Name: Techniki rozrodu do monitorowania i kontroli jajników u (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2019-05-12T12:30:00.000+00:00
Duration: 4 min 37 s
Description: Poznaj technikę odwracalnej owariotomii u płazów, umożliwiającą pobieranie oocytów bez konieczności eutanazji. Metoda pozwala na długoterminowe monitorowanie zdrowia reprodukcyjnego i badanie patologii zatrzymanych jaj.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Natalie Calatayud chciałaby podziękować dr Barbarze Durrant za szkolenie i pomoc w zakresie ultrasonografii, a także Exploradora de Immuebles, S.A. (EISA) za przyznanie pomocy finansowej na moje stanowisko pracownika naukowego w SDZG. Podziękowania dla dr Kylie Cane za komentarze do manuskryptu, a także dla oficjalnych recenzentów (kimkolwiek by nie byli). Podziękowania dla Jonathana Daina, naszego stypendysty 2018 Summer Fellow, San Diego Zoo Institute for Conservation Research za udostępnienie zdjęć (Rysunek 1A,B). Monica Stoops wyraża wdzięczność Stowarzyszeniu Ogrodów Zoologicznych i Akwariów (Association of Zoos and Aquariums Conservation Fund) oraz Disney Worldwide Conservation Fund za wsparcie finansowe w celu stworzenia populacji Necturus w niewoli. Dodatkowo wsparcie otrzymano również w postaci prywatnych darowizn od rzeczniczki, pani Iris de la Motte. Podziękowania należą się panu Christopherowi DeChantowi i dr Markowi Campbellowi za ich znaczący wkład w badania.

