Name: Jednoczesna stymulacja elektryczna i mechaniczna w celu zwiększenia potencjału kardiomiogennego komórek (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2019-01-18T14:00:00.000+00:00
Duration: 7 min 41 s
Description: Odkryj metodę jednoczesnej stymulacji elektrycznej i mechanicznej komórek w celu zwiększenia ich potencjału kardiomiogennego. Technika ta znajduje zastosowanie w terapii komórkowej, modelowaniu chorób i badaniach przesiewowych leków.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Autorzy pragną podziękować członkom Programu Badawczego ICREC (IGTP, Badalona) oraz Grupy Elektronicznego i Biomedycznego (UPC, Barcelona), szczególnie Prof. J. Rosell-Ferrerowi. Ponadto autorzy wyrażają uznanie dla czasopisma STEM CELLS Translational Medicine i AlphaMed Press za umożliwienie adaptacji wcześniej opublikowanych rycin (Llucià-Valldeperas, et al.30). Opracowanie tego prototypu i projekt protokołu były wspierane przez Ministerio de Educación y Ciencia (SAF 2008-05144), Ministerio de Economía y Competitividad (SAF 2014-59892), 7. program ramowy Komisji Europejskiej (RECATABI, NMP3-SL-2009-229239), Fundació La Marató de TV3 (080330, 201516, 201502) oraz Fundación para la Innovación y la Prospectiva en Salud en España (FIPSE; 06-00001396-15).

