Name: Zoptymalizowany protokół Rhizobox do wizualizacji wzrostu korzeni i reakcji na zlokalizowane składniki odżywcze (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2018-10-22T15:00:00.000+00:00
Duration: 7 min 45 s
Description: Poznaj metodę rhizobox do wizualizacji wzrostu korzeni kukurydzy w odpowiedzi na zlokalizowane składniki odżywcze. Ta technika umożliwia nieinwazyjne, wielokrotne pomiary systemu korzeniowego w glebie bez specjalistycznego sprzętu.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Autorzy dziękują anonimowym recenzentom za ich opinie, a także J.C. Cahillowi i Tan Bao za wstępne wskazówki dotyczące rozwoju protokołu rhizobox. Finansowanie zostało zapewnione przez Fundację Badań nad Wyżywieniem i Rolnictwem, Narodowy Instytut Żywności i Rolnictwa Departamentu Rolnictwa Stanów Zjednoczonych (USDA), Projekt Rolniczej Stacji Doświadczalnej CA-D-PLS-2332-H, dla A.G. oraz przez Wydział Nauk o Roślinach UC Davis poprzez stypendium dla J.S.

<ol><li>Hodge, A. <a target="_blank" href="https://link.springer.com/chapter/10.1007/978-3-642-02167-1_12">Roots: The Acquisition of Water and Nutrients from the Heterogeneous Soil Environment.</a> Progress in Botany 71. , 307-337 (2010).</li>
<li>Grossman, J. D., Rice, K. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Evolution+of+root+plasticity+responses+to+variation+in+soil+nutrient+distribution+and+concentration%5BTitle%5D)+AND+%22Evolutionary+Applications%22%5BJournal%5D)">Evolution of root plasticity responses to variation in soil nutrient distribution and concentration.</a> Evolutionary Applications. 5 (8), 850-857 (2012).</li>
<li>Melino, V. J., Fiene, G., Enju, A., Cai, J., Buchner, P., Heuer, S. Genetic diversity for root plasticity and nitrogen uptake in wheat seedlings. Functional plant biology. , Available from:
 <a target="_blank" href="http://agris.fao.org/agris-search/search.do?recordID=US201600101375 ">http://agris.fao.org/agris-search/search.do?recordID=US201600101375 </a> (2015).</li>
<li>Zhang, H., Forde, B. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((An+Arabidopsis+MADS+box+gene+that+controls+nutrient-induced+changes+in+root+architecture%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">An Arabidopsis MADS box gene that controls nutrient-induced changes in root architecture.</a> Science. 279 (5349), 407-409 (1998).</li>
<li>Hodge, A., Stewart, J., Robinson, D., Griffiths, B. S., Fitter, A. H. <a target="_blank" href="https://besjournals.onlinelibrary.wiley.com/doi/abs/10.1046/j.1365-2745.2000.00434.x">Competition between roots and soil micro-organisms for nutrients from nitrogen-rich patches of varying complexity.</a> Journal of Ecology. 88 (1), 150-164 (2000).</li>
<li>Trachsel, S., Kaeppler, S. M., Brown, K. M., Lynch, J. P. <a target="_blank" href="https://link.springer.com/article/10.1007/s11104-010-0623-8">Shovelomics: high throughput phenotyping of maize (Zea mays L.) root architecture in the field.</a> Plant and Soil. 341 (1-2), 75-87 (2011).</li>
<li>Rogers, E. D., Monaenkova, D., Mijar, M., Nori, A., Goldman, D. I., Benfey, P. N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((X-ray+computed+tomography+reveals+the+response+of+root+system+architecture+to+soil+texture%5BTitle%5D)+AND+%22Plant+Physiology%22%5BJournal%5D)">X-ray computed tomography reveals the response of root system architecture to soil texture.</a> Plant Physiology. , (2016).</li>
<li>Groleau-Renaud, V., Plantureux, S., Guckert, A. <a target="_blank" href="https://www.infona.pl/resource/bwmeta1.element.elsevier-73516a4a-6de7-3a25-9f72-3c6f9b30e0d2">Effect of mechanical constraint on nodal and seminal root system of maize plants.</a> Comptes Rendus De L Academie Des Sciences Serie Iii-Sciences De La Vie-Life Sciences. 321 (1), 63-71 (1998).</li>
<li>Lin, Y., Allen, H. E., Di Toro, D. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Barley+root+hair+growth+and+morphology+in+soil%2C+sand%2C+and+water+solution+media+and+relationship+with+nickel+toxicity%5BTitle%5D)+AND+%22Environmental+Toxicology+and+Chemistry%22%5BJournal%5D)">Barley root hair growth and morphology in soil, sand, and water solution media and relationship with nickel toxicity.</a> Environmental Toxicology and Chemistry. 35 (8), 2125-2133 (2016).</li>
<li>Wenzel, W. W., Wieshammer, G., Fitz, W. J., Puschenreiter, M. <a target="_blank" href="https://link.springer.com/article/10.1023/A:1013395122730">Novel rhizobox design to assess rhizosphere characteristics at high spatial resolution.</a> Plant and Soil. 237 (1), 37-45 (2001).</li>