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Bezpośrednia obsługa, obserwacja wzrokowa i pomiary morfometryczne zapewniają techniki nieinwazyjne i są pierwszymi kryteriami oceny określającymi etap rozrodczy samicy. Jednak to badanie pokazuje, że ciążące jajniki nie zawsze mogą być wiarygodnie zidentyfikowane za pomocą badania palpacyjnego. W zależności od gatunku, ciążące jajniki można czasami wykryć wizualnie przez półprzezroczystą (ryc. 13A, B) lub całkowicie przezroczystą skórę po brzusznej stronie zwierzęcia (ryc. 13C). Samice, które zakończyły składanie jaj, mogą wykazywać oczywiste zmiany w wyglądzie w porównaniu z samicami z ciężarem (np. luźna skóra i utrata do 30% masy ciała, ryc. 13D). Podczas rozmnażania samce i samice będą wykazywać pewne zachowania, które dostarczają informacji o bliskości owulacji i składania jaj. W przypadku R. muscosa oznaczenia, że samica jest bliska złożenia jaj, zaczynają się od wejścia samicy w stanie na rękach.
Zastosowanie technologii ultradźwiękowej u Anuranów i Caudates pozwala na diagnozę obecności lub braku jaj oraz tego, czy składanie jaj było związane z całkowitym lub częściowym uwolnieniem rozwiniętych komórek jajowych. W związku z tym metoda ta zapewnia pełniejszą i dokładniejszą ocenę stanu rozrodczego, nie ograniczając się do określania stanu ciężkości/braku ciężaru za pomocą techniki wizualizacji, która różni się w zależności od przezroczystości skóry brzucha lub konsystencji naskórka u różnych gatunków. Ultradźwięki mogą być wykonywane ze względną łatwością i przy niewielkim stresie dla zwierząt (ryc. 5 i ryc. 13) i mogą być wykorzystywane do charakteryzowania cykli rozrodczych i określania statusu rozrodczego4. Bardzo ważne jest, aby zapoznać się z gatunkiem; jednak badanie to wykazało, że Necturus i R. muscosa mają wspólne objawy rozwojowe w swoich wzorcach rozrodczych, co pozwala na podobną klasyfikację etapu rozrodczego (ryc. 5). Dzięki tej technologii istnieją obecnie dowody na to, że rozwój jaj jest wysoki u żyjących w niewoli Necturus i R. muscosa oraz że oba te gatunki podążają za wzorcem sezonowym. Chociaż przyczyny tych zjawisk są nieznane i wymagają dalszych badań, bez użycia ultradźwięków kilka obszarów dysfunkcji jajników, takich jak zatrzymywanie komórek jajowych i częściowe składanie jaj, pozostałoby niewykrytych. Przyszłe zastosowania tej techniki zostaną wykorzystane do określenia, czy samice powinny być wybierane do hodowli w danym roku i czy składanie jaj jest zakończone.
Protokół pobierania krwi, taki jak ten przedstawiony u R. muscosa, który jest zarówno skuteczny, jak i powoduje minimalny stres u zwierzęcia, jest optymalny do badania profili hormonalnych u anuranów żyjących w niewoli i żyjących na wolności (Calatayud, niepublikowane). Do tej pory nie ma informacji na temat rocznych profili hormonalnych R. muscosa żyjących w niewoli, a tym samym nie ma wiedzy na temat tego, jak hormony wpływają na ich zdrowie i reprodukcję. Co więcej, mając dowody na to, że samice tego gatunku mogą nie być jednorocznymi rozpłodami, profilowanie hormonalne będzie kolejną metodą śledzenia cykli jajnikowych. Wraz z ultradźwiękami, analiza hormonalna może prowadzić do lepszego przewidywania, jakie samice będą gotowe do złożenia jaj. Ponadto w ubiegłym roku udokumentowano dwa przypadki interpłciowości w populacji R. muscosa żyjącej w niewoli. Ponadto rozwój opuszków kciuków został zauważony u niektórych starszych kobiet założycielek. Przyczyny tego są obecnie badane, ale wstępne wyniki sugerują, że może to mieć związek ze zmianami w poziomie testosteronu (Calatayud, niepublikowane). Rozpoznanie cykli hormonalnych u kobiet w różnym wieku pomoże nam zrozumieć, dlaczego kobiety mogą rozwijać drugorzędowe cechy płciowe związane z mężczyznami i czy należy się tego spodziewać w starzejącej się populacji.
Egzogenna terapia hormonalna jest stosowana w celu przezwyciężenia dysfunkcji rozrodczych często spotykanych u żyjących w niewoli. Jednak zarówno w przypadku populacji R. muscosa , jak i Necturus w tym badaniu nie wykryto istotnych różnic w składaniu jaj między samicami leczonymi hormonami i kontrolnymi odpowiednio w okresie 2 i 5 lat. Może to wskazywać na to, że zastosowany protokół podawania hormonów, dawki, torowanie i kombinacja hormonów nie były odpowiednie dla danego gatunku. Bliższa analiza historii rozrodczych poszczególnych samic sugeruje, że R. muscosa może nie doświadczać corocznego rozmnażania, co może również tłumaczyć brak efektu hormonalnego obserwowanego u leczonych samic. Ponieważ pewien odsetek samic konsekwentnie pomija rozmnażanie każdego roku, zrozumienie naturalnej historii gatunku może pomóc w ustaleniu, czy istnieje zapotrzebowanie na egzogenne hormony i kiedy mogą być one najbardziej skuteczne. Procedury opisane w tym artykule mogą być stosowane do wielu gatunków (tabela 1) i dotyczą anuranów w zakresie od 5 g do 150 g; Większe zwierzęta mogą wymagać różnych strzykawek i igieł. Lokalizacja wstrzyknięcia różni się w zależności od niektórych hormonów wymagających wstrzyknięcia domięśniowego, dootrzewnowego, podskórnego lub śródskórnego (ryc. 7).
Operacja w celu wycięcia jajników jest powszechną metodą stosowaną u różnych gatunków w celu uzyskania oocytów do badań embriologicznych. Owariektomia może być również wskazana w przypadku kontroli populacji i problemów medycznych, takich jak zatrzymywanie komórek jajowych. W przypadku częściowej owariektomii, w której pobieranie komórek jajowych odbywa się w celach badawczych, operacja musi zapewnić, że zwierzę pozostanie zdolne do reprodukcji. Podawanie PGF2α okazało się obiecujące w rozwiązywaniu problemu zatrzymywania jaj u samic R. muscosa. U kilku osobników PGF2α spowodował całkowite złożenie wcześniej zatrzymanych jaj, ale u innych wystąpiło tylko częściowe złożenie, co wymagało ręcznego usuwania wszystkich jaj. Podczas gdy PGF2α może służyć jako alternatywa dla chirurgicznego zatrzymywania jaj u R. muscosa, jego zdolność do radzenia podobnym stanom patologicznym u innych będzie wymagała walidacji specyficznej dla gatunku. Gdy interwencja chirurgiczna jest wymagana u pacjenta z Anuranem lub ogoniastym, konieczne jest zapewnienie odpowiedniej płaszczyzny znieczulenia przed wykonaniem nacięć. Umiejętności wnikliwej obserwacji są potrzebne do oceny i monitorowania normatywnych reakcji na indukcję i odzyskiwanie, jak opisano w tym badaniu dla każdego z taksonów. Po zapoznaniu się ze specyficzną anatomią, odpowiednim podejściem chirurgicznym, hemostazą, delikatną manipulacją tkankami i odpowiednim postępowaniem pooperacyjnym, operacje rozrodu nie stanowią przytłaczającej przeszkody.

