Name: Metoda przebijania mikroelektrod w celu zarejestrowania potencjału błony z kaniulowanej tętnicy środkowej mózgu (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2019-07-02T14:00:00.000+00:00
Duration: 6 min 32 s
Description: Poznaj metodę przebijania mikroelektrod do rejestracji potencjału błony z kaniulowanej tętnicy środkowej mózgu. Technika ta umożliwia ocenę czynników farmakologicznych wpływających na napięcie naczyniowe i przepływ krwi.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Ta praca była częściowo wspierana przez granty z programu badawczego Intramural Support Research Program (IRSP) z UMMC, AHA Scientist Development Grant (13SDG14000006) przyznany Mallikarjuna R. Pabbidi.

Samce szczurów były trzymane w Ośrodku Opieki nad Zwierzętami na UMMC, który jest zatwierdzony przez Stowarzyszenie Oceny i Akredytacji Opieki nad Zwierzętami Laboratoryjnymi (AAALAC). Zwierzęta miały swobodny dostęp do pożywienia i wody przez cały czas trwania badania. Zwierzęta utrzymywano w kontrolowanym środowisku o temperaturze 24 ± 2 °C, wilgotności 60–80% i 12-godzinnych cyklach światła/ciemności. Wszystkie protokoły zostały zatwierdzone przez Komitet ds. Opieki nad Zwierzętami i Ich Użytkowania UMMC.
1. Przygotowanie sprzętu
<ol>
	<li>Umieść dwukanałowy wzmacniacz elektrometru różnicowego (patrz tabela materiałów) w pobliżu komory naczynia i w żądanym miejscu.</li>
	<li>Podłącz wyjście amplifier kanał A lub B do wejścia kanału digitizera za pomocą BNC-BNC.</li>
	<li>Zamontuj sondę w mikromanipulatorze i umieść ją w pobliżu mikroskopu i miografu. Konfiguracja nagrywania musi być zainstalowana na stole bez wibracji.</li>
	<li>Umieść pokrętła i przełączniki z przodu amplifier w pozycjach, które konfigurują go do tego eksperymentu, zgodnie z opisem w instrukcji.</li>
	<li>Podłącz uziemienie wanny do uziemienia obwodu amplifier za pomocą odpowiedniej elektrody. Podobnie upewnij się, że klatka jest uziemiona do obudowy amplifier.</li>
</ol>
2. Przygotowanie mikroelektrod i montaż
<ol>
	<li>Użyj mikroelektrod ze szkła borokrzemianowego (patrz tabela materiałów) i pociągnij szklaną końcówkę, aby uzyskać stożek 8–10 mm, średnicę <1 μm i rezystancję 80–120 MΩ po napełnieniu 3 M KCl.
	<ol>
		<li>Użyj standardowego ściągacza, aby uzyskać krótkie, stopniowe zwężanie się, stosując następujące ustawienia: ciepło = 650; prędkość = 20; ciągnięcie = 25; czas = 250 i dwukrotne zapętlenie dla wyższych oporów i mniejszych końcówek. Zapoznaj się z tabelą materiałów, ponieważ ustawienia są specyficzne dla instrumentu. 
		nuta: Średnica końcówki <1 μm spowoduje minimalne uszkodzenie ogniwa po przebiciu.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Napełnij mikroelektrodę 3 M KCl za pomocą strzykawki z mikrofibry (patrz Tabela Materiałów).
	<ol>
		<li>Powoli pociągnąć tłok strzykawki z mikrofibry do góry, jednocześnie wstrzykując 3 M KCl do mikroelektrody, aby zrobić miejsce na wypełnienie płynu i zapobiec tworzeniu się pęcherzyków powietrza wewnątrz mikroelektrody.</li>
		<li>Napełnij mikroelektrodę do pełnego napełnienia i upewnij się, że nie ma pęcherzyków powietrza przed umieszczeniem jej w uchwycie mikroelektrody. Jeśli obecne są pęcherzyki, delikatnie postukaj palcem w mikroelektrodę, aby usunąć pęcherzyki.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Zachowując ostrożność, mocno wepchnij trzpień elektrody do uchwytu przez wywiercony otwór. Jeśli obecny jest nadmiar płynu, usuń go chusteczką.</li>
	<li>Podłącz zespół uchwytu elektrody do ampsonda lifier. Przeprowadź test elektrody, wyreguluj przesunięcie wejścia, sprawdź ustawienie zera i sprawdź wyciek sygnału wejściowego sondy zgodnie z instrukcją amp.</li>
	<li>Zmierz rezystancję elektrody za pomocą testu elektrody, jak pokazano w tabeli 1.</li>
	<li>Należy zauważyć, że działająca elektroda wyświetla dodatnie przesunięcie napięcia DC o 1 mV/MΩ na wyjściu kanału. Z drugiej strony, jeśli na wyjściu kanału i na mierniku pojawi się duże napięcie, oznacza to zablokowaną lub pękniętą elektrodę.</li>
	<li>Otwórz oprogramowanie do nagrywania, przypisz nazwę do pliku i zapisz go do przyszłej analizy w oprogramowaniu do przechowywania.</li>
</ol>
3. Izolacja i kaniulacja tętnicy środkowej mózgu
<ol>
	<li>Przygotowanie odczynników.
	<ol>
		<li>Przygotować roztwór soli fizjologicznej o normalnej i niskiej zawartości wapnia (PSS) zgodnie z opisem w Tabeli 2.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Przygotuj miograf.
	<ol>