<li>Spohn, M., Carminati, A., Kuzyakov, Y. <a target="_blank" href="https://www.sciencedirect.com/science/article/pii/S0038071712004725">Soil zymography - A novel in situ method for mapping distribution of enzyme activity in soil.</a> Soil Biology and Biochemistry. 58, 275-280 (2013).</li>
<li>Vollsnes, A. V., Futsaether, C. M., Bengough, A. G. <a target="_blank" href="https://onlinelibrary.wiley.com/doi/abs/10.1111/j.1365-2389.2010.01297.x">Quantifying rhizosphere particle movement around mutant maize roots using time-lapse imaging and particle image velocimetry.</a> European Journal of Soil Science. 61 (6), 926-939 (2010).</li>
<li>Hewitt, E. J. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aHewitt%2C+EJ+%22Sand+and+Water+Culture+Methods+Used+in+the+Study+of+Plant+Nutrition%22">Sand and Water Culture Methods Used in the Study of Plant Nutrition</a>. , Commonwealth Bureau. London. (1966).</li>
<li>Choudhary, M. I., Shalaby, A. A., Al-Omran, A. M. <a target="_blank" href="https://www.tandfonline.com/doi/abs/10.1080/00103629509369440">Water holding capacity and evaporation of calcareous soils as affected by four synthetic polymers.</a> Communications in Soil Science and Plant Analysis. 26 (13-14), 2205-2215 (1995).</li>
<li>Bakker, P. A. H. M., Berendsen, R. L., Doornbos, R. F., Wintermans, P. C. A., Pieterse, C. M. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+rhizosphere+revisited%3A+root+microbiomics%5BTitle%5D)+AND+%22Frontiers+in+Plant+Science%22%5BJournal%5D)">The rhizosphere revisited: root microbiomics.</a> Frontiers in Plant Science. 4, 2013(2013).</li>
<li>McNear, D. H. Jr <a target="_blank" href="https://www.thcfarmer.com/community/threads/roots-soil-and-everything-in-between.83844/">The Rhizosphere - Roots, Soil, and Everything In Between.</a> Nature Education Knowledge. 4 (3), 1(2013).</li>
<li>Ortas, I. <a target="_blank" href="https://www.tandfonline.com/doi/abs/10.1080/00103629709369914">Determination of the extent of rhizosphere soil.</a> Communications in Soil Science and Plant Analysis. 28 (19-20), 1767-1776 (1997).</li>
<li>UC Davis Stable Isotope Facility. Carbon (13C) and Nitrogen (15N) Sample Preparation. , Available from:
 <a target="_blank" href="https://stableisotopefacility.ucdavis.edu/13cand15nsamplepreparation.html">https://stableisotopefacility.ucdavis.edu/13cand15nsamplepreparation.html</a> (2018).</li>
<li>Barraclough, D. <a target="_blank" href="https://link.springer.com/chapter/10.1007/978-94-009-1706-4_19">15N isotope dilution techniques to study soil nitrogen transformations and plant uptake.</a> Fertilizer research. 42 (1-3), 185-192 (1995).</li>
<li>Belter, P. R., Cahill, J. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Disentangling+root+system+responses+to+neighbours%3A+identification+of+novel+root+behavioural+strategies%5BTitle%5D)+AND+%22AoB+PLANTS%22%5BJournal%5D)">Disentangling root system responses to neighbours: identification of novel root behavioural strategies.</a> AoB PLANTS. 7, (2015).</li>
<li>Nagel, K. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.publish.csiro.au/FP/FP12023">GROWSCREEN-Rhizo is a novel phenotyping robot enabling simultaneous measurements of root and shoot growth for plants grown in soil-filled rhizotrons.</a> Functional Plant Biology. 39 (11), 891-904 (2012).</li>
<li>Adu, M. O., Yawson, D. O., Bennett, M. J., Broadley, M. R., Dupuy, L. X., White, P. J. <a target="_blank" href="https://www.jstage.jst.go.jp/article/plantroot/11/0/11_16/_article/-char/ja/">A scanner-based rhizobox system enabling the quantification of root system development and response of Brassica rapa seedlings to external P availability.</a> Plant Root. 11, 16-32 (2017).</li>
<li>Neumann, G., George, T. S., Plassard, C. <a target="_blank" href="https://link.springer.com/article/10.1007/s11104-009-9953-9">Strategies and methods for studying the rhizosphere-the plant science toolbox.</a> Plant and Soil. 321 (1-2), 431-456 (2009).</li>
<li>Bodner, G., Alsalem, M., Nakhforoosh, A., Arnold, T., Leitner, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((RGB+and+Spectral+Root+Imaging+for+Plant+Phenotyping+and+Physiological+Research%3A+Experimental+Setup+and+Imaging+Protocols%5BTitle%5D)+AND+%22JoVE+%28Journal+of+Visualized+Experiments%29%22%5BJournal%5D)">RGB and Spectral Root Imaging for Plant Phenotyping and Physiological Research: Experimental Setup and Imaging Protocols.</a> JoVE (Journal of Visualized Experiments). (126), e56251-e56251 (2017).</li>
<li>Kuchenbuch, R. O., Ingram, K. T. <a target="_blank" href="https://onlinelibrary.wiley.com/doi/abs/10.1002/1522-2624(200210)165:5%3C573::AID-JPLN573%3E3.0.CO;2-W">Image analysis for non-destructive and non-invasive quantification of root growth and soil water content in rhizotrons.</a> Journal of Plant Nutrition and Soil Science. 165 (5), 573-581 (2002).</li>