od dawna są uznawane za ważne modele biologiczne i medyczne przez szeroki zakres dyscyplin badawczych. Dane uzyskane w wyniku badań nad poszczególnymi gatunkami, takimi jak Xenopus laevis i X. tropicalis, żaba lamparcia (Lithobates (dawniej Rana) pipiens) i aksolotl (Ambystoma mexicanum) zostały zastosowane do wielu innych gatunków kręgowców, w tym do ludzi. Techniki weterynaryjne, hodowlane i wspomaganego rozrodu, które wyłoniły się z badań nad tymi i innymi, zapewniają pomoc tym, których zadaniem jest rozwijanie skutecznej opieki, utrzymania i trwałości rzadszych populacji w niewoli1,2,3,4.
Rośnie zainteresowanie równoczesnym stosowaniem metod ochrony in i ex situ w celu odwrócenia fali wymierania wielu zagrożonych gatunków1,2. W artykule przedstawiono obecnie dostępne metodologie monitorowania i kontrolowania funkcji jajników u modelowych gatunków Anurans i Caudates. Ponadto przedstawiono istniejące techniki rozwiązywania powszechnej patologii reprodukcyjnej polegającej na zatrzymywaniu komórek jajowych.
Podobnie jak w wielu grupach taksonomicznych, kontrola jajników obejmuje szereg ściśle zsynchronizowanych interakcji między środowiskiem a fizjologią. Temperatura i fotoperiod (znane jako sygnały bliższe) są dekodowane przez oko i mózg, gdzie są szybko przekształcane w procesy genetyczne, hormonalne i okołodobowe (sygnały ostateczne)3,4. Metody monitorowania i kontrolowania funkcji jajników omówione w tym artykule obejmują techniki inwazyjne i nieinwazyjne. Wymagania badawcze i dydaktyczne Instytucjonalnego Komitetu ds. Opieki i Użytkowania Zwierząt (IACUC) definiują techniki nieinwazyjne jako te, które powodują minimalny lub żaden ból fizyczny lub cierpienie psychiczne i nie wymagają leków przeciwbólowych5. W tym przypadku techniki nieinwazyjne obejmują oględziny i badanie palpacyjne, obserwacje behawioralne, oceny morfometryczne i ultrasonografię. Wręcz przeciwnie, techniki pobierania krwi, podawania hormonów i chirurgii (jajnikomia i usunięcie zatrzymanych komórek jajowych) są klasyfikowane jako inwazyjne, ponieważ mogą powodować pewien ból lub dyskomfort i wymagać znieczulenia lub pozabiegowej terapii farmakologicznej.
Nieinwazyjne techniki monitorowania jajników mogą być łatwo włączone do codziennej opieki nad większością żyjących w niewoli. W zależności od gatunku, ciężar jajnika można często określić za pomocą prostych oględzin (szklana żaba). W innych przypadkach badanie palpacyjne może wskazywać, czy samica jest ciężarna. Różne wskaźniki kondycji ciała (BCI), takie jak waga, długość pyska urostyle (SUL), długość pyska (SVL) i standardowy indeks masy (SMI) są dostępne do przewidywania obecności lub braku jaj4,6,7,8,9. Należy jednak zachować ostrożność przy interpretacji wyników, ponieważ większość z nich nie bierze pod uwagę wieku, kształtu ciała ani składu (np. zatrzymana woda w porównaniu z masą jajnika lub tłuszczem)6. Ostateczne diagnozy reprodukcyjne można uzyskać za pomocą ultrasonografii z bardziej dogłębną wiedzą na temat rozwoju komórek jajowych i oceny stopnia zaawansowania cyklu jajnikowego4,7. Ultrasonografia zapewnia również środki do potwierdzania i monitorowania patologii rozrodczych i związanych z nimi stanów fizjologicznych4, 8.
Oprócz dostarczania informacji o stanie zdrowia, pobieranie próbek krwi może być używane do pomiaru hormonów rozrodczych. Jeśli profilowanie hormonalne jest ostatecznym celem, ważne jest, aby unikać wpływów związanych ze stresem, które mogą zakłócić dane dotyczące sterydów ogólnoustrojowych. Chociaż jest to potencjalnie potężne narzędzie do monitorowania, nie przeprowadzono jeszcze badania wykazującego wrodzone reakcje endokrynologiczne na podawanie hormonów egzogennych u jakiegokolwiek gatunku. Krew można bezpiecznie pobrać z kilku miejsc; U żab obejmuje to brzuszną żyłę brzuszną, splot językowy, żyłę udową i serce9, 10. W ogoniastych krew jest pobierana z brzusznej żyły ogonowej. Stopień inwazyjności, wymagany stopień unieruchomienia, potrzeba znieczulenia, delikatność narządu, który jest celem ataku, oraz wielkość zwierzęcia to czynniki, które należy wziąć pod uwagę przy wyborze techniki pobierania pokarmu od. W tym artykule przedstawiona zostanie technika pobierania krwi z żyły twarzowo-szczękowej lub mięśniowo-skórnej żab, oryginalnie opisana przez Forzan et al.9.
