Name: System indukcyjny do grupowania aparatów szparkowych za pomocą zanurzenia w roztworze cukru w siewkach rzodkiewnika pospolitego (Arabidopsis thaliana) (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2019-02-15T14:30:00.000+00:00
Duration: 4 min 32 s
Description: Poznaj metodę indukcji grupowanych aparatów szparkowych w liścieniach Arabidopsis thaliana za pomocą roztworu z sacharozą. Technika umożliwia obserwację chloroplastów i mikrotubul w komórkach szparkowych metodą mikroskopii konfokalnej.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Jesteśmy wdzięczni Prof. Seiichiro Hasezawie za jego życzliwe wsparcie naszej pracy. Prace te zostały wsparte grantami Japońskiego Towarzystwa Promocji Nauki (JSPS) KAKENHgrant o numerach 17K19380 i 18H05492, z The Sumitomo Foundation for a Grant for Basic Science Research Projects grant numer 160146 oraz The Canon Foundation dla T.H. Ten eksperymentalny system został opracowany dzięki wsparciu finansowemu JSPS KAKENHgrant nr 26891006 dla K. A. Dziękujemy mgr Robbie Lewisowi z Edanz Group (www.edanzediting.com/ac) za redakcję szkicu manuskryptu.

1. Przygotowanie 3% roztworu 1/2 Murashige-Skoog zawierającego sacharozę
<ol>
	<li>Do zlewki dodać 1,1 g pośrednich soli Murashige-Skoog i 15 g sacharozy.</li>
	<li>Dodaj 490 ml wody destylowanej i dobrze wymieszaj za pomocą mieszadła.</li>
	<li>Dostosuj pH do 5,8 za pomocą KOH.</li>
	<li>Rozcieńczyć do 500 ml wodą destylowaną i przenieść roztwór do średniej butelki.</li>
	<li>Wysterylizować roztwór w autoklawie (121 °C, 20 min). Jeśli roztwór ten nie zostanie natychmiast zużyty, może być przechowywany w temperaturze 4 °C po sterylizacji.</li>
</ol>
2. Indukcja zgrupowanych aparatów szparkowych przez zanurzenie w roztworze zawierającym sacharozę
<ol>
	<li>Wysterylizuj nasiona.
	<ol>
		<li>Przygotuj roztwór sterylizacyjny, dodając 500 μl 5% aktywnego roztworu chloru NaClO i 1 μl 10% Triton X-100 do 500 μl sterylnej wody.</li>
		<li>Umieść ok. 50 transgenicznych nasion A. thaliana z markerem fluorescencyjnym, takim jak CT-GFP11 lub GFP-TUB612 w probówce o pojemności 1,5 ml.</li>
		<li>Dodaj 1 ml 70% roztworu etanolu i dobrze wymieszaj, odwracając pięć razy. Pozostaw na 1 min.</li>
		<li>Nasiona opadną na dno tuby. Na czystej ławce delikatnie usuń 70% etanol za pomocą mikropipety i dodaj 1 ml roztworu sterylizacyjnego. Dobrze wymieszaj, odwracając pięć razy i odstaw na 5 minut.</li>
		<li>Umyj nasiona. Kontynuując pracę w warunkach aseptycznych, na czystej ławce, delikatnie usuń roztwór za pomocą mikropipety i dodaj 1 ml sterylnej wody. Powtórz ten krok pięć razy.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Dodaj 1,5 ml wysterylizowanego 3% roztworu 1/2 pożywki Murashige-Skoog zawierającego sacharozę do każdego dołka 24-dołkowej płytki na czystej ławce.</li>
	<li>Dodaj dwa wysterylizowane nasiona do każdej studzienki. Przyklej pokrywkę do płytki 24-dołkowej za pomocą dwóch warstw parafilmu.</li>
	<li>Przenieść 24-dołkową płytkę do komory wzrostowej ustawionej w temperaturze 23,5 °C w cyklu 12-godzinnym/12-godzinnym światło-ciemność przy użyciu 100 μmol m−2 s−1 białego światła i inkubować przez 14 dni.</li>
</ol>
3. Obserwacja mikroskopowa skupionych aparatów szparkowych
<ol>
	<li>Umieścić 30 μl 3% roztworu 1/2 pożywki Murashige-Skoog zawierającego sacharozę z dołka płytki 24-dołkowej na środku szkiełka podstawowego (rozmiar: 76 × 26 mm, grubość: 1,0-1,2 mm).</li>
	<li>Usuń liścienie z 14-dniowej sadzonki za pomocą nożyczek preparujących. Unieś liścienie stroną obserwacyjną skierowaną do góry na kropli roztworu.</li>
	<li>Przygotuj próbkę liścienia zgodnie z naszą poprzednią metodą13. Zasadniczo umieść 30 μl roztworu na środku szkła nakrywkowego (rozmiar: 18 × 18 mm, grubość: 0,12-0,17 mm). Odwróć szklankę nakrywkową do góry nogami i delikatnie połóż ją na liścieniu. Zetrzyj nadmiar buforu za pomocą niestrzępiącej się chusteczki.</li>
	<li>Umieść próbkę na stoliku konfokalnego mikroskopu laserowego i wybierz zgrupowane komórki ochronne do obserwacji przy użyciu oświetlenia jasnego pola.</li>
	<li>Uzyskaj obrazy konfokalne znakowanych fluorescencyjnie struktur wewnątrzkomórkowych zgodnie z instrukcjami producenta mikroskopu.</li>
</ol>