<li>Dresbøll, D. B., Thorup-Kristensen, K., McKenzie, B. M., Dupuy, L. X., Bengough, A. G. <a target="_blank" href="https://link.springer.com/article/10.1007/s11104-013-1592-5">Timelapse scanning reveals spatial variation in tomato (Solanum lycopersicum L.) root elongation rates during partial waterlogging.</a> Plant and Soil. 369 (1-2), 467-477 (2013).</li>
<li>Wu, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((RhizoChamber-Monitor%3A+a+robotic+platform+and+software+enabling+characterization+of+root+growth%5BTitle%5D)+AND+%22Plant+Methods%22%5BJournal%5D)">RhizoChamber-Monitor: a robotic platform and software enabling characterization of root growth.</a> Plant Methods. 14 (1), 44(2018).</li>
<li>Rogers, S. W., Moorman, T. B., Ong, S. K. <a target="_blank" href="https://dl.sciencesocieties.org/publications/sssaj/abstracts/71/2/620">Fluorescent In Situ Hybridization and Micro-autoradiography Applied to Ecophysiology in Soil.</a> Soil Science Society of America Journal. 71 (2), 620-631 (2007).</li>
<li>Eickhorst, T., Tippkötter, R. <a target="_blank" href="https://www.sciencedirect.com/science/article/pii/S0038071707002477">Detection of microorganisms in undisturbed soil by combining fluorescence in situ hybridization (FISH) and micropedological methods.</a> Soil Biology and Biochemistry. 40 (6), 1284-1293 (2008).</li>
<li>Spohn, M., Kuzyakov, Y. <a target="_blank" href="https://www.sciencedirect.com/science/article/pii/S0038071713002800">Distribution of microbial- and root-derived phosphatase activities in the rhizosphere depending on P availability and C allocation - Coupling soil zymography with 14C imaging.</a> Soil Biology and Biochemistry. 67, 106-113 (2013).</li>
<li>Lv, G., Kang, Y., Li, L., Wan, S. <a target="_blank" href="https://link.springer.com/article/10.1007/s00271-009-0200-1">Effect of irrigation methods on root development and profile soil water uptake in winter wheat.</a> Irrigation Science. 28 (5), 387-398 (2010).</li>
<li>Asseng, S., Ritchie, J. T., Smucker, A. J. M., Robertson, M. J. <a target="_blank" href="https://link.springer.com/article/10.1023/A:1004317523264">Root growth and water uptake during water deficit and recovering in wheat.</a> Plant and Soil. 201 (2), 265-273 (1998).</li>
<li>Hernandez-Ramirez, G., et al. <a target="_blank" href="https://dl.sciencesocieties.org/publications/sssaj/abstracts/78/4/1392">Root Responses to Alterations in Macroporosity and Penetrability in a Silt Loam Soil.</a> Soil Science Society of America Journal. 78 (4), 1392-1403 (2014).</li>
<li>Zhang, Y. L., Wang, Y. S. <a target="_blank" href="https://www.sciencedirect.com/science/article/pii/S1002016006600829">Soil enzyme activities with greenhouse subsurface irrigation.</a> Pedosphere. 16 (4), 512-518 (2006).</li>
<li>Robinson, D., Hodge, A., Griffiths, B. S., Fitter, A. H. <a target="_blank" href="http://rspb.royalsocietypublishing.org/content/266/1418/431.short">Plant root proliferation in nitrogen-rich patches confers competitive advantage.</a> Proceedings of the Royal Society of London B: Biological Sciences. 266 (1418), 431-435 (1999).</li>
<li>Lobet, G., Draye, X. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Novel+scanning+procedure+enabling+the+vectorization+of+entire+rhizotron-grown+root+systems%5BTitle%5D)+AND+%22Plant+Methods%22%5BJournal%5D)">Novel scanning procedure enabling the vectorization of entire rhizotron-grown root systems.</a> Plant Methods. 9, 1(2013).</li>
<li>Swarup, R., Wells, D. M., Bennett, M. J. <a target="_blank" href="https://www.taylorfrancis.com/books/9781439846490">Root Gravitropism.</a> Plant Roots: The Hidden Half. , (2013).</li>
<li>Smit, A. L., Bengough, A. G., Engels, C., van Noordwijk, M., Pellerin, S., van de Geijn, S. C. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aSmit%2C+AL+%22Root+Methods%3A+A+Handbook%22">Root Methods: A Handbook</a>. , Springer Science & Business Media. (2000).</li>
<li>van Dusschoten, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.plantphysiol.org/content/early/2016/01/04/pp.15.01388.abstract">Quantitative 3D Analysis of Plant Roots Growing in Soil Using Magnetic Resonance Imaging1[OPEN].</a> Plant Physiology. 170 (3), 1176-1188 (2016).</li>
<li>Metzner, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Direct+comparison+of+MRI+and+X-ray+CT+technologies+for+3D+imaging+of+root+systems+in+soil%3A+potential+and+challenges+for+root+trait+quantification%5BTitle%5D)+AND+%22Plant+Methods%22%5BJournal%5D)">Direct comparison of MRI and X-ray CT technologies for 3D imaging of root systems in soil: potential and challenges for root trait quantification.</a> Plant Methods. 11, 17(2015).</li>
</ol>