		<li>Przepłucz komorę miografu (patrz Tabela materiałów) wielokrotnie wodą destylowaną, aby była wolna od zanieczyszczeń. Załaduj komorę 5 ml normalnego PSS.</li>
		<li>Napełnij obie szklane kaniule filtrowanym normalnym PSS za pomocą strzykawki o pojemności 5–10 ml. Ostrożnie napełnij całą kaniulę i dołączoną rurkę, nie wprowadzając żadnych pęcherzyków powietrza.</li>
		<li>Przygotuj dwa monofilamentowe szwy nylonowe (10-0, 0,02 mm) z półwęzłem każdy za pomocą kleszczy.</li>
		<li>Umieść częściowo zamknięte węzły szwów na obu kaniulach nieco z dala od końcówki za pomocą kleszczy preparacyjnych pod mikroskopem preparacyjnym. Później węzły te zostaną zsunięte i ostrożnie przywiązane do kaniulowanych końców tętnic, aby zabezpieczyć naczynie.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Wyizoluj i kaniuluj tętnicę środkową mózgu.
	<ol>
		<li>Wywołaj głębokie znieczulenie u szczura Sprague Dawley, używając 2-4% wziewnego izofluranu.</li>
		<li>Odetnij głowę szczura za pomocą gilotyny w głębokiej narkozie.</li>
		<li>Ostrożnie usuń czaszkę za pomocą noża do kości i nożyczek.</li>
		<li>Usuń mózg z czaszki i umieść go w 5 ml PSS o niskiej zawartości wapnia na lodzie.</li>
		<li>Zidentyfikuj i wypreparuj nierozgałęziony odcinek tętnicy środkowej mózgu szczura (MCA) o wewnętrznej średnicy 100–200 μm od mózgu za pomocą nożyczek sprężynowych i kleszczy.</li>
		<li>Zamontuj MCA na szklanych kaniulach za pomocą cienkich kleszczyków i zabezpiecz, zaciskając szwy w miografie zawierającym prawidłowy PSS.</li>
		<li>Zamknij dystalną kaniulę, aby nie było przepływu w MCA.</li>
		<li>Podłącz pipetę dopływową do zbiornika zawierającego PSS, aby umożliwić kontrolę ciśnienia śródświetlnego, które będzie monitorowane za pomocą wbudowanego przetwornika ciśnienia.</li>
		<li>Wizualizację kaniulowanych MCA za pomocą kamery urządzenia sprzężonego z ładunkiem (patrz tabela materiałów) zamontowanej na odwróconym mikroskopie i oprogramowaniu do obrazowania.</li>
		<li>Ustaw długość osiową MCA na przybliżoną długość, na której nie powinna wydawać się ani sztywna, ani wiotka.</li>
		<li>Zrównoważyć roztwór kąpieli zO2 (95%) i CO2 (5%) w temperaturze 37 °C, aby zapewnić odpowiednie natlenienie, temperaturę i utrzymać pH na poziomie 7,4.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Przebić (przebić przez błonę plazmatyczną komórki) komórki mięśni gładkich naczyń krwionośnych.
	<ol>
		<li>Podłącz elektrodę masową i utrzymuj ją zanurzoną w PSS miografu.</li>
		<li>Oświetl komorę naczynia i spójrz przez mikroskop, aby uwidocznić końcówkę mikroelektrody w roztworze kąpieli. 
		nuta: Alternatywnie można wizualizować MCA i mikroelektrodę na komputerze wyposażonym w oprogramowanie do obrazowania.</li>
		<li>Użyj elementów sterujących mikromanipulatora, aby przesunąć końcówkę mikroelektrody blisko zewnętrznej ściany naczynia krwionośnego. Mikromanipulator i końcówka mikroelektrody muszą znajdować się w stabilnym położeniu w stosunku do tkanki. 
		nuta: Przed rozpoczęciem eksperymentów upewnij się, że napięcie membrany ustabilizowało się. Jeśli zmierzone napięcie jest niestabilne, połączenie między elektrodą a ogniwem nie jest uszczelnione, co wskazuje na nieszczelność.</li>
		<li>Rozpocznij nagrywanie.</li>
		<li>Powoli przesuwaj końcówkę mikroelektrody w kierunku naczynia, kierując się w stronę środka naczynia, korzystając z kursu lub precyzyjnej kontroli mikromanipulatora. 
		nuta: Czasami można zaobserwować niewielkie odchylenie w zapisie, gdy końcówka mikroelektrody styka się z błoną włókien mięśniowych.</li>
		<li>Gdy końcówka znajdzie się w bliskiej odległości od naczynia, przesuń elektrodę do przodu jednym szybkim ruchem, używając mikromanipulatora, aby przebić błonę mięśnia.</li>
		<li>W tym momencie można zacząć obserwować rejestrowane zmiany w Vm. Nie dotykaj mikromanipulatora, gdy mikroelektroda przebija błonę komórki. 
		nuta: Różnica napięcia między elektrodą rejestrującą a elektrodą odniesienia zmniejsza się od 0 mV do od -40 mV do -75 mV w zależności od poziomu ciśnienia wewnątrznaczyniowego lub innych bodźców pobudzających lub hamujących. Odczyty te charakteryzują transbłonową różnicę potencjałów obecnego ogniwa.</li>
		<li>Wykonaj wiele nabijania na jedno naczynie w różnych obszarach naczynia bez uszkadzania VSMC, aby uzyskać dokładne pomiary.</li>
		<li>Po nagraniu użyj manipulatora, aby jednym szybkim ruchem usunąć mikroelektrodę.</li>
		<li>Zatrzymaj nagrywanie i zapisz pliki danych do dalszej analizy.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>