<ol><li>Raschke, K., Fellows, M. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Stomatal+movement+in+Zea+mays%3A+shuttle+of+potassium+and+chloride+between+guard+cells+and+subsidiary+cells%5BTitle%5D)+AND+%22Planta%22%5BJournal%5D)">Stomatal movement in Zea mays: shuttle of potassium and chloride between guard cells and subsidiary cells.</a> Planta. 101 (4), 296-316 (1971).</li>
<li>Higaki, T., Hashimoto-Sugimoto, M., Akita, K., Iba, K., Hasezawa, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Dynamics+and+environmental+responses+of+PATROL1+in+Arabidopsis+subsidiary+cells%5BTitle%5D)+AND+%22Plant+and+Cell+Physiology%22%5BJournal%5D)">Dynamics and environmental responses of PATROL1 in Arabidopsis subsidiary cells.</a> Plant and Cell Physiology. 55 (4), 773-780 (2013).</li>
<li>Bergmann, D. C., Sack, F. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Stomatal+development%5BTitle%5D)+AND+%22Annual+Review+of+Plant+Biology%22%5BJournal%5D)">Stomatal development.</a> Annual Review of Plant Biology. 58, 163-181 (2007).</li>
<li>Pillitteri, L. J., Torii, K. U. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mechanisms+of+stomatal+development%5BTitle%5D)+AND+%22Annual+Review+of+Plant+Biology%22%5BJournal%5D)">Mechanisms of stomatal development.</a> Annual Review of Plant Biology. 63, 591-614 (2012).</li>
<li>Sakai, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+chemical+compound+bubblin+induces+stomatal+mispatterning+in+Arabidopsis+by+disrupting+the+intrinsic+polarity+of+stomatal+lineage+cells%5BTitle%5D)+AND+%22Development%22%5BJournal%5D)">The chemical compound bubblin induces stomatal mispatterning in Arabidopsis by disrupting the intrinsic polarity of stomatal lineage cells.</a> Development. 144 (3), 499-506 (2017).</li>
<li>Akita, K., Hasezawa, S., Higaki, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Breaking+of+plant+stomatal+one-cell-spacing+rule+by+sugar+solution+immersion%5BTitle%5D)+AND+%22PLOS+One%22%5BJournal%5D)">Breaking of plant stomatal one-cell-spacing rule by sugar solution immersion.</a> PLOS One. 8 (9), 72456(2013).</li>
<li>Chen, X. Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+Arabidopsis+callose+synthase+gene+GSL8+is+required+for+cytokinesis+and+cell+patterning%5BTitle%5D)+AND+%22Plant+Physiology%22%5BJournal%5D)">The Arabidopsis callose synthase gene GSL8 is required for cytokinesis and cell patterning.</a> Plant Physiology. 150 (1), 105-113 (2009).</li>
<li>Guseman, J. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Dysregulation+of+cell-to-cell+connectivity+and+stomatal+patterning+by+loss-of-function+mutation+in+Arabidopsis+chorus+%28glucan+synthase-like+8%29%5BTitle%5D)+AND+%22Development%22%5BJournal%5D)">Dysregulation of cell-to-cell connectivity and stomatal patterning by loss-of-function mutation in Arabidopsis chorus (glucan synthase-like 8).</a> Development. 137 (10), 1731-1741 (2010).</li>
<li>Akita, K., Hasezawa, S., Higaki, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cortical+microtubules+and+fusicoccin+response+in+clustered+stomatal+guard+cells+induced+by+sucrose+solution+immersion%5BTitle%5D)+AND+%22Plant+Signaling+and+Behavior%22%5BJournal%5D)">Cortical microtubules and fusicoccin response in clustered stomatal guard cells induced by sucrose solution immersion.</a> Plant Signaling and Behavior. 13 (4), 1454815(2018).</li>
<li>Akita, K., Hasezawa, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Sugar+solution+induces+clustered+lips%5BTitle%5D)+AND+%22Cytologia%22%5BJournal%5D)">Sugar solution induces clustered lips.</a> Cytologia. 79 (2), 125-126 (2014).</li>
<li>Holzinger, A., Buchner, O., Lütz, C., Hanson, M. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Temperature-sensitive+formation+of+chloroplast+protrusions+and+stromules+in+mesophyll+cells+of+Arabidopsis+thaliana%5BTitle%5D)+AND+%22Protoplasma%22%5BJournal%5D)">Temperature-sensitive formation of chloroplast protrusions and stromules in mesophyll cells of Arabidopsis thaliana.</a> Protoplasma. 230 (1-2), 23-30 (2007).</li>
<li>Abe, T., Hashimoto, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Altered+microtubule+dynamics+by+expression+of+modified+%CE%B1-tubulin+protein+causes+right-handed+helical+growth+in+transgenic+Arabidopsis+plants%5BTitle%5D)+AND+%22The+Plant+Journal%22%5BJournal%5D)">Altered microtubule dynamics by expression of modified α-tubulin protein causes right-handed helical growth in transgenic Arabidopsis plants.</a> The Plant Journal. 43 (2), 191-204 (2005).</li>
<li>Higaki, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Real-time+imaging+of+plant+cell+surface+dynamics+with+variable-angle+epifluorescence+microscopy%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%22%5BJournal%5D)">Real-time imaging of plant cell surface dynamics with variable-angle epifluorescence microscopy.</a> Journal of Visualized Experiments. (106), 53437(2015).</li>
</ol>