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Ryzoboxy opisane w tym protokole mogą być używane do odpowiadania na różne pytania w nauce o korzeniach i ryzosferach, a także znalazły różne zastosowania gdzie indziej 10,20,21,22,23,24,25. Inni badacze wykonali poklatkowe zdjęcia kłączoboxów 21,25,26, nie...

Chociaż często pomijane w porównaniu do swoich naziemnych odpowiedników, korzenie odgrywają kluczową rolę w pozyskiwaniu składników odżywczych dla roślin. Biorąc pod uwagę znaczne koszty emisji dwutlenku węgla związane z budową i utrzymaniem korzeni, rośliny wykształciły mechanizmy umożliwiające rozwój korzeni tylko tam, gdzie żerowanie jest warte inwestycji. Systemy korzeniowe mogą zatem efektywnie i dynamicznie eksploatować plamy zasobów, rozmnażając się w gorących punktach, zwiększając tempo pobierania i szybko przenosząc składniki odżywcze do łyka w celu dalszego transportu1. Reakcje plastyczności mogą się znacznie różnić w zależności od gatunku rośliny lub genotypu2,3 i w zależności od formy chemicznej danego składnika odżywczego4,5. Należy dalej badać różnice w plastyczności korzeni, ponieważ zrozumienie złożonych reakcji korzeni na niejednorodne zasoby glebowe może dostarczyć informacji na temat strategii hodowli i zarządzania w celu zwiększenia efektywności wykorzystania składników odżywczych w rolnictwie.
Pomimo swojej konieczności i znaczenia dla zrozumienia systemów roślinnych, wizualizacja i ilościowe określenie plastyczności korzeni w odpowiednich skalach stanowi wyzwanie techniczne. Wykopywanie korony korzeniowej z gleby ("shovelomics"6) jest powszechną metodą, ale drobne korzenie wykorzystują małe pory między agregatami glebowymi, a wykopy nieuchronnie prowadzą do pewnego stopnia utraty tych delikatnych korzeni. Co więcej, destrukcyjne zbiory uniemożliwiają śledzenie zmian w jednym systemie korzeniowym w czasie. Metody obrazowania in situ, takie jak rentgenowska tomografia komputerowa, umożliwiają bezpośrednią wizualizację korzeni i zasobów glebowych w wysokiej rozdzielczości przestrzennej7, ale są drogie i wymagają specjalistycznego sprzętu. Eksperymenty hydroponiczne pozwalają uniknąć ograniczeń związanych z wydobywaniem korzeni z gleby, ale morfologia i architektura korzeni różnią się w środowisku wodnym w porównaniu z ograniczeniami mechanicznymi i złożonością biofizyczną gleb8,9. Wreszcie, procesy i funkcje ryzosfery nie mogą być zintegrowane z plastycznością rozwojową w tych sztucznych pożywkach.
Przedstawiamy protokół budowy i użytkowania rhizoboxów (wąskich, prostokątnych pojemników o przezroczystych ściankach) jako tanią, konfigurowalną metodę charakteryzowania wzrostu korzeni w glebie w czasie. Specjalnie zaprojektowane ramki zachęcają korzenie do wzrostu preferencyjnie w stosunku do tylnego panelu ze względu na grawitropizm, zwiększając dokładność pomiarów długości korzeni. Rhizoboxy są powszechnie używane do badania wzrostu korzeni i interakcji ryzosfery10,11,12, ale przedstawiona tutaj metoda oferuje przewagę w prostocie dzięki jednokomorowej konstrukcji i niedrogim materiałom i jest przeznaczona do badania reakcji korzeni na zlokalizowane składniki odżywcze. Metodę tę można jednak również zaadaptować do badania szeregu innych procesów zachodzących w korzeniach i ryzosferach, takich jak konkurencja wewnątrzgatunkowa i międzygatunkowa, przestrzenne rozmieszczenie związków chemicznych, drobnoustrojów czy aktywność enzymów. W tym miejscu badamy różnice genotypowe między mieszańcami kukurydzy w odpowiedzi na plamy 15pozostałości roślin strączkowych znakowanych N i podkreślamy reprezentatywne wyniki w celu walidacji metody ryzoboksowej.