Kontrola jajników jest specyficzna dla gatunku i jako taka, protokoły hormonalne powinny być testowane i optymalizowane. Poza sezonowością i związanym z nią środowiskiem hormonów krążących, kontrola jajników może być również ściśle związana z wiekiem, czasem spędzonym w niewoli i narażeniem na wielokrotne podawanie hormonów, na temat których jest niewiele informacji w literaturze11,12,13. Wdrażanie terapii hormonalnych w celu wywołania zachowań rozrodczych, produkcji gamet, dojrzewania i składania jaj stało się szeroko opisywanym podejściem do rozwiązywania typowych problemów reprodukcyjnych związanych z niewolą4,8,14,15,16. Ponieważ mechanizmy kontrolujące rozrodczość u kręgowców są wysoce konserwatywne, istnieje szereg hormonów, neuropeptydów i dostępnych na rynku leków stosowanych terapeutycznie w innych grupach taksonomicznych, które mogą być również niezawodnie stosowane u wielu gatunków (tabela 1). Hormon uwalniający gonadotropiny (GnRH) i ludzka gonadotropina kosmówkowa (hCG) (lub ich odmiany, tj. PMSG i eCG)17, 18, pojedynczo lub w połączeniu, były szeroko stosowane w programach hodowlanych żyjących w niewoli, w tym: Południowe Góry Skaliste borealne (Anaxyrus boreas boreas)4,19,20; ropucha, żaba susła ciemnego, Rana sevosa (Langhorne et al., niepublikowane)7; pies wodny z wybrzeża Zatoki Meksykańskiej, Necturus beyeri20; Ropucha Wyoming, Anaxyrus baxteri18; żaba, Rana catesbiana21; ropucha amerykańska, Anaxyrus americanus22; żaba trawna, Lymnodyaster tasmaniensis23; Coqui, Eleutherodactylus coqui24; klasa Xenopus, Xenopus laevis<sup="xref">25; ropucha Gunthera, Pseduophryne guentheri26; żaba lamparcia północna, Lithobates pipiens; argentyńska żaba rogata, ozdobna Ceratophrys; żaba rogata Cranwella, C. cranwelli; amerykańska żaba trawna, Odontophrynus americanus27; oraz salamandra ognista (Salamandra)228. Hormony steroidowe, takie jak progesteron (P4), są rzadziej zgłaszane, ale wykazały dobrą skuteczność w wywoływaniu owulacji i składania jaj u niektórych gatunków anuranów16,18,29. Prostaglandyny (zwłaszcza prostaglandyna 2-alfa (PGF2α)) biorą udział w owulacji razem z kortykosteroidami30,31,32,34 i osiągają wysokie poziomy podczas fazy owulacji31.
W badaniach in vitro, PGF2α jest silnym induktorem owulacji31, podczas gdy in vivo może wywołać składanie jaj w Rana muscosa4,30,32. Ekstrakty z przysadki mózgowej są również skutecznymi induktorami owulacji15,16,34; Jednak obawy związane z bioasekuracją i możliwością przenoszenia chorób są często czynnikiem odstraszającym kolonie hodowlane w niewoli, gdy rozważa się takie podejście35.
Ostatnia sekcja tego artykułu szczegółowo opisuje procedury chirurgiczne i przedstawia alternatywne podejścia do rozszerzenia badań nad jajnikami lub pomocy w rozwiązaniu patologii rozrodczych. Owariektomie najczęściej wykonuje się u w celu uzyskania oocytów do badań embriologicznych. Jednak może również stanowić lekarstwo na zatrzymane jaja, gdy inne opcje zawiodą. Chociaż zabieg ten jest inwazyjny, wymagający pełnego znieczulenia i nacięć w celu odsłonięcia mas jajowych, nie wymaga eutanazji. Ponadto po częściowej wycięciu jajników zwierzęta mogą w pełni wyzdrowieć i nadal być aktywne reprodukcyjnie po operacji8,36.
Opisane poniżej protokoły opisują inwazyjne i nieinwazyjne metody kontroli i monitorowania jajników u Anurans i Caudates. Konkretne gatunki wybrane do zilustrowania technik u Anuranów to R. mucosa i X. laevis. Necturus maculosus, N. beyeri, N. alabamensis i A. mexicanum należą do gatunków używanych do podobnego opisu technik w ogoniastych.