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Przedstawiono protokoły indukcji skupionych aparatów szparkowych u siewek A. thaliana poprzez zanurzenie roztworu pożywki zawierającej sacharozę. Jak pokazano tutaj, metoda ta jest bardzo prosta i nie wymaga specjalistycznych umiejętności, ale może skutecznie wywołać skupione aparaty szparkowe. Ponad 45% komórek ochronnych jest zgrupowanych w 3% roztworze pożywki zawierającej sacharozę (średnie wartości z ponad 20 niezależnych obserwacji)6. Co więcej, ten eksperymentalny system może być b...

Roślinna stomia jest niezbędnym organem do wymiany gazowej dla fotosyntezy i transpiracji, a ruch aparatów szparkowych jest realizowany przez znaczące zmiany w komórkach ochronnych poprzez pobieranie i uwalnianie wody przez jony. Pod mikroskopem możemy zaobserwować rozłożony wzór rozmieszczenia aparatów szparkowych na powierzchni liści i łodyg. Uważa się, że ten rozłożony rozkład aparatów szparkowych wspomaga ruch aparatów szparkowych, który jest regulowany przez wymianę jonów i wody między komórkami ochronnymi a sąsiednimi komórkami naskórka1,2. Eksperymentalne systemy indukcyjne dla aparatów szparkowych w klastrach są przydatne do badania znaczenia rozmieszczenia aparatów szparkowych w odstępach między nimi.
Doniesiono, że przestrzenne grupowanie aparatów szparkowych może być wywołane przez genetyczną modyfikację kluczowych genów do różnicowania komórek ochronnych3,4 lub leczenie związkiem chemicznym5. Stwierdziliśmy również, że leczenie zanurzeniowe roztworem pożywki uzupełnionym cukrami, w tym sacharozą, glukozą i fruktozą, powodowało grupowanie się aparatów szparkowych w liścieniach siewek Arabidopsis thaliana6. W naskórku liścienia traktowanym sacharozą zaobserwowano zmniejszoną kalozę w nowych ścianach komórkowych oddzielających merysteroidy i komórki naskórka, co sugeruje, że zanurzenie w roztworze sacharozy negatywnie wpływa na ścianę komórkową, co zapobiega wyciekowi i ektopowemu działaniu kluczowych produktów genowych dla różnicowania komórek ochronnych (np. czynników transkrypcyjnych) w kierunku sąsiednich komórek naskórka6. Podobny mechanizm został zasugerowany na podstawie badań nad mutantami gsl8/chor7,8. Nasz eksperymentalny system do powtarzalnej indukcji aparatów szparkowych w klastrach przy użyciu roztworu pożywki zawierającej sacharozę jest dość łatwy i tani. Może być również używany do badania struktur wewnątrzkomórkowych, takich jak organelle i cytoszkielet w zgrupowanych komórkach ochronnych, gdy jest stosowany do linii transgenicznych wyrażających markery fluorescencyjne, które oznaczają struktury wewnątrzkomórkowe9,10.

