wody pod kątem zanieczyszczeń z drugiej fazy.Do każdej probówki NMR dodaj 0,1 mililitra deuterowanego rozpuszczalnika NMR, który miesza się zarówno z n-oktanolem, jak i wodą, aby umożliwić blokadę sygnału podczas akwizycji NMR. W przypadku związków o niskiej temperaturze wrzenia należy uszczelnić probówki NMR za pomocą lampy lutowniczej, a po schłodzeniu odwrócić rurkę, aby sprawdzić, czy nie ma wycieków. Ostrożnie odwróć zapieczętowane lub nieuszczelnione probówki NMR 20 razy, aby uzyskać jednorodny roztwór do eksperymentów F19 NMR.Przeprowadź eksperymenty NMR z fluorem odsprzężonym z protonami, aby zidentyfikować przesunięcia chemiczne związku X i związku odniesienia zarówno w próbkach NMR n-oktanolu, jak i wody. Użyj standardowych ustawień parametrów NMR zgodnie z listą w protokole tekstowym. Zmierz czas relaksacji sieci spinowej (T1) dla diagnostycznych jąder fluoru za pomocą sekwencji odzyskiwania inwersji.Zmierz poziom odpowiedniego czasu opóźnienia impulsu na podstawie uzyskanych wartości T1 w celu dokładnej ilościowej integracji NMR. Uruchom szybkie widmo F19 H1, aby skonfigurować parametry początkowe. Zmierz szerokość impulsu 90 stopni, a następnie ustaw parametr dla eksperymentu pomiarowego T1 i uruchom eksperyment pomiaru T1 przy użyciu sekwencji odzyskiwania inwersji.Ponownie przeprowadź eksperymenty NMR z fluorem odsprzężonym z protonami z dostosowanymi ustawieniami parametrów. Ustaw D1 i wyśrodkuj punkt przesunięcia częstotliwości między dwoma diagnostycznymi sygnałami fluoru, tak aby oba jądra mogły być jednakowo wzbudzone. Ustaw również szerokość widmową na 300 PPM i ustaw liczbę stanów nieustalonych na 64.Dostosuj te wartości, jeśli wymagany jest wyższy stosunek sygnału do szumu. Przetwarzaj uzyskane dane za pomocą procesora ACD NMR Academic Edition lub innego niestandardowego oprogramowania do przetwarzania NMR. Otwórz plik danych NMR.Następnie otwórz folder pdata, a następnie folder 1. Usuń plik 1r. Wróć do pliku danych NMR i przeciągnij plik FID do okna ACD NMR Processor (Procesor ACD NMR).Kliknij przycisk funkcji okna, wybierz wykładniczy, ustaw wartość poszerzenia linii na dwa i kliknij przycisk OK. Teraz kliknij przycisk wypełniania zerem, zwiększ liczbę punktów do czterokrotności pierwotnej liczby punktów, klikając mały przycisk obok liczby, a następnie kliknij przycisk w porządku. Wybierz przycisk transformaty Fouriera.Następnie kliknij przycisk fazy, a następnie kliknij przycisk fazy myszy. Kliknij i przytrzymaj lewy przycisk myszy, a następnie kontynuuj przesuwanie myszy do przodu lub do tyłu, aż główny szczyt widma zostanie prawidłowo zgrupowany. Teraz kliknij i przytrzymaj prawy przycisk myszy i przesuń mysz do przodu lub do tyłu, aż inne szczyty widma zostaną prawidłowo zgrupowane.Następnie odblokuj przycisk fazowania myszy i powiększ obszar widmowy z pikami fluoru. Kliknij przycisk dostrajanie, w razie potrzeby wykonaj korekcję fazy, zgodnie z wcześniejszym opisem, a następnie kliknij przycisk zaznaczenia. Kliknij przycisk linii bazowej, a następnie przycisk opcji.Wybierz uśrednianie widma dla modeli automatycznych, w razie potrzeby dostosuj liczbę punktów dla połowy szerokości pola. Kliknij przycisk OK, automatycznie, a następnie kliknij przycisk zaznaczenia. Następnie kliknij integrację, zintegruj diagnostyczne piki fluoru i kliknij przycisk zaznaczenia.Na koniec uzyskaj współczynniki integracji z próbek n-oktanolu i wody NMR i użyj ich w równaniu obliczeniowym logP, aby uzyskać wartość logP związku X. Używając 2, 2, 2-trifluoroetanolu jako związku odniesienia, uzyskano wartość logP 0,75 dla dwóch fluoroetanoli, a wartość logP dodatnią 1,20 stwierdzono dla 3, 3, 3, 2, 2-pentafluoropropanol. Następnie ponownie oznaczono lipofilowość dwóch fluoroetanolu, ale z 3, 3, 3, 2, 2-pentafluoropropanolem jako punktem odniesienia. Zmierzona wartość logP wynosiła 0,76, co oznaczało różnicę tylko 0,01 jednostki logP w porównaniu z wartością zmierzoną przy użyciu 2-2-2-trifluoroetanolu jako odniesienia.Podobnie dla cis-2, 3-difluro-1, 4-butano-diolu różnica w zmierzonych wartościach logP przy użyciu dwóch fluoroetanolu i jego izomeru trans jest bardzo mała. Świadczy to o dobrej odtwarzalności i o tym, że wybór związku referencyjnego nie ma wpływu na pomiar logP. Dodatkowe wybrane przykłady są pokazane tutaj.Wszystkie te nieaktywne w promieniowaniu UV związki alofatyczne, od węglowodanów fluorowanych po fluorohydryny, można łatwo zmierzyć tą metodą. Inne metody oparte na proto-NMR mogą być stosowane, jeśli twój związek nie zawiera fluoru, a jeśli związek zawiera UV Chromofor, wówczas pomiar logP można przeprowadzić przy użyciu kwantyfikacji UV. Zmierzono lipofilowość szerokiej gamy aktywnych fluorohydryn i węglowodanów deoksyfluonowanych bez promieniowania UV.Uzyskaną bibliotekę danych wykorzystano do ustalenia trendów i zasad wpływu fluorowania alifatycznego na lipofilowość. Oktanol i woda stanowią minimalne zagrożenie dla bezpieczeństwa. Oczywiście zawsze należy brać pod uwagę mierzone zagrożenia i związek odniesienia.