To badanie wykorzystuje ludzkie kardiologiczne ATDPC z próbek pacjentów. Ich stosowanie zostało zatwierdzone przez lokalną komisję etyczną, a wszyscy pacjenci wyrazili świadomą zgodę. Protokół badania jest zgodny z zasadami określonymi w Deklaracji Helsińskiej.
1. Przygotowania
<ol>
	<li>Autoklawuj w autoklawie dwie pęsety, 12 platynowych elektrod PTFE do stymulacji elektrycznej i kilka ręczników papierowych w temperaturze 121 °C przez 20 minut.</li>
	<li>Wysterylizuj 12 niestandardowych konstrukcji PDMS (<silna klasa="xfig">Rysunek 1A).
	<ol>
		<li>Myć każdą konstrukcję 5 ml sterylnej, destylowanej wody z mieszaniem magnetycznym w temperaturze pokojowej przez 15 minut.</li>
		<li>Myć 1x 5 ml 70% etanolu z mieszaniem magnetycznym w temperaturze pokojowej przez 5 min.</li>
		<li>Przemyć 5x 5 ml sterylnej, destylowanej wody z mieszaniem magnetycznym w temperaturze pokojowej przez 10 minut na pranie, w celu usunięcia pozostałości alkoholowych.</li>
		<li>Wysuszyć konstrukcje na sterylnych ręcznikach papierowych wewnątrz komory przepływowej przez noc.</li>
		<li>Przechowuj je w sterylnych probówkach wirówkowych o pojemności 50 ml do czasu użycia.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
2. Sadzenie komórek (Dzień -1)
<ol>
	<li>Przed wysiewem komórek przenieś oczyszczone konstrukcje PDMS na sterylne płytki i wystaw je na działanie światła ultrafioletowego przez 5 minut, aby zapewnić całkowitą sterylizację.</li>
	<li>Przenieś każdy konstrukt na 35-milimetrową płytkę do hodowli komórkowej lub płytkę 6-dołkową w celu natychmiastowego wysiewu komórek.</li>
	<li>Trypsynizuj zlewającą się kolbę T75 z sercowymi ATDPC.
	<ol>
		<li>Przemyć kolbę T75 5 ml 1x soli fizjologicznej buforowanej fosforanami (PBS).</li>
		<li>Dodać 1 ml 0,05% trypsyny-EDTA i inkubować w temperaturze 37 °C przez 5 minut w celu odłączenia komórek.</li>
		<li>Dodaj 5 ml kompletnej pożywki, aby dezaktywować trypsynę-EDTA.</li>
		<li>Zebrać wszystkie komórki do probówki o pojemności 15 ml i przemyć kolbę 2x 5 ml PBS, aby zebrać pozostałe komórki.</li>
		<li>Wirować przy 230 x g przez 5 minut w temperaturze 22 °C, usunąć supernatant i ponownie zawiesić komórki w 2 ml kompletnej pożywki w celu policzenia ich w komorze hemocytometru.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Wysiewaj 200 μl sercowych ATDPC (2,5 x 105 komórek/ml) do puli komórkowej 12 konstruktów PDMS (<silna klasa="xfig">Rysunek 1A,B), aby następnego dnia ~80% powierzchni wysiewu pokryło się komórkami, i inkubuj w temperaturze 37 °C i 5% CO2, 
	nuta: Po 2–4 godzinach ogniwa należy przymocować. Inokulum komórkowe przygotowuje się w zależności od wielkości i wzrostu komórki. W przypadku mniejszych komórek należy zwiększyć gęstość wysiewu.</li>
	<li>Delikatnie dodaj 2 ml podgrzanej kompletnej pożywki (α-MEM uzupełnionej 10% płodowej surowicy bydlęcej, 1% L-glutaminy i 1% penicyliny-streptomycyny) na płytkę.</li>
	<li>Inkubować konstrukty w warunkach hodowli (zwykle 37 °C i 5% CO2 ) przez noc.</li>
</ol>
3. Konfiguracja stymulacji elektromechanicznej (Dzień 0)
<ol>
	<li>Przed rozpoczęciem procedury należy pobrać sześć konstruktów do stymulacji elektromechanicznej i sześć jako niestymulowane kontrole. Mając mniej niż sześć płytek na stymulację, użyj pustych konstruktów o tej samej objętości medium, aby zapewnić odpowiednią stymulację polem elektrycznym.</li>
	<li>Wyczyść jednostkę stymulacji 70% etanolem i umieść ją w komorze przepływowej.</li>
	<li>Przenieś sterylne elektrody i pęsetę do komory przepływowej.</li>
	<li>Usuń 90% pożywki z płytki hodowlanej, aby łatwo manipulować elektrodami i konstrukcjami. Po pierwsze, umieść konstrukty PDMS we właściwej pozycji, aby zapewnić przyciąganie magnetyczne (przemieszczenie PDMS w płytce hodowlanej w kierunku magnesu) zarówno między magnesami stałymi, jak i ruchomymi. Następnie podłącz przewód platynowy do złączy elektrod i części PTFE w wyznaczonym miejscu w konstrukcji PDMS.</li>
	<li>Dodaj 2,5 ml świeżej, wstępnie podgrzanej, kompletnej pożywki do każdego konstruktu. 
	nuta: Utrzymuj sterylność przez cały zabieg i operuj na jednym konstrukcie na raz. Pozostałe konstrukty należy utrzymywać w inkubatorze w temperaturze 37 °C i 5% CO2 do momentu użycia.</li>
	<li>Po umieszczeniu wszystkich konstrukcji PDMS i podłączeniu ich elektrycznie do platformy, należy wprowadzić platformę z powrotem do inkubatora w temperaturze 37 °C i 5% CO2 .</li>
	<li>Podłącz źródło elektryczne i mechaniczne.</li>
	<li>Skonfiguruj program stymulacji. Określ reżimy stymulacji elektrycznej i mechanicznej za pomocą interfejsów użytkownika stymulatora elektrycznego i aplikacji, która steruje stymulacją mechaniczną. Ustaw synchronizację w następujący sposób.
	<ol>
		<li>Włączyć stymulator elektryczny. Poczekaj, aż na wyświetlaczu pojawi się menu główne.
		<ol>
			<li>Następnie wybierz opcję 2: Edytuj sekwencję + Enter.</li>
			<li>Edytuj menu sekwencji w następujący sposób.
			<ol>
				<li>Użyj zakładki Tryb, aby wybrać napięcie lub prąd. Wybierz bieżącą, klikając + i naciśnij Enter.</li>
				<li>Na karcie Amplituda wybierz 1 (mA) za pomocą +/- i naciśnij Enter.</li>
				<li>W polu Period (T) (T) wybierz wartość 1000 (ms) z +/- i naciśnij Enter.</li>
				<li>Ustaw czas trwania impulsu (Tw) na 2 (ms) za pomocą +/- i naciśnij Enter.</li>
				<li>Na karcie Tryb wyzwalania wybierz opcję Zewnętrzne przez oprogramowanie i naciśnij Enter.</li>
				<li>Wróć do menu głównego wybierz opcję 4: Generuj sekwencję i naciśnij Enter. 
				UWAGA: Stymulator elektryczny pozostaje w trybie czuwania, dopóki nie otrzyma polecenia wyzwalania z aplikacji stymulatora mechanicznego przez port szeregowy.</li>
			</ol>
			</li>
		</ol>
		</li>
		<li>Wykonaj następujące kroki w sekcji stymulacji mechanicznej panelu aplikacji sterującej (<silna klasa="xfig">Rysunek 2C).
		<ol>