<table><tbody><tr><td>Płytka 24-dołkowa</td><td>Sumitomo Bakelite</td><td>MS-0824R</td><td></td></tr><tr><td>Laser 488 nm</td><td>Furukawa Denko</td><td>HPU-50101-PFS2</td><td></td></tr><tr><td>Laser 488 nm</td><td>Olympus</td><td>Sapphire488-20/O</td><td></td></tr><tr><td>510 nm filtr długoprzepustowy</td><td>Olympus</td><td>BA510IF</td><td></td></tr><tr><td>524 - filtr pasmowo-przepustowy 546 nm</td><td>Semrock</td><td>FF01-535/22-25</td><td></td></tr><tr><td>530 nm krótkoprzepustowy filtr</td><td>Olympus</td><td>BA530RIF</td><td></td></tr><tr><td>561 nm laser</td><td>CVI Melles Griot</td><td>85-YCA-025-040</td><td></td></tr><tr><td>604 - 644 nm filtr pasmowo-przepustowy</td><td>Semrock</td><td>FF01-624/40-25</td><td></td></tr><tr><td>Konfokalna głowica skanująca</td> laserowa <td>Yokogawa</td><td>CSU10</td><td></td></tr><tr><td>Konfokalna głowica skanująca</td><td>laserowa Olympus</td><td>FV300</td><td></td></tr><tr><td>Chłodzona kamera CCD</td><td>Fotometria</td><td>Oprogramowanie do akwizycji obrazu CoolSNAP HQ2</td><td></td></tr><tr><td></td><td>Urządzenia molekularne</td><td>MetaMorph wersja 7.8.2.0</td><td></td></tr><tr><td>Oprogramowanie do akwizycji obrazów</td><td>Olympus</td><td>FLUOVIEW v5.0</td><td></td></tr><tr><td>Olejek immersyjny</td><td>Olympus</td><td>Olejek immersyjny Typ-F</td><td>ne = 1,518 (23 stopnie)</td></tr><tr><td>Mikroskop odwrócony</td><td>Olympus</td><td>IX-70</td><td></td></tr><tr><td>Mikroskop odwrócony</td><td>Olympus</td><td>IX-71</td><td></td></tr><tr><td>Mieszanina soli roślinnej Murashige i Skoog</td><td>FUJIFILM Wako Pure Chemical Corporation</td><td>392-00591</td><td>Murashige T i Skoog F (1962) Poprawiona pożywka do szybkiego wzrostu i testów biologicznych z kulturami tkanek tytoniu. Physiologia Plantarum 15(3), 473-497.</td></tr><tr><td>Soczewka obiektywu&nbsp;</td><td>Olympus</td><td>UPlanApo 100x / 1.35 NA Olej Irys 1.35</td><td>NA = 1.35</td></tr><tr><td>Soczewka obiektywu&nbsp;</td><td>Olympus</td><td>UPlanAPO 40x / 0.85 NA</td><td>NA = 0.85</td></tr><tr><td>Sacharoza</td><td>FUJIFILM Wako Pure Chemical Corporation</td><td>196-00015</td><td></td></tr></tbody></table>

system indukcyjny do grupowania aparatów szparkowych za pomocą zanurzenia w roztworze cukru w siewkach rzodkiewnika pospolitego (arabidopsis thaliana)

An Induction System for Clustered Stomata by Sugar Solution Immersion Treatment in Arabidopsis thaliana Seedlings

