Name: Opracowanie i angiograficzne zastosowanie króliczego modelu VX2 w raku wątroby (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2019-01-07T14:00:00.000+00:00
Duration: 6 min 3 s
Description: Poznaj metodę implantacji allogenicznej w modelu VX2 u królików do badań nad rakiem wątroby. Technika ta umożliwia niezawodne indukowanie guzów i badanie terapii regionalnych w onkologii interwencyjnej.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Chcielibyśmy podziękować personelowi weterynaryjnemu z University of Illinois - Laboratorium Zasobów Biologicznych w Chicago.

Poniższy protokół jest zgodny ze wszystkimi wymaganiami i wytycznymi nałożonymi przez University of Illinois - Chicago. Został on sprawdzony i zatwierdzony przez lokalną Instytucjonalną Komisję ds. Opieki nad Zwierzętami i Użytkowania przed wykonaniem.
1. VX2 Rozwój guza kończyn tylnych
<ol>
	<li>Zakup linii komórek nowotworowych VX2 z National Cancer Institute Division of Cancer Treatment Diagnosis and Treatment Tumor/Cell Line Repository. 
	Uwaga: W tej chwili katalog zamówień można znaleźć pod następującym linkiem: https://dtp.cancer.gov/repositories/.</li>
	<li>Aby przygotować zawiesinę komórek do wstrzykiwań, należy umieścić zamrożoną próbkę VX2 i pożywkę metylocelulozową w letniej wodzie do momentu rozmrożenia.
	<ol>
		<li>Do strzykawki o pojemności 5 ml odessać 0,5\u20121 ml zawiesiny rozmrożonych komórek i równą objętość rozmrożonego podłoża metylocelulozowego. 
		Uwaga: Pomocne może być użycie igły o masie 21 lub 22 G do zasysania zawiesiny komórek i igły o większej wielkości do zasysania podłoża metylocelulozowego. Umieścić strzykawki na lodzie.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Przygotować królika-dawcę guza kończyny tylnej do inokulacji zawiesiny komórek, rozpoczynając od sedacji przy użyciu 1 mg/kg acepromazyny i 0,02 mg/kg buprenorfiny podawanej domięśniowo. Ogolić miejsce inokulacji (kończyna tylna) maszynką do strzyżenia i ogolić ogolone za pomocą środka na bazie alkoholu lub jodu. 
	Uwaga: Meloksykam może być podawany w dawce 0,2 mg/kg podskórnie w celu znieczulenia. Futro królika jest trudne do golenia. Zaleca się, aby badacz wykonał wiele przejść, najpierw skupiając się na usunięciu większości futra, a następnie dociskając maszynkę do strzyżenia do skóry i idąc pod włos.</li>
	<li>Przymocować igłę 16 G do strzykawki o pojemności 5 ml zawierającej zawiesinę komórek i wstrzyknąć 1 ml zawiesiny w mięsień kończyny tylnej królika-dawcy na głębokość około 1 cm. Pamiętaj, aby chronić nerw kulszowy biegnący w wyczuwalnym rowku wzdłuż kości udowej. 
	Uwaga: Fresh VX2 skutecznie zaszczepia 88% badanych, podczas gdy zamrożony i rozmrożony VX2 jest skuteczny tylko w 33% przypadków19. 
	UWAGA: Guz VX2 będzie rósł szybko. Działania niepożądane, które można zauważyć w miarę postępu nowotworu, to: zwiększona częstość oddechów, letarg, zmniejszona czujność i/lub zmiany w zachowaniu (np. Niezwykła agresywność). W związku z tym zaleca się ścisłe monitorowanie zwierząt i planowanie pobrania guza w ciągu dwóch tygodni po zaszczepieniu.</li>
</ol>
2. VX2 Wzrost i zbiór guzów kończyn tylnych
Uwaga: Zakładając udaną inokulację, w ciągu 2 tygodni powinien pojawić się wyczuwalny (3\u20124 cm) guzek guza w miejscu wstrzyknięcia. Zwykle guzek ten będzie wyczuwalny palpacyjnie około 1 tygodnia; Jednak lepiej jest pozwolić guzowi rosnąć, aby umożliwić wystarczające pobranie tkanki. Zazwyczaj guzek ten będzie twardy, utwardzony i uniesiony ponad poziom mięśnia. Jeśli
<ol>
	<li>Zbadaj palpacyjnie zaszczepiony obszar po 2 tygodniach od inokulacji. Jeśli po 2 tygodniach nie zostanie wykryty wzrost guza, ponownie wykonaj krok 1. Zobacz Rysunek 1. 
	Uwaga: Obecność guza można również ocenić za pomocą ultradźwięków. Chociaż nie przeprowadzono badań oceniających różnicę w wskaźnikach wzrostu guza po rozmnażaniu z zamrożonego stada w porównaniu ze świeżym stadem, z naszego doświadczenia wynika, że zamrożony guz rośnie nieco wolniej i będzie wykrywalny po jego świeżej części zapasowej. Niezależnie od tego, każda metoda powinna dać guz nadający się do zbioru w ciągu 2 tygodni.</li>
	<li>Przygotuj dawcę guza kończyny tylnej do pobrania guza. Znieczulić królika 45 mg/kg ketaminą i 5 mg/kg ksylazyną. Poddać eutanazji dożylną (IV) dawkę pentobarbitalu sodu przekraczającą 390 mg/kg.</li>
	<li>Gdy królik zostanie poddany eutanazji, rozpocznij zbieranie guza, usuwając tkankę skórną i podskórną pokrywającą guzek guza za pomocą skalpela z ostrzem o dowolnym rozmiarze, który badacz uzna za stosowny. Zobacz Rysunek 2.</li>