			<li>Wpisz 1,000 (ms) w kontrolce tekstu Okres impulsu.</li>
			<li>Wpisz 500 (ms) w kontrolce tekstowej czasu włączenia (Tw), aby ustawić czas trwania impulsu mechanicznego.</li>
			<li>Wpisz 2,000 (AU) w kontrolce tekstu Wychylenie, aby uzyskać 10% wydłużenie konstrukcji. Jest to liczba kroków w silniku sterowania liniowego. 
			UWAGA: Zastosowany tutaj protokół stymulacji składa się z monofazowych impulsów prostokątnych prądu przemiennego o długości 2 ms o napięciu 50 mV/cm przy 1 Hz i 10% rozciąganiu przez 7 dni. Czasy narastania i opadania impulsu mechanicznego są ustawione na 100 ms, aby z grubsza naśladować kształt impulsu ciśnienia w palenisku. Ponadto tryb powtarzania jest ustawiony na Ciągły i jest licznik wyświetlający liczbę impulsów.</li>
		</ol>
		</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Zmieniaj media 2 razy w tygodniu (poniedziałki i czwartki po południu). Najpierw usuń stare nośniki; następnie dodaj ciepłe media po bokach wspornika PDMS, nigdy bezpośrednio na puli komórek. 
	nuta: Jeśli komórki mają wysokie tempo wzrostu, podłoże należy wymieniać 3 razy w tygodniu (np. w poniedziałek, środę i piątek). Konieczne jest odłączenie i ponowne podłączenie wszystkich, ale nie ma potrzeby wyjmowania płytek hodowlanych i elektrod z ich miejsca.</li>
	<li>Próbki należy pobrać po przeprowadzeniu eksperymentu.</li>
</ol>
4. Pobieranie próbek na koniec eksperymentów (dzień 7)
<ol>
	<li>Do analiz RNA
	<ol>
		<li>Myj konstrukcję 2x 3 ml 1x PBS przez 5 minut w temperaturze pokojowej.</li>
		<li>Dodać 3 ml 0,05% trypsyny-EDTA do każdej płytki (tyle, aby pokryć całą konstrukcję) i odczekać 5 minut w temperaturze 37 °C.</li>
		<li>Po odłączeniu komórek dodaj 2 ml kompletnej pożywki, aby dezaktywować trypsynę-EDTA.</li>
		<li>Zbierz wszystkie komórki do probówki o pojemności 15 ml i umyj konstrukt 2x 3 ml PBS, aby zebrać pozostałe komórki.</li>
		<li>Wirować przy 230 x g przez 5 minut w temperaturze 22 °C.</li>
		<li>Usunąć supernatant i ponownie zawiesić osad w 1 ml PBS.</li>
		<li>Przenieść roztwór komórek do probówki o pojemności 1,5 ml i odwirować przy 230 x g przez 5 minut.</li>
		<li>Usunąć supernatant i przechowywać osad w temperaturze -80 °C w 700 μl odczynnika do lizy w celu dalszej izolacji RNA.</li>
		<li>Wyizoluj RNA za pomocą dostępnego w handlu zestawu, postępując zgodnie z instrukcjami producenta.</li>
		<li>Odwrotna transkrypcja wyizolowanego RNA za pomocą zestawu i losowych heksamerów, zgodnie z protokołem producenta.</li>
		<li>W przypadku małych stężeń RNA należy wstępnie amplifikować, a następnie rozcieńczyć w stosunku 1:5 wodą wolną od RNaz przed przeprowadzeniem kolejnej reakcji łańcuchowej polimerazy z odwrotną transkrypcją w czasie rzeczywistym (RT-PCR). Kontynuuj standardowy protokół RT-PCR w czasie rzeczywistym i sprawdź główne markery sercowe. 
		UWAGA: Typowe markery sercowe obejmują wczesne i późne markery z różnych kategorii, takich jak sercowe czynniki transkrypcyjne (specyficzny dla miocytów czynnik wzmacniający 2A [MEF2A], białko wiążące GATA 4 [GATA-4]) i strukturalne (troponina sercowa I [cTnI], troponina sercowa T [cTnT], α-aktynina) i regulacja wapnia (Connexin43 [Cx43], retikulum sarko-/endoplazmatyczne Ca2+-ATPaza [SERCA2])30. W razie potrzeby można również przeprowadzić izolację białka. Jednoczesną izolację RNA i białka można przeprowadzić z tą samą próbką, przy użyciu dostępnych na rynku odczynników i zestawów (tabela materiałów), jeśli ilość próbki jest mniejsza.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Do barwienia immunologicznego 
	nuta: Jest to wykonywane bezpośrednio na komórkach przyłączonych do puli komórek konstruktu PDMS. Dlatego zalecamy umieszczanie za każdym razem filmu parafinowego o wymiarach 1 cm x 1 cm na wierzchu puli komórek, z dala od pokrywy płytki, aby zminimalizować parowanie roztworów inkubacyjnych.
	<ol>
		<li>Myj konstrukcję 2x 3 ml PBS przez 5 minut w temperaturze pokojowej.</li>
		<li>Przymocuj komórki przymocowane do konstruktu za pomocą 2 ml 10% formaliny przez 15 minut w temperaturze pokojowej.</li>
		<li>Myj komórki 3x 3 ml PBS przez 5 minut w temperaturze pokojowej. W przypadku długotrwałego przechowywania próbki należy pozostawić w PBS z 0,1% azydkiem sodu w temperaturze 4 °C.</li>
		<li>Przetworzyć komórki za pomocą 3 ml PBS + 0,5% detergentu (3x, każdorazowo 5–10 min, w temperaturze pokojowej).</li>
		<li>Inkubować komórki ze 100 μl PBS + 10% surowicy końskiej + 0,2% detergentu + 1% albuminy surowicy bydlęcej w temperaturze pokojowej przez 1 godzinę, aby zablokować niespecyficzne wiązanie przeciwciał.</li>
		<li>Inkubować komórki ze 100 μl PBS + 10% surowicy końskiej + 0,2% detergentu + 1% albuminy surowicy bydlęcej + przeciwciała pierwszorzędowego w temperaturze pokojowej przez 1 godzinę. Na przykład pierwszorzędowe przeciwciała przeciwko Cx43 (1:100), sarkomerowi α-aktininie (1:100), GATA-4 (1:50), MEF2 (1:25) i SERCA2 (1:50).</li>
		<li>Umyć 3x 3 ml PBS w temperaturze pokojowej przez 5 min.</li>
		<li>Inkubować komórki ze 100 μl PBS + przeciwciała drugorzędowego w temperaturze pokojowej w ciemności przez 1 h. 
		nuta: Zastosowano przeciwciała drugorzędowe sprzężone z różnymi fluoroforami i środkiem przeciwbarwiącym.</li>
		<li>Umyj je 3x 3 ml PBS w temperaturze pokojowej w ciemności przez 5 min.</li>
		<li>Inkubować komórki ze 100 μl barwienia jądrowego (0,1 μg/ml) w PBS w temperaturze pokojowej w ciemności przez 15 minut.</li>
		<li>Umyj je 3x 3 ml PBS w temperaturze pokojowej w ciemności przez 5 min.</li>
		<li>Próbki należy przechowywać w 3 ml PBS z 0,1% azydkiem sodu w temperaturze 4 °C do momentu nabrania. 
		nuta: Akwizycja mikroskopowa jest możliwa w odwróconych mikroskopach fluorescencyjnych i konfokalnych z obiektywami o dużej odległości roboczej, ponieważ grubość konstrukcji wynosi około 0,5 mm.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>