a-new-straightforward-method-for-lipophilicity-logp-measurement-using

Research

JoVE Journal

Chemistry

Chemia

Opisujemy nową ilościową metodę lipidomiki służącą do identyfikacji licznych gatunków lipidów w drożdżach z wykorzystaniem spektrometrii mas z jonizacją przez elektroryś spray w trybie skanowania przeglądowego (ESI/MS). Metoda ta przewyższa obecnie dostępne metody identyfikacji i oznaczania ilościowego lipidów pod względem zdolności do rozdzielania różnych form cząsteczkowych lipidów, czułości oraz szybkości analizy.

Ilościowa ocena lipidomu drożdży z wykorzystaniem spektrometrii mas z jonizacją elektrorsprayową

Ten protokół pokaże ekstrakcję i analizę wolnych i estryfikowanych bioaktywnych kwasów tłuszczowych z komórek. Kwasy tłuszczowe są dokładnie oznaczane ilościowo za pomocą rozcieńczania stabilnych izotopów, chiralnej chromatografii cieczowej, wychwytywania elektronów, atmosferycznej jonizacji chemicznej, wielokrotnego monitorowania spektrometrii mas (SID-LC-ECAPCI-MRM/MS).

Ekstrakcja lipidów komórkowych do ukierunkowanego rozcieńczania stabilnych izotopów Chromatografia cieczowa - analiza spektrometrii mas

Ten artykuł opisuje metody znakowania spinów kierowanych przez miejsce i odtwarzania pentamerycznych kanałów bramkowanych ligandem do badań elektronowego rezonansu paramagnetycznego. Protokół ten można dostosować do dowolnego białka błonowego. Opisana tutaj metoda rekonstytucji może być również stosowana do pomiarów patch-clamp prądów makroskopowych i jednokanałowych w zdefiniowanym układzie lipidowym.