	<li>Po zidentyfikowaniu guzka nowotworowego w mięśniu kończyny tylnej należy usunąć guz en bloc za pomocą szerokich krzywoliniowych marginesów. W tym celu przetnij ścięgnane punkty przyczepu na bliższych i dalszych końcach mięśnia, a następnie prześledź ostrze skalpela wzdłuż leżącej poniżej kości. Przeciąć eksplantowaną próbkę na pół, odsłaniając torebkę nowotworową i martwiczy rdzeń. Zobacz Rysunek 3. 
	Uwaga: Guz VX2 ma wysoce martwiczy rdzeń. Należy pamiętać o stosowaniu odpowiedniej ochrony oczu i innych środków ochrony osobistej podczas zbierania guza, ponieważ każde uszkodzenie torebki nowotworowej może spowodować wyrzucenie martwiczych szczątków pod wysokim ciśnieniem.</li>
	<li>Delikatnie zeskrob martwiczy rdzeń przedmiotem (np. kleszczami, hemostatykami), aby oczyścić guz. Powinno to pozwolić na lepszą wizualizację torebki nowotworowej i punktu przejścia między torebką a otaczającym mięśniem. Zobacz Rysunek 4.</li>
	<li>Z tej próbki zbierz kilka kawałków guza około 1\u20122 mm3 i natychmiast przechowuj je w kubku zawierającym sterylną sól fizjologiczną o temperaturze pokojowej. 
	Uwaga: Te próbki guza zostaną wykorzystane do późniejszej implantacji wewnątrzwątrobowej.</li>
	<li>Umieść pozostały guz na sterylnej szalce Petriego i wykąp go w zmodyfikowanym pożywce Dulbecco Eagle's Medium (DMEM). Jeśli próbka ta jest przechowywana w niskiej temperaturze na lodzie, można ją zachować do pracy do 2-3 godzin później.</li>
</ol>
3. Implantacja guza wątroby za pomocą laparotomii
<ol>
	<li>Przygotuj królika biorcę do laparotomii. Znieczulić królika biorcę za pomocą 45 mg/kg ketaminy i 5 mg/kg ksylazyny w celu indukcji, a następnie intubacji i leczenia podtrzymującego 1%-3% izofluranem w razie potrzeby. Gdy królik jest znieczulony, ogol miejsce operacji za pomocą maszynki do strzyżenia włosów. Oczyść obszar nacięcia, przemywając go trzykrotnie peelingiem betadynowym, 70% roztworem etanolu i roztworem betadyny, a następnie udrapuj brzuch w sterylny sposób chirurgiczny. </li>
	<li>Używając ostrza #15, zainicjuj laparotomię, wykonując małe pionowe nacięcie linii środkowej w dół przez skórę królika, zaczynając od wyrostka mieczykowatego. Powinno to być łatwo wyczuwalne palpacyjnie i zwykle jest mniej więcej wielkości amerykańskiego pensa. Zobacz Rysunek 5.</li>
	<li>Odbij skórę i zidentyfikuj kresę białą. Powinien to być odblaskowy biały pas tkanki przemieszczający się niżej w linii środkowej. Użyj rozwarstwienia, aby przejść przez linię białą i odsłonić otrzewną. Zobacz Rysunek 6. 
	Uwaga: Otrzewną można łatwo zidentyfikować, ponieważ będzie ona bezpośrednio przylegać do jelita, które można zobaczyć poruszające się wraz z oddychaniem. 
	UWAGA: Otrzewna ma tendencję do przylegania do leżącego poniżej jelita ze względu na napięcie powierzchniowe. Użycie urazu do wypreparowania kresy białej pomaga zmniejszyć ryzyko perforacji jelita leżącego pod spodem.</li>
	<li>Po odsłonięciu otrzewnej ostrożnie ją przepreparuj, aby dostać się do jamy otrzewnej. Wątrobę można teraz zidentyfikować. Aby lepiej poruszać się po przestrzeni brzusznej, przedłuż nacięcie linii środkowej o 1–2 cm niżej przez skórę, mięśnie i otrzewną. 
	Uwaga: Przedłużenie nacięcia w linii środkowej można łatwo i bezpiecznie wykonać, ostrożnie wprowadzając zakrzywiony hemostat do przestrzeni otrzewnej z zakrzywioną końcówką skierowaną powierzchownie w kierunku otrzewnej. Następnie lekko otwórz hemostat i użyj ostrza, aby przeciąć tkankę między dwoma ramionami hemostatu.</li>
	<li>Zidentyfikuj lewy płat wątroby, aby wybrać miejsce do implantacji guza. Lewy płat jest dolno-boczny w stosunku do płata przyśrodkowego, który znajduje się w linii środkowej.</li>
	<li>Przed próbą wyciągnięcia wątroby z przestrzeni otrzewnej umieść suchy kawałek gazy w dolnej części nacięcia. 
	Uwaga: Gaza zapewni przylegającą powierzchnię, na której można położyć wątrobę, aby zapobiec jej cofaniu się do brzucha.</li>
	<li>Za pomocą atraumatycznych kleszczy lub kawałka mokrej gazy na palcach ostrożnie wyciągnij lewy płat wątroby z jamy brzusznej przez nacięcie i połóż go na umieszczonej wcześniej suchej gazie. Zobacz Rysunek 7. 
	UWAGA: Torebka wątroby jest wrażliwa i może łatwo pęknąć. Bardzo ważne jest, aby zachować ostrożność podczas obchodzenia się z tym narządem, aby zapobiec krwawieniu z torebki, siniakom wątroby i/lub ewentualnemu hemoperitoneum. 
	Uwaga: Zwykle wątroba zgłasza się wizualnie po wejściu do przestrzeni otrzewnej; Jeśli jednak żołądek królika jest rozdęty, wątroba może zostać wypchnięta czaszkowo poza pole widzenia. W takim przypadku delikatnie unieś ścianę brzucha za pomocą sondy. W tym scenariuszu wątroba ma tendencję do przylegania do brzusznego aspektu przepony ze względu na napięcie powierzchniowe, więc ostrożnie oddziel wątrobę za pomocą sondy i powinna się odłączyć. Następnie użyj atraumatycznych kleszczy, aby wyciągnąć wątrobę.</li>