Autorzy nie mają nic do ujawnienia, poza tym, że urządzenie i protokół stymulacji zostały wcześniej opatentowane (WO-2013185818-A1, WO-2017125159-A1).

Stymulacja elektromechaniczna wydaje się być bezpieczną alternatywą dla przygotowania komórek do nieprzyjaznego środowiska sercowego i zwiększenia ich zaangażowania sercowego. W tym przypadku protokół opisany dla komórek progenitorowych serca zwiększył ekspresję głównych markerów sercowych i stwierdzono, że jest korzystny dla ich następnej implantacji na mysim mięśniu sercowym30 po zawale serca. Ogólnie rzecz biorąc, elektromechanicznie stymulowane ATDPC serca zwiększały ekspresję genów związanych...

Funkcja serca opiera się na sprzężeniu pobudzenia elektrycznego i skurczu mechanicznego. W skrócie, połączenia międzykomórkowe kardiomiocytów umożliwiają propagację sygnałów elektrycznych, co prowadzi do niemal jednoczesnych skurczów serca, które pompują krew systemicznie oraz przez układ płucny. W związku z tym komórki serca podlegają zarówno siłom elektrycznym, jak i mechanicznym, które regulują ekspresję genów i funkcję komórkową. W związku z tym wiele zespołów badawczych podjęło próby opracowania platform hodowlanych naśladujących fizjologiczne środowisko serca, aby zrozumieć rolę stymulacji mechanicznej i elektrycznej w rozwoju, funkcji i dojrzewaniu serca. Stymulacje elektryczne i mechaniczne in vitro były stosowane oddzielnie w inżynierii tkankowej serca w celu zwiększenia właściwości funkcjonalnych, zwiększenia dojrzałości komórek lub poprawy sprzężenia międzykomórkowego i gospodarki wapniowej1,2,3,4,5,6,7,8,9,10,11,12,13,14,15,16,17,18,19,20,21. Niemniej jednak synchronizacja warunkowania elektromechanicznego pozostaje niewykorzystana ze względu na trudności w opracowaniu stymulatora i protokołu, a także konieczność optymalizacji22.
Wstępne prace traktowały stymulację elektromechaniczną jako połączenie stymulacji elektrycznej i perfuzji pożywki; jednak przepływ ten nie obejmuje odkształcenia opartego na naprężeniu, które jest typowe dla napełniania komór23,24,25. Później, bardziej fizjologiczne podejścia łączyły bodźce elektryczne z odkształceniem fizycznym lub rozciąganiem, aby naśladować skurcz izowolumetryczny26,27,28,29,30,31. Feng et al. opisali pierwszą demonstrację stymulacji elektromechanicznej w 2005 roku, raportując zwiększenie rozmiaru kardiomiocytów i poprawę ich właściwości skurczowych26. Wang et al. poddali mezenchymalne komórki macierzyste wstępnemu traktowaniu 5-azacytydyną i zastosowali jednoczesne kondycjonowanie elektryczne i mechaniczne, co poprawiło recelularyzację, żywotność komórek, różnicowanie w kierunku kardiomiocytów oraz przebudowę tkanki27. Od czasu tych publikacji więcej grup donosiło o stymulacji elektromechanicznej monowarstw komórkowych lub tkanek inżynieryjnych (np. Black28, Vunjak-Novakovic29,31 oraz nasza grupa30), przy czym pierwsze kondycjonowane komórki zostały przetestowane in vivo30. W skrócie, Morgan i Black przetestowali kilka kombinacji bodźców elektrycznych i mechanicznych, wykazując, że czas między stymulacjami był kluczowy, ponieważ opóźniona łączna stymulacja elektromechaniczna przyniosła najlepsze rezultaty28. Następnie Godier-Furnémont i współpracownicy zoptymalizowali protokół stymulacji elektromechanicznej dla inżynieryjnych konstruktów mięśnia sercowego z komórek serca noworodka szczura i osiągnęli, po raz pierwszy, dodatnią relację siła-częstotliwość29. Później nasza grupa zgłosiła, że komórki wstępnie kondycjonowane elektromechanicznie wykazywały zwiększoną ekspresję głównych markerów sercowych in vitro oraz szerokie korzystne efekty in vivo, takie jak poprawa funkcji serca lub zwiększenie gęstości naczyń w strefie brzeżnej zawału30. Najnowsza publikacja wykazała, że tkanki serca z kardiomiocytów pochodzących z komórek macierzystych, poddane kondycjonowaniu elektromechanicznemu, osiągnęły poziom dojrzałości bliższy strukturze i funkcji serca dorosłego człowieka31. Dodatkowo, alternatywne trójwymiarowe platformy stymulacyjne obejmują rusztowania elektroaktywne, które dostarczają sygnałów elektrycznych, mechanicznych i topograficznych do przytwierdzonych komórek32. Ponadto odkształcenie mechaniczne (rozciąganie i kompresja monowarstwy komórkowej) można indukować za pomocą rozciągliwych elektrod naśladujących normalne warunki fizjologiczne, a także warunki ekstremalne33.
Zatem uzasadnieniem jest przypuszczenie, że bodźce elektromechaniczne in vitro oparte na warunkach fizjologicznych mogą zwiększyć potencjał kardiomiogenny komórki. Rzeczywiście, taka stymulacja mogłaby wspomóc dalszą integrację komórek terapeutycznych z mięśniem sercowym w scenariuszu klinicznym lub zwiększyć dojrzałość tkanki w zastosowaniach związanych z przesiewaniem leków.
Dodatkowo wyizolowaliśmy i scharakteryzowaliśmy populację ludzkich komórek progenitorowych pochodzących z tkanki tłuszczowej o pochodzeniu sercowym (cardiac ATDPCs)34. Komórki te znajdują się w tłuszczu epikardialnym. Wykazują one korzystne efekty histopatologiczne i funkcjonalne w leczeniu zawału mięśnia sercowego, a także zachowują potencjał różnicowania w kierunku kardiomiocytów i komórek śródbłonka.30,35. Postawiliśmy hipotezę, że korzyści te wzrosną po stymulacji biofizycznej.
W związku z tym opracowaliśmy urządzenie oraz schemat stymulacji dla badanej populacji komórek i zbadaliśmy ich efekty. Niniejszy protokół elektromechaniczny stanowi nową strategię indukowania aktywnego rozciągania komórek w sposób sterylny i nieinwazyjny w porównaniu z poprzednimi publikacjami36, w połączeniu ze stymulacją polem elektrycznym. Przedstawiona tutaj technika szczegółowo opisuje urządzenie i metodę stosowaną do stymulacji elektrycznej, mechanicznej oraz elektromechanicznej komórek.
Urządzenie to może zapewnić stymulację elektryczną i mechaniczną, niezależnie lub jednocześnie. Stymulacja jest przeprowadzana w sposób nieinwazyjny i aseptyczny przy użyciu nowej metody, która obejmuje wysterylizowane podłoże dla komórek, elektrody umieszczone wewnątrz standardowej płytki hodowlanej oraz platformę indukującą siły mechaniczne i elektryczne (Rysunek 1).
Platforma może pomieścić do sześciu płytek hodowlanych i składa się z kanapkowej struktury wykonanej z wycinanego laserowo polimetakrylanu metylu oraz elementów płytki drukowanej. Prototyp platformy opiera się na kombinacji monofazowego programowalnego stymulatora elektrycznego sterowanego komputerowo, płytki drukowanej zapewniającej stabilne połączenie elektrod oraz sześciu niklowanych magnesów neodymowych o wymiarach 10 mm x 10 mm x 5 mm, umieszczonych przy jednej stronie płytek hodowlanych. Znajduje się tam również aluminiowy pręt z sześcioma magnesami napędzającymi (ten sam model), umieszczony przed drugą stroną płytek hodowlanych i przesuwany za pomocą liniowego serwomotoru. Silnik jest sterowany przez kontroler silnika, obsługiwany przez port RS-232 za pomocą komercyjnego oprogramowania (patrz: Tabela materiałów). Za pośrednictwem interfejsu użytkownika i programowalnego stymulatora możliwe jest zaprogramowanie natężenia prądu, czasu trwania i częstotliwości impulsu, częstotliwości stymulacji mechanicznej, jej cyklu pracy, liczby impulsów, amplitudy impulsu (wychylenie magnesu) oraz nachylenia zbocza.
<img alt="Układ elektrofizjologiczny z magnesami, elektrodami i złączami do stymulacji elektrycznej; przedstawiona analiza danych." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/58934/58934fig1.jpg" data-altupdatedat="1788250015000" data-alt="Rycina 1"> 
Rycina 1: Stymulator elektromechaniczny. (A) Konstrukcja z PDMS używana do kondycjonowania komórek. (B) Schemat konstrukcji z PDMS, zawierający elektrody i magnesy. (C) Szczegół widoku płytki drukowanej (platformy) wykorzystywanej do przeprowadzania kondycjonowania elektromechanicznego. Panel ten został zmodyfikowany na podstawie pracy Llucià-Valldeperas et al.30. (D) Zdjęcie platformy stymulacji elektromechanicznej oraz interfejsu użytkownika (komputera). <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/58934/58934fig1large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.</a>
Zarówno stymulator, jak i metoda kondycjonowania elektromechanicznego zostały w pełni opisane w dwóch międzynarodowych patentach, WO-2013185818-A137 oraz WO-2017125159-A138.
Biokompatybilne konstrukcje silikonowe, zaprojektowane w celu zapewnienia wsparcia strukturalnego dla komórek, elektrod i magnesów, zostały opisane wcześniej10,21. W skrócie składają się one z polidimetylosiloksanu (PDMS), formowanego i utwardzanego w temperaturze pokojowej, o module Younga wynoszącym 1,3 MPa, co jest wartością zbliżoną do poziomów fizjologicznych. Konstrukcja zawiera zbiornik do hodowli komórkowej w obszarze elastycznym (10 mm x 10 mm x 2 mm), dwa wewnętrzne szczeliny poprzeczne do mocowania elektrod oraz dwa zatopione niklowane magnesy neodymowe o wymiarach 6 mm x 2 mm x 4 mm. Elektrody wykonano z platynowego drutu o średnicy 0,2 mm, owiniętego wokół rdzenia z politetrafluoroetylenu (PTFE) o wymiarach 2 mm x 3 mm x 12 mm (21 cm na elektrodę, około 23 zwoje) i rozmieszczono je po przeciwnych stronach obszaru elastycznego, aby wytworzyć pole elektryczne służące do indukcji stymulacji elektrycznej. Rozciąganie mechaniczne jest realizowane poprzez przyciąganie magnetyczne między magnesami zatopionymi w podłożu a magnesami zewnętrznymi umieszczonymi obok płytki hodowlanej oraz na ruchomym ramieniu aluminiowym. W ten sposób podłoże komórkowe może być rozciągane bez naruszania bariery sterylnej. Podejście to jest odpowiednie dla monowarstwy komórkowej, ale może zostać zaadaptowane również do konstrukcji trójwymiarowych.
Dodatkowo, w miejscu wysiewu komórek można odcisnąć regularny wzór, wykorzystując liniową siatkę dyfrakcyjną (1 250 rowków/mm). Bezpośrednia wizualizacja komórek hodowanych na konstrukcie z PDMS pod mikroskopem w świetle przechodzącym i fluorescencyjnym jest możliwa dzięki jego przezroczystości i grubości 0,5 mm. W niniejszym przypadku basen hodowlany z PDMS posiada pionowy wzór powierzchniowy, prostopadły do siły rozciągania, aby zorientować komórki prostopadle do pola elektrycznego, co minimalizuje gradient pola elektrycznego w obrębie komórki.
Rysunek 1 przedstawia szczegółowy opis konstrukcji i urządzenia wykorzystanego do stymulacji. Konstrukcja z PDMS oraz jej charakterystyka zostały zoptymalizowane pod kątem rozciągania komórek (Rysunek 1A,B). Stymulator został opracowany i zwalidowany w celu skutecznego zastosowania pożądanej stymulacji elektrycznej i mechanicznej komórek przytwierdzonych do konstrukcji z PDMS. Proces ten obejmuje zapewnienie dobrej łączności oraz łatwości obsługi przez użytkownika za pomocą interfejsu oprogramowania (Rysunek 1C,D).
Procedura stymulacji komórek przy użyciu tego specjalnie wykonanego urządzenia została opisana w sekcji protokołu.