<table><tbody><tr><td>Sonda GE logiq Book XP i 8C-RS 4e10 MHz Systemy medyczne</td><td>GE Systemy medyczne GE</td><td>logiq Book XP</td><td>Ultrasonograf</td></tr><tr><td>Aloka 500 7,5 mHz liniowy lub IBEX wieloczęstotliwościowy (10-6 mHz) mikrowypukły</td><td>Systemy medyczne GE</td><td>8C-RS (10 MHz)</td> <td>Sonda ultradźwiękowa</td></tr><tr><td>BD jednorazowa strzykawka insulinowa U-100 (igła 28-29 G)</td><td>Mettler Electronics Corp CA</td><td>Sonigel</td><td>Żel do ultradźwięków (rozpuszczalny w wodzie, bez soli)</td></tr><tr><td><silny>Hormon</silny></td><td></td><td></td><td></td></tr>hormon <tr><td>uwalniający gonadotropiny</td><td>BACHEM</td><td>4012028</td><td><silny>synonim:</silny> [Des-Gly10, D-Ala6, Pro-NHEt9]-GnRH octan <silny>skrót:</silny> GnRH</td></tr><tr><td>hormon lutenizujący uwalniający hormon</td><td>BACHEM, Sigma-Aldrich</td><td>4033013; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; L1898</td><td>synonim: Pyr-His-Trp-Ser-Tyr-Gly-Leu-Arg-Pro-Gly-NH2 sól octanowa; [D-Ala6}-LHRH ocan soli hydrat <silny>skrót:</silny> LHRH</td></tr><tr><td>Ludzka gonadotropina kosmówkowa</td><td>BACHEM, Sigma-Aldrich</td><td>4030270, 4018894; C1063, CG5, CG10</td><td>synonim: Gonadotropina kosmówkowa-&beta; (109-145)(109-119); Choriogonina, HCG (2,500IU, 5,000IU, 10,000IU) <silny>skrót: </silny> hCG</td></tr><tr><td>Prostaglandyna 2&alfa;</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>P40424;</td><td><silny>synonim: (5Z,9&alpha;,11&alpha;,13E,15S)-9,11,15-trihydroksyprosta-5,13-dienowy kwas tris, PGF2&alfa; &minus; Tris; skrót: PGF2&alpha;</td></tr><tr><td>Hormon folikulotropowy</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>F4021, F8174<</td><td>silny>synonim:</silny> świnia, owca <silny>skrót:</silny> FSH</td></tr><tr><td>Progesteron</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>46665; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; P7556</td><td><silny>synonim:</silny> Vetranal; P4 rozpuszczalny w wodzie <silny>skrót: </silny> P4</td></tr><tr>Ekstrakt <td></td><td></td><td>z przysadki na</td><td><silny>synonim: </silny> Sprawdź dokumenty dotyczące pochodzenia gatunków <silny>skrót: </silny> PE</td></tr><tr><td>Surowica klaczy ciężarnej Gonadotropina</td><td>Prospec; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; &nbsp; Lee Biosolutions; Sigma-Aldrich</td><td>HOR-272; &nbsp; &nbsp; &nbsp; 493-10; 9002-70-4</td><td>synonim: Surowica klaczy ciężarnej Gonadotropiny <silny>skrót:</silny> PMSG</td></tr><tr><td>Metaclopromide</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>M0763</td><td>synonim: 4-amino-5-chloro-N-[2-(dietyloamino)etylo]-2-metoksybenzamid, metoksychloroprokainamid <silny>skrót:</silny> MET</td></tr><tr><td>Lucrin</td><td>BACHEM; Sigma-Aldrich</td><td>4033014; &nbsp; &nbsp; L0399</td><td><silny>synonim:</silny> octan leuproreliny <silny>skrót:</silny> Lucrin</td></tr><tr><td>Lutalyse</td><td>Pfizer</td><td></td><td><silny>synonim:</silny> PGF2&alfa; - Dinoprost trometamina <silny>skrót:</silny> Lut</td></tr><tr><td>Pimozide</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>P1793</td><td><silny>synonim: 1-[1-[4,4-bis(4-fluorofenylo)butylo]-4-piperydynylo]-1,3-dihydro-2H-benzimidazol-2-on <silny>skrót: PZ</td></tr><tr><td>Amphiplex</td><td>patrz wyżej</td><td></td><td><silny>synonim:</silny> hormon uwalniający gonadotropiny + metoklopramid <silny>skrót:</silny> GnRH + MET</td></tr><tr><td>Ovopel</td><td>Ovopel</td><td>na</td><td><silny>synonim:</silny> GnRHa + antagonista receptora dopaminy (podawany 1 granulka/kg) <silny>skrót:</silny> Ovo</td></tr><tr><td>Ovaprim</td><td>Pentair</td> wodne <td>ekosystemy Ova10</td><td><silny>synonim:</silny> Gonadotropina łososia + domperydon <silny>skrót:</silny> Ova</td></tr><tr><td>Domperidon</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>D122</td><td><silny>synonim: 4-(5-chloro-2-okso-1-benzimidazolinylo)-1-[3-(2-oksobenzimidazolinylo)propylo]piperydyna skrót: DOM</td></tr></tbody></table>