	<li>W tym momencie przygotuj tkankę nowotworową do implantacji i umieść kawałek mokrej gazy na wątrobie, aby ją chronić.</li>
	<li>Wybierz fragment tkanki nowotworowej o średnicy 1–3 mm, który został wygenerowany w kroku 2.6 do implantacji do wątroby. Zobacz Rysunek 8.</li>
	<li>Za pomocą ostrza #11 nakłuj tkankę wątroby pod kątem 45°, tworząc kieszeń o głębokości 0,5 cm, uważając, aby nie przebić się przez grzbietową stronę torebki wątroby. Po wykonaniu nakłucia pozostaw ostrze na miejscu. Zobacz Rysunek 9.</li>
	<li>Delikatnie unieś ostrze w kierunku brzusznym, aby utworzyć małą kieszeń w łożysku wątroby. Weź kawałek guza za pomocą kleszczy, umieść kawałek guza w tej kieszeni, a następnie wyjmij ostrze. 
	Uwaga: Ostrze można usunąć przed włożeniem kawałka guza, jednak wątroba będzie krwawić, co może zasłaniać miejsce nakłucia, utrudniając jego identyfikację. 
	UWAGA: Pamiętaj, aby zminimalizować kontakt guza z innymi strukturami, aby zapobiec niezamierzonemu wysiewowi guza. Można tego również uniknąć, odkładając na bok wszelkie narzędzia używane do pomocy przy implantacji po jej wszczepieniu.</li>
	<li>W tym momencie umieść kawałek środka hemostatycznego, takiego jak pianka żelowa, na kieszonce guzowej, aby promować hemostazę i zapobiec wyrzuceniu kawałka guza</li>.
	<li>Wróć wątrobę do jamy brzusznej, po potwierdzeniu hemostazy.</li>
	<li>Zamknąć ścianę brzucha szwem 3-0 polidioksanonu na igle stożkowej za pomocą prostego ściegu ciągłego i zamknąć skórę szwami 4-0 poliglaktyny 910 na igle tnącej za pomocą ciągłego ściegu podskórnego. 
	UWAGA: Podczas zamykania ściany brzucha należy uważać, aby nie uszkodzić sieci lub innych struktur jelitowych podczas rzutu szwu. 
	Uwaga: Chociaż guz ten potrzebuje co najmniej 2 tygodni, aby można go było ostatecznie zidentyfikować radiologicznie, osiąga on rozmiar 1,5-22 cm średnicy po 3 tygodniach wzrostu. Należy uważać, aby guz wątroby nie urósł dłużej niż 3,5–4 tygodnie, ponieważ guz utworzy masę egzofityczną i agresywnie rozprzestrzeni się lokalnie.</li>
</ol>
4. Przygotowanie zawiesiny guza VX2
<ol>
	<li>Umieść sitko o wielkości 40 μm w otworze stożkowej probówki propylenowej o pojemności 50 ml. Używając guza z kroku 2.7, użyj ostrza #15, aby zeskrobać powierzchnię guza, aby zebrać żywy guz i umieścić te zeskrobiny w sitku.</li>
	<li>Przemyć żywe zeskrobiny guza przez sitko za pomocą DMEM, a następnie odwirować probówkę propylenową z prędkością 1600 obr./min przez 8 minut.</li>
	<li>Po zakończeniu wirówki usunąć supernatant i wyrzucić go. Następnie dodaj metylocelulozę do pozostałego bloku komórkowego w stosunku objętościowym 1:1.</li>
	<li>Wstrzyknąć tę zawiesinę królikowi-dawcy kończyn tylnych, wykonując czynności 1.3\u20121.4. Pozostałą zawiesinę umieścić w podwielokrotnościach o objętości 1 ml w probówkach kriogenicznych i zamrozić w ciekłym azocie do późniejszego wykorzystania.</li>
</ol>
5. Angiograficzne wykorzystanie guza wątroby VX2
<ol>
	<li>Przygotuj królika zgodnie z opisem w kroku 3.1.</li>
	<li>Zbadaj palpacyjnie rowek udowy w pachwinie. Po zidentyfikowaniu rowka wykonaj liniowe nacięcie o długości 2\u20123 cm wzdłuż rowka. Zobacz Rysunek 10.</li>
	<li>Za pomocą sekcji zlokalizuj i odizoluj pęczek kości udowej zawierający żyłę udową, tętnicę i nerw. Zobacz Rysunek 11.</li>
	<li>Ponownie użyj sekcji, aby oddzielić tętnicę udową od reszty struktur w pęczku i odizoluj tętnicę na szczycie rękojeści skalpela. Zobacz Rysunek 12.</li>
	<li>Z 3-francuskim zestawem wprowadzającym, wykorzystaj technikę Seldingera, aby uzyskać dostęp za pomocą igły. Włóż prowadnik i wyjmij igłę, aby wsunąć 3-francuską osłonę do naczynia. Zobacz Rysunek 13. 
	UWAGA: Unikaj używania nadmiernej siły przy przesuwaniu pochewki 3-francuskiej, ponieważ może to spowodować przecięcie tętnicy udowej.</li>
	<li>Pod kontrolą fluoroskopową i przy użyciu cewnika, prowadnika i środka kontrastowego johexolu wybierz pień trzewny - zwykle zlokalizowany na poziomie T12 - a następnie wsuń cewnik do lewej tętnicy wątrobowej przez wspólną wątrobową i prawidłową wątrobę.</li>
	<li>W tym momencie podaj wybrany środek przez cewnik. Po podaniu środka należy usunąć cewnik.</li>
	<li>Za pomocą szwu jedwabnego 3-0 podwiązać tętnicę udową proksymalnie i dystalnie do punktu wprowadzenia pochewki. Pamiętaj, aby zacisnąć węzeł proksymalnie do pochwy, gdy jest ona wycofywana, aby zapobiec krwawieniu.</li>
	<li>Zamknij nacięcie pachwiny szwami 4-0 polyglactin 910 na igle tnącej za pomocą ściegu podskórnego.</li>
	<li>Utrzymuj standardową opiekę pooperacyjną i monitoruj powrót zwierząt do zdrowia. W razie potrzeby przeprowadzić eutanazję i sekcję zwłok przy użyciu standardowych technik.</li>
</ol>