Ruch aparatów szparkowych pośredniczy w wymianie gazowej roślin, która jest niezbędna do fotosyntezy i transpiracji. Otwieranie i zamykanie aparatów szparkowych odbywa się odpowiednio poprzez znaczny wzrost i spadek objętości komórek ochronnych. Ponieważ transport wahadłowy jonów i wody zachodzi między komórkami ochronnymi a większymi sąsiednimi komórkami naskórka podczas ruchu aparatów szparkowych, rozmieszczenie aparatów szparkowych roślin jest uważane za optymalne rozmieszczenie ruchów aparatów szparkowych. Eksperymentalne systemy do zakłócania rozmieszczenia aparatów szparkowych są przydatne do zbadania znaczenia wzoru odstępów. Zidentyfikowano kilka kluczowych genów związanych z rozmieszczeniem aparatów szparkowych, a skupione aparaty szparkowe mogą być eksperymentalnie indukowane poprzez zmianę tych genów. Alternatywnie, grupowane aparaty szparkowe mogą być również indukowane przez zabiegi egzogenne bez modyfikacji genetycznej. W tym artykule opisujemy prosty system indukcji skupionych aparatów szparkowych u siewek Arabidopsis thaliana poprzez zanurzenie roztworu pożywki zawierającej sacharozę. Nasza metoda jest łatwa i ma bezpośrednie zastosowanie do linii transgenicznych lub zmutowanych. Większe chloroplasty są przedstawiane jako biologiczna cecha charakterystyczna skupionych komórek ochronnych indukowanych sacharozą. Ponadto przedstawiono reprezentatywny konfokalny obraz mikroskopowy mikrotubul korowych jako przykład wewnątrzkomórkowej obserwacji skupionych komórek ochronnych. Promieniowa orientacja mikrotubul korowych jest utrzymywana w skupionych komórkach ochronnych, tak jak w rozmieszczonych komórkach ochronnych w warunkach kontrolnych.

W niniejszej pracy przedstawiono protokół prostej metody indukowania skupiania się szparek przy użyciu pożywki zawierającej sacharozę u siewek A. thaliana. Zgrupowane komórkitwarde wyhodowane w pożywce z sacharozą (Rysunek 1B) posiadają większe chloroplasty niż komórkitwarde wyhodowane w warunkach kontrolnych bez sacharozy (Rysunek 1A). Powiększenie chloroplastów potwierdzono za pomocą C...

Celem tego protokołu jest pokazanie, jak indukować skupione aparaty szparkowe w liścieniach siewek Arabidopsis thaliana poprzez zanurzenie roztworu pożywki zawierającej cukier oraz jak obserwować struktury wewnątrzkomórkowe, takie jak chloroplasty i mikrotubule w zgrupowanych komórkach ochronnych za pomocą konfokalnej mikroskopii laserowej.

System indukcyjny do grupowania aparatów szparkowych za pomocą zanurzenia w roztworze cukru w siewkach rzodkiewnika pospolitego (Arabidopsis thaliana)

Stomatal movement mediates plant gas exchange, which is essential for photosynthesis and transpiration. Stomatal opening and closing are accomplished by a ...