<ol><li>Nelson, M. T., Quayle, J. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Physiological+roles+and+properties+of+potassium+channels+in+arterial+smooth+muscle%5BTitle%5D)+AND+%22American+Journal+of+Physiology%22%5BJournal%5D)">Physiological roles and properties of potassium channels in arterial smooth muscle.</a> American Journal of Physiology. 268, C799-C822 (1995).</li>
<li>Hughes, A. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Calcium+channels+in+vascular+smooth+muscle+cells%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Vascular+Research%22%5BJournal%5D)">Calcium channels in vascular smooth muscle cells.</a> Journal of Vascular Research. 32 (6), 353-370 (1995).</li>
<li>Large, W. A., Wang, Q. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Characteristics+and+physiological+role+of+the+Ca%282%2B%29-activated+Cl-+conductance+in+smooth+muscle%5BTitle%5D)+AND+%22American+Journal+of+Physiology%22%5BJournal%5D)">Characteristics and physiological role of the Ca(2+)-activated Cl- conductance in smooth muscle.</a> American Journal of Physiology. 271 (2 Pt 1), C435-C454 (1996).</li>
<li>Nelson, M. T., Conway, M. A., Knot, H. J., Brayden, J. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Chloride+channel+blockers+inhibit+myogenic+tone+in+rat+cerebral+arteries%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Physiology%22%5BJournal%5D)">Chloride channel blockers inhibit myogenic tone in rat cerebral arteries.</a> Journal of Physiology. 502 (Pt 2), 259-264 (1997).</li>
<li>Yamazaki, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Functional+and+molecular+expression+of+volume-regulated+chloride+channels+in+canine+vascular+smooth+muscle+cells%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Physiology%22%5BJournal%5D)">Functional and molecular expression of volume-regulated chloride channels in canine vascular smooth muscle cells.</a> Journal of Physiology. 507 (Pt 3), 729-736 (1998).</li>
<li>Gibson, A., McFadzean, I., Wallace, P., Wayman, C. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Capacitative+Ca2%2B+entry+and+the+regulation+of+smooth+muscle+tone%5BTitle%5D)+AND+%22Trends+in+Pharmacol+Sciences%22%5BJournal%5D)">Capacitative Ca2+ entry and the regulation of smooth muscle tone.</a> Trends in Pharmacol Sciences. 19 (7), 266-269 (1998).</li>
<li>Davis, M. J., Donovitz, J. A., Hood, J. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Stretch-activated+single-channel+and+whole+cell+currents+in+vascular+smooth+muscle+cells%5BTitle%5D)+AND+%22American+Journal+of+Physiology%22%5BJournal%5D)">Stretch-activated single-channel and whole cell currents in vascular smooth muscle cells.</a> American Journal of Physiology. 262 (4 Pt 1), C1083-C1088 (1992).</li>
<li>Setoguchi, M., Ohya, Y., Abe, I., Fujishima, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Stretch-activated+whole-cell+currents+in+smooth+muscle+cells+from+mesenteric+resistance+artery+of+guinea-pig%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Physiology%22%5BJournal%5D)">Stretch-activated whole-cell currents in smooth muscle cells from mesenteric resistance artery of guinea-pig.</a> Journal of Physiology. 501 (Pt 2), 343-353 (1997).</li>
<li>Shelly, D. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Na%28%2B%29+pump+alpha+2-isoform+specifically+couples+to+contractility+in+vascular+smooth+muscle%3A+evidence+from+gene-targeted+neonatal+mice%5BTitle%5D)+AND+%22American+Journal+of+Physiology-Cell+Physiology%22%5BJournal%5D)">Na(+) pump alpha 2-isoform specifically couples to contractility in vascular smooth muscle: evidence from gene-targeted neonatal mice.</a> American Journal of Physiology-Cell Physiology. 286 (4), C813-C820 (2004).</li>
<li>Coca, A., Garay, R. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aCoca%2C+A+%22Ionic+Transport+in+Hypertension+New+Perspectives%22">Ionic Transport in Hypertension New Perspectives</a>. , Taylor & Francis. (1993).</li>
<li>Harder, D. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Pressure-dependent+membrane+depolarization+in+cat+middle+cerebral+artery%5BTitle%5D)+AND+%22Circulation+Research%22%5BJournal%5D)">Pressure-dependent membrane depolarization in cat middle cerebral artery.</a> Circulation Research. 55 (2), 197-202 (1984).</li>
<li>Knot, H. J., Nelson, M. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Regulation+of+arterial+diameter+and+wall+%5BCa2%2B%5D+in+cerebral+arteries+of+rat+by+membrane+potential+and+intravascular+pressure%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Physiology%22%5BJournal%5D)">Regulation of arterial diameter and wall [Ca2+] in cerebral arteries of rat by membrane potential and intravascular pressure.</a> Journal of Physiology. 508 (Pt 1), 199-209 (1998).</li>
<li>Nelson, M. T., Patlak, J. B., Worley, J. F., Standen, N. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Calcium+channels%2C+potassium+channels%2C+and+voltage+dependence+of+arterial+smooth+muscle+tone%5BTitle%5D)+AND+%22American+Journal+of+Physiology%22%5BJournal%5D)">Calcium channels, potassium channels, and voltage dependence of arterial smooth muscle tone.</a> American Journal of Physiology. 259, C3-C18 (1990).</li>