<table><tbody><tr><td>Stymulator</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>niklowane magnesy neodymowe</td><td>Supermagnete</td><td>Q-10-10-05-N</td><td></td></tr><tr><td>niklowane magnesy neodymowe</td><td>Supermagnete</td><td>Q-06-04-02-HN</td><td></td></tr><tr><td>polidimetylosiloksan (PDMS) SYLGAR 184 Zestaw elastomerów silikonowych</td><td>Dow Corning Corp</td><td>184</td><td></td></tr><tr><td>krata dyfrakcyjna w kratki (1250 rowki/mm)</td><td>Newport</td><td>05RG150-1250-2</td><td></td></tr><tr><td>Sterownik silnika</td><td>Faulhaber</td><td>MCLM-3006-S</td><td></td></tr><tr><td>Labview</td><td>National Instruments</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Cell culture</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>fosforanowa sól fizjologiczna buforowana fosforanem (PBS)</td><td>Gibco</td><td>70013-065</td><td></td></tr><tr><td>0,05% trypsyna-EDTA</td><td>Gibco</td><td>25300-120</td><td></td></tr><tr><td>35 mm naczynie do hodowli komórkowych</td><td>BD Falcon</td><td>45353001</td><td></td></tr><tr><td>płodowa surowica bydlęca (FBS)</td><td>Gibco</td><td>10270-106</td><td></td></tr><tr><td>L-Glutamina 200 mM, 100x</td><td>Gibco</td><td>25030-024</td><td></td></tr><tr><td>Penicilina/Streptomicine, 10.000 U/mL</td><td>Gibco</td><td>15140-122</td><td></td></tr><tr><td>Minimum niezbędne podłoże orzeł (alfa-MEM)</td><td>Sigma</td><td>M4526-24x500ML</td><td></td></tr><tr><td>Białko & Analizy RNA</silny></td><td></td><td></td><td></td></tr>inhibitor <tr><td>proteazy</td><td>koktajl Sigma</td><td>P8340</td><td></td></tr><tr><td>QIAzol Odczynnik do lizy</td><td>Qiagen</td><td>79306</td><td></td></tr><tr><td>AllPrep Zestaw RNA/Białkowy</td><td>Qiagen</td><td>50980404</td><td></td></tr><tr><td>Rneasy mini zestaw</td><td>Qiagen</td><td>74104</td><td></td></tr><tr><td>Uniwersalny zestaw sond iTaq One-Step</td><td>Bio-Rad Laboratories</td><td>172-5140</td><td></td></tr><tr><td>Heksamery losowe</td><td>Qiagen</td><td>79236</td><td></td></tr><tr><td>TaqMan PreAmp MasterMix 2x</td><td>Applied Biosystems</td><td>4391128</td><td></td></tr><tr><td>TaqMan Universal PCR MasterMix</td><td>Applied Biosystems</td><td>4324018</td><td></td></tr><tr><td>Immunostaining</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>10% formalina</td><td>Sigma</td><td>HT-501128-4L</td><td></td></tr><tr><td>surowica końska</td><td>Sigma</td><td>H1138</td><td></td></tr><tr><td>Triton X-100</td><td>Sigma</td><td>X100-500ML</td><td></td></tr><tr><td>Albumina surowicy bydlęcej (BSA)</td><td>Sigma</td><td>A7906-100G</td><td></td></tr><tr><td>PARAFILM</td><td>Sigma</td><td>P6543</td><td></td></tr><tr><td>4',6-diamidino-2-fenyloindol (DAPI)</td><td>Sigma</td><td>D9542</td><td></td></tr><tr><td>Phalloidin Alexa 568</td><td>Invitrogen</td><td>A12380</td><td></td></tr><tr><td>azydek sodu</td><td>Sigma</td><td>S8032-100g</td><td></td></tr><tr><td>Hoechst 33342</td><td>Sigma</td><td>14533</td><td></td></tr><tr><td>Connexin-43 królicze przeciwciało pierwszorzędowe</td><td>Sigma</td><td>C6219 lot#061M4823</td><td></td></tr><tr><td>sarkomeryczne i alfa-aktynina mysie przeciwciało pierwszorzędowe</td><td>Sigma</td><td>A7811 lot#080M4864</td><td></td></tr><tr><td>GATA-4 kozie przeciwciało pierwotne</td><td>R& D</td><td>AF2606 VAZ0515101</td><td></td></tr><tr><td>Pierwszorzędowe przeciwciało królika MEF2</td><td>Santa Cruz</td><td>sc-313 lot#E0611</td><td></td></tr><tr><td>SERCA2 kozie przeciwciało pierwotne</td><td>Santa Cruz</td><td>sc-8095 lot#D2709</td><td></td></tr><tr><td>Cy3 przeciwciało drugorzędowe</td><td>Jackson ImmunoResearch</td><td>711-165-152</td><td></td></tr><tr><td>Przeciwciało wtórne Cy3</td><td>Jackson ImmunoResearch</td><td>715-165-151</td><td></td></tr><tr><td>Cy3 wtórne przeciwciało</td><td>Jackson ImmunoResearch</td><td>712-165-150</td><td></td></tr><tr><td>Przeciwciało drugorzędowe Cy2</td><td>Jackson ImmunoResearch</td><td>715-225-150</td><td></td></tr><tr><td>Przeciwciało drugorzędowe Cy2</td><td>Jackson ImmunoResearch</td><td>711-225-152</td><td></td></tr><tr><td>Przeciwciało drugorzędowe Cy2</td><td>Jackson ImmunoResearch</td><td>705-225-147</td><td></td></tr></tbody></table>