Metoda ta pozwoliła odpowiedzieć na kluczowe pytanie z zakresu biologii rozwoju roślin. Czyli jakie znaczenie ma przestrzenne rozmieszczenie aparatów szparkowych? Nasz system indukcji grupowanych aparatów szparkowych przy użyciu roztworu sacharozy jest dość łatwy i ma bezpośrednie zastosowanie do transgenicznych lub zmutowanych linii Arabidopsis thaliana.Na początek dodaj 1,1 grama średnich soli Murashige-Skoog i 15 gramów sacharozy do zlewki. Dodaj 490 mililitrów wody destylowanej do zlewki i wymieszaj z mieszadłem. Użyj wodorotlenku potasu, aby dostosować pH do 5,8.Następnie rozcieńczyć roztwór 500 mililitrami wody destylowanej i przenieść rozcieńczony roztwór do średniej butelki. Następnie przeprowadź autoklaw roztworu. Przygotuj roztwór do sterylizacji zgodnie z protokołem tekstowym.Następnie, pracując w warunkach aseptycznych, umieść około 50 transgenicznych nasion A.thaliana z fluorescencyjnym markerem w 1,5-mililitrowej probówce. Następnie dodaj jeden mililitr 70% etanolu do probówki i wymieszaj, odwracając rurkę pięć razy. Po pozostawieniu nasion na dnie probówki, delikatnie usuń etanol za pomocą mikropipety.Dodaj jeden mililitr roztworu sterylizacyjnego do nasion i odwróć probówkę pięć razy, aby wymieszać. Delikatnie usuń roztwór sterylizacyjny z nasion za pomocą mikropipety. Następnie dodaj jeden mililitr sterylnej wody.Dodaj 1,5 mililitra roztworu Murashige-Skoog do każdego dołka na 24-dołkowej płytce. Następnie dodaj dwa wysterylizowane nasiona do każdej studzienki. Za pomocą dwóch warstw parafilmu przyklej pokrywkę do płytki.Następnie przenieś płytkę do komory wzrostowej w celu inkubacji przez 14 dni. Najpierw przenieś 30 mikrolitrów roztworu Murashige-Skoog z płytki 24-dołkowej na środek szkiełka podstawowego. Za pomocą nożyczek preparacyjnych usuń liścienie z 14-dniowej sadzonki.Unosić liścienie stroną obserwacyjną skierowaną do góry na kropli roztworu Murashige-Skooga. Przygotuj liścienie zgodnie z metodami opisanymi wcześniej w Journal of Visualized Experiments. Ustaw próbkę na stoliku konfokalnego mikroskopu laserowego.Na koniec użyj oświetlenia jasnego pola, aby wybrać zgrupowane komórki ochronne do obserwacji. W tym protokole grupowanie aparatów szparkowych zostało wywołane u siewek A.thaliana. Skupione komórki ochronne wyhodowane w pożywce zawierającej sacharozę mają większe chloroplasty niż komórki ochronne wyhodowane w warunkach wolnych od sacharozy.Powiększenie chloroplastów potwierdzono za pomocą markera zrębu chloroplastów i autofluorescencyjnych chlorofilów, co sugeruje, że leczenie sacharozą spowodowało akumulację ziarna skrobi w chloroplastach. Ponadto obserwacja konfokalna GFP tub-6 ujawniła, że mikrotubule korowe były zorientowane promieniowo w komórkach traktowanych sacharozą, podobnie jak w komórkach ochronnych wolnych od sacharozy. Właściwie odkryliśmy tę metodę przez przypadek.Po tym odkryciu zbadaliśmy reakcję środowiskową skupionych aparatów szparkowych. Wierzymy, że nasz system może pomóc w zbadaniu znaczenia rozmieszczenia aparatów szparkowych.

an-induction-system-for-clustered-stomata-sugar-solution-immersion

Research

JoVE Journal

Environment

Środowisko

Przedstawiamy procedurę składania testu na ściółkę nasienną (SCBA) z nasion Arabidopsis thaliana. Wykazano, że aparat oddechowy jest potężnym narzędziem do genetycznego i in vitro, w jaki sposób bielmo kontroluje kiełkowanie nasion w uśpionych nasionach i w odpowiedzi na sygnały świetlne. Aparat oddechowy ma zasadniczo zastosowanie w każdej sytuacji, w której podejrzewa się, że bielmo wpływa na wzrost zarodka.

Test ściółki nasiennej do genetycznego zbadania in vitro, w jaki sposób bielmo kontroluje kiełkowanie nasion u Arabidopsis thaliana

Ca2+ reguluje różnorodne procesy biologiczne w roślinach. W tym miejscu przedstawiamy podejścia do monitorowania przestrzennych i czasowych sygnałów Ca2 + wywołanych stresem abiotycznym w komórkach i tkankach rzodkiewnika przy użyciu genetycznie kodowanych wskaźników Ca2 + Aequorin lub Case12.

Pomiar przestrzennych i czasowych sygnałów Ca2+ u rzodkiewnika

System Lateral Root Induible System (LRIS) pozwala na synchroniczną indukcję korzeni bocznych i jest prezentowany dla Arabidopsis thaliana i kukurydzy.

System indukowany korzeniami bocznymi u Arabidopsis i kukurydzy

Ten artykuł opisuje metody badania przesiewowego genów kontrolujących przepuszczalność plazmodalną, a tym samym gradient auksyny podczas odpowiedzi tropikalnej. Obejmuje to pomiar stopnia odpowiedzi tropikalnej u hipokotylu Arabidopsis thaliana i sprawdzenie przepuszczalności plazmodalnej przez obciążenie kwasem 8-hydroksypireno-1,3,6-trisulfonowym (HPTS) i wreszcie ocenę poziomu kalozy.

