Name: Funkcjonalna spektroskopia rezonansu magnetycznego przy 7 t w korze lufy szczura podczas aktywacji wąsów (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2019-02-08T14:00:00.000+00:00
Duration: 9 min 26 s
Description: Poznaj funkcjonalną spektroskopię rezonansu magnetycznego w korze lufy szczura podczas aktywacji wąsów. Ta metoda pozwala nieinwazyjnie badać zmiany metaboliczne mózgu w czasie rzeczywistym.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Ta praca była wspierana przez grant LabEx TRAIL, numer referencyjny ANR-10-LABX-57, oraz francusko-szwajcarski grant ANR-FNS o numerze referencyjnym ANR-15- CE37-0012. Autorzy dziękują Aurélienowi Trotierowi za wsparcie techniczne.

Wszystkie procedury na zwierzętach zostały przeprowadzone zgodnie z Wytycznymi Eksperymentów na Zwierzętach Dyrektywy Rady Wspólnot Europejskich z dnia 24 listopada 1986 roku (86/609/EWG). Protokół był zgodny z wytycznymi etycznymi francuskiego Ministerstwa Rolnictwa i Leśnictwa i został zatwierdzony przez lokalne komisje etyczne (Comité d'éthique pour L'expérimentation Animale Bordeaux n°50112090-A).
UWAGA: Podczas pomiarów MR niezbędny jest odpowiedni poziom znieczulenia i monitorowanie fizjologiczne (temperatura ciała, częstość oddechów).
1. Zwierzęta
<ol>
	<li>Używaj samców szczurów rasy Wistar o wadze od 350 do 450 g.</li>
	<li>Utrzymuj je w cyklu światło-ciemność o godzinie 12:12 i dostarczaj jedzenie i wodę ad libitum.</li>
</ol>
2. Znieczulenie
<ol>
	<li>Przygotuj sprzęt potrzebny do znieczulenia (ryc. 1A,B, patrz tabela materiałów): strzykawkę o pojemności 5 ml zawierającą medetomidynę w roztworze soli fizjologicznej (240 μg/kg/h, o szybkości perfuzji 20 μl/min), strzykawkę 0,5 ml zawierającą atipamezol (20 μl w 0,5 ml roztworu soli fizjologicznej) i maść do oczu. 
UWAGA: Cały sprzęt należy przechowywać pod okapem wyciągowym, z wyjątkiem strzykawki o pojemności 5 ml zawierającej medetomidynę, która jest umieszczona w pompie strzykawkowej w pobliżu magnesu w celu znieczulenia podczas pobierania MR.</li>
	<li>Umieść szczura w komorze indukcyjnej, rozpocznij znieczulenie od podania 4% izofluranu i dostosuj natężenie przepływu tlenu do 1,5 l/min.</li>
	<li>Oceń głębokość znieczulenia, oceniając wycofanie odruchów łapy.</li>
	<li>Kiedy szczur nie reaguje na stymulację, wyjmij go z pudełka anestezjologicznego, połóż na ławce z nosem w masce izofrelanu i utrzymuj znieczulenie, dostarczając 2,5% tlenu w tempie 1,5 l/min.</li>
	<li>Delikatnie masuj ogon i umieść opaskę uciskową (<klasa silna = "xfig">Rysunek 1C). 
	UWAGA: Masaż można wykonywać w ciepłej wodzie, o temperaturze od 38 do 42 °C, w celu uzyskania lepszego rozszerzenia naczyń krwionośnych żył.</li>
	<li>Wprowadzić obwodowy cewnik dożylny (22 G), uprzednio heparynizowany, do lewej lub prawej żyły ogonowej. Zwróć uwagę, że obserwuje się powrót żylny (kropla krwi jest widoczna w dystalnej części igły), gdy cewnik jest prawidłowo wprowadzony (<silna klasa = "xfig">Rysunek 1D).</li>
	<li>Wydmuchać wszelkie pęcherzyki powietrza znajdujące się w martwej przestrzeni cewnika za pomocą strzykawki o pojemności 2 ml zawierającej roztwór soli fizjologicznej i heparynę.</li>
	<li>Nałożyć maść do oczu i przygotować strzykawkę zawierającą atipamezol (17 μg/ml), aby obudzić szczura pod koniec eksperymentu.</li>
</ol>
3. Umieszczenie szczura w magnesie do stymulacji wąsów
<ol>
	<li>Umieść czujnik oddechu na łóżku magnetycznym, a następnie przenieś szczura z ławki na łóżko magnetyczne. Umieść go w pozycji leżącej z nosem w masce izofrubanu, z czujnikiem oddechu umieszczonym między klatką piersiową a łożem magnesu. 
	UWAGA: Wszystkie urządzenia, które wchodzą do pomieszczenia MRI, powinny być bezpieczne dla MRI.</li>
	<li>Zmniejsz poziom izofluranu (z 4% do 1,5%-2%) podczas umieszczania u szczurów i zmień znieczulenie na medetomidynę pod koniec tej procedury. Upewnij się, że prawe wąsy są wolne, po uprzednim przecięciu prawej krawędzi z przodu łóżka MRI szczura, aby umożliwić ruch wąsów.</li>
	<li>Przytrzymaj szczura w odpowiedniej pozycji za pomocą taśmy i monitoruj jego oddech, który musi wynosić od 60 do 80 oddechów na minutę.</li>
	<li>Zrób żagiel, który uwięzi wszystkie prawe wąsy w taśmie papierowej (<silna klasa="xfig">Rysunek 2). Ustaw elastyczną rurę wylotową systemu zaciągania się powietrzem wzdłuż łoża rezonansu magnetycznego szczurów tak, aby część wychodząca z rurki była prostopadła i znajdowała się około 1.5 cm od żagla. Napraw to taśmą papierową.</li>
</ol>
4. Stymulacja wąsów
<ol>
	<li>Podłącz elastyczną rurę wlotową ze źródła sprężonego powietrza (1 bar) do wejścia elektromagnetycznego zaworu sterującego, a rurę wylotową do wyjścia elektromagnetycznego zaworu sterującego (<silna klasa = "xfig" >Rysunek 3). Upewnij się, że elektromagnetyczny zawór sterujący pozostaje na zewnątrz pomieszczenia magnesu.</li>
	<li>Podłącz urządzenie pulsacyjne do zaworu elektromagnetycznego i do magnesu za pomocą portu logiki tranzystor-tranzystor (TTL). Skonfiguruj go tak, aby częstotliwość pulsowania = 8 Hz, czas pulsowania = 20 s, a czas spoczynku = 10 s. 
	UWAGA: Parametry te, wizualizowane na małym wyświetlaczu ciekłokrystalicznym (LCD), są regulowane za pomocą trzech dedykowanych potencjometrów analogicznych. Elektroniczne urządzenie pulsacyjne, które kontroluje paradygmat, musi składać się z wysokiej jakości komponentów elektronicznych, aby uniknąć jakichkolwiek odchyleń w parametrach czasowych (dla prawidłowego przetwarzania końcowego).</li>
</ol>
5. Odważna akwizycja fMRI
<ol>
	<li>Umieść mózg szczura tak, aby znajdował się w pozycji pionowej i użyj nauszników, aby go utrzymać. Umieść cewkę z matrycą głośności nad głową szczura (<silna klasa="xfig">Rysunek 4A) i przymocuj ją za pomocą taśmy. Sprawdź, czy żagiel porusza się prawidłowo (ruch przednio-tylny, brak obrotu i tarcia żagla), gdy system zaciągania się powietrzem jest włączony; następnie wyłącz go.</li>
	<li>Włóż łóżko i cewkę do środka magnesu. Sprawdź, czy żagiel nadal porusza się prawidłowo, gdy łóżko znajdzie się wewnątrz magnesu, gdy system zaciągania się powietrzem jest włączony; następnie wyłącz go. Całkowicie przestawić się z izofluranu na medetomidynę (szybkość perfuzji: 20 μl/min).</li>
	<li>Sprawdź, czy szczur jest dobrze zlokalizowany, korzystając z sekwencji lokalizacyjnej (TE = 2,5 ms; TR = 100 ms; średnia = 1; powtórzenie = 1; plasterek = 1 mm; rozmiar obrazu = 256 x 256; pole widzenia (FOV) = 50 x 50 mm; czas skanowania = 12 s 800 ms). Przeciągnij zakładkę Sekwencja lokalizatora do nazwy instrukcji i kliknij Kontynuuj.</li>
	<li>Przeciągnij zakładkę sekwencji T2_Star_FID_EPI do nazwy instrukcji, wyśrodkuj pole widzenia na środku mózgu i kliknij kartę Platforma regulacyjna, aby otworzyć edytowaną instrukcję skanowania. Nagraj mapę B0 i przejdź do podkładki skanowania. 
	UWAGA: W przypadku mapy B0 należy użyć następujących parametrów: czas pierwszego echa = 1,65 ms; TR = 20 ms, średnia = 1; kąt odwrócenia = 30°; odstęp echa = 3,805 ms; plasterek = 58 mm; rozmiar obrazu = 64 x 64 x 64; Pole widzenia = 58 x 58 x 58 mm; Czas skanowania = 1 m 24 s 920 ms. W przypadku podkładki skanowania należy użyć następujących parametrów: selektywne wzbudzenie woksela = impuls gaussowski STEAM; TE = 5 ms; czas mieszania = 10 ms; czas akwizycji = 204,8 ms; szerokość pasma = 10 000 Hz; czas przebywania = 50 μs).</li>
	<li>Rozpocznij sekwencję Star_FID_EPI T2 (TE = 16,096 ms; TR = 500 ms; średnia = 1; powtórzenie = 600; plasterek = 1 mm; cztery kolejne plasterki; rozmiar obrazu = 128 x 128; Pole widzenia = 20 x 20 mm; szerokość pasma = 333,333,3 Hz; Czas skanowania = 5 min 00 s). 