<table><tbody><tr><td>Rura PVC o średnicy 1,27 cm</td><td>JM Eagle</td><td>530048</td><td>305 cm w pudełku, pocięta na odcinki określone w protokole</td></tr><tr><td>Kolanka boczne PVC</td><td>Lasco</td><td>315498</td><td>2 w pudełku</td></tr><tr><td>Kolanka PVC 90 stopni</td><td>Charlotte</td><td>PVC 02300 0600</td><td>4 w pudełku</td></tr><tr><td>Łączniki PVC T</td><td>Charlotte</td><td>02402 0600</td><td>4 w pudełku</td></tr><tr><td>Szyby akrylowe ekstrudowane</td><td>TAP Tworzywa sztuczne</td><td>Nie</td><td>dotyczy 2 w pudełku, 0,64 cm grubości x 40,5 cm szerokości x 61 cm długości</td></tr><tr><td>Przekładki HDPE (boki)</td><td>TAP Plastics</td><td>N/A</td><td>2 w pudełku, 0,64 cm grubości x 2,5 cm szerokości x 57 cm długości</td></tr><tr><td>Przekładki HDPE (na dole)</td><td>TAP Plastics</td><td>N/A</td><td>1 w pudełku, 0,64 cm grubości x 2,5 cm szerokości x 40,5 cm długości</td></tr><tr><td>Przekładki HDPE (łatka)</td><td>TAP Plastics</td><td>N/A</td> 2 <td>w pudełku, 0,64 cm grubości x 3,8 cm szerokości x 28 cm długości</td></tr><tr><td>Poliestrowe mrugnięcie</td><td>Fairfield</td><td>#A-X90</td><td>2,5 cm x 40,5 cm pasek w pudełku</td></tr><tr><td>20</td><td>gwintowanych N/A</td><td>N/A</td><td>3,2 cm długości, 0,64 cm średnicy</td></tr><tr><td>Podkładki</td><td>N/A</td><td>N/A</td><td>0,64 cm średnica wewnętrzna</td></tr><tr><td>Nakrętki sześciokątne</td><td>N/A</td><td>N/A</td><td>dopasowane do Tkanina</td></tr><tr><td>deprywująca światło</td><td>Americover, Inc.</td><td>Bold 8WB26.5</td><td>1 sztuka 95 cm szerokości i 69 cm długości w pudełku</td></tr><tr><td>Piasek</td><td>Quikrete</td><td>nr 1113</td><td></td></tr><tr><td>Ziemia polowa</td><td>NIE DOTYCZY</td><td></td> NIE DOTYCZY <td></td></tr><tr><td>Folie do śledzenia</td><td>FXN</td><td>FXNT1319100S</td><td>Jedna na stronę pudełka do śledzenia</td></tr></tbody></table>

zoptymalizowany protokół rhizobox do wizualizacji wzrostu korzeni i reakcji na zlokalizowane składniki odżywcze

An Optimized Rhizobox Protocol to Visualize Root Growth and Responsiveness to Localized Nutrients

Korzenie są niezwykle trudne do zbadania. Gleba stanowi zarówno wizualną, jak i mechaniczną barierę, co utrudnia śledzenie korzeni in situ bez destrukcyjnych zbiorów lub drogiego sprzętu. Przedstawiamy konfigurowalną i niedrogą metodę rhizobox, która pozwala na nieniszczącą wizualizację wzrostu korzeni w czasie i jest szczególnie dobrze przystosowana do badania plastyczności korzeni w odpowiedzi na zlokalizowane plamy zasobów. Metodę zwalidowano, oceniając zmienność genotypową kukurydzy w reakcjach plastyczności na plastry zawierające 15pozostałości roślin strączkowych znakowanych N. Opisano metody pozwalające na uzyskanie reprezentatywnych pomiarów rozwojowych w czasie, pomiar gęstości długości korzeni w łatach zawierających zasoby i kontrolnych, obliczanie tempa wzrostu korzeni oraz określanie odzyskiwania 15N przez korzenie i pędy roślin. Omówiono również zalety, zastrzeżenia i potencjalne przyszłe zastosowania metody. Chociaż należy dołożyć starań, aby zapewnić, że warunki eksperymentalne nie zniekształcą danych dotyczących wzrostu korzeni, przedstawiony tutaj protokół rhizobox daje wiarygodne wyniki, jeśli zostanie przeprowadzony z wystarczającą dbałością o szczegóły.