<ol><li>Rous, P., Beard, J. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+Progression+To+Carcinoma+of+Virus-Induced+Rabbit+Papillomas+%28Shope%29%5BTitle%5D)+AND+%22The+Journal+of+Experimental+Medicine%22%5BJournal%5D)">The Progression To Carcinoma of Virus-Induced Rabbit Papillomas (Shope).</a> The Journal of Experimental Medicine. 62 (4), 523-548 (1935).</li>
<li>Kidd, J. G., Rous, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+transplantable+rabbit+carcinoma+originating+in+a+virus-induced+papilloma+and+containing+the+virus+in+masked+or+altered+form%5BTitle%5D)+AND+%22The+Journal+of+Experimental+Medicine%22%5BJournal%5D)">A transplantable rabbit carcinoma originating in a virus-induced papilloma and containing the virus in masked or altered form.</a> The Journal of Experimental Medicine. 71 (6), 813-838 (1940).</li>
<li>Galasko, C. S. B., Muckle, D. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Intrasarcolemmal+proliferation+of+the+vx2+carcinoma%5BTitle%5D)+AND+%22British+Journal+of+Cancer%22%5BJournal%5D)">Intrasarcolemmal proliferation of the vx2 carcinoma.</a> British Journal of Cancer. 29 (1), 59-65 (1974).</li>
<li>Maruyama, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Sonographic+shift+of+hypervascular+liver+tumor+on+blood+pool+harmonic+images+with+definity%3A+Time-related+changes+of+contrast-enhanced+appearance+in+rabbit+VX2+tumor+under+extra-low+acoustic+power%5BTitle%5D)+AND+%22European+Journal+of+Radiology%22%5BJournal%5D)">Sonographic shift of hypervascular liver tumor on blood pool harmonic images with definity: Time-related changes of contrast-enhanced appearance in rabbit VX2 tumor under extra-low acoustic power.</a> European Journal of Radiology. 56 (1), 60-65 (2005).</li>
<li>Horkan, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Radiofrequency+Ablation%3A+Effect+of+Pharmacologic+Modulation+of+Hepatic+and+Renal+Blood+Flow+on+Coagulation+Diameter+in+a+VX2+Tumor+Model%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Vascular+and+Interventional+Radiology%22%5BJournal%5D)">Radiofrequency Ablation: Effect of Pharmacologic Modulation of Hepatic and Renal Blood Flow on Coagulation Diameter in a VX2 Tumor Model.</a> Journal of Vascular and Interventional Radiology. 15 (3), 269-274 (2004).</li>
<li>Bimonte, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Induction+of+VX2+para-renal+carcinoma+in+rabbits%3A+generation+of+animal+model+for+loco-regional+treatments+of+solid+tumors%5BTitle%5D)+AND+%22Infectious+Agents+and+Cancer%22%5BJournal%5D)">Induction of VX2 para-renal carcinoma in rabbits: generation of animal model for loco-regional treatments of solid tumors.</a> Infectious Agents and Cancer. 11 (1), 1-8 (2016).</li>
<li>Goldberg, S. N., Gazelle, G. S., Compton, C. C., Mueller, P. R., McLoud, T. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Radio-frequency+tissue+ablation+of+VX2+tumor+nodules+in+the+rabbit+lung%5BTitle%5D)+AND+%22Academic+Radiology%22%5BJournal%5D)">Radio-frequency tissue ablation of VX2 tumor nodules in the rabbit lung.</a> Academic Radiology. 3 (11), 929-935 (1996).</li>
<li>Rhee, T. K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Rabbit+VX2+Tumors+as+an+Animal+Model+of+Uterine+Fibroids+and+for+Uterine+Artery+Embolization%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Vascular+and+Interventional+Radiology%22%5BJournal%5D)">Rabbit VX2 Tumors as an Animal Model of Uterine Fibroids and for Uterine Artery Embolization.</a> Journal of Vascular and Interventional Radiology. 18 (3), 411-418 (2007).</li>
<li>Parvinian, A., Casadaban, L. C., Gaba, R. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Development%2C+growth%2C+propagation%2C+and+angiographic+utilization+of+the+rabbit+VX2+model+of+liver+cancer%3A+A+pictorial+primer+and+%26%2334%3Bhow+to%26%2334%3B+guide%5BTitle%5D)+AND+%22Diagnostic+and+Interventional+Radiology%22%5BJournal%5D)">Development, growth, propagation, and angiographic utilization of the rabbit VX2 model of liver cancer: A pictorial primer and &#34;how to&#34; guide.</a> Diagnostic and Interventional Radiology. 20 (4), 335-340 (2014).</li>
<li>Xia, X., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Intra-arterial+interleukin-12+gene+delivery+combined+with+chemoembolization%3A+Anti-tumor+effect+in+a+rabbit+hepatocellular+carcinoma+%28HCC%29+model%5BTitle%5D)+AND+%22Acta+Radiologica%22%5BJournal%5D)">Intra-arterial interleukin-12 gene delivery combined with chemoembolization: Anti-tumor effect in a rabbit hepatocellular carcinoma (HCC) model.</a> Acta Radiologica. 54 (6), 684-689 (2013).</li>
<li>Gaba, R. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Ethiodized+oil+uptake+does+not+predict+doxorubicin+drug+delivery+after+chemoembolization+in+VX2+liver+tumors%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Vascular+and+Interventional+Radiology%22%5BJournal%5D)">Ethiodized oil uptake does not predict doxorubicin drug delivery after chemoembolization in VX2 liver tumors.</a> Journal of Vascular and Interventional Radiology. 23 (2), 265-273 (2012).</li>
<li>Choi, Y. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Novel+Intraarterial+Therapy+for+Liver+Cancer+Using+Ethylbromopyruvate+Dissolved+in+an+Iodized+Oil%5BTitle%5D)+AND+%22Academic+Radiology%22%5BJournal%5D)">Novel Intraarterial Therapy for Liver Cancer Using Ethylbromopyruvate Dissolved in an Iodized Oil.</a> Academic Radiology. 18 (4), 471-478 (2011).</li>
<li>Ma, H. L., Xu, Y. F., Qi, X. R., Maitani, Y., Nagai, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Superparamagnetic+iron+oxide+nanoparticles+stabilized+by+alginate%3A+Pharmacokinetics%2C+tissue+distribution%2C+and+applications+in+detecting+liver+cancers%5BTitle%5D)+AND+%22International+Journal+of+Pharmaceutics%22%5BJournal%5D)">Superparamagnetic iron oxide nanoparticles stabilized by alginate: Pharmacokinetics, tissue distribution, and applications in detecting liver cancers.</a> International Journal of Pharmaceutics. 354 (1-2), 217-226 (2008).</li>
<li>Wang, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Liver+tumors%3A+Monitoring+embolization+in+rabbits+with+VX2+tumors+-Transcatheter+intraarterial+first-pass+perfusion+MR+imaging%5BTitle%5D)+AND+%22Radiology%22%5BJournal%5D)">Liver tumors: Monitoring embolization in rabbits with VX2 tumors -Transcatheter intraarterial first-pass perfusion MR imaging.</a> Radiology. 245 (1), 130-139 (2007).</li>
<li>Bimonte, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Radio-frequency+ablation-based+studies+on+VX2rabbit+models+for+HCC+treatment%5BTitle%5D)+AND+%22Infectious+Agents+and+Cancer%22%5BJournal%5D)">Radio-frequency ablation-based studies on VX2rabbit models for HCC treatment.</a> Infectious Agents and Cancer. 11 (1), (2016).</li>
<li>Gaba, R., Obeid, M., Khabbaz, R., Garcia, K., Schachtschneider, K. <a target="_blank" href="https://americanjir.com/published-articles/2/2/AJIR-11-2017.pdf">Translational Animal Models for Liver Cancer.</a> American Journal of Interventional Radiology. 2 (2), 1-8 (2018).</li>
<li>Kuszyk, B. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Local+tumor+recurrence+following+hepatic+cryoablation%3A+radiologic-histopathologic+correlation+in+a+rabbit+model%5BTitle%5D)+AND+%22Radiology%22%5BJournal%5D)">Local tumor recurrence following hepatic cryoablation: radiologic-histopathologic correlation in a rabbit model.</a> Radiology. 217 (2), 477-486 (2000).</li>
<li>Geschwind, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Chemoembolization+of+Liver+Tumor+in+a+Rabbit+Model+Assessment+of+Tumor+Cell+Death+with+Diffusion-Weighted+MR+Imaging+and+Histologic+Analysis%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Vascular+and+Interventional+Radiology%22%5BJournal%5D)">Chemoembolization of Liver Tumor in a Rabbit Model Assessment of Tumor Cell Death with Diffusion-Weighted MR Imaging and Histologic Analysis.</a> Journal of Vascular and Interventional Radiology. 11 (10), 1245-1255 (2000).</li>
<li>Virmani, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Comparison+of+Two+Different+Methods+for+Inoculating+VX2+Tumors+in+Rabbit+Livers+and+Hind+Limbs%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Vascular+and+Interventional+Radiology%22%5BJournal%5D)">Comparison of Two Different Methods for Inoculating VX2 Tumors in Rabbit Livers and Hind Limbs.</a> Journal of Vascular and Interventional Radiology. 19 (6), 931-936 (2008).</li>
<li>Seldinger, S. I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Catheter+replacement+of+the+needle+in+percutaneous+arteriography%3A+A+new+technique%5BTitle%5D)+AND+%22Acta+Radiologica%22%5BJournal%5D)">Catheter replacement of the needle in percutaneous arteriography: A new technique.</a> Acta Radiologica. 49 (SUPPL 434), 47-52 (2008).</li>
<li>Schook, L. B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+genetic+porcine+model+of+cancer%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+One%22%5BJournal%5D)">A genetic porcine model of cancer.</a> PLoS One. 10 (7), e0128864(2015).</li>
</ol>