	UWAGA: Ze względu na port TTL, zewnętrzny sygnał wyzwalający uruchomi system zaciągania się powietrzem w tym samym czasie. Paradygmat = [aktywacja 20 s + 10 s spoczynku] x 10, dla całkowitego czasu trwania 600 skanów, 500 ms na skan. Plastry są wyśrodkowane na środku obszaru pola beczkowego.</li>
	<li>Uzyskaj inną sekwencję lokalizacyjną (taką samą jak ta opisana w kroku 5.3), aby porównać ją z pierwszą i sprawdzić, czy szczur poruszył się podczas sekwencji T2_Star_FID_EPI.</li>
	<li>Ustaw złoże w pozycji wyjściowej, wyjmij cewkę macierzy objętości i podłącz cewkę powierzchniową.</li>
</ol>
6. ODWAŻNE PRZETWARZANIE
<ol>
	<li>Otwórz plik T2 Star_FID_EPI i odczytaj obraz T2 Star_FID_EPI w programie Image Display. Otwórz okno startowe kontrolera funkcjonalnego o nazwie FunController.</li>
	<li>W tej zakładce Przetwarzanie wybierz okno obrazowania funkcjonalnego i zdefiniuj protokół stymulacji (czas trwania i naprzemienność okresów włączania/wyłączania, odpowiadający zastosowanemu paradygmatowi).</li>
	<li>Wybierz okno protokołu (zestaw danych z 600 ramkami) i wstaw wartość 40 w zakładce On Period i 20 w zakładce Off period. Kliknij zakładkę Invert Attribution i przeciągnij suwak Stimulation States w lewo, aby wybrać wartość 1.</li>
	<li>W oknie przetwarzania wstępnego kliknij filtr Mediana w płaszczyźnie do przetwarzania wstępnego i na filtr Mediana (2D, 3D) do przetwarzania końcowego.</li>
	<li>Kliknij kartę Wykonaj i przeciągnij kursory, aby dostosować tabelę przeglądową nakładki. Wizualizuj aktywowany obszar mózgu (<silna klasa="xfig">Rysunek 4B).</li>
</ol>
7. Przejęcia Proton MRS
<ol>
	<li>Aby prawidłowo ustawić cewkę powierzchniową, zmodyfikuj położenie głowy szczura. Obróć głowicę (około 30° zgodnie z ruchem wskazówek zegara) tak, aby cewka powierzchniowa (<silna klasa = "xfig" >Rysunek 5A) mogła być umieszczona tuż nad lewą korą lufy, będąc w pozycji poziomej i umieszczona w środku magnesu, gdy znajduje się wewnątrz magnesu.</li>
	<li>Umieść cewkę powierzchniową, przymocuj ją do mózgu szczura za pomocą taśmy (<silna klasa="xfig">Rysunek 5B) i sprawdź, czy żagiel porusza się prawidłowo (ruch przednio-tylny, brak obrotu i tarcia żagla), gdy system zaciągania się powietrzem jest włączony; następnie wyłącz go głównym wyłącznikiem.</li>
	<li>Sprawdź, czy żagiel porusza się prawidłowo, gdy łóżko znajdzie się wewnątrz magnesu, gdy system zaciągania się powietrzem jest włączony. Następnie wyłącz go.</li>
	<li>Sprawdź, czy szczur jest prawidłowo ustawiony, korzystając z sekwencji lokalizacyjnej. Ustaw parametry w następujący sposób: TE = 2,5 ms; TR = 100 ms; średnia = 1; powtórzenie = 1; plasterek = 1 mm; rozmiar obrazu = 256 x 256; Pole widzenia = 50 x 50 mm; Czas skanowania = 12 s 800 ms.
	<ol>
		<li>Przeciągnij zakładkę Sekwencja lokalizatora do okna Nazwa instrukcji i kliknij zakładkę Kontynuuj, aby uruchomić program skanujący.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Gdy lokalizacja mózgu jest poprawna, przeciągnij zakładkę sekwencji T2_TurboRARE w oknie Nazwa instrukcji i kliknij Kontynuuj, aby uruchomić program skanujący. Te obrazy anatomiczne, wraz z wcześniejszą akwizycją BOLD fMRI, pozwolą na prawidłową lokalizację woksela w S1BF dla MRS. 
	UWAGA: Parametry T2_TurboRARE to 14 warstw, po 2 mm na plasterek, FOV = 2,5 x 2,5 cm, TE = 100 ms, TR = 5 000 ms, matryca = 128 x 128, czas sekwencji = 2 min 40 s.</li>
	<li>Przeciągnij zakładkę sekwencji LASER do okna Nazwa instrukcji, umieść woksel (2 mm wysokości, 2,5 mm długości, 3 mm głębokości) na środku obszaru S1BF.
	<ol>
		<li>Użyj atlasu mózgu szczura i ulepszenia BOLD fMRI, aby zlokalizować strefę na obrazach T2 (<silna klasa = "xfig" > Rysunek 6). Kliknij zakładkę Platforma regulacyjna, aby otworzyć edytowaną instrukcję skanowania. Kliknij zakładkę Wobble i zmień nieznacznie impedancję (obciążenie elektroniczne) cewki odbiorczej, aby ją dostroić. Kliknij kartę Zastosuj po zakończeniu strojenia, aby zamknąć edytor instrukcji i zastosować zmiany w edytowanej instrukcji.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Nagraj mapę B0 i przystąp do skanowania podkładki, a następnie wykonaj lokalną podkładkę regulacyjną. 
	UWAGA: Dla mapy B0 należy użyć następujących parametrów: czas pierwszego echa = 1,65 ms; TR = 20 ms, średnia = 1; kąt odwrócenia = 30°; odstęp echa = 3,805 ms; plasterek = 58 mm; rozmiar obrazu = 64 x 64 x 64; Pole widzenia = 58 x 58 x 58 mm; Czas skanowania = 1 m 24 s 920 ms. Dla podkładki skanowania należy użyć następujących parametrów: woksel selektywne wzbudzenie STEAM impuls gaussowski; TE = 5 ms; czas mieszania = 10 ms; czas akwizycji = 204,8 ms; szerokość pasma = 10 000 Hz; czas przebywania = 50 μs. Dla podkładki lokalnej należy użyć następujących parametrów: tłumienie wody, czas pozyskiwania pary = 1 363,15 ms; punkty = 4,096; szerokość pasma w Hz = 3 004,81 Hz; szerokość pasma w ppm = 10 ppm; czas przebywania = 166,40 μs; rozdzielczość spektralna = 0,37 Hz/punkty. Parametry LASERA to: czas echa = 19,26 ms; TR = 2 500 ms; średnie = 128 lub 32; czas skanowania = 5 min 20 s lub 1 min 20 s; punkty akwizycji = 4,096.</li>
	<li>Wykonaj 1H-MRS.
	<ol>
		<li>Rozpocznij akwizycję 1H-MRS jako pierwszą w okresie spoczynku (4 x 32 skany LASEROWE + 128 skanów LASEROWYCH; 2,500 ms na skan).</li>
		<li>Uzyskaj inną sekwencję lokalizacyjną (taką samą jak ta opisana w kroku 5.3), aby porównać ją z pierwszą zarejestrowaną sekwencją i upewnij się, że szczur nie poruszył się podczas akwizycji laserowej.</li>
		<li>Wykonaj 1H-MRS podczas aktywacji wąsów za pomocą sekwencji LASER (4 x 32 skany LASEROWE + 128 skanów LASEROWYCH; 2,500 ms na skan) przy włączonym systemie zaciągania się powietrzem (paradygmat = 20 s aktywacji i 10 s spoczynku).</li>
		<li>Ponownie wykonaj sekwencję lokalizacyjną, aby sprawdzić, czy szczur się poruszył. 
		UWAGA: Liczba skanów i okresów spoczynku/aktywacji może być dostosowywana i modyfikowana, ale zawsze upewnij się, że szczur się nie porusza, regularnie wykonując sekwencję lokalizacyjną.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Ustaw łóżko w początkowej pozycji, usuń cewkę powierzchniową i przenieś szczura z powrotem na ławkę. Wstrzyknąć atipamezol w fałd skórny utworzony na grzbiecie szczura, aby odwrócić znieczulenie i obudzić go.</li>
</ol>
8. Przetwarzanie protonowych MRS
<ol>
	<li>Otwórz oprogramowanie LCModel i kliknij odpowiednią zakładkę, aby wybrać odpowiedni typ danych (plik Free Induction Decay) i wybrać odpowiedni plik. Po wykonaniu tej czynności kliknij kartę OK.</li>
	<li>Optymalizuj parametry kontroli kwantyfikacji krok po kroku.
	<ol>
		<li>W sekcji Tytuł ręcznie wprowadź tytuł i zdefiniuj odpowiedni zakres ppm (np. od 0,2 do 4,0 ppm), ręcznie wpisując wymaganą wartość w odpowiednich polach.</li>
		<li>W sekcji Plik podstawowy wybierz i pobierz wymagany plik, aby prawidłowo dopasować linię bazową makrocząsteczki (może być dostarczony przez dostawcę oprogramowania).</li>
		<li>Zdefiniuj i załaduj wejściowe parametry sterujące. Przygotuj wcześniej proces zapisywania wszystkich przydatnych typów plików (TABLE = kompaktowe tabele; PS = niezbędne wyjście PostScript; CSV = format arkuszy kalkulacyjnych; WSPÓŁRZĘDNE = współrzędne dla działek). Kliknij kartę RunLCModel, aby rozpocząć kwantyfikację LCModel.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Zdefiniuj wybrane metabolity w celu wygenerowania statystyk. 
	UWAGA: LCModel zapewnia kwantyfikację metabolitów i szacuje błędy według wartości określanej jako dolna granica Craméra-Rao (CRLB). Wartość o CRLB < 15 jest uważana za optymalną kwantyfikację. Wartość CRLB > 25 wskazuje niewiarygodną wartość.</li>
</ol>