Korzenie rosły preferencyjnie przy tylnej ściance pudełka, zgodnie z oczekiwaniami. Całkowita odrysowana długość korzeni na tylnej ściance pudełka wynosiła od 400 do 1 956 cm, w porównaniu do 93–758 cm na przedniej ściance. Obliczono współczynniki korelacji Pearsona dla par wartości zeskanowanej długości korzeni oraz odrysowanej długości korzeni na przedniej ściance pudełka, tylnej ściance pudełka, a także dla sumy z przedniej i tylnej ścianki, aby określić, czy odrysowywanie dokładnie od...

Wizualizacja i pomiar wzrostu korzeni in situ jest niezwykle trudne. Przedstawiamy konfigurowalną metodę rhizobox do śledzenia rozwoju i proliferacji korzeni w czasie w odpowiedzi na wzbogacenie w składniki odżywcze. Metoda ta służy do analizy różnic genotypowych w plastyczności korzeni kukurydzy w odpowiedzi na organiczne źródło azotu.

Zoptymalizowany protokół Rhizobox do wizualizacji wzrostu korzeni i reakcji na zlokalizowane składniki odżywcze

Roots are notoriously difficult to study. Soil is both a visual and mechanical barrier, making it difficult to track roots in situ without destructive ...

Ta metoda może pomóc odpowiedzieć na kluczowe pytania w dziedzinie nauki o korzeniach i ryzosferze, takie jak to, jak korzenie reagują na zlokalizowane plamy składników odżywczych. Główną zaletą tej techniki jest to, że pozwala na powtarzalne, nieinwazyjne pomiary pojedynczego systemu korzeniowego w glebie, ale nie wymaga specjalistycznego sprzętu i jest stosunkowo niedroga. Zbierz części do Rhizoboxa do montażu.Należą do nich przednie i tylne panele wykonane z przezroczystego akrylu o wymiarach około 40 centymetrów na 61 centymetrów. W tym miejscu na górze tylnego panelu znajdują się boczne i dolne przekładki. Przekładki są wyrównane z wcześniej wywierconymi otworami w panelach.Wytnij odcinek poliestrowej wyściółki, który będzie przebiegał wzdłuż dna Rhizobox. Połóż wyściółkę na tylnym panelu bezpośrednio nad dolną przekładką, aby zapobiec wyciekom. Umieść górny panel na miejscu na podkładkach dystansowych, aby utrzymać wyściółkę na miejscu.Teraz zdobądź sprzęt do złożenia Rhizoboxa. Użyj, dwóch podkładek i nakrętki sześciokątnej do każdego z wywierconych otworów. Umieść podkładkę na panelu przednim i dokręć przez nią do tylnego panelu.Kolejna podkładka i nakrętka sześciokątna. Aby uniknąć utraty gleby, upewnij się, że wszystkie są bardzo dokręcone. Utwórz również dwie przekładki, aby utworzyć plastry zabiegowe i kontrolne.Wykonaj je z arkuszy polietylenu o wysokiej gęstości i przykręć u góry, aby umożliwić tylko częściowe włożenie. W celu pozbawienia światła i redukcji ciepła przygotuj etui ochronne, które może zamknąć pudełko. Na koniec zbuduj ramę, aby zachęcić korzenie do wyrastania na tylnym panelu.Ta rama z PVC utrzymuje pudełko pod kątem około 55 stopni. Przygotuj zhomogenizowaną mieszaninę ziemi polowej i piasku. Zacznij od dużej torby zawierającej mieszaninę substratów dla każdego Rhizoboxa.Oznacz dwie małe torebki z zamkiem błyskawicznym w pudełku na plastry lecznicze i kontrolne. Użyj wagi i zważ 30 gramów podłoża z piasku glebowego. Przenieść substrat do worka kontrolnego.W ten sam sposób dodaj 30 gramów substratu do worka zabiegowego. Następnie zważ jeden gram azotu oznaczonego jako źródło azotu 15 i dodaj go do worka zabiegowego. Dokładnie wymieszać podłoże i źródło azotu.Pracuj z jednym Rhizoboxem i jego przekładkami do łat. Włóż dwie przekładki do Rhizobox, aż śruba uniemożliwi dalszy ruch. Zaznacz głębokość dolnej krawędzi przekładek z boku Rhizoboxa.Następnie usuń przekładki, aby wykonać kolejne kroki. Za pomocą lejka napełnij Rhizobox z dużego worka z podłożem na zaznaczoną głębokość. Przesuwaj lejek do przodu i do tyłu powoli i równomiernie, aby równomiernie napełnić Rhizobox.Gdy podłoże znajdzie się na zaznaczonej głębokości, włóż przekładki do pudełka. Powinny znajdować się pięć centymetrów od lewej i prawej strony pudełka. Kontynuuj napełnianie pudełka, aż podłoże