Prace przedstawione w tym raporcie zostały wsparte grantem badawczym firmy Guerbet LLC.

Pierwszym krytycznym krokiem w metodologii leczenia guza VX2 jest pomyślne rozprzestrzenienie guza w tylnej kończynie królika-dawcy. Zapoznaj się z pierwszym akapitem w sekcji "Reprezentatywne wyniki", aby uzyskać więcej informacji na temat tego kroku.
Kolejnym krytycznym krokiem jest upewnienie się, że żywa torebka nowotworowa jest prawidłowo zidentyfikowana. Będzie to konieczne nie tylko do przygotowania zawiesiny guza, ale jest również ważne dla selekcji i generowania fragmentów guza do imp...

Model guza królika VX2 odgrywa ważną rolę w onkologii eksperymentalnej od czasu jego opracowania w 1935 roku1,2. Guz ten jest indukowanym przez wirusa anaplastycznym rakiem płaskonabłonkowym, charakteryzującym się hiperunaczynieniem, szybkim wzrostem i łatwym rozprzestrzenianiem się w mięśniach szkieletowych3,4. Podczas gdy model guza królika VX2 został wykorzystany do zbadania wielu nowotworów5,6,7,8; Tematem artykułu jest rak wątroby<klasa SUP="xref">9.
Celem opisanej metody jest przedstawienie modelu pierwotnego raka wątroby lub raka wątrobowokomórkowego (HCC), który może być używany przez radiologów interwencyjnych do badań translacyjnych. Może być stosowany do badań farmakokinetycznych, badań terapeutycznych i testowania metodą ablacyjną10,11,12,13,14,15.
Metoda opisana tutaj daje wiele zalet w porównaniu z innymi modelami z tej samej dziedziny, takimi jak modele gryzoni, takie jak szczury, myszy i świstaki, lub większe modele, takie jak naczelne16. Jedną z głównych korzyści jest szybki i niezawodny wzrost guza, który pozwala naukowcom ustalić aktywną linię guza w ciągu miesiąca od pierwszej propagacji kończyn tylnych17. Dodatkowo guz ten ma prostą widoczność ultrasonograficzną i peryferię przekrwienną, co pozwala zarówno na transtętnicze leczenie lokoregionalne, jak i terapie ablacyjne. Wreszcie, co najważniejsze, rozmiar układu naczyniowego królika pozwala na wykonalne i technicznie łatwe wykorzystanie oprzyrządowania naczyniowego18.