jednoczesna stymulacja elektryczna i mechaniczna w celu zwiększenia potencjału kardiomiogennego komórek

Simultaneous Electrical and Mechanical Stimulation to Enhance Cells' Cardiomyogenic Potential

Choroby układu krążenia są główną przyczyną zgonów w krajach rozwiniętych. W związku z tym zapotrzebowanie na skuteczne terapie komórkami serca zmotywowało naukowców zajmujących się komórkami macierzystymi i bioinżynierią do opracowania in vitro wysokiej jakości ludzkiego mięśnia sercowego zarówno do badań podstawowych, jak i zastosowań klinicznych. Jednak niedojrzały fenotyp komórek serca jest ograniczeniem w uzyskiwaniu tkanek, które funkcjonalnie naśladują dorosły mięsień sercowy, który charakteryzuje się głównie sygnałami mechanicznymi i elektrycznymi. W związku z tym celem tego protokołu jest przygotowanie i dojrzewanie docelowej populacji komórek poprzez stymulację elektromechaniczną, rekapitulację parametrów fizjologicznych. Inżynieria tkankowa serca ewoluuje w kierunku bardziej biologicznych podejść, a zatem strategie oparte na bodźcach biofizycznych nabierają rozpędu. Opracowane w tym celu urządzenie jest unikalne i umożliwia indywidualną lub jednoczesną stymulację elektryczną i mechaniczną, starannie scharakteryzowaną i zwalidowaną. Ponadto, mimo że metodologia została zoptymalizowana pod kątem tego stymulatora i określonej populacji komórek, można ją łatwo dostosować do innych urządzeń i linii komórkowych. Uzyskane wyniki dostarczają dowodów na zwiększone zaangażowanie serca w populacji komórek po stymulacji elektromechanicznej. Komórki stymulowane elektromechanicznie wykazują zwiększoną ekspresję głównych markerów sercowych, w tym genów wczesnych, strukturalnych i regulujących wapń. To kondycjonowanie komórek może być przydatne w dalszej regeneracyjnej terapii komórkowej, modelowaniu chorób i wysokoprzepustowych badaniach przesiewowych leków.

Rysunek 2 przedstawia ogólny schemat przyjęty dla stymulacji komórek. W skrócie, komórki wysiano na konstrukt z PDMS i poddano stymulacji elektromechanicznej, przy czym wymianę pożywki przeprowadzano dwa razy w tygodniu. Komórki niestymulowane posłużyły jako kontrola dla kondycjonowania elektromechanicznego. Dodatkowo wprowadzono do eksperymentu kolejną grupę kontrolną, w której wykorzystano podskórne ATDPCs jako kontrolę dla sercowych ATDPCs. Podskórne ATDPC...

Tutaj prezentujemy protokół treningu populacji komórek za pomocą bodźców elektrycznych i mechanicznych naśladujących fizjologię serca. Ta elektromechaniczna stymulacja zwiększa potencjał kardiomiogenny leczonych komórek i jest obiecującą strategią dla dalszej terapii komórkowej, modelowania choroby i badań przesiewowych leków.

Jednoczesna stymulacja elektryczna i mechaniczna w celu zwiększenia potencjału kardiomiogennego komórek

Cardiovascular diseases are the leading cause of death in developed countries. Consequently, the demand for effective cardiac cell therapies has motivated ...