<li>Harder, D. R., Sperelakis, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Action+potentials+induced+in+guinea+pig+arterial+smooth+muscle+by+tetraethylammonium%5BTitle%5D)+AND+%22American+Journal+of+Physiology%22%5BJournal%5D)">Action potentials induced in guinea pig arterial smooth muscle by tetraethylammonium.</a> American Journal of Physiology. 237 (1), C75-C80 (1979).</li>
<li>Nystoriak, M. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Fundamental+increase+in+pressure-dependent+constriction+of+brain+parenchymal+arterioles+from+subarachnoid+hemorrhage+model+rats+due+to+membrane+depolarization%5BTitle%5D)+AND+%22American+Journal+of+Physiology-Heart+and+Circulatory+Physiology%22%5BJournal%5D)">Fundamental increase in pressure-dependent constriction of brain parenchymal arterioles from subarachnoid hemorrhage model rats due to membrane depolarization.</a> American Journal of Physiology-Heart and Circulatory Physiology. 300 (3), H803-H812 (2011).</li>
<li>Yvonder Weid, P., Lee, S., Imtiaz, M. S., Zawieja, D. C., Davis, M. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Electrophysiological+properties+of+rat+mesenteric+lymphatic+vessels+and+their+regulation+by+stretch%5BTitle%5D)+AND+%22Lymphatic+Research+and+Biology%22%5BJournal%5D)">Electrophysiological properties of rat mesenteric lymphatic vessels and their regulation by stretch.</a> Lymphatic Research and Biology. 12 (2), 66-75 (2014).</li>
<li>Harder, D. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Comparison+of+electrical+properties+of+middle+cerebral+and+mesenteric+artery+in+cat%5BTitle%5D)+AND+%22American+Journal+of+Physiology%22%5BJournal%5D)">Comparison of electrical properties of middle cerebral and mesenteric artery in cat.</a> American Journal of Physiology. 239 (1), C23-C26 (1980).</li>
<li>Harder, D. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Heterogeneity+of+membrane+properties+in+vascular+muscle+cells+from+various+vascular+beds%5BTitle%5D)+AND+%22Federation+Proceedings%22%5BJournal%5D)">Heterogeneity of membrane properties in vascular muscle cells from various vascular beds.</a> Federation Proceedings. 42 (2), 253-256 (1983).</li>
<li>Cogolludo, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Serotonin+inhibits+voltage-gated+K%2B+currents+in+pulmonary+artery+smooth+muscle+cells%3A+role+of+5-HT2A+receptors%2C+caveolin-1%2C+and+KV1.5+channel+internalization%5BTitle%5D)+AND+%22Circulation+Research%22%5BJournal%5D)">Serotonin inhibits voltage-gated K+ currents in pulmonary artery smooth muscle cells: role of 5-HT2A receptors, caveolin-1, and KV1.5 channel internalization.</a> Circulation Research. 98 (7), 931-938 (2006).</li>
<li>Ganitkevich, V., Isenberg, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Membrane+potential+modulates+inositol+1%2C4%2C5-trisphosphate-mediated+Ca2%2B+transients+in+guinea-pig+coronary+myocytes%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Physiology%22%5BJournal%5D)">Membrane potential modulates inositol 1,4,5-trisphosphate-mediated Ca2+ transients in guinea-pig coronary myocytes.</a> Journal of Physiology. 470, 35-44 (1993).</li>
<li>Yamagishi, T., Yanagisawa, T., Taira, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((K%2B+channel+openers%2C+cromakalim+and+Ki4032%2C+inhibit+agonist-induced+Ca2%2B+release+in+canine+coronary+artery%5BTitle%5D)+AND+%22Naunyn-Schmiedeberg%27s+Archives+of+Pharmacology%22%5BJournal%5D)">K+ channel openers, cromakalim and Ki4032, inhibit agonist-induced Ca2+ release in canine coronary artery.</a> Naunyn-Schmiedeberg's Archives of Pharmacology. 346 (6), 691-700 (1992).</li>
<li>Okada, Y., Yanagisawa, T., Taira, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((BRL+38227+%28levcromakalim%29-induced+hyperpolarization+reduces+the+sensitivity+to+Ca2%2B+of+contractile+elements+in+caninse+coronary+artery%5BTitle%5D)+AND+%22Naunyn-Schmiedeberg%27s+Archives+of+Pharmacology%22%5BJournal%5D)">BRL 38227 (levcromakalim)-induced hyperpolarization reduces the sensitivity to Ca2+ of contractile elements in caninse coronary artery.</a> Naunyn-Schmiedeberg's Archives of Pharmacology. 347 (4), 438-444 (1993).</li>
<li>Xia, J., Little, T. L., Duling, B. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cellular+pathways+of+the+conducted+electrical+response+in+arterioles+of+hamster+cheek+pouch+in+vitro%5BTitle%5D)+AND+%22American+Journal+of+Physiology%22%5BJournal%5D)">Cellular pathways of the conducted electrical response in arterioles of hamster cheek pouch in vitro.</a> American Journal of Physiology. 269 (6 Pt 2), H2031-H2038 (1995).</li>
<li>Jaggar, J. H., Porter, V. A., Lederer, W. J., Nelson, M. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Calcium+sparks+in+smooth+muscle%5BTitle%5D)+AND+%22American+Journal+of+Physiology-Cell+Physiology%22%5BJournal%5D)">Calcium sparks in smooth muscle.</a> American Journal of Physiology-Cell Physiology. 278 (2), C235-C256 (2000).</li>
</ol>