Strategia walidacji roli bramkowania plazmodowego za pośrednictwem kalozy w odpowiedzi tropikalnej

Ten protokół przedstawia metodę obserwacji embriogenezy u Arabidopsis poprzez usuwanie zalążków, a następnie kontrolę tworzenia się wzorów zarodków pod mikroskopem.

Metoda charakteryzowania embriogenezy u Arabidopsis

Delikatna maszyna do ładowania dotykiem zbudowana jest ze szczotek do włosów ludzkich, ramion robota i kontrolera. Szczotki do włosów są napędzane przez ramiona robotyczne zainstalowane na maszynie i poruszają się okresowo, aby wywierać siłę nacisku na rośliny. Siła dotyku włosów sterowanych maszynowo jest porównywalna z siłą dotyku nakładanego ręcznie.

Oszczędzający pracę i powtarzalny protokół ekranowy sygnalizacji siły dotyku do badania tigmomorfogenezy modelowej rośliny Arabidopsis thaliana

Tutaj opisujemy wytwarzanie i zastosowanie zestawu transgenicznych linii Arabidopsis thaliana umożliwiających indukowalną, specyficzną tkankowo ekspresję w trzech głównych merystemach, merystemie wierzchołkowym pędu, merystemie wierzchołkowym korzenia i kambium.

Indukowalna, specyficzna dla typu komórki ekspresja u Arabidopsis thaliana poprzez transaktywację za pośrednictwem LhGR

Udostępniamy metodę identyfikacji modulatorów transpiracji dolistnej poprzez zakrojone na szeroką skalę badania przesiewowe biblioteki złożonej.

Identyfikacja nowych regulatorów transpiracji roślin za pomocą wielkoskalowych badań termowizyjnych u Helianthus annuus

Protokół wgłębień mikroskopii sił atomowych oferuje możliwość przeanalizowania roli fizycznych właściwości ściany komórkowej konkretnej komórki tkanki lub organu podczas normalnego lub ograniczonego wzrostu (tj. przy niedoborze wody).

Mikroskopia sił atomowych w celu zbadania właściwości fizycznych komórek naskórka żywych korzeni rzodkiewnika

Ten artykuł opisuje dwie metody fenotypowania bez użycia peelingów naskórka do scharakteryzowania genów kontrolujących rozwój aparatów szparkowych. Pierwsza metoda pokazuje, jak analizować fenotyp aparatów szparkowych przy użyciu naskórka roślinnego barwionego błękitem O-toluidyny. Druga metoda opisuje, w jaki sposób identyfikować ligandy szparkowe i monitorować ich aktywność biologiczną.

Identyfikacja genów zaangażowanych w rozwój aparatów szparkowych poprzez ocenę fenotypu naskórka

Tutaj prezentujemy prostą metodę bezpośredniej obserwacji i automatycznego pomiaru reakcji aparatów szparkowych na inwazję bakterii u Arabidopsis thaliana. Metoda ta wykorzystuje przenośne urządzenie do obrazowania aparatów szparkowych wraz z potokiem analizy obrazu przeznaczonym do obrazów liści zarejestrowanych przez urządzenie.

Bezpośrednia obserwacja i automatyczny pomiar reakcji aparatów szparkowych na Pseudomonas syringae pv. pomidor DC3000 w rzodkiewniku pospolitym (Arabidopsis thaliana)

Poznaj metodę indukcji grupowanych aparatów szparkowych w liścieniach Arabidopsis thaliana za pomocą roztworu z sacharozą. Technika umożliwia obserwację chloroplastów i mikrotubul w komórkach szparkowych metodą mikroskopii konfokalnej.

System indukcyjny do grupowania aparatów szparkowych za pomocą zanurzenia w roztworze cukru w siewkach rzodkiewnika pospolitego (Arabidopsis thaliana) (Wideo) | JoVE Journal

System indukcyjny do grupowania aparatów szparkowych za pomocą zanurzenia w roztworze cukru w siewkach rzodkiewnika pospolitego (Arabidopsis thaliana)

Przeglądaj więcej filmów