techniki rozrodu do monitorowania i kontroli jajników u

Reproductive Techniques for Ovarian Monitoring and Control in Amphibians

Kontrola i monitorowanie jajników u wymaga wieloaspektowego podejścia. Istnieje kilka zastosowań, które mogą z powodzeniem indukować zachowania rozrodcze oraz pozyskiwanie gamet i zarodków do badań fizjologicznych lub molekularnych. przyczyniają się do jednej czwartej do jednej trzeciej badań nad kręgowcami, a interesujący w tym kontekście jest ich wkład w wiedzę społeczności naukowej na temat procesów rozrodczych i rozwoju embriologicznego. Jednak większość tej wiedzy pochodzi od niewielkiej liczby gatunków. W ostatnich czasach dziesiątkowanie na całym świecie wymagało coraz większej interwencji ze strony ekologów. Kolonie odbudowy i zabezpieczenia w niewoli, które nadal powstają w odpowiedzi na ryzyko wyginięcia, sprawiają, że istniejące badania i zastosowania kliniczne są nieocenione dla przetrwania i reprodukcji utrzymywanych pod opieką człowieka. Sukces każdej populacji żyjącej w niewoli opiera się na jej zdrowiu i reprodukcji oraz zdolności do rozwoju zdolnego do życia potomstwa, które przekazuje najbardziej zróżnicowaną reprezentację genetyczną swojego gatunku. Dla badaczy i weterynarzy możliwość monitorowania i kontrolowania rozwoju i zdrowia jajników jest zatem niezbędna. Celem tego artykułu jest zwrócenie uwagi na różne techniki wspomaganego rozrodu, które można wykorzystać do monitorowania i, w stosownych przypadkach lub w razie konieczności, kontrolowania funkcji jajników u. Idealnie byłoby, gdyby wszelkie problemy reprodukcyjne i zdrowotne zostały zmniejszone poprzez odpowiednią hodowlę w niewoli, ale jak w przypadku każdego zwierzęcia, kwestie zdrowotne i patologie reprodukcyjne są nieuniknione. Techniki nieinwazyjne obejmują ocenę behawioralną, oględziny i badania palpacyjne oraz pomiary morfometryczne w celu obliczenia wskaźników kondycji ciała i ultrasonografię. Techniki inwazyjne obejmują zastrzyki hormonalne, pobieranie próbek krwi i zabiegi chirurgiczne. Kontrola jajników może być wykonywana na wiele sposobów, w zależności od wymaganego zastosowania i gatunku będącego przedmiotem zainteresowania.

Badania biologii dostarczają cennych informacji na temat procesów reprodukcyjnych, fizjologicznych, embriologicznych i rozwojowych, które napędzają organizmy wielu grup taksonomicznych. W tym miejscu przedstawiamy obszerny przewodnik po różnych metodologiach, które można wykorzystać do badania kontroli i monitorowania jajników u.

Techniki rozrodu do monitorowania i kontroli jajników u

Ovarian control and monitoring in amphibians require a multi-faceted approach. There are several applications that can successfully induce reproductive ...