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

W tym artykule przedstawiono niezbędne kroki, jak używać metody nabijania na pal ostrą mikroelektrodą do rejestrowania Vm z preparatu naczynia kaniulowanego. Metoda ta jest szeroko stosowana i oferuje wysokiej jakości, spójne nagrania Vm , które odpowiadają na szeroki zakres pytań eksperymentalnych.
W tym miejscu opisano niektóre krytyczne zagadnienia i kroki rozwiązywania problemów, aby zapewnić powodzenie metody. Jakość mikroelektrody (jej ostrość i odporność) oraz proc...

Potencjał błonowy (Vm) komórki odnosi się do względnej różnicy ładunku jonowego na błonie plazmatycznej i względnej przepuszczalności błony dla tych jonów. Vm jest generowany przez różnicowy rozkład jonów i jest utrzymywany przez kanały jonowe i pompy. Kanały jonowe, takie jak K+, Na+ i Cl−, w znacznym stopniu przyczyniają się do spoczynkowegoVm. Komórki mięśni gładkich naczyń krwionośnych (VSMC) wyrażają więcej niż cztery różne typy kanałów K+1, dwa typy kanałów Ca2+ bramkowanych napięciem (VGCC)2, więcej niż dwa typy kanałów Cl−3,4,5, kanały Ca2+ obsługiwane przez magazyn6, kanały kationowe aktywowane rozciąganiem7,8, oraz elektrogeniczne pompy ATPazy sodowo-potasowej9 w swoich błonach plazmatycznych, z których wszystkie mogą być zaangażowane w regulację Vm.
Vm VSMC zależy od ciśnienia strumienia świetlnego. W naczyniach bezciśnieniowych Vm waha się od -50 do -65 mV, jednak w odcinkach tętnic pod ciśnieniem Vm waha się od -37 do -47 mV10. Wzrost ciśnienia wewnątrznaczyniowego powoduje depolaryzację VSMC11, obniża próg otwarcia VGCC i zwiększa napływ wapnia, przyczyniając się do rozwoju tonu miogennego12. Wręcz przeciwnie, w naczyniach pasywnych lub bezciśnieniowych hiperpolaryzacja błony, spowodowana wysoką aktywnością kanału K+, zapobiegnie otwarciu VGCC, co spowoduje ograniczone wnikanie wapnia i spadek wewnątrzkomórkowego wapnia, przyczyniając się do mniejszego napięcia naczyniowego13. Tak więc Vm spowodowane zmianami ciśnienia świetlnego wydaje się odgrywać istotną rolę w rozwoju napięcia naczyniowego, a zarówno kanały VGCC, jak i K+ odgrywają kluczową rolę w regulacji Vm.
Vm różni się w zależności od typu statku i gatunku. Vm wynosi -54 ± 1,3 mV w górnych paskach tętniczych krezki świnki morskiej 14, -45 ± 1 mV w tętnicach środkowych mózgu szczura przy ciśnieniu świetlnym 60 mmHg12, oraz -35 ± 1 mV w tętnicach miąższowych szczura przy ciśnieniu świetlnym 40 mmHg15. Spoczynkowe Vm rejestrowane w nierozciągniętych mięśniach limfatycznych szczura wynosi -48 ± 2 mV16. Vm mózgowych VSMC jest bardziej ujemne niż w tętnicach obwodowych. Dla porównania, stwierdzono, że tętnice środkowe mózgu kotów mają Vm około -70 mV, podczas gdy tętnice krezkowe i wieńcowe miały odpowiednio -49 i -58 mV17,18. Różnice w Vm w łożyskach naczyniowych mogą odzwierciedlać różnice w ekspresji i funkcji kanałów jonowych i elektrogenicznych pomp sodowo-potasowych.
Wzrosty i spadki Vm są określane odpowiednio jako depolaryzacja błony i hiperpolaryzacja. Te zmiany w Vm odgrywają kluczową rolę w wielu procesach fizjologicznych, w tym bramkowaniu kanałów jonowych, sygnalizacji komórkowej, skurczu mięśni i propagacji potencjału czynnościowego. Przy ustalonym ciśnieniu wiele endogennych i syntetycznych związków rozszerzających naczynia krwionośne, które aktywują kanały K+, powoduje hiperpolaryzację błony, powodując rozszerzenie naczyń krwionośnych1,13. I odwrotnie, trwała depolaryzacja błony jest niezbędna w zwężeniu naczyń krwionośnych wywołanym przez agonistę lub za pośrednictwem receptora19. Vm jest zmienną krytyczną, która nie tylko reguluje napływ Ca2+ przez VGCC13, ale także wpływa na uwalnianie Ca2+ z wewnętrznych magazynów20,21 i Ca2+-czułość aparatu kurczliwego22.
Chociaż istnieje kilka metod rejestrowania Vm z różnych typów komórek, dane zebrane za pomocą metody nabijania mikroelektrod w naczyniach kaniulowanych wydają się być bardziej fizjologiczne niż dane uzyskane z izolowanych VSMC. Po zarejestrowaniu z izolowanego VSMC przy użyciu obecnych metod cęgowych, Vm jest postrzegany jako spontaniczne przejściowe hiperpolaryzacje w VSMCs24. Izolowane VSMC nie znajdują się w syncytium, a zmiany rezystancji szeregowej mogą przyczyniać się do oscylacyjnego zachowania Vm. Z drugiej strony, zachowanie oscylacyjne nie jest obserwowane, gdy Vm jest rejestrowane z nienaruszonych naczyń, prawdopodobnie z powodu kontaktu komórka-komórka między VSMC, które są w syncytium w tętnicy i są sumowane w całym naczyniu, co prowadzi do stabilnego Vm24. W związku z tym pomiar Vm z naczyń ciśnieniowych przy użyciu standardowej techniki nabijania mikroelektrod na pal jest stosunkowo zbliżony do warunków fizjologicznych.
Rejestracja Vm z naczyń kaniulowanych może dostarczyć istotnych informacji, ponieważ Vm VSMC, które są w syncytium, jest jednym z głównych determinantów napięcia naczyniowego i przepływu krwi, a modulacja Vm może zapewnić sposób na rozszerzenie lub zwężenie naczyń krwionośnych. W związku z tym konieczne jest zrozumienie metodologii związanej z rejestracją Vm. W artykule opisano wewnątrzkomórkowy zapis Vm z kaniulowanych tętnic środkowych mózgu (MCA) metodą nabijania mikroelektrod. W tym protokole opisano, jak przygotować MCA, mikroelektrody, ustawić elektrometr i wykonać metodę nabijania na pal w celu zarejestrowania Vm. Omówiono również reprezentatywne dane, typowe problemy, które wystąpiły podczas korzystania z tej metody oraz potencjalne problemy.