Jest to metoda polegająca na zastosowaniu stymulacji elektromechanicznej na komórkach. Ma wiele zastosowań do badania jego wpływu na populację komórek, wstępnego treningu do dostarczania in vivo i dojrzewania komórek. Zaletą jest to, że bodźce elektryczne i mechaniczne mogą być stosowane za pomocą tego samego urządzenia pojedynczo lub jednocześnie, zachowując nienaruszoną sterylność wirusa.Ta technika jest pośrednim podejściem do naszej terapii. Uważa się, że terapia komórkowa jest stymulowana elektromechanicznie, komórki mogą być interesującą populacją komórek do leczenia mięśnia sercowego. Ta metoda ogólnie należy do dziedziny sercowo-naczyniowej, ale może być również stosowana do układu nerwowego.Jest to łatwa technika, która wymaga cierpliwości. Najtrudniejszą częścią będzie praca z małymi kawałkami i utrzymanie sterylności przez cały czas. Są drobne szczegóły manipulacji, które są trudne do wyjaśnienia, więc wizualna demonstracja jest naprawdę pomocna.Zacznij od przeniesienia 12 oczyszczonych konstruktów PDMS na sterylne 10-centymetrowe płytki. Aby zapewnić całkowitą sterylizację, wystawiaj płytki na działanie światła UV przez pięć minut. Następnie przenieś każdy konstrukt na oddzielną 35-milimetrową płytkę do hodowli komórkowej lub 6-dołkową płytkę w celu natychmiastowego wysiewu komórek.Aby rozpocząć wysiewanie komórek, najpierw umyj zlewającą się kolbę T75 sercowych ATDPC pięcioma mililitrami 1x PBS. Aby odłączyć komórki, dodaj jeden mililitr 0,05% trypsyny-EDTA. I inkubować w temperaturze 37 stopni Celsjusza przez pięć minut.Następnie dodaj pięć mililitrów kompletnej pożywki, aby dezaktywować trypsynę-EDTA. Zbierz wszystkie odłączone komórki w 15-mililitrowej probówce. Umyj szkło komórkowe dwukrotnie pięcioma mililitrami PBS, aby zebrać pozostałe komórki i dodaj je do 15-mililitrowej probówki.Wirować przy 230 g przez pięć minut w temperaturze 22 stopni Celsjusza. Usuń supernatant i ponownie zawieś komórki w dwóch mililitrach kompletnego podłoża i policz je za pomocą hemocytometru. Wysiewaj 200 mikrolitrów sercowych ATDPC do każdej płytki za pomocą konstruktów PDMS, aby uzyskać około 80% powierzchni wysiewu pokrytej komórkami następnego dnia.Inkubować w temperaturze 37 stopni Celsjusza i 5% CO2. Delikatnie dodać 2 mililitry wstępnie podgrzanego kompletnego podłoża na płytkę. Inkubuj komórki z konstruktami w temperaturze 37 stopni Celsjusza i 5% CO2 przez noc.Przed rozpoczęciem tej procedury przypisz sześć z 12 konstruktów do stymulacji elektromechanicznej i zachowaj sześć dla niestymulowanych kontroli. Użyj 70% etanolu do czyszczenia jednostki stymulującej. Umieść jednostkę stymulującą, sterylne elektrody i pęsetę w komorze przepływowej.Aby łatwo manipulować elektrodami i konstrukcjami, należy usunąć 90% pożywki z każdej płytki do hodowli komórek. Umieść konstrukcje PDMS we właściwej pozycji w kierunku magnesu, aby zapewnić przyciąganie magnetyczne zarówno między magnesami stałymi, jak i ruchomymi. Te dwa poprzednie kroki, w których manipulujesz konstruktami PDMS komórki i elektrodami, zachowując sterylność przez cały proces, są najbardziej krytyczne.Następnie podłącz przewód platynowy do złączy elektrod. Ustaw część elektrod z PTFE w wyznaczonych miejscach w konstrukcjach PDMS. Dodaj 2,5 mililitra świeżej, wstępnie podgrzanej, kompletnej pożywki do każdej konstrukcji.Po umieszczeniu wszystkich konstrukcji PDMS i podłączeniu ich elektrycznie do platformy, umieść platformę z powrotem w inkubatorze o temperaturze 37 stopni Celsjusza i 5% CO2. Następnie podłącz źródło elektryczne i mechaniczne. Aby skonfigurować program stymulacji, należy określić reżimy stymulacji elektrycznej i mechanicznej za pomocą interfejsów użytkownika stymulatora elektrycznego i aplikacji, która steruje stymulacją mechaniczną.Aby ustawić synchronizację, włącz stymulator elektryczny i poczekaj, aż na wyświetlaczu pojawi się menu główne. Następnie wybierz opcję drugą, edytuj sekwencję i Enter. Aby edytować menu sekwencji, użyj zakładki tryb, aby wybrać bieżącą"klikając plus" i naciskając Enter "Na okres wybierz 1000" z plusem / minusem i naciśnij Enter "A dla zakładki trybu wyzwalania wybierz zewnętrzne przez oprogramowanie i naciśnij Enter" Dla zakładki amplitudy wybierz 1 "z plusem / minusem i naciśnij Enter" Następnie wróć do menu głównego, wybierz opcję 4, a następnie wygeneruj sekwencję i naciśnij Enter"W sekcji stymulacji mechanicznej panelu aplikacji sterowania najpierw napisz 1000"w kontrolce tekstu z kropką plus.Następnie napisz 500 "w kontrolce tekstowej czasu włączenia, aby ustawić czas trwania impulsu mechanicznego. Na koniec napisz 2000" w kontrolce tekstu wychylenia, aby uzyskać wydłużenie konstrukcji o 10%. Zmieniaj nośnik komórkowy dwa razy w tygodniu, najpierw usuwając stary nośnik, a następnie dodając ciepły, świeży nośnik po bokach wspornika PDMS.Siódmego dnia, pod koniec eksperymentu, zbierz próbki zgodnie z opisem w rękopisie. Elektromechanicznie stymulowane ATDPC serca zwiększyły ich potencjał kardiomiogenny. Wskazał na to PCR w czasie rzeczywistym, który wykazał zwiększoną ekspresję wczesnych i późnych genów sercowych, w szczególności czynnika transkrypcyjnego serca GATA-4, markera strukturalnego łańcucha ciężkiego beta-miozyny i genu związanego z wapniem Connexin43.Barwienie falloidyną na tle włókien aktyny wykazało, że większość komórek ustawiła się zgodnie z pionowym wzorem. Dystrybucja Connexin43 odbywała się głównie w cytoplazmie i błonie komórkowej, przyczyniając się do komunikacji wewnątrzkomórkowej poprzez połączenia szczelinowe. Czynniki transkrypcyjne MEF2 i GATA-4 zlokalizowano w jądrach sercowych ATDPC.Ale GATA-4 nie został wykryty w podskórnych ATDPC. Markery cytoplazmatyczne SERCA2 i alfa-aktynina sarkomerowa nie wykazywały dojrzałej organizacji sarkomerowej typowej dla kardiomiocytów. Bicia nie obserwowano w kontrolnych i stymulowanych populacjach komórek.Kluczowe znaczenie ma zdrowa monowarstwa komórek na początku tego protokołu i utrzymanie sterylności przez cały czas trwania zabiegu. Po pobraniu próbki można przeprowadzić standardowe techniki ekspresji białek genomu. Technika ta pomaga lepiej zrozumieć wpływ bodźców elektrycznych i/lub mechanicznych komórek.Do niedawna niemożliwe było używanie tego samego urządzenia do obu stymulacji, co utrudniało porównywanie wyników.

simultaneous-electrical-mechanical-stimulation-to-enhance-cells

Research

JoVE Journal

Bioengineering

Bioinżynieria

Opracowaliśmy protokół indukcji kardioblastów bezpośrednio z pluripotencjalnych ludzkich embrionalnych komórek macierzystych utrzymywanych w ściśle określonych warunkach z użyciem małych cząsteczek, co umożliwia pozyskanie dużej ilości ludzkich progenitorów serca oraz funkcjonalnych kardiomiocytów do regeneracji układu sercowo-naczyniowego.