<ol><li>Pellerin, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Activity-dependent+regulation+of+energy+metabolism+by+astrocytes%3A+an+update%5BTitle%5D)+AND+%22Glia%22%5BJournal%5D)">Activity-dependent regulation of energy metabolism by astrocytes: an update.</a> Glia. 55, 1251-1262 (2007).</li>
<li>Pellerin, L., Magistretti, P. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Glutamate+uptake+into+astrocytes+stimulates+aerobic+glycolysis%3A+a+mechanism+coupling+neuronal+activity+to+glucose+utilization%5BTitle%5D)+AND+%22Proceedings+of+the+National+Academy+of+Sciences+of+the+United+States+of+America%22%5BJournal%5D)">Glutamate uptake into astrocytes stimulates aerobic glycolysis: a mechanism coupling neuronal activity to glucose utilization.</a> Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 91, 10625-10629 (1994).</li>
<li>Cholet, N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Local+injection+of+antisense+oligonucleotides+targeted+to+the+glial+glutamate+transporter+GLAST+decreases+the+metabolic+response+to+somatosensory+activation%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Cerebral+Blood+Flow+%26+Metabolism%22%5BJournal%5D)">Local injection of antisense oligonucleotides targeted to the glial glutamate transporter GLAST decreases the metabolic response to somatosensory activation.</a> Journal of Cerebral Blood Flow & Metabolism. 21, 404-412 (2001).</li>
<li>Voutsinos-Porche, B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Glial+Glutamate+Transporters+Mediate+a+Functional+Metabolic+Crosstalk+between+Neurons+and+Astrocytes+in+the+Mouse+Developing+Cortex%5BTitle%5D)+AND+%22Neuron%22%5BJournal%5D)">Glial Glutamate Transporters Mediate a Functional Metabolic Crosstalk between Neurons and Astrocytes in the Mouse Developing Cortex.</a> Neuron. 37, 275-286 (2003).</li>
<li>Zimmer, E. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((%5B18F%5DFDG+PET+signal+is+driven+by+astroglial+glutamate+transport%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Neuroscience%22%5BJournal%5D)">[18F]FDG PET signal is driven by astroglial glutamate transport.</a> Nature Neuroscience. 20 (3), 393-395 (2017).</li>
<li>Haiss, F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Improved+in+vivo+two-photon+imaging+after+blood+replacement+by+perfluorocarbon%5BTitle%5D)+AND+%22The+Journal+of+Physiology%22%5BJournal%5D)">Improved in vivo two-photon imaging after blood replacement by perfluorocarbon.</a> The Journal of Physiology. , (2009).</li>
<li>Mullins, P. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Towards+a+theory+of+functional+magnetic+resonance+spectroscopy+%28fMRS%29%3A+A+meta-analysis+and+discussion+of+using+MRS+to+measure+changes+in+neurotransmitters+in+real+time%5BTitle%5D)+AND+%22Scandinvian+Journal+of+Psychology%22%5BJournal%5D)">Towards a theory of functional magnetic resonance spectroscopy (fMRS): A meta-analysis and discussion of using MRS to measure changes in neurotransmitters in real time.</a> Scandinvian Journal of Psychology. 59, 91-103 (2018).</li>
<li>Rat Brain Atlas. , Available from:
 <a target="_blank" href="http://Labs.gaidi.ca/rat-brain-atlas/">http://Labs.gaidi.ca/rat-brain-atlas/</a> (2018).</li>
<li>Wong-Riley, M. T., Welt, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Histochemical+changes+in+cytochrome+oxidase+of+cortical+barrels+after+vibrissal+removal+in+neonatal+and+adult+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Proceedings+of+the+National+Academy+of+Sciences+of+the+United+States+of+America%22%5BJournal%5D)">Histochemical changes in cytochrome oxidase of cortical barrels after vibrissal removal in neonatal and adult mice.</a> Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 77, 2333-2337 (1980).</li>
<li>Petersen, C. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+functional+organization+of+the+barrel+cortex%5BTitle%5D)+AND+%22Neuron%22%5BJournal%5D)">The functional organization of the barrel cortex.</a> Neuron. 56, 339-355 (2007).</li>
<li>Cox, S. B., Woolsey, T. A., Rovainen, C. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Localized+dynamic+changes+in+cortical+blood+flow+with+whisker+stimulation+corresponds+to+matched+vascular+and+neuronal+architecture+of+rat+barrels%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Cerebral+Blood+Flow+%26+Metabolism%22%5BJournal%5D)">Localized dynamic changes in cortical blood flow with whisker stimulation corresponds to matched vascular and neuronal architecture of rat barrels.</a> Journal of Cerebral Blood Flow & Metabolism. 13, 899-913 (1993).</li>
<li>Feldmeyer, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Excitatory+neuronal+connectivity+in+the+barrel+cortex%5BTitle%5D)+AND+%22Frontiers+in+Neuroanatomy%22%5BJournal%5D)">Excitatory neuronal connectivity in the barrel cortex.</a> Frontiers in Neuroanatomy. 6, 24(2012).</li>
<li>Boussida, S., Traore, A. S., Durif, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mapping+of+the+brain+hemodynamic+responses+to+sensorimotor+stimulation+in+a+rodent+model%3A+A+BOLD+fMRI+study%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+One%22%5BJournal%5D)">Mapping of the brain hemodynamic responses to sensorimotor stimulation in a rodent model: A BOLD fMRI study.</a> PLoS One. 12, e0176512(2017).</li>
<li>Heinke, W., Koelsch, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+effects+of+anesthetics+on+brain+activity+and+cognitive+function%5BTitle%5D)+AND+%22Current+Opinion+in+Anesthesiology%22%5BJournal%5D)">The effects of anesthetics on brain activity and cognitive function.</a> Current Opinion in Anesthesiology. 18, 625-631 (2005).</li>
<li>Horn, T., Klein, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Lactate+levels+in+the+brain+are+elevated+upon+exposure+to+volatile+anesthetics%3A+a+microdialysis+study%5BTitle%5D)+AND+%22Neurochemistry+International%22%5BJournal%5D)">Lactate levels in the brain are elevated upon exposure to volatile anesthetics: a microdialysis study.</a> Neurochemistry International. 57, 940-947 (2010).</li>
<li>Boretius, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Halogenated+volatile+anesthetics+alter+brain+metabolism+as+revealed+by+proton+magnetic+resonance+spectroscopy+of+mice+in+vivo%5BTitle%5D)+AND+%22Neuroimage%22%5BJournal%5D)">Halogenated volatile anesthetics alter brain metabolism as revealed by proton magnetic resonance spectroscopy of mice in vivo.</a> Neuroimage. 69, 244-255 (2013).</li>