<table><tbody><tr><td>Przyrządy do preparacji</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Aneshetic Vaporizer</td><td>Parkland naukowy</td><td>V3000PK</td><td></td></tr><tr><td>Mikroskop preparacyjny</td><td>Nikon Instruments Inc., NY</td><td>Eclipse Ti-S</td><td></td></tr><tr><td>Kleine Gilotyna typu 7575</td><td>Aparat Harvard, MA</td><td>73-198</td><td></td></tr><tr><td>Littauer Bone Cutter</td><td>Precyzyjne narzędzia naukowe</td><td>16152-15</td><td></td></tr><tr><td>Moria MC40 Ultra cienkie kleszcze</td><td>Narzędzia do precyzyjnej nauki</td><td>11370-40</td><td></td></tr><tr><td>Nożyczki chirurgiczne Ostre-</td><td>Narzędzia do nauki precyzyjnej</td><td>14008-14</td><td></td></tr><tr><td>Szycie</td><td>Aparat Harvard</td><td>72-3287</td><td></td></tr><tr><td>Nożyczki sprężynowe Vannas</td><td>Narzędzia do nauki precyzyjnej</td><td>15018-10</td><td></td></tr><tr><td>Instrumenty do elektrofizjologii</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Kamera urządzenia ze sprzężeniem ładunkowym</td><td>Qimaging, , BC</td><td>Retiga 2000R</td><td></td></tr><tr><td>Wzmacniacz elektrometru różnicowego</td><td>WPI</td><td>FD223A</td><td></td></tr><tr><td>Przetwornik ciśnienia w linii</td><td>Aparatura Harvarda, MA</td><td>MA1 72-4496</td><td></td></tr><tr><td>Mikromanipulator</td><td>Thor labs</td><td>PCS-5400</td><td></td></tr><tr><td>Mikroelektrody</td><td>Warner Instruments LLC, CT</td><td>G200-6,</td><td></td></tr> <tr><td>Micro Fil (strzykawka z mikrofibry)</td> <td>WPI</td><td>MF28G67-5</td><td></td></tr><tr><td>Uchwyt na mikroelektrody</td><td>WPI</td><td>MEH1SF</td><td></td></tr><tr><td>Myograph</td><td>Living Systems Instrumentation, VT</td><td>CH-1-SH</td><td></td></tr><tr><td>Puller</td><td>Sutter Instrument, San Rafael, CA</td><td>P-97</td><td></td></tr><tr><td>Stół bez wibracji</td><td>TMC</td><td>3435-14</td><td></td></tr><tr><td>Softwares</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Clampex 10</td><td>Urządzenia molekularne</td><td></td><td></td></tr><tr><td>p Clamp 10</td><td>Urządzenia molekularne</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Oprogramowanie do obrazowania</td><td>Nikon, NY</td><td>NIS-elements</td><td></td></tr><tr><td>Chemicals</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>NaCl</td><td>Sigma</td><td>S7653</td><td></td></tr><tr><td>KCl</td><td>Sigma</td><td>P4504</td><td></td></tr><tr><td>MgSO4</td><td>Sigma</td><td>M7506</td><td></td></tr><tr><td>CaCl2 </td><td>Sigma</td><td>C3881</td><td></td></tr><tr><td>HEPES</td><td>Sigma</td><td>H7006</td><td></td></tr><tr><td>Glukoza</td><td>Sigma</td><td>G7021</td><td></td></tr><tr><td>NaH2PO4</td><td>Sigma</td><td>S0751</td><td></td></tr><tr><td>NaHCO3</td><td>Sigma</td><td>S5761</td><td></td></tr></tbody></table>

metoda przebijania mikroelektrod w celu zarejestrowania potencjału błony z kaniulowanej tętnicy środkowej mózgu

Microelectrode Impalement Method to Record Membrane Potential from a Cannulated Middle Cerebral Artery

Potencjał błonowy (Vm) komórek mięśni gładkich naczyń krwionośnych określa napięcie naczyń krwionośnych, a tym samym przepływ krwi do narządu. Zmiany w ekspresji i funkcji kanałów jonowych i pomp elektrogenicznych, które regulują Vm w stanach chorobowych, mogą potencjalnie zmienić Vm, napięcie naczyniowe i przepływ krwi. W związku z tym niezbędna jest podstawowa wiedza na temat elektrofizjologii i metod niezbędnych do dokładnego rejestrowania Vm w stanach zdrowych i chorych. Ta metoda pozwoli na modulację Vm przy użyciu różnych środków farmakologicznych w celu przywrócenia Vm. Chociaż istnieje kilka metod, z których każda ma swoje zalety i wady, w tym artykule przedstawiono protokoły rejestrowania Vm z kaniulowanych naczyń oporowych, takich jak tętnica środkowa mózgu, przy użyciu metody przebijania mikroelektrod. Tętnice środkowe mózgu mogą uzyskać ton miogenny w komorze miografu, a ściana naczynia jest nabijana za pomocą mikroelektrod o wysokiej rezystancji. Sygnał VM jest zbierany przez elektrometr, digitalizowany i analizowany. Metoda ta zapewnia dokładny odczyt Vm ściany naczynia bez uszkadzania komórek i bez zmiany rezystancji membrany.

Przedstawioną metodę można niezawodnie stosować do rejestracji Vm w kaniulowanych naczyniach. Krótka procedura opisująca sposób izolacji MCA z mózgu została przedstawiona na Ryc. 1A. Po oddzieleniu mózgu od czaszki, MCA wypreparowano i umieszczono w szalce Petri zawierającej PSS z niską zawartością wapnia. Aby zapobiec uszkodzeniu MCA podczas izolacji, za pomocą nożyczek sprężynowych i pęsety wypreparowano również część przylegającej tkanki łącznej...

Głównym celem tego artykułu jest dostarczenie szczegółowych informacji na temat sposobu rejestrowania potencjału błonowego (Vm) z tętnicy środkowej mózgu za pomocą metody nabijania mikroelektrod. Kaniulowana tętnica środkowa mózgu jest równoważona w celu uzyskania tonu miogennego, a ściana naczynia jest przebijana za pomocą mikroelektrod o wysokiej rezystancji.

Metoda przebijania mikroelektrod w celu zarejestrowania potencjału błony z kaniulowanej tętnicy środkowej mózgu

Membrane potential (Vm) of vascular smooth muscle cells determines vessel tone and thus blood flow to an organ. Changes in the expression and function of ...