<table><tbody><tr><td>MethoCult (Metyloceluloza)</td><td>Stemcell Technologies</td><td>M3134</td><td></td></tr><tr><td>VX2 Linia komórkowa</td><td>NCI</td><td>VX-2</td><td></td></tr> 5 <tr><td>mL Strzykawka</td><td>BD</td><td>309646</td><td></td></tr><tr><td>16 G Igła</td><td>BD</td><td>305197</td><td></td></tr><tr><td>22 G Igła</td><td>BD</td><td>305155</td><td></td></tr><tr><td>Maszynka do strzyżenia włosów</td><td>Wahl</td><td>41870-0438</td><td></td></tr><tr><td>Pianka Pudełko izolowane</td><td>Mr. Box Online</td><td>10 x 10 x 4</td><td></td></tr><tr><td>Acepromazyna</td><td>Henry Schein</td><td>003845</td><td></td></tr><tr><td>Buprenorfina</td><td>Par</td><td>42023-179-05</td><td></td></tr><tr><td>Meloksykam</td><td>Henry Schein</td><td>049755</td><td></td></tr><tr><td>Wkładki alkoholowe</td><td>Covidien</td><td>5033</td><td></td></tr><tr><td>Ketamina</td><td>Henry Schein</td><td>056344</td><td></td></tr><tr><td>Ksylazyna</td><td>Akorn</td><td>59399-110-20</td><td></td></tr><tr><td>Pentobarbital (Fatal-Plus)</td><td>Vortech</td><td>9373</td><td></td></tr><tr><td>Sterylna szalka Petriego</td><td>Thermo Fisher</td><td>172931</td><td></td></tr><tr><td>DMEM</td><td>Gibco</td><td>11965092</td><td></td></tr><tr><td>Saline</td><td>Baxter</td><td>2F7124</td><td></td></tr><tr><td>15-ostrzowy</td><td>Steris</td><td>02-050-015</td><td></td></tr><tr><td>Rękojeść skalpela x 2</td><td>Steris</td><td>22-2381</td><td></td></tr><tr><td>Zakrzywione kleszcze atraumatyczne</td><td></td> 501288 <td></td> Hemostat WPI Sklar 52-5077 <td></td></tr><tr><td>Gaza</td><td>Medline</td><td>NON21430LF</td><td></td></tr><tr><td>11-ostrzowa</td><td>Steris</td><td>02-050-011</td><td></td></tr><tr><td>Surgicel</td><td>Ethicon</td><td>1951</td><td></td></tr><tr><td>3-0 PDS / Stożek</td><td>Ethicon</td><td>Z305H</td><td></td></tr><tr><td></td><td></td><td></td> 4 - 0 <td></td></tr><tr><td> Vicryl / Etyka cięcia</td><td></td><td>J392H</td><td></td></tr><tr><td>40 &mu; m Filtr siatkowy</td><td>BD</td><td>352340</td><td></td></tr><tr><td>Rurka stożkowa 50 ml</td><td>Pipeta</td> plastikowa Thermo Fisher <td>339652</td><td></td></tr><tr><td></td><td>Thomas Scientific</td><td>HS206371B</td><td></td></tr><tr><td>Wirówka</td><td>Sorvall</td><td>75004240</td><td></td></tr><tr><td>1,40 ml Probówki (gwint wewnętrzny)</td><td>Micronic</td><td>MP32131-Z20</td><td></td></tr><tr><td>3-F VSI Micro-HV Zestaw wprowadzający</td><td>Rozwiązania</td> <td>naczynioweNa zamówienie (P15180391)</td><td></td></tr><tr><td>.018 Drut ślizgowy kątowy 45&deg;</td><td>Terumo</td><td>RG*GA1818SA</td><td></td></tr><tr><td>Mikrocewnik Direxion w kształcie berna</td><td>Boston Scientific</td><td>M001195230</td><td></td></tr><tr><td>Omnipaque</td><td>GE</td><td>Y510</td><td></td></tr></tbody></table>

opracowanie i angiograficzne zastosowanie króliczego modelu vx2 w raku wątroby

Development and Angiographic Use of the Rabbit VX2 Model for Liver Cancer

Guz królika VX2 jest modelem zwierzęcym powszechnie wykorzystywanym do badań translacyjnych dotyczących raka wątrobowokomórkowego (HCC) w dziedzinie radiologii interwencyjnej. Model ten wykorzystuje anaplastycznego raka płaskonabłonkowego, który jest łatwo i niezawodnie rozmnażany w mięśniach szkieletowych królików-dawców w celu ostatecznego pobrania i wszczepienia alloprzeszczepu do wątroby naiwnych biorców. Ten przeszczep guza szybko rośnie w wątrobie królików biorców do identyfikowalnego angiograficznie guza charakteryzującego się martwiczym rdzeniem otoczonym żywotną torebką hipernaczyniową. Fizyczny rozmiar anatomii królika jest wystarczający, aby ułatwić oprzyrządowanie naczyniowe, co pozwala na zastosowanie i testowanie różnych technik interwencyjnych. Pomimo tych korzyści istnieje niedostatek zasobów technicznych, które mogłyby stanowić konkretny punkt odniesienia dla badaczy pracujących z modelem. W niniejszym artykule przedstawiamy kompleksowy zarys wizualny technicznych aspektów rozwoju, wzrostu, rozmnażania i angiograficznego wykorzystania modelu guza królika VX2 do użytku zarówno przez początkujących, jak i doświadczonych badaczy.