<li>Sinclair, M. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+review+of+the+physiological+effects+of+alpha2-agonists+related+to+the+clinical+use+of+medetomidine+in+small+animal+practice%5BTitle%5D)+AND+%22Canadian+Veterinary+Journal%22%5BJournal%5D)">A review of the physiological effects of alpha2-agonists related to the clinical use of medetomidine in small animal practice.</a> Canadian Veterinary Journal. 44, 885-897 (2003).</li>
<li>Weber, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+fully+noninvasive+and+robust+experimental+protocol+for+longitudinal+fMRI+studies+in+the+rat%5BTitle%5D)+AND+%22Neuroimage%22%5BJournal%5D)">A fully noninvasive and robust experimental protocol for longitudinal fMRI studies in the rat.</a> Neuroimage. 29, 1303-1310 (2006).</li>
<li>Hartmann, M. J., Johnson, N. J., Towal, R. B., Assad, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mechanical+characteristics+of+rat+vibrissae%3A+resonant+frequencies+and+damping+in+isolated+whiskers+and+in+the+awake+behaving+animal%5BTitle%5D)+AND+%22The+Journal+of+Neuroscience%22%5BJournal%5D)">Mechanical characteristics of rat vibrissae: resonant frequencies and damping in isolated whiskers and in the awake behaving animal.</a> The Journal of Neuroscience. 23, 6510-6519 (2003).</li>
<li>Prichard, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Lactate+rise+detected+by+1H+NMR+in+human+visual+cortex+during+physiologic+stimulation%5BTitle%5D)+AND+%22Proceedings+of+the+National+Academy+of+Sciences+of+the+United+States+of+America%22%5BJournal%5D)">Lactate rise detected by 1H NMR in human visual cortex during physiologic stimulation.</a> Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 88, 5829-5831 (1991).</li>
<li>Sappey-Marinier, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effect+of+photic+stimulation+on+human+visual+cortex+lactate+and+phosphates+using+1H+and+31P+magnetic+resonance+spectroscopy%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Cerebral+Blood+Flow+%26+Metabolism%22%5BJournal%5D)">Effect of photic stimulation on human visual cortex lactate and phosphates using 1H and 31P magnetic resonance spectroscopy.</a> Journal of Cerebral Blood Flow & Metabolism. 12, 584-592 (1992).</li>
<li>Mazuel, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+neuronal+MCT2+knockdown+in+the+rat+somatosensory+cortex+reduces+both+the+NMR+lactate+signal+and+the+BOLD+response+during+whisker+stimulation%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+One%22%5BJournal%5D)">A neuronal MCT2 knockdown in the rat somatosensory cortex reduces both the NMR lactate signal and the BOLD response during whisker stimulation.</a> PLoS One. 12, e0174990(2017).</li>
<li>Castellano, G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((NAA+and+NAAG+variation+in+neuronal+activation+during+visual+stimulation%5BTitle%5D)+AND+%22Brazilian+Journal+of+Medical+and+Biological+Research%22%5BJournal%5D)">NAA and NAAG variation in neuronal activation during visual stimulation.</a> Brazilian Journal of Medical and Biological Research. 45, 1031-1036 (2012).</li>
<li>Sarchielli, P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Functional+1H-MRS+findings+in+migraine+patients+with+and+without+aura+assessed+interictally%5BTitle%5D)+AND+%22Neuroimage%22%5BJournal%5D)">Functional 1H-MRS findings in migraine patients with and without aura assessed interictally.</a> Neuroimage. 24, 1025-1031 (2005).</li>
<li>Baslow, M. H., Hrabe, J., Guilfoyle, D. N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Dynamic+relationship+between+neurostimulation+and+N-acetylaspartate+metabolism+in+the+human+visual+cortex%3A+evidence+that+NAA+functions+as+a+molecular+water+pump+during+visual+stimulation%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Molecular+Neuroscience%22%5BJournal%5D)">Dynamic relationship between neurostimulation and N-acetylaspartate metabolism in the human visual cortex: evidence that NAA functions as a molecular water pump during visual stimulation.</a> Journal of Molecular Neuroscience. 32, 235-245 (2007).</li>
<li>Mangia, S., Tkac, I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Dynamic+relationship+between+neurostimulation+and+N-acetylaspartate+metabolism+in+the+human+visual+cortex%3A+evidence+that+NAA+functions+as+a+molecular+water+pump+during+visual+stimulation%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Molecular+Neuroscience%22%5BJournal%5D)">Dynamic relationship between neurostimulation and N-acetylaspartate metabolism in the human visual cortex: evidence that NAA functions as a molecular water pump during visual stimulation.</a> Journal of Molecular Neuroscience. 35, 245-248 (2008).</li>
<li>Baslow, M. H., Hrabal, R., Guilfoyle, D. N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Response+of+the+authors+to+the+Letter+by+Silvia+Mangia+and+Ivan+Tkac%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Molecular+Neuroscience%22%5BJournal%5D)">Response of the authors to the Letter by Silvia Mangia and Ivan Tkac.</a> Journal of Molecular Neuroscience. 35, 247-248 (2008).</li>
<li>Barros, L. F., Weber, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((CrossTalk+proposal%3A+an+important+astrocyte-to-neuron+lactate+shuttle+couples+neuronal+activity+to+glucose+utilisation+in+the+brain%5BTitle%5D)+AND+%22The+Journal+of+Physiology%22%5BJournal%5D)">CrossTalk proposal: an important astrocyte-to-neuron lactate shuttle couples neuronal activity to glucose utilisation in the brain.</a> The Journal of Physiology. 596, 347-350 (2018).</li>
<li>Bak, L. K., Walls, A. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((CrossTalk+opposing+view%3A+lack+of+evidence+supporting+an+astrocyte-to-neuron+lactate+shuttle+coupling+neuronal+activity+to+glucose+utilisation+in+the+brain%5BTitle%5D)+AND+%22The+Journal+of+Physiology%22%5BJournal%5D)">CrossTalk opposing view: lack of evidence supporting an astrocyte-to-neuron lactate shuttle coupling neuronal activity to glucose utilisation in the brain.</a> The Journal of Physiology. 596, 351-353 (2018).</li>
</ol>