Znakowanie spinowe skierowane w miejscu i badania spektroskopowe EPR kanałów jonowych bramkowanych ligandem pentamierycznym

Tutaj spektroskopia magnetycznego rezonansu jądrowego (NMR) o wysokiej rozdzielczości 1H i 13C została użyta jako szybkie i niezawodne narzędzie do ilościowej i jakościowej analizy kapsułkowanych suplementów oleju rybnego.

Spektroskopia NMR jako solidne narzędzie do szybkiej oceny profilu lipidowego suplementów oleju rybnego

Prosta i nieniszcząca technika, która mierzy średnią zawartość substancji leczniczych w gotowych produktach leczniczych zawierających fluor za pomocą niskopolowego fluoru-19 (19F) w dziedzinie czasu (TD) magnetycznego rezonansu jądrowego (NMR) jest tutaj prezentowana. Technika ta może być stosowana do opracowywania i wytwarzania leków w przemyśle farmaceutycznym.

Zastosowanie i metodologia nieniszczącej techniki 19F NMR w dziedzinie czasu do pomiaru zawartości w produktach leczniczych zawierających fluor

Tutaj prezentujemy protokół produkcji i oczyszczania białek znakowanych stabilnymi izotopami, a następnie charakteryzację oddziaływań białko-białko za pomocą spektroskopii magnetycznego rezonansu jądrowego (NMR) i eksperymentów termoforezy w mikroskali (MST).

Pomiar oddziaływań białek kulistych i nitkowatych za pomocą spektroskopii magnetycznego rezonansu jądrowego (NMR) i termoforezy w mikroskali (MST)

Tutaj prezentujemy protokół do badania molekularnego mechanizmu translokacji protonów przez błony lipidowe pojedynczych liposomów, używając cytochromu bo3 jako przykładu. Łącząc elektrochemię i mikroskopię fluorescencyjną, zmiany pH w świetle pojedynczych pęcherzyków, zawierających jeden lub wiele enzymów, mogą być wykrywane i analizowane indywidualnie.

Pomiary pojedynczych liposomów do badania enzymów błonowych pompujących protony przy użyciu elektrochemii i mikroskopii fluorescencyjnej

Tutaj opisujemy protokoły wykorzystujące fluorescencyjne czujniki lipidowe i liposomy do określenia, czy białko ekstrahuje i transportuje fosfatydyloserynę czy fosfatydyloinozytol 4-fosforan in vitro.

Oparte na fluorescencji pomiary wymiany fosfatydyloseryny/4-fosforanu fosfatydyloinozytolu między błonami

Ten artykuł opisuje protokoły przygotowania próbek, redukcji danych i analizy danych w badaniach neutronowego echa spinowego (NSE) błon lipidowych. Rozsądne znakowanie lipidów deuterem umożliwia dostęp do różnych dynamik błon w mezoskopowych skalach długości i czasu, w których zachodzą ważne procesy biologiczne.

Spektroskopia neutronowego echa spinowego jako unikalna sonda do badania dynamiki błony lipidowej i interakcji błona-białko

Tutaj ustalamy metodę analizy ilościowej dla czterech składników systemu dostarczania RNA nanocząsteczek lipidowych (LNP) za pomocą wysokosprawnej chromatografii cieczowej połączonej z detektorem rozpraszania światła wyparnego (ELSD). Metoda charakteryzuje się dobrą separacją, wysoką czułością i wysoką wydajnością.

Oznaczanie czterech składników w systemie dostarczania nanocząstek lipidowych RNA za pomocą chromatografii cieczowej połączonej z detektorem rozpraszania światła wyparnego

Poznaj nową metodę pomiaru lipofilowości związków fluorowanych przy użyciu spektroskopii 19F NMR. Technika ta nie wymaga pomiaru dokładnej masy ani krzywych kalibracyjnych, co ułatwia badania w chemii medycznej.

Nowa prosta metoda pomiaru lipofilowości (logP) przy użyciu spektroskopii ¹⁹F NMR

Przeglądaj więcej filmów