Analizując Rysunek 1, można zauważyć, że mięsień czworogłowy uda królika jest powiększony. Dodatkowo widoczne są liczne małe, oddzielne guzki, które zazwyczaj korelują z przerostem nowotworu przez powięź. Podczas palpacji wstrzyknięta kończyna powinna wydawać się większa od kończyny niewstrzykniętej. Jeśli badacz potrzebuje bardziej jednoznacznego potwierdzenia obecności guza, można zastosować obrazowanie ultradźwiękowe w celu zidentyfikowania nowotworu osadz...

Celem tego artykułu jest dostarczenie podstaw do rozwoju i wykorzystania modelu raka wątroby VX2 dla królika.

Opracowanie i angiograficzne zastosowanie króliczego modelu VX2 w raku wątroby

The rabbit VX2 tumor is an animal model commonly utilized for translational research regarding hepatocellular carcinoma (HCC) in the field of ...

Ten przedkliniczny model guza wątroby może pomóc odpowiedzieć na kluczowe pytania dotyczące lokalnej terapii regionalnej w dziedzinie radiologii interwencyjnej i onkologii interwencyjnej. Główną zaletą tej techniki jest to, że skutkuje ona niezawodną indukcją guza za pomocą ortotopowej implantacji przeszczepu allogenicznego. W celu wdrożenia nowotworu należy najpierw potwierdzić brak odpowiedzi na odruch pedałowania.Po potwierdzeniu, zwierzę jest umieszczane pod narkozą. Potwierdzany jest odpowiedni poziom znieczulenia, a brzuch jest sterylnie przygotowany i udrapowany. Po znieczuleniu użyj ostrza numer 15, aby wykonać pionowe nacięcie skóry o długości od trzech do czterech centymetrów, zaczynając od wyrostka mieczykowatego.Cofnij skórę, aby zidentyfikować linea alba, odblaskowy biały pasek tkanki, który przemieszcza się niżej wzdłuż linii środkowej. I użyj zarówno, jak i ostrej sekcji, aby przejść przez linię białą, odsłaniając otrzewną, uważając, aby nie przebić leżącej poniżej tkanki jelita. Ostrożnie przeprowadź sekcję tkanki jamy brzusznej, aby zlokalizować wątrobę, używając hemostatu, aby przedłużyć nacięcie linii środkowej o jeden do dwóch centymetrów niżej przez skórę, mięśnie i otrzewną, jeśli to konieczne.Zidentyfikuj lewy płat, który jest dolny do płata przyśrodkowego, który znajduje się w linii środkowej. I umieść suchy kawałek gazy w dolnej części nacięcia, aby zapobiec cofaniu się wątroby do brzucha. Umieść nowy kawałek mokrej gazy na pobranej wątrobie.Wybierz od jednego do dwóch milimetrowych fragmentów tkanki nowotworowej za pomocą kleszczy. I użyj ostrza numer 11, aby przebić tkankę wątroby pod kątem 45 stopni do kieszeni o głębokości 0,5 centymetra, uważając, aby nie przebić grzbietowej części torebki wątroby. Delikatnie unieś ostrze brzusznie, aby utworzyć małą kieszeń w łożysku wątroby i umieść guz w kieszeni.Umieść kawałek środka hemostatycznego nad kieszeniem guzowym, aby pobudzić hemostazę i zapobiec wyrzuceniu fragmentu guza. A po potwierdzeniu hemostazy przywrócić wątrobę do jamy brzusznej. Następnie użyj trzyzerowego szwu polidioksanonu na igle stożkowej, w prostym ciągłym ściegu, aby zamknąć ścianę brzucha.I cztery szwy poliglaktyny 910 zero na igle tnącej w ciągłym, podskórnym ściegu, aby zamknąć skórę. Aby potwierdzić udane umieszczenie guza, należy dotknąć rowka udowego w pachwinie i wykonać dwu- do trzycentymetrowego liniowego nacięcia wzdłuż rowka. Za pomocą rozwarstwienia zlokalizuj i odizoluj pęczek udowy zawierający żyłę udową, tętnicę i nerw, a następnie użyj rozwarstwienia, aby oddzielić tętnicę udową od pozostałych struktur w pęczku.Odizoluj tętnicę na uchwycie skalpela i użyj techniki Seldingera oraz zestawu wprowadzającego z trzema francuskimi wprowadzeniem, aby wprowadzić igłę do naczynia. Włóż przewód doprowadzający do tętnicy. I wyjmij igłę, aby ostrożnie wsunąć trzy francuskie osłony do naczynia.Wyjmij rozszerzacz i przewód doprowadzający z osłony, aby uzyskać pełny dostęp naczyniowy. Pod kontrolą fluoroskopową wprowadzić cewnik do pnia trzewnej na poziomie T 12 i wprowadzić cewnik do lewej tętnicy wątrobowej przez wspólną tętnicę wątrobową i właściwe tętnice wątrobowe. Gdy cewnik dotrze do lewej tętnicy wątrobowej, wstrzyknij środek kontrastowy, aby potwierdzić obecność guza przekrwiennego, który można następnie leczyć za pomocą wybranej terapii dotętniczej.I usuń cewnik. Używając trzech zerowych szwów jedwabnych, podwiąż tętnicę udową proksymalnie i dystalnie do punktu wprowadzenia osłonki, uważając, aby zacisnąć węzeł proksymalnie do osłonki, ponieważ jest on wycofywany, aby zapobiec krwawieniu. Następnie użyj czterech zerowych szwów poliglaktyny 910 na igłę tnącą w ściegu podskórnym, aby zamknąć nacięcie pachwiny.Trzy do czterech tygodni po implantacji guz można uwidocznić makroskopowo na lewym mięśniu czworogłowym królika. Zastosowanie angiografii i wstrzyknięcie środka kontrastowego, jak pokazano, może być wykorzystane do potwierdzenia pomyślnej propagacji guza po umieszczeniu. Po sekcji zwłok pomyślnie zagnieżdżony guz powinien być łatwo widoczny.Od czasu jej opracowania, technika ta utorowała drogę naukowcom z dziedziny radiologii interwencyjnej i onkologii interwencyjnej do zbadania lokalnej terapii regionalnej guza wątroby na małym modelu zwierzęcym.