znajdzie się około pięciu centymetrów od górnej części pudełka.Następnie zorganizuj powolne nawadnianie podłoża w pudełku za pomocą 150 mililitrów wody z emiterami kroplowymi lub ręcznie. Pozwól mu odpocząć przez kilka godzin lub na noc, aby woda dyfundowała, a obszar wokół każdej przekładki był dokładnie zwilżony. W tym momencie usuń przekładki, aby pozostawić pustą wnękę na łaty.Teraz przyklej przezroczystą folię na zewnątrz pudełka. Użyj przezroczystości, aby oznaczyć jedną łatkę jako leczenie, a drugą jako kontrolę. Następnie użyj lejka i przygotowanego podłoża kontrolnego, aby wypełnić plaster kontrolny.Jest to oznaczona łatka kontrolna po jej wypełnieniu. W ten sam sposób należy przejść do wypełnienia plastra zabiegowego przygotowanym substratem zabiegowym. Po zakończeniu użyj markera permanentnego, aby prześledzić granicę każdej plamy na przezroczystej folii.Następnie napełnij Rhizobox równomiernie pozostałym podłożem z dużej torby. Zakończ, obrysowując górną część podłoża na przezroczystości. Gdy pudełko będzie gotowe, przeszczep kiełkujące nasiona.Najpierw użyj wąskiej szpatułki, aby wykopać dziurę w środku Rhizoboxa. Otwór powinien mieć głębokość 2,5 centymetra. Umieść kiełkujące nasiona w środku, upewniając się, że rodnik jest skierowany bezpośrednio w dół.Prześledź położenie nasion na przezroczystości dołączonej do pudełka. Przykryj nasiona, a następnie podlej je do 50 mililitrów wody dejonizowanej. Następnie zamknij pudełko w etui, aby zapobiec interakcji światła z korzeniami podczas wzrostu.Zabierz pudełko do przygotowanej do tego ramy. Umieść Rhizobox na ramie, aby pobudzić wzrost w kierunku tylnej ramy. Odzyskaj pudełko po każdych trzech do czterech dniach wzrostu roślin.Po zdjęciu etui śledź widoczne korzenie rośliny, za każdym razem używając pisaka w innym kolorze. Podobnie jak w tym przykładzie, w tym kroku należy zachować spójność i systematyczność. Umieść zakryte pudełko na stojaku i upewnij się, że jest w pierwotnej orientacji.W tym przypadku całkowita długość korzeni narysowanych na odwrocie 24 Rhizoboxów jest wykreślana w stosunku do długości korzeni zmierzonych za pomocą skanera i oprogramowania komputerowego. Podobny wykres dla prześledzonych wzorów korzeni z przodu pudełka pokazuje, że korzenie rosły preferencyjnie na tyłach pudełka. Spójne nachylenia na tym wykresie logarytmu całkowitej długości korzenia w funkcji dni wzrostu sugerują, że tempo wzrostu było podobne między różnymi pudełkami.Poniżej znajdują się dane dotyczące gęstości długości korzeni dla jednego genotypu kukurydzy. Gęstość łaty kontrolnej jest mniejsza niż gęstość łatki poddanej działaniu azotu. W eksperymencie porównano gęstość długości korzeni dla sześciu oddzielnych genotypów kukurydzy.We wszystkich przypadkach gęstość długości korzeni była większa w plastrze zabiegowym znakowanym azotem 15 w porównaniu z plastrem kontrolnym. Protokół ten można łączyć z innymi metodami, takimi jak sfigmografia lub hybrydyzacja in situ z fluorescencyjnym kwiatem, w celu wizualizacji przestrzennego rozkładu aktywności enzymów lub drobnoustrojów.

an-optimized-rhizobox-protocol-to-visualize-root-growth

Research

JoVE Journal

Environment

Środowisko

Niniejszy artykuł przedstawia protokół hodowli siewek Arabidopsis w RootChip, mikrofluidycznej platformie obrazowania, która łączy zautomatyzowaną kontrolę warunków wzrostu z mikroskopijnym monitorowaniem korzeni oraz pomiarem wewnątrzkomórkowych poziomów metabolitów w oparciu o technikę FRET.

Obrazowanie fluorescencyjne w czasie rzeczywistym wzrostu korzeni Arabidopsis z szybką manipulacją środowiskiem korzenia przy użyciu urządzenia RootChip

Ten protokół opisuje proces szybkiego zbierania obrazów sadzonek rzodkiewnika reagujących na bodziec grawitacyjny za pomocą dostępnych na rynku skanerów płaskich.  Metoda ta pozwala na niedrogie, wysokonakładowe przechwytywanie obrazów o wysokiej rozdzielczości, które można poddać dalszym algorytmom analizy.