Ta technika wycięcia jajników wykorzystuje możliwą do odzyskania procedurę chirurgiczną w celu uzyskania oocytów do naszych badań medycznych lub innego zastosowania w celu przezwyciężenia patologicznego stanu zatrzymanych komórek jajowych. Nie wymaga eutanazji w celu pozyskania oocytów do celów badawczych. W rzeczywistości po częściowej owariektomii może być aktywny reprodukcyjnie po wyzdrowieniu.Po potwierdzeniu braku reakcji na szczypanie kończyn miednicy, umieść znieczuloną samicę anurana w pozycji grzbietowej leżącej i za pomocą wilgotnej, sterylnej gazy przetrzyj pole operacyjne roztworem jodu powidonu przez 10 do 15 sekund. Umieść przezroczystą, sterylną plastikową zasłonę na polu operacyjnym i zmniejsz parowanie, utrzymując otaczającą skórę wilgotną, a następnie użyj ostrza skalpela numer 15 lub 11, aby wykonać 3-milimetrowe nacięcie skóry w środkowej części celom między ramionami a kloaką. Użyj aplikatorów z bawełnianą końcówką, aby w razie potrzeby wywrzeć miejscowy nacisk na wszelkie małe naczynia wokół nacięcia i podnieś błonę brzuszną, aby wykonać kolejne nacięcie błony.Użyj retraktorów powiek, aby cofnąć nacięcia ceolomiczne i wyciąć część masy jajowej bez podwiązywania jakichkolwiek naczyń krwionośnych. W przypadku całkowitej wycięcia jajników należy kauteryzować otaczające naczynia krwionośne i użyć szwu monofilamentowego, aby zamknąć nacięcie ceoliotomii za pomocą przerwanego wzoru szwu everting. Różne gatunki, takie jak Necturus i żaba szklana, wykazują różny stopień przezroczystości skóry, co wpływa na zdolność transdermalnej wizualizacji ich statusu reprodukcyjnego.U niektórych gatunków można wykryć różnice morfologiczne między samicami, które są ciężarne, a zwierzętami niedawno złożonymi w jajach. W tym przykładzie samicę Rana muscosa, która niedawno złożyła jaja, można odróżnić od ciężarnej samicy po wiotkości skóry i cieńszym wyglądzie. Behawioralne etapy składania jaj u Rana muscosa obejmują zaloty, w których samiec aktywnie goni samicę i ampleksus, podczas którego samiec Rana muscosa dosiada i mocno chwyta się grzbietu samicy.Podczas ampleksusu samiec ściska samicę w miękki sposób pompujący. Samica Rana muscosa porusza się i wykazuje sporadyczne zachowania związane ze staniem na rękach, ostatecznie opierając się o powierzchnie, do których mogą przykleić się jaja, podczas gdy samiec energicznie pompuje brzuch. Bezpośrednio po złożeniu jaj żeńskie jajniki wracają do pierwszej kategorii etapu.W tym czasie mieszki włosowe są trudne do uwidocznienia podczas wykonywania USG. Etap drugi jest reprezentowany przez pojawienie się echogenicznych kropek rozproszonych po jajniku. Etap trzeci jest określany przez obecność większych, bardziej okrągłych kropek echogenicznych z ciemnymi środkami, wskazujących na żółtkowe, dojrzałe pęcherzyki.W tej reprezentatywnej czteroletniej ocenie samic Necturus żyjących w niewoli, rozwój jaj był wysoki, ale składanie jaj nie było zapewnione. Niektóre samice z zatrzymanymi jajami, którym towarzyszył przyrost płynów w jamie ciała, wykazywały nadmierny obwód i obrzęk, a także pewne oznaki pękniętych naczyń krwionośnych, takie jak te pokazane w dotkniętych Rana i Necturus. Chociaż podejście chirurgiczne może być stosowane do leczenia patologii jajników, technika ta może być również zaangażowana w badania gamet i pępowiny.Po operacji lekarz może powrócić do pierwszego protokołu opisanego w tym manuskrypcie w celu monitorowania bieżącego ogólnego stanu zdrowia.

reproductive-techniques-for-ovarian-monitoring-control

Research

JoVE Journal

Biology

Biologia

Procedura zapłodnienia oocytów Xenopus metodą transferu do gospodarza.

Zapłodnienie oocytów Xenopus metodą transferu do gospodarza

Opiszemy metodę służącą do pomiaru kinetyki transportu jonów przez białka błonowe wraz z analizą zmian konformacyjnych w konkretnych miejscach z wykorzystaniem fluorescencji w pojedynczych komórkach. Technika ta jest możliwa do zastosowania w przypadku kanałów jonowych, transporterów i pomp jonowych, a także może być wykorzystana do określenia ograniczeń odległości między podjednostkami białek.