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Kora beczkowa, zwana również S1BF dla kory somatosensorycznej lub pola beczkowego, jest obszarem w warstwie korowej IV, który można zaobserwować za pomocą barwienia oksydazą cytochromu c9, a jego organizacja jest dobrze znana, ponieważ została w dużej mierze opisana10,11. Jedna wibrysa jest połączona z jedną beczką, w której około 19 000 neuronów jest zorganizowanych w kolumnie12. Ścieżka kory mózgowej od wąsa do be...

Mózg posiada wewnętrzne mechanizmy, które pozwalają regulować jego główny substrat (tj. glukozę), zarówno pod względem jego wkładu, jak i wykorzystania, w zależności od zmian w lokalnej aktywności mózgu. Chociaż glukoza jest głównym substratem energetycznym dla mózgu, eksperymenty przeprowadzone w ostatnich latach wykazały, że mleczan, który jest wytwarzany przez astrocyty, może być wydajnym substratem energetycznym dla neuronów. Rodzi to hipotezę o transferze mleczanowym między astrocytami a neuronami1. Znana jako ANLS, od astrocyte-neuron lactate shuttle2, teoria ta jest nadal mocno dyskutowana, ale doprowadziła do propozycji, że glukoza, zamiast trafiać bezpośrednio do neuronów, może dostać się do astrocytów, gdzie jest metabolizowana do mleczanu, metabolitu, który jest następnie przenoszony do neuronów, które wykorzystują go jako wydajny substrat energetyczny. Jeśli taki wahadłowiec istnieje in vivo, miałoby to kilka ważnych konsekwencji, zarówno dla zrozumienia podstawowych technik funkcjonalnego obrazowania mózgu (pozytonowa tomografia emisyjna [PET]), jak i dla rozszyfrowania zmian metabolicznych obserwowanych w patologiach mózgu.
Aby badać metabolizm mózgu, a w szczególności interakcje metaboliczne między neuronami i astrocytami, dostępne są cztery główne techniki (nie wliczając mikro-/nanosensorów): autoradiografia, PET, dwufotonowa fluorescencyjna mikroskopia konfokalna i MRS. Autoradiografia była jedną z pierwszych zaproponowanych metod i dostarcza obrazów regionalnej akumulacji radioaktywnej 14C-2-deoksyglukozy w wycinkach mózgu, podczas gdy PET daje in vivo obrazy regionalnego wychwytu radioaktywnej 18F-deoksyglukozy. Oba mają tę wadę, że wykorzystują cząsteczki napromieniające podczas tworzenia obrazów o niskiej rozdzielczości przestrzennej. Mikroskopia dwufotonowa zapewnia rozdzielczość komórkową sond fluorescencyjnych, ale rozpraszanie światła przez tkankę ogranicza głębokość obrazowania. Te trzy techniki były wcześniej wykorzystywane do badania neuroenergetyki u gryzoni podczas stymulacji wąsów3,4,5,6. In vivo (in vivo) MRS ma podwójną zaletę: jest nieinwazyjny i nieradioaktywny, a każda struktura mózgu może być zbadana. Co więcej, MRS może być wykonywany podczas aktywacji neuronów, technika zwana funkcjonalnym MRS (fMRS), która została opracowana bardzo niedawno u gryzoni7. W związku z tym zaproponowano protokół monitorowania metabolizmu mózgu podczas aktywności mózgowej za pomocą 1H-MRS in vivo i nieinwazyjnie. Procedura jest opisana u dorosłych, zdrowych szczurów z aktywacją mózgu uzyskaną przez stymulację wąsów powietrzem wykonaną bezpośrednio w obrazie rezonansu magnetycznego (MR) 7 T, ale może być dostosowana u zwierząt modyfikowanych genetycznie, jak również w każdym stanie patologicznym.