Protokół ten może być stosowany do pomiaru potencjału błonowego normalnych i chorych naczyń krwionośnych oraz do oceny środków farmakologicznych, które modulują potencjał błony, napięcie naczyniowe i przepływ krwi. Potencjały błonowe generowane przez tę technikę są bliskie zakresowi fizjologicznemu, ponieważ mięśnie gładkie naczyń krwionośnych w naczyniu znajdują się w syncytium. Przed rozpoczęciem procedury należy umieścić dwukanałowy wzmacniacz elektrometru różnicowego w pobliżu komory naczynia w żądanym miejscu.Użyj BNC-BNC, aby podłączyć wyjście amplifier kanał A lub B do wejścia kanału digitizera. Zamontuj sondę w mikromanipulatorze i obróć mikromanipulator w kierunku mikroskopu i miografu na stole bez wibracji. Umieść pokrętła i przełączniki z przodu amplifier w odpowiednich pozycjach do eksperymentu, zgodnie z opisem w instrukcji.Następnie podłącz uziemienie wanny do uziemienia obwodu amplifier za pomocą odpowiedniej elektrody i upewnij się, że klatka jest uziemiona do obudowy amplifier. Aby przygotować mikroelektrody ze szkła borokrzemianowego, użyj standardowego ściągacza, aby uzyskać krótki, stopniowy, ośmio- do 10-milimetrowy stożek o średnicy mniejszej niż jeden mikrometr, zapętlając się dwukrotnie w celu uzyskania wyższych oporów i mniejszych końcówek. Za pomocą strzykawki z mikrofibry napełnić mikroelektrodę trójmolowym chlorkiem potasu, powoli cofając tłok podczas wstrzykiwania, aby zrobić miejsce na wypełnienie płynu i zapobiec tworzeniu się pęcherzyków wewnątrz mikroelektrody.Umieść w pełni załadowaną mikroelektrodę na uchwycie mikroelektrody i ostrożnie, ale stanowczo wepchnij trzpień elektrody do uchwytu przez wywiercony otwór. Usuń nadmiar płynu chusteczką laboratoryjną i podłącz zespół uchwytu elektrody do ampsonda lifier. Przeprowadź test elektrody, aby zmierzyć rezystancję elektrody.Następnie otwórz oprogramowanie do nagrywania, przypisz nazwę do pliku i zapisz plik do przyszłej analizy. Następnie kilkakrotnie przepłucz komorę miografu wodą destylowaną przed załadowaniem jej pięcioma mililitrami normalnego roztworu soli fizjologicznej lub PSS. Za pomocą pięcio- lub 10-mililitrowej strzykawki napełnij zarówno szklane kaniule, jak i dołączoną rurkę przefiltrowanym normalnym PSS bez wprowadzania pęcherzyków powietrza i użyj kleszczyków, aby zrobić pół węzła w dwóch monofilamentowych nylonowych szwach 10-0.Następnie, za pomocą kleszczy preparacyjnych pod mikroskopem preparacyjnym, umieść częściowo zamknięte węzły szwów na obu kaniulach nieco z dala od końcówek. W celu izolacji tętnicy środkowej mózgu użyj sprężynowych nożyczek i kleszczy, aby zidentyfikować i wypreparować nierozgałęziony odcinek środkowej tętnicy mózgowej o wewnętrznej średnicy od 100 do 200 mikrometrów mózgu szczura. Użyj cienkich kleszczyków, aby zamontować środkową tętnicę mózgową na szklanych kaniulach i zaciśnij szwy, aby przymocować tętnicę do kaniuli.Zamknij dystalną kaniulę tak, aby nie było przepływu w tętnicy, a następnie podłącz pipetę dopływową do zbiornika PSS. Wizualizacja kaniulowanej tętnicy środkowej mózgu za pomocą kamery ze sprzężeniem ładunku zamontowanej na odwróconym mikroskopie i oprogramowaniu do obrazowania. Ustaw długość osiową MCA na przybliżoną długość, tak aby nie wydawała się ani sztywna, ani wiotka.Zrównoważyć roztwór kąpieli z 95% tlenem i 5% dwutlenkiem węgla w temperaturze 37 stopni Celsjusza. Zanurz masę wzmacniacza w PSS miografu. Oświetl komorę naczynia i uwidocznij końcówkę mikroelektrody w roztworze kąpieli przez mikroskop.Za pomocą mikromanipulatora przesuń końcówkę mikroelektrody blisko zewnętrznej ścianki naczynia krwionośnego i rozpocznij zapis. Powoli przesuwaj końcówkę mikroelektrody w kierunku naczynia, kierując się w stronę środka naczynia. Gdy końcówka znajdzie się w bliskiej odległości od naczynia, przesuń elektrodę do przodu jednym szybkim ruchem, aby przebić błonę mięśnia.Po przeniknięciu przez membranę można zaobserwować zmiany w potencjale błony. Nie dotykaj mikromanipulatora po przebiciu membrany. Po zarejestrowaniu zmian potencjału membrany należy użyć manipulatora, aby jednym szybkim ruchem usunąć mikroelektrodę i zatrzymać zapis przed zapisaniem plików danych.Przebijanie uważa się za udane, gdy następuje szybkie odchylenie do wartości ujemnych, potencjał membrany jest stabilny przez co najmniej 30 sekund, a napięcie gwałtownie powraca do zera miliwoltów po wyjęciu elektrody. Po udanym przebiciu i ustabilizowaniu potencjału błonowego, interesujące leki mogą być perfundowane do kąpieli i można zarejestrować zmiany w potencjale błonowym. W tym reprezentatywnym eksperfuzji z chlorkiem potasu zdepolaryzowała błonę o około sześć miliwoltów, podczas gdy perfuzja z zależnym od wapnia aktywatorem kanałów potasowych aktywowanych wapniem o dużej przewodności hiperpolaryzowała błonę o prawie cztery miliwolty.Najważniejszą rzeczą do zapamiętania jest wyciąganie wysoce wytrzymałych mikroelektrod, które mają krótki, stopniowy stożek o średnicy mniejszej niż jeden mikrometr.

microelectrode-impalement-method-to-record-membrane-potential-from

Research

JoVE Journal

Medicine

Medycyna

Ten film demonstruje rejestrację sygnałów elektrycznych z pojedynczych neuronów mózgowych za pomocą mikropipety szklanej z cienką końcówką i specjalistycznej konfiguracji. Mikropipeta jest ostrożnie wprowadzana do mózgu szczura i jest brzęcząca, aby przeniknąć do neuronu w celu zarejestrowania wewnętrznych neuronalnych sygnałów elektrycznych.