Badanie dynamiki konformacyjnej białek błonowych in situ z wykorzystaniem ukierunkowanego znakowania fluorescencyjnego

Opisujemy metodę ilościowego określania aktywności przeciwtransportujących K+ ATPaz typu P poprzez heterologiczną ekspresję enzymów w oocytach Xenopus i mierzenie absorpcji Rb+ lub Li+ do pojedynczych komórek za pomocą atomowej spektrofotometrii absorpcyjnej. Metoda ta stanowi czułą i bezpieczną alternatywę dla eksperymentów ze strumieniem radioizotopów, ułatwiając złożone badania kinetyczne.

Pomiar transportu kationów przez Na,K- i H,K-ATPazę w oocytach Xenopus za pomocą spektrofotometrii absorpcji atomowej: alternatywa dla testów radioizotopowych

Ten film demonstruje procedury używane do hodowli pierwotnych kultur embrionalnych komórek nerwowych i mięśniowych Xenopus oraz przydatność tego preparatu do jednoczesnego wykonywania nagrań pre- i post-synaptycznych klamerów.

Jednoczesny pre- i postsynaptyczny zapis elektrofizjologiczny z kokultur nerwowo-mięśniowych Xenopus

Opisujemy metody manipulowania niedojrzałymi oocytami Xenopus laevis, dojrzewania in vitro oocytów do komórek jajowych oraz docytoplazmatycznego wstrzykiwania plemników. Protokół ten umożliwia degradację niektórych białek matczynych i nadekspresję genów będących przedmiotem zainteresowania podczas zapłodnienia, a zatem jest cenny dla badania ról określonych czynników we wczesnym rozwoju embrionalnym.

Manipulacja i dojrzewanie in vitro oocytów Xenopus laevis, a następnie docytoplazmatyczna iniekcja plemnika w celu zbadania rozwoju embrionalnego

Ten protokół demonstruje metodę opartą na fluorescencji do wizualizacji układu naczyniowego i ilościowego określenia jego złożoności u Xenopus tropicalis. Naczynia krwionośne można obrazować kilka minut po wstrzyknięciu barwnika fluorescencyjnego do bijącego serca zarodka po manipulacjach genetycznych i/lub farmakologicznych w celu zbadania rozwoju układu sercowo-naczyniowego in vivo.

Wizualizacja i analiza ilościowa angiogenezy embrionalnej u Xenopus tropicalis

Opisano szereg podstawowych metod umożliwiających badanie ekologii reprodukcyjnej ryb trzymanych w akwariach. Są to przydatne protokoły do zbierania ryb za pomocą SCUBA, transportu żywych ryb i obserwacji zachowań reprodukcyjnych dziko żyjących ryb trzymanych w akwariach.

Podstawowe metody badania ekologii rozrodu ryb w akwariach

Gdy transformujący czynnik wzrostu ß białka prekursorowe rodziny są ektopowo wyrażane w zarodkach Xenopus laevis, ulegają one dimeryzacji, rozszczepianiu i są wydzielane do blastocoele, który zaczyna się w późnym stadium blastuli do wczesnego stadium gastruli. Opisano metodę zasysania produktów rozszczepienia z jamy blastocoele do analizy immunoblot.

Analiza produktów rozpadu rodziny transformujących czynników wzrostu wydzielanych do blastocoele zarodków Xenopus laevis

Tutaj opisujemy metody tatuowania dorosłej Xenopus laevis (afrykańskiej żaby szponiastej) za pomocą obrotowej maszynki do tatuażu. Prawidłowe tatuowanie skutkuje ciemnymi, łatwymi do odczytania cyframi, które utrzymują się przez kilka miesięcy i sprawiają, że zwierzęta są łatwe do odróżnienia do celów badawczych i ewidencyjnych.

Metody tatuowania Xenopus laevis za pomocą rotacyjnej maszynki do tatuażu

Oceniono sygnały [Ca2+]i wywołane bodźcem w pojedynczych ludzkich plemnikach. Ruchome komórki obciążono fluorescencyjnym barwnikiem wrażliwym na Ca2+ (metodą estru AM) i unieruchomiono w komorze przepływowej. Obrazowanie komórek przeprowadzono za pomocą fluorescencyjnej mikroskopii poklatkowej, a stymulację wykonano poprzez medium perfuzyjne. Odpowiedzi pojedynczych komórek (lub obszarów) przeanalizowano offline przy użyciu programu Excel.

Techniki obrazowania sygnalizacji Ca2+ w ludzkich plemnikach

Poznaj technikę odwracalnej owariotomii u płazów, umożliwiającą pobieranie oocytów bez konieczności eutanazji. Metoda pozwala na długoterminowe monitorowanie zdrowia reprodukcyjnego i badanie patologii zatrzymanych jaj.

Techniki rozrodu do monitorowania i kontroli jajników u

Przeglądaj więcej filmów