<table><tbody><tr><td>Strzykawka 0,5 ml z igłą</td><td>Becton, Dickinson and Company, USA</td><td>2020-10</td><td>0,33 mm (29 G) x 12,7 mm</td></tr><tr><td>1H spektroskopia cewka powierzchniowa</td><td>Bruker, Ettlingen, Niemcy</td><td>T116344</td><td></td></tr><tr><td>7T System Biospec</td><td>Bruker, Ettlingen, Niemcy</td> Urządzenie pulsacyjne oparte na Arduino Uno <td>70/20 USR</td><td></td></tr> wykonane <tr><td></td><td>na zamówienie</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Atipamezole</td><td>V&eacute; toquinol, S.A., Francja</td><td>V8335602</td><td>Antisedan, 4,28 mg</td></tr><tr><td>Maska oddechowa</td><td>wykonana na</td><td></td><td></td>zamówienie</tr><tr><td>Maść do oczu</td><td>TVM laboratoire, Francja</td><td>40365</td><td>Żel Ocry 10 g</td></tr><tr><td>Komora indukcyjna</td><td>wykonana na</td><td></td> zamówienie <td>30x17x15 cm</td></tr><tr><td>Elastyczna rura dopływowa</td><td>Gardena, Niemcy</td><td>1348-20</td><td>Średnica 4,6 mm, długość</td></tr> <tr><td>3 mPompka izofluranowa, parownik serii Model 100, klasyczny T3</td><td>Surgivet, Harvard Apparatus</td><td>WWV90TT</td><td>z OH 43017, USA</td></tr><tr><td>Izofluran, płyn do inhalacji</td><td>Vertflurane, Virbac, Francja</td><td>QN01AB06</td><td>1000 mg/ml</td></tr><tr><td>KD Naukowa pompka strzykawkowa</td><td>KD sientific, Holliston, USA</td><td>Oprogramowanie Legato 110</td><td></td></tr><tr><td>LCModel</td><td>LCModel Inc., Ontario, Kanada</td><td>6.2</td><td></td></tr><tr><td>chlorowodorek medetomidyny</td><td>V&eacute; toquinol, S.A., Francja</td><td>QN05CM91</td><td>Domitor, 1 mg/ml</td></tr><tr><td>Rolka plastra samoprzylepnego</td><td>1 M micropore, Minnesota, Stany</td> Zjednoczone <td>MI912</td><td></td></tr><tr><td>Micropore rolka plastra samoprzylepnego</td><td>3M micropore, Minnesota, Stany Zjednoczone</td><td>MI925</td><td></td></tr><tr><td>System monitorowania parametrów</td><td>fizjologicznych SA Instruments, Inc, Stony Brook, NY, USA</td><td>Model 1025</td><td></td></tr><tr><td>NaCl</td><td>Fresenius Kabi, Niemcy</td><td>B05XA03</td><td>0,9 % 250 ml</td></tr><tr><td>Elastyczna rura wylotowa</td><td>Gardena, Niemcy</td><td>1348-20</td><td>Średnica 4,6 mm, długość 4 m</td></tr><tr><td>Oprogramowanie Paravision</td><td>Bruker, Ettlingen, Niemcy</td><td>6.0.1</td><td></td></tr><tr><td>Obwodowy cewnik dożylny</td><td>Terumo, Shibuya, Tokio, Japonia</td><td>SP500930S</td><td>22 G x 1", 0,85x25 mm, 35 mL/min</td></tr><tr><td>Cewka z głową szczura</td><td>Bruker, Ettlingen, Niemcy</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Heparyna sodowa, roztwór do wstrzykiwań</td><td>Choai, Sanofi, Paryż, Francja</td><td>B01AB01</td><td>5000 IU/ml</td></tr><tr><td>Elektromagnetyczne zawory sterujące, zawór nurnikowy 2/2-drogowy bezpośredniego działania</td><td>Burkert, Niemcy</td><td>3099939</td><td>Typ modelu 6013</td></tr><tr><td>Terumo 2 ml strzykawka</td><td>Terumo, Shibuya, Tokio, Japonia</td><td>SY243</td><td>z igłą 21 g x 5/8"</td></tr><tr><td>Strzykawka Terumo 5 ml</td><td>Terumo, Shibuya, Tokio, Japonia</td><td>05SE1</td><td></td></tr><tr><td>Wistar RJ-Han rats</td><td>Janvier Laboratories, Francja</td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

funkcjonalna spektroskopia rezonansu magnetycznego przy 7 t w korze lufy szczura podczas aktywacji wąsów

Functional Magnetic Resonance Spectroscopy at 7 T in the Rat Barrel Cortex During Whisker Activation

Spektroskopia magnetycznego rezonansu jądrowego (NMR) daje możliwość pomiaru zawartości metabolitów w mózgu in vivo i nieinwazyjnie. Dzięki postępowi technologicznemu w ciągu ostatniej dekady i wzrostowi natężenia pola magnetycznego możliwe jest obecnie uzyskanie widm o dobrej rozdzielczości in vivo w mózgu szczura. Neuroenergetyka (tj. nauka o metabolizmie mózgu), a zwłaszcza interakcje metaboliczne między różnymi typami komórek, cieszą się w ostatnich latach coraz większym zainteresowaniem. Wśród tych interakcji metabolicznych istnienie czółenka mleczanowego między neuronami a astrocytami jest nadal przedmiotem dyskusji. W związku z tym bardzo interesujące jest przeprowadzenie funkcjonalnej spektroskopii protonowego rezonansu magnetycznego (1H-MRS) w szczurzym modelu aktywacji mózgu i monitorowania mleczanu. Jednak pik mleczanu metylu nakłada się na piki rezonansu lipidowego i jest trudny do określenia ilościowego. Opisany poniżej protokół pozwala na monitorowanie wahań metabolicznych i mleczanowych w aktywowanym obszarze mózgu. Aktywację mózgu uzyskuje się poprzez stymulację wąsów, a 1H-MRS wykonuje się w odpowiedniej aktywowanej korze beczkowatej, której obszar jest wykrywany za pomocą funkcjonalnego rezonansu magnetycznego zależnego od poziomu tlenu we krwi (BOLD fMRI). Wszystkie kroki są w pełni opisane: wybór środków znieczulających, cewek i sekwencji, osiągnięcie skutecznej stymulacji wąsów bezpośrednio w magnesie oraz przetwarzanie danych.

Niniejszy protokół umożliwia ilościowe określenie wahań poziomu metabolitów podczas aktywacji mózgu, indukowanej bezpośrednio w magnesie poprzez stymulację prawego wibrysy.
W niniejszym badaniu ogólnym celem BOLD fMRI było sprawdzenie wydajności stymulacji wibrysów, wizualizacja aktywowanego obszaru S1BF oraz prawidłowe zlokalizowanie woksela dla 1H-fMRS. Urządzenie zbudowane do aktywacji wibrysów jest wydajne. Rzeczy...

Po sprawdzeniu za pomocą funkcjonalnego rezonansu magnetycznego zależnego od poziomu tlenu we krwi (BOLD fMRI), że odpowiedni obszar kory somatosensorycznej pola beczkowego (zwany S1BF) jest prawidłowo aktywowany, głównym celem tego badania jest ilościowe określenie wahań zawartości mleczanu w aktywowanych mózgach szczurów za pomocą zlokalizowanej spektroskopii rezonansu magnetycznego protonów (1H-MRS) przy 7 T.

Funkcjonalna spektroskopia rezonansu magnetycznego przy 7 t w korze lufy szczura podczas aktywacji wąsów

Nuclear magnetic resonance (NMR) spectroscopy offers the opportunity to measure cerebral metabolite contents in vivo and noninvasively. Thanks to ...