Używanie skanerów płaskich do zbierania poklatkowych obrazów o wysokiej rozdzielczości odpowiedzi grawitropowej korzenia rzodkiewnika

Przedstawiona tutaj jest prosta technika konfokalnego obrazowania poklatkowego o wysokiej rozdzielczości rozwoju korzeni i hipokotylu przez okres do 3 dni przy użyciu obiektywów o dużej aperturze numerycznej i perfluorodekaliny jako medium immersyjnego.

Prosta komora do długoterminowego obrazowania konfokalnego rozwoju korzeni i hipokotylu

Ten artykuł pokazuje, jak hodować siewki Arabidopsis thaliana w dwuwarstwowej platformie mikroprzepływowej, która ogranicza główny korzeń i włośniki do jednej płaszczyzny optycznej. Platforma ta może być wykorzystywana do obrazowania optycznego w czasie rzeczywistym drobnej morfologii korzeni, a także do obrazowania w wysokiej rozdzielczości za pomocą innych środków.

Obrazowanie morfologii włośnika siewek rzodkiewnika w dwuwarstwowej platformie mikroprzepływowej

Przedstawiono eksperymentalny protokół oceny systemów korzeniowych roślin uprawianych w glebie za pomocą RGB i obrazowania hiperspektralnego. Połączenie szeregów czasowych obrazu RGB z informacjami chemometrycznymi ze skanów hiperspektralnych optymalizuje wgląd w dynamikę korzeni roślin.

RGB i spektralne obrazowanie korzeni do fenotypowania roślin i badań fizjologicznych: konfiguracja eksperymentalna i protokoły obrazowania

Tutaj opisujemy hydroponiczny test wzrostu roślin, aby określić ilościowo obecność gatunków i zobrazować przestrzenne rozmieszczenie bakterii podczas początkowej kolonizacji korzeni roślin i po ich przeniesieniu do różnych środowisk wzrostu.

Monitorowanie kolonizacji i utrzymania kolonizacji bakteryjnej korzeni Arabidopsis thaliana w pływającym systemie hydroponicznym

Ten protokół przedstawia przepływ pracy dla sub-mm wizualizacji 2D wielu labilnych nieorganicznych składników odżywczych i zanieczyszczeń rozpuszczonych za pomocą gradientów dyfuzyjnych w cienkich warstwach (DGT) w połączeniu z obrazowaniem spektrometrii mas. Pobieranie próbek substancji rozpuszczonych i analiza chemiczna o wysokiej rozdzielczości są szczegółowo opisane w celu ilościowego mapowania substancji rozpuszczonych w ryzosferze roślin lądowych.

Dwuwymiarowa wizualizacja i kwantyfikacja labilnych, nieorganicznych składników odżywczych roślin i zanieczyszczeń w glebie

Tutaj prezentujemy ulepszony protokół testu chemotaksji. Celem tego protokołu jest zmniejszenie liczby etapów i kosztów tradycyjnych metod chemotaksji bakteryjnej oraz służenie jako cenne źródło informacji o interakcjach między roślinami a mikroorganizmami.

Ulepszony test chemotaksji do szybkiej identyfikacji chemoatraktantów ryzo bakteryjnych w wysiękach korzeniowych

Używamy prostych narzędzi laboratoryjnych do badania architektury systemu korzeniowego (RSA) Arabidopsis i Medicago. Sadzonki są uprawiane hydroponicznie na siatce i rozprowadzane za pomocą pędzla artystycznego, aby odsłonić RSA. Obrazy są wykonywane za pomocą skanowania lub kamery o wysokiej rozdzielczości, a następnie analizowane za pomocą ImageJ w celu zmapowania cech.

Prosty protokół mapowania cech architektury systemu korzeniowego roślin

Spaliny z elektrowni są tanim źródłem CO2 dla wzrostu glonów. Zbudowaliśmy prototypowe systemy "od gazów spalinowych do hodowli glonów" i opisaliśmy, jak zwiększyć skalę procesu hodowli glonów. Wykazaliśmy zastosowanie modelu bioreakcji z przeniesieniem masy do symulacji i zaprojektowania optymalnej pracy gazów spalinowych do wzrostu Chlorella sp. w fotobioreaktorach glonów.

Optymalizacja ustawień spalin w celu promowania wzrostu mikroalg w fotobioreaktorach za pomocą symulacji komputerowych

Poznaj metodę rhizobox do wizualizacji wzrostu korzeni kukurydzy w odpowiedzi na zlokalizowane składniki odżywcze. Ta technika umożliwia nieinwazyjne, wielokrotne pomiary systemu korzeniowego w glebie bez specjalistycznego sprzętu.

Zoptymalizowany protokół Rhizobox do wizualizacji wzrostu korzeni i reakcji na zlokalizowane składniki odżywcze

Przeglądaj więcej filmów