development-angiographic-use-rabbit-vx2-model-for-liver

Research

JoVE Journal

Cancer Research

Badania nad rakiem

Ten film demonstruje generowanie modelu królika raka endometrium poprzez wstrzyknięcie wysoce przerzutowej zawiesiny komórek VX2 do zszytych rogów macicy królika. Prowadzi to do powstania pierwotnego raka endometrium z przerzutami do węzłów chłonnych zaotrzewnowych.

Modelowanie przerzutowego modelu raka endometrium: technika generowania raka endometrium z przerzutami do węzłów chłonnych w modelach królików

W tym filmie pokazujemy chirurgiczne wszczepienie tkanki nowotworowej do wątroby królika w celu wywołania raka wątrobowokomórkowego. Procedura pomaga w stworzeniu wiarygodnego modelu zwierzęcego do badania zachowania guza i rozwoju terapii lokoregionalnych ukierunkowanych na nowotwory wątroby.

Generowanie modelu raka wątroby królika: zabieg chirurgiczny polegający na wszczepieniu tkanki nowotworowej w lewym płacie wątroby w celu indukcji raka wątrobowokomórkowego

W tym filmie demonstrujemy krok po kroku procedurę wykonywania angiografii wątroby za pomocą fluoroskopu, który umożliwia wizualizację w czasie rzeczywistym naczyń krwionośnych związanych z guzem wątroby w modelu królika.

Angiografia wątrobowa: procedura wizualizacji naczyń nowotworowych wątroby w modelu królika

Ten film opisuje technikę wykonywania angiografii poprzez wstrzykiwanie środka kontrastowego do aorty zstępującej, aby uwidocznić perfuzję naczyń krwionośnych w modelu królika. Ta technika pomaga zrozumieć perfuzję w naczyniach krwionośnych z blokadami i po leczeniu podczas rekonwalescencji.

Ocena perfuzji naczyń za pomocą angiografii: technika wprowadzania środka kontrastowego w aorcie zstępującej w celu wizualizacji perfuzji naczyń krwionośnych w modelu królika

Wirusoterapie onkolityczne są w trakcie opracowywania jako nowe terapie w leczeniu raka wątrobowokomórkowego (HCC).  W tym artykule opisano metodę lokoregionalnej terapii HCC poprzez wątrobowe podawanie wirusa onkolitycznego do tętnic.

Przeztętnicze podawanie wirusów onkolitycznych w lokoregionalnej terapii ortotopowego HCC u szczurów

Ten protokół przedstawia ustandaryzowaną metodę hodowli komórek VX2 w hodowli i stworzenia ortotopowego modelu VX2 raka endometrium z przerzutami do węzłów chłonnych zaotrzewnowych u królików. Ortotopowe modele raka endometrium są ważne dla badań przedklinicznych nad nowymi metodami obrazowania w diagnostyce przerzutów do węzłów chłonnych.

Ortotopowy model raka endometrium z limfadenopatią zaotrzewnową wykonany z rozmnożonych i hodowanych in vivo komórek VX2

Przedstawiamy protokół do efektywnej oceny perfuzji tętniaka tętniaka i drożności naczyń tętniaka ściany bocznej u szczurów i królików, przy użyciu fluorescencji opartej na fluoresceinie wideoangiografii (FVA). Przy dodatniej wartości predykcyjnej wynoszącej 92,6% jest to prosta, ale bardzo skuteczna i ekonomiczna metoda, która nie wymaga specjalnego sprzętu.

Angiografia fluorescencyjna do oceny perfuzji tętniaka i drożności tętnicy rodzicielskiej w modelach tętniaków szczurów i królików

Wstrzyknięcie organoidów raka jelita grubego (CRC) do żyły wrotnej powoduje przerzuty do wątroby bogate w zręb. Ten mysi model przerzutów do wątroby CRC stanowi użyteczne narzędzie do badania interakcji guz-zręb i opracowywania nowych terapii ukierunkowanych na zręb, takich jak terapie genowe za pośrednictwem wirusa związanego z adenowirusem.

Wstrzyknięcie do żyły wrotnej organoidów raka jelita grubego w celu zbadania zrębu z przerzutami do wątroby

W tym protokole omawiamy implementację modelu udanego ortotopowego przeszczepu wątroby (OLT) u myszy. Dodatkowo omówiono adiuwanty do dalszej analizy drożności przeszczepu allogenicznego po udanym OLT u myszy, w szczególności z wykorzystaniem skanów tomografii mikrokomputerowej (microCT).

Udany ortotopowy przeszczep wątroby u myszy z wykorzystaniem angiografii tomografii mikrokomputerowej

W protokole tym przedstawiono procedurę infuzji pod kontrolą obrazu do systemu drzew przewodowych gruczołu sutkowego królika. Demonstrujemy kontrolowaną infuzję rentgenowskiego środka kontrastowego zawierającego roztwór ablacyjny na bazie etanolu do wszystkich otworów strzyków za pomocą obrazowania fluoroskopowego w czasie rzeczywistym.

Wizualizacja rentgenowska wewnątrzprzewodowego wlewu ablacyjnego na bazie etanolu w profilaktyce raka piersi w modelach króliczych

Poznaj metodę implantacji allogenicznej w modelu VX2 u królików do badań nad rakiem wątroby. Technika ta umożliwia niezawodne indukowanie guzów i badanie terapii regionalnych w onkologii interwencyjnej.

Opracowanie i angiograficzne zastosowanie króliczego modelu VX2 w raku wątroby

Przeglądaj więcej filmów