Metoda ta może pomóc odpowiedzieć na kluczowe pytania z zakresu neurogenetyki i rozszyfrować zmiany metaboliczne, które zachodzą między stanami spoczynku a stanem aktywowanym. Główną zaletą tej techniki jest śledzenie tej zmienności in vivo w czasie rzeczywistym w sposób nieinwazyjny. W szczególności technika ta może być stosowana u zwierząt patologicznych lub modyfikowanych genetycznie, na przykład w celu określenia roli określonego białka w interakcji metabolicznej między neuronami a liokomórkami. Zacznij od umieszczenia czujnika oddechu na łóżku magnesu i przeniesienia szczura na łóżko magnetyczne w pozycji leżącej z nosem w masce izofluranowej i z czujnikiem oddechowym umieszczonym między klatką piersiową a łożem magnesu. Upewnij się, że prawe wąsy są wolne i zabezpiecz szczura taśmą. Użyj taśmy, aby dokonać sprzedaży, która uwięzi wszystkie prawe wąsy i wyrównaj elastyczną rurę wylotową systemu zaciągania się powietrzem wzdłuż łóżka MRI szczura tak, aby część wychodząca z rurki była prostopadła i znajdowała się około półtora centymetra od sprzedaży. Następnie przymocuj rurę na miejsce za pomocą większej ilości taśmy. Następnie podłącz elastyczną rurę wlotową ze źródła sprężonego powietrza do wejścia elektromagnetycznego zaworu sterującego, a rurę wylotową do wyjścia elektromagnetycznego zaworu sterującego, uważając, aby elektromagnetyczny zawór sterujący pozostał poza pomieszczeniem magnesu. Użyj portu tranzystorowego tranzystora-logiki, aby podłączyć urządzenie pulsujące do zaworu elektromagnetycznego i magnesu i skonfigurować urządzenie tak, aby częstotliwość pulsowania wynosiła osiem Hz, czas pulsowania wynosił 20 sekund, a czas spoczynku wynosił 10 sekund. W celu stymulacji wąsów umieść szczura z mózgiem w pozycji pionowej i zabezpiecz zwierzę prętami do uszu. Umieść cewkę tablicy woluminów nad głowicą i przymocuj ją taśmą. Włącz system zaciągania się powietrzem, aby sprawdzić, czy sprzedaż porusza się w kierunku przednio-tylnym bez obrotu i tarcia. Następnie wyłącz system zaciągania się powietrzem i umieść cewkę na końcu łóżka w środku magnesu. W przypadku obrazowania rezonansu funkcjonalnego zależnego od poziomu tlenu we krwi ponownie sprawdź ruch sprzedaży i użyj sekwencji lokalizacji, aby potwierdzić, że szczur jest dobrze ustawiony. Przeciągnij zakładkę sekwencji lokalizatora do nazwy instrukcji i kliknij przycisk kontynuuj. Jeśli lokalizacja jest w porządku, przeciągnij zakładkę sekwencji T2 Star FID EPI do nazwy instrukcji, wyśrodkuj pole view na środku mózgu i kliknij platformę regulacyjną, aby otworzyć edytowaną instrukcję skanowania. Następnie nagraj mapę B0 i rozpocznij sekwencję T2 Star FID EPI. Uzyskaj inną sekwencję lokalizacyjną, jak właśnie pokazano, aby porównać ją z pierwszą i sprawdź, czy szczur poruszał się podczas sekwencji T2 Star FID EPI. Następnie przywróć łóżko do pozycji wyjściowej i wyjmij cewkę układu głośności. Aby przetworzyć obrazy, otwórz plik T2 Star FID EPI i odczytaj obraz T2 Star FID EPI na wyświetlaczu obrazu. Otwórz okno startowe sterownika funkcjonalnego i w zakładce przetwarzania wybierz okno obrazowania funkcjonalnego. Zdefiniuj protokół stymulacji i wybierz okno protokołu, ustawiając okres włączenia na 40, a okres wyłączenia na 20.Kliknij przycisk Odwróć atrybucję i przeciągnij suwak stanu stymulacji w lewo, aby wybrać wartość jeden. W oknie przetwarzania wstępnego ustaw filtr mediany w trybie zwykłym do przetwarzania wstępnego i filtr mediany 2D 3D do przetwarzania końcowego. Następnie kliknij przycisk Execute (Wykonaj). Przeciągnij kursory, aby dostosować tabelę wyszukiwania nakładki i zwizualizować aktywowany obszar mózgu. Aby prawidłowo ustawić cewkę powierzchniową do spektroskopii rezonansu magnetycznego protonów lub MRS, obróć głowicę o około 30 stopni zgodnie z ruchem wskazówek zegara, tak aby cewka powierzchniowa mogła być umieszczona tuż nad korą lewej lufy w pozycji poziomej i umieszczona w środku magnesu, gdy znajduje się wewnątrz magnesu. Podłącz cewkę powierzchniową i przymocuj cewkę na miejscu za pomocą taśmy. Sprawdź, czy sprzedaż może nadal przebiegać prawidłowo, gdy system zaciągania się powietrzem jest włączony. Następnie umieść łóżko w magnesie i ponownie sprawdź ruch sprzedaży. Potwierdź prawidłową pozycję zwierzęcia za pomocą sekwencji lokalizacyjnej, jak pokazano, i przeciągnij zakładkę sekwencji T2-TurboRARE do okna z nazwą instrukcji. Następnie kliknij przycisk Kontynuuj, aby uruchomić program skanujący i umożliwić prawidłową lokalizację woksela w korze somatosensorycznej beczki. Pod koniec skanowania przeciągnij zakładkę sekwencji laserowej do okna nazwy instrukcji i umieść woksel w środku obszaru kory somatosensorycznej pola beczkowego. Kliknij platformę regulacyjną, aby otworzyć edytowaną instrukcję skanowania i kliknij chybotanie, aby nieznacznie zmienić impedancję cewki odbiornika do strojenia. Po zakończeniu dostrajania kliknij przycisk Zastosuj, aby zamknąć edytor instrukcji i zastosować zmiany w edytowanej instrukcji. Nagraj mapę B0 i rozpocznij akwizycję pro diem MRS w okresie spoczynku. Uzyskaj inną sekwencję lokalizacyjną, aby porównać ją z pierwszą i potwierdź, że szczur nie poruszał się podczas akwizycji laserowej. Następnie włącz system zaciągania się powietrzem i użyj sekwencji laserowej, aby wykonać drugi proton MRS. Wykonaj końcową sekwencję lokalizacyjną, aby sprawdzić, czy szczur się poruszył, zanim przywrócisz łóżko do początkowej pozycji. Następnie usuń cewkę powierzchniową i wróć szczura na ławkę z monitorowaniem aż do pełnego wyzdrowienia. Aby przetworzyć obrazy MRS, otwórz kombinację liniową widm modelu lub oprogramowania do modelowania LC i wybierz odpowiedni typ danych i plik. Kliknij przycisk OK i w sekcji tytułu ręcznie wprowadź tytuł i zdefiniuj odpowiedni zakres części na mililitr. Następnie kliknij przycisk uruchom model LC, aby rozpocząć kwantyfikację modelu LC. Kiedy prawe wąsy są stymulowane za pomocą domowego systemu zaciągania się powietrzem, jak pokazano, w lewej korze lufy wykrywany jest dodatni sygnał BOLD, zwany również sonatosensorycznym polem beczkowym. Korzystając z anatomicznych obrazów rezonansu magnetycznego i schematu atlasu mózgu szczura, aktywowany obszar mózgu wizualizowany za pomocą funkcjonalnego rezonansu magnetycznego BOLD pozwala na umieszczenie woksela w obszarze somatosensorycznego pola beczkowego, który jest aktywowany podczas stymulacji wąsów. Po włączeniu paradygmatu stymulacji wąsów obserwuje się wzrost zawartości mleczanu w lewym polu beczki somatosensorycznej. Aby lepiej zobrazować fluktuacje metaboliczne między okresami spoczynku i aktywacji, można przeprowadzić odejmowanie spektralne. Z tego odjętego spektrum wzrost zawartości mleczanu wraz z aktywacją mózgu można znacznie łatwiej zwizualizować. Na przykład u tego szczura sygnał N-acetylolaparaginianu był nieznacznie zmniejszony. Podczas gdy pik mleczanu jest prawie nie wykrywany w tym widmie dekonwolucji in vivo w spoczynku, model LC był w stanie określić ilościowo pik z dobrą dokładnością i Cram