Rejestracja in vivo sygnałów wewnątrzkomórkowych z pojedynczego neuronu

Wideo demonstruje jednoczesny zapis elektrofizjologiczny z wielu obszarów mózgu u szczura przy użyciu zintegrowanego układu mikronapędów. Elektrody rejestrujące są umieszczone w opuszce węchowej, elektrody referencyjne w korze czołowej, a elektrody układu mikronapędów w hipokampie. Szczur może swobodnie żerować, a jednoczesny zapis ze wszystkich wszczepionych elektrod jest rejestrowany za pomocą matrycy.

Metoda Micro-drive Array do zapisu elektrofizjologicznego z wielu obszarów mózgu

Ten film demonstruje procedurę jednoczesnego rejestrowania kolokalizowanej elektroencefalografii (EEG) i lokalnych potencjałów pola (LFP) u znieczulonego szczura. Proces polega na przygotowaniu szczura i przymocowaniu elektrod stymulujących do jego opuszków wąsów. Elektroda pająka EEG jest umieszczana na czaszce szczura w celu powierzchniowych pomiarów EEG. W tym samym czasie wielokanałowa mikroelektroda jest wprowadzana do określonego obszaru mózgu przez otwór w czaszce, aby rejestrować...

Równoczesne zapisy potencjału elektroencefalograficznego i lokalnego potencjału pola u znieczulonego szczura

Źródło: Slezia, A. i wsp. Elektroforetyczne dostarczanie kwasu γ-aminomasłowego (GABA) do ogniska padaczkowego zapobiega napadom padaczkowym u myszy. J. Vis. Exp. (2019 rok)Ten film pokazuje elektroforetyczne dostarczanie kwasu gamma-aminomasłowego (GABA) w celu zahamowania aktywności napadowej u znieczulonej myszy. Przedstawiono w nim etapy związane z implantacją sondy, rejestracją aktywności neuronalnej, indukcją napadów i kontrolowanym dostarczaniem GABA za pomocą mikroprzepływowej pompy...

Elektroforetyczne dostarczanie GABA do ogniska padaczkowego znieczulonej myszy

Tutaj opisujemy, jak wykonywać zapisy wieloelektrodowe tkanki ludzkiej kory padaczkowej. Szczegółowo zademonstrowano resekcję tkanki padaczkowej, przygotowanie plastrów i zapisy wieloelektrodowe zdarzeń międzynapadowych i ictalowych.

Wieloelektrodowe zapisy pooperacyjnej tkanki korowej ludzkiego epilepsji

Ta procedura wykonuje długotrwałe wewnątrzkomórkowe zapisy in vivo z pojedynczych neuronów podczas fizjologicznie istotnych stanów mózgowych i po całkowitym zniesieniu trwających czynności elektrycznych, co skutkuje izoelektrycznym stanem mózgu. Stałe fizjologiczne zwierzęcia są dokładnie monitorowane podczas przejścia w stan sztucznej śpiączki.

Indukcja izoelektrycznego stanu mózgu w celu zbadania wpływu endogennej aktywności synaptycznej na pobudliwość neuronów in vivo

Badania wykazały, że katodowa przezczaszkowa stymulacja prądem stałym może powodować efekt tłumiący napady oporne na leki. W tym badaniu opracowano konfigurację eksperymentalną in vitro, w której oceniano stymulację prądem stałym i rejestrację wieloelektrodową aktywności podobnej do napadu w przygotowaniu wycinków mózgu myszy. Ocenie poddano parametry stymulacji prądem stałym.

Stymulacja prądem stałym i wieloelektrodowa rejestracja aktywności podobnej do napadów w przygotowaniu do wycinka mózgu myszy

W tym badaniu przedstawiono metodologię wykonywania wielomiejscowych zapisów elektrofizjologicznych in vivo ze szlaku hiperbezpośredniego w znieczuleniu uretanowym.

Ostre zapisy elektrofizjologiczne in vivo lokalnych potencjałów pola i aktywności wielocząsteczkowej ze szlaku hiperbezpośredniego u znieczulonych szczurów

Ilustrujemy, jak przeprowadzić rejestrację i elektryczną modulację aktywności padaczkowej indukowanej przez 4-aminopirydynę w wycinkach mózgu gryzoni za pomocą układów mikroelektrod. Niestandardowa komora rejestracyjna utrzymuje żywotność tkanek podczas długotrwałych sesji eksperymentalnych. Mapowanie elektrod na żywo i wybór par stymulujących odbywa się za pomocą niestandardowego graficznego interfejsu użytkownika.

Rejestracja i modulacja aktywności padaczkowej w wycinkach mózgu gryzoni sprzężonych z układami mikroelektrod

Ten artykuł opisuje protokół do manipulowania celami molekularnymi w korze mózgowej za pomocą wirusów związanych z adenowirusami oraz do monitorowania efektów tej manipulacji podczas czuwania i snu za pomocą zapisów elektrokortykograficznych.

Zapis elektrokortykograficzny obszarów kory mózgowej manipulowanych za pomocą wirusa związanego z adenowirusem skierowanym przeciwko kofilinie u myszy

Opisujemy protokół oceny krzywych dawka-odpowiedź dla stymulacji pozaczaszkowej pod względem pomiarów pola elektrycznego mózgu i odpowiedniego biomarkera przepływu krwi w mózgu. Ponieważ protokół ten obejmuje inwazyjne umieszczenie elektrod w mózgu, potrzebne jest znieczulenie ogólne, w którym preferowane jest spontaniczne oddychanie, a nie kontrolowane oddychanie.

Umieszczenie zewnątrzczaszkowych elektrod stymulujących i pomiar przepływu krwi w mózgu i wewnątrzczaszkowych pól elektrycznych u znieczulonych myszy

Poznaj metodę przebijania mikroelektrod do rejestracji potencjału błony z kaniulowanej tętnicy środkowej mózgu. Technika ta umożliwia ocenę czynników farmakologicznych wpływających na napięcie naczyniowe i przepływ krwi.

Metoda przebijania mikroelektrod w celu zarejestrowania potencjału błony z kaniulowanej tętnicy środkowej mózgu

Przeglądaj więcej filmów