Efektywne otrzymywanie prekursorów kardiologicznych i kardiomiocytów ludzkich z pluripotencjalnych ludzkich embrionalnych komórek macierzystych z wykorzystaniem indukcji małocząsteczkowej

Dostarczanie komórek do mięśnia sercowego w mysich modelach chorób sercowo-naczyniowych, takich jak nadciśnienie czy zawał mięśnia sercowego, jest szeroko stosowane do testowania potencjału terapeutycznego różnych typów komórek w badaniach regeneracyjnych. Dlatego szczegółowy opis i przejrzysta wizualizacja tego zabiegu chirurgicznego pomogą określić ograniczenia i zalety analiz terapeutycznych komórek sercowo-naczyniowych u małych gryzoni.

Dostarczanie komórek do mięśnia sercowego: obserwacje w mysich sercach

Ten manuskrypt opisuje tworzenie zdefiniowanych tkanek serca za pomocą ekspresji markerów powierzchniowych i sortowania komórek. Zdefiniowane tkanki mogą być następnie wykorzystane w bioreaktorze wielotkankowym do zbadania mechanizmów terapii komórkami serca w celu zapewnienia funkcjonalnego, a jednocześnie kontrolowanego systemu modelowego ludzkiego serca.

Budowa zdefiniowanych tkanek serca zaprojektowanych przez człowieka w celu zbadania mechanizmów terapii komórkami serca

Prezentujemy trzy nowatorskie i bardziej efektywne protokoły różnicowania ludzkich indukowanych pluripotencjalnych komórek macierzystych na kardiomiocyty, komórki śródbłonka i komórki mięśni gładkich oraz metodę dostarczania, która poprawia wszczepianie przeszczepionych komórek poprzez połączenie iniekcji komórek z dostarczaniem cytokin za pośrednictwem łatki.

Pluripotencjalne komórki serca pochodzące z komórek macierzystych do naprawy mięśnia sercowego

Platforma biowire serca to metoda in vitro używana do dojrzewania ludzkich embrionalnych i indukowanych pluripotencjalnych kardiomiocytów pochodzących z komórek macierzystych (hPSC-CM) poprzez połączenie trójwymiarowej hodowli komórek ze stymulacją elektryczną. W niniejszym manuskrypcie przedstawiono szczegółową konfigurację platformy biowire serca.

Dojrzewanie kardiomiocytów pochodzących z ludzkich komórek macierzystych w bioprzewodach za pomocą stymulacji elektrycznej

Tutaj opisujemy przygotowanie żywotnych wycinków komorowych od dorosłych myszy i ich wykorzystanie do rejestracji potencjału czynnościowego elektrod ostrych. Te wielokomórkowe preparaty zapewniają zachowaną in vivo strukturę tkankową, co czyni je cennym modelem do badań elektrofizjologicznych i farmakologicznych in vitro.

Mysie plastry serca o krótkiej osi do badań elektrofizjologicznych

Tutaj prezentujemy solidną metodę przeprogramowania pierwotnych fibroblastów embrionalnych w funkcjonalne kardiomiocyty poprzez nadekspresję GATA4, Hand2, Mef2c, Tbx5, miR-1 i miR-133 (GHMT2m) wraz z hamowaniem sygnalizacji TGF-β. Nasz protokół generuje bicie kardiomiocytów już po 7 dniach od transdukcji z wydajnością do 60%.

Tłumienie sygnalizacji pro-fibrotycznej nasila przeprogramowanie fibroblastów embrionalnych myszy w indukowane kardiomiocyty za pośrednictwem czynników

W tym protokole pokazujemy i rozwijamy, jak używać ludzkich indukowanych pluripotencjalnych komórek macierzystych do różnicowania i oczyszczania kardiomiocytów, a ponadto, jak poprawić efektywność ich przeszczepu za pomocą wstępnego leczenia inhibitorem kinazy białkowej związanej z Rho w modelu zawału mięśnia sercowego u myszy.

Zwiększenie wszczepienia indukowanych przez człowieka pluripotencjalnych kardiomiocytów pochodzących z komórek macierzystych poprzez przejściowe hamowanie aktywności kinazy Rho

Dostarczanie komórek pod kontrolą ultradźwięków w miejscu zawału mięśnia sercowego u myszy jest bezpiecznym, skutecznym i wygodnym sposobem przeszczepu komórek.

Indukowana ultradźwiękami indukowana pluripotencjalna implantacja kardiomiocytów pochodzących z komórek macierzystych u myszy z zawałem mięśnia sercowego

Tutaj demonstrujemy nieinwazyjną metodę oceny kurczliwości kardiologicznych urządzeń medycznych przy użyciu monowarstw 2D indukowanych przez człowieka pluripotencjalnych komórek macierzystych pochodzących z kardiomiocytów (hiPSC-CM), platerowanych na elastycznym podłożu, w połączeniu z mikroskopią opartą na wideo. Narzędzie to będzie przydatne do oceny in vitro właściwości skurczowych urządzeń do elektrofizjologii serca.

Ocena terapii modulacji kurczliwości serca w kardiomiocytach 2D pochodzących z ludzkich komórek macierzystych

Użycie światła do kontrolowania komórek i tkanek serca umożliwia bezkontaktową stymulację, zachowując w ten sposób naturalny stan i funkcję komórek, co czyni ją wartościowym podejściem zarówno do badań podstawowych, jak i zastosowań terapeutycznych.

Mikrofizjologiczny system serca do badania propagacjiCa2+ za pomocą niegenetycznej stymulacji optycznej

Odkryj metodę jednoczesnej stymulacji elektrycznej i mechanicznej komórek w celu zwiększenia ich potencjału kardiomiogennego. Technika ta znajduje zastosowanie w terapii komórkowej, modelowaniu chorób i badaniach przesiewowych leków.

Jednoczesna stymulacja elektryczna i mechaniczna w celu zwiększenia potencjału kardiomiogennego komórek

Przeglądaj więcej filmów