functional-magnetic-resonance-spectroscopy-at-7-t-rat-barrel-cortex

Research

JoVE Journal

Neuroscience

Neuronauka

Opracowaliśmy metodę jednoczesnego wykonywania funkcjonalnego obrazowania rezonansem magnetycznym oraz rejestracji elektrofizjologicznej w mózgu gryzoni, co stanowi platformę do badania zależności między aktywnością neuronalną a sygnałem fMRI zależnym od poziomu utlenowania krwi (BOLD).

Jednoczesne badanie fMRI i elektrofizjologii w mózgu gryzoni

Opisano technikę szerokiego otwierania bariery krew-mózg u myszy z wykorzystaniem mikropęcherzyków i ultradźwięków. Dzięki zastosowaniu tej metody do mózgu myszy można wprowadzić mangan. Ponieważ mangan jest środkiem kontrastowym do MRI, który kumuluje się w zdepolaryzowanych neuronach, podejście to umożliwia obrazowanie aktywności neuronalnej.

Funkcjonalne obrazowanie neuronaukowe z wykorzystaniem ultrasonicznego otwierania bariery krew-mózg i MRI z wzmocnieniem manganem

Źródło: Blanc, J., et al. Funkcjonalna spektroskopia rezonansu magnetycznego przy 7 t w korze lufy szczura podczas aktywacji wąsów. J. Vis. Exp. (2019 rok)Film ten przedstawia metodę analizy zmian metabolicznych w korze beczki szczura za pomocą funkcjonalnej spektroskopii rezonansu magnetycznego podczas stymulacji wąsów. Wyjściowe widma metabolitów są porównywane z widmami stymulowanymi w celu wykrycia wzrostu mleczanu w korze beczkowatej, potwierdzając pomyślną aktywację neuronów.

Funkcjonalna spektroskopia rezonansu magnetycznego kory lufy szczura podczas stymulacji wąsów

Ten protokół opisuje standardową metodę jednoczesnego funkcjonalnego obrazowania metodą rezonansu magnetycznego i głębokiej stymulacji mózgu u gryzonia. Połączone wykorzystanie tych narzędzi eksperymentalnych pozwala na badanie globalnej aktywności w odpowiedzi na stymulację elektryczną w praktycznie każdym miejscu w mózgu.

Głęboka stymulacja mózgu z jednoczesnym fMRI u gryzoni

Ten artykuł ma na celu opisanie podstawowego protokołu łączenia przezczaszkowej stymulacji prądem stałym (tDCS) z pomiarami spektroskopii magnetycznego rezonansu protonowego (1H-MRS) w celu zbadania wpływu obustronnej stymulacji na metabolizm pierwotnej kory ruchowej.

Zastosowanie spektroskopii rezonansu magnetycznego jako narzędzia do pomiaru wpływu przezczaszkowej stymulacji elektrycznej na pierwotny metabolizm kory ruchowej

Zastosowaliśmy powtarzalną przezczaszkową stymulację magnetyczną (rTMS) do jednostronnej półkuli mózgu szczura, umieszczając 25-milimetrową cewkę cyfry 8 1 cm bocznie do wierzchołka na linii dwuusznej i kątując cewkę o 45°. Własny system chłodzenia wodą był używany w rTMS przez ponad 20 minut.

Powtarzająca się przezczaszkowa stymulacja magnetyczna jednostronnej półkuli mózgu szczura

Ten protokół opisuje prostą metodę jednoczesnego rejestrowania kolokalizowanej elektroencefalografii (EEG) i wielolaminarnego potencjału pola lokalnego u znieczulonego szczura. Wykazano, że otwór w czaszce wywiercony w czaszce w celu wprowadzenia mikroelektrody powoduje znikome zniekształcenia sygnału EEG.

Jednoczesna rejestracja kolokalizowanej elektroencefalografii i lokalnego potencjału pola u gryzoni

Ten protokół opisuje kwantyfikację wolumetrycznych zmian hemodynamicznych mózgu w mózgu myszy za pomocą funkcjonalnych ultradźwięków (fUS). Procedury dla mapy aktywacji funkcjonalnej 3D po stymulacji sensorycznej, a także łączności funkcjonalnej w stanie spoczynku są przedstawione jako przykłady ilustracyjne u myszy znieczulonych i obudzonych.

Aktywacja 3D całego mózgu i mapowanie łączności funkcjonalnej u myszy przy użyciu przezczaszkowego funkcjonalnego obrazowania ultrasonograficznego

Szczegółowo opisana jest nowa procedura funkcjonalnego obrazowania u szczurów obudzonych z głową.

Implanty głowy do neuroobrazowania u przytomnych, nieruchomych szczurów

Proponuje się tani system zapisu elektroencefalograficznego w połączeniu z cewką o rozmiarach milimetrowych do napędzania przezczaszkowej stymulacji magnetycznej mózgu myszy in vivo. Korzystając z konwencjonalnych elektrod śrubowych z niestandardowym, elastycznym podłożem z matrycą wieloelektrodową, można przeprowadzić zapis w wielu miejscach z mózgu myszy w odpowiedzi na przezczaszkową stymulację magnetyczną.

Niedrogi elektroencefalograficzny system zapisu w połączeniu z cewką o rozmiarach milimetrowych do przezczaszkowej stymulacji mózgu myszy in vivo

Tutaj prezentujemy dwa protokoły do rejestracji mikro-elektrokortykografii o wysokiej gęstości (μEcoG) u szczurów i myszy, w tym metody chirurgiczne, implantacyjne i rejestracyjne. Zapisy μECoG są wykonywane w połączeniu z zapisem laminarnej politrody w korze słuchowej szczura lub z optogenetycznym manipulowaniem aktywnością neuronalną w korze somatosensorycznej myszy.

Wieloskalowe badania przetwarzania kory mózgowej poprzez integrację politrod laminarnych i optogenetyki z mikroelektrokortykografią u gryzoni

Poznaj funkcjonalną spektroskopię rezonansu magnetycznego w korze lufy szczura podczas aktywacji wąsów. Ta metoda pozwala nieinwazyjnie badać zmiany metaboliczne mózgu w czasie rzeczywistym.

Funkcjonalna spektroskopia rezonansu magnetycznego przy 7 t w korze lufy szczura podczas aktywacji wąsów

Przeglądaj więcej filmów