Name: Chirurgia nerwu twarzowego w modelu szczurzym w celu zbadania hamowania i regeneracji aksonów (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2020-05-05T12:30:00.000+00:00
Duration: 5 s
Description: Poznaj technikę chirurgii nerwu twarzowego w modelu szczurzym, umożliwiającą badanie regeneracji aksonów i terapii porażenia twarzy. Metoda obejmuje mikrochirurgiczne uszkodzenie nerwu oraz analizę histomorfometryczną wyników.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

S.A.A. jest finansowany przez Amerykańską Akademię Chirurgii Plastycznej i Rekonstrukcyjnej Lesliego Bernsteina Grants Program.

Wszystkie interwencje zostały przeprowadzone w ścisłej zgodności z wytycznymi National Institutes of Health (NIH). Protokół eksperymentalny został zatwierdzony przez Instytucjonalny Komitet ds. Opieki i Użytkowania Zwierząt (IACUC) Uniwersytetu Michigan przed wdrożeniem. Wykorzystano dziesięciotygodniowe dorosłe samice szczurów Sprague-Dawley.
1. Przed dniem operacyjnym
<ol>
	<li>Przed dniem operacji należy zapewnić odpowiedni zapas wysterylizowanych narzędzi chirurgicznych, leków przeciwbólowych, leków znieczulających i tlenu. Pełna lista znajduje się w Tabeli Materiałów.</li>
</ol>
2. Przygotowanie przedoperacyjne
<ol>
	<li>Należy zapewnić odpowiednią przestrzeń roboczą, w tym miejsce dla co najmniej dwóch osób (chirurga i asystenta). 
	UWAGA: Potrzebny jest dedykowany stół operacyjny, miejsce na konfigurację aparatu anestezjologicznego oraz odpowiednia przestrzeń do przechowywania sterylizowanych i zapasowych materiałów eksploatacyjnych.</li>
	<li>Skalibruj mikroskop operacyjny do użytku podczas zabiegów. Upewnij się, że chirurg ma możliwość regulacji uchwytów mikroskopu i przycisków zoomu/ostrości, umieszczając wysterylizowaną osłonę na uchwytach/przyciskach 
	UWAGA: Użyliśmy wysterylizowanej folii aluminiowej na uchwytach / guzikach.</li>
</ol>
3. Znieczulenie i przygotowanie
<ol>
	<li>Umieścić zwierzę w komorze anestezjologicznej i wywołać znieczulenie ogólne za pomocą 1,8% izofluranu i 0,9 l/min tlenu.
	<ol>
		<li>Potwierdź odpowiednią płaszczyznę znieczulenia poprzez ocenę spontanicznego oddychania i ocenę świadomości, oceniając reakcję grymasu zwierzęcia na uszczypnięcie palca u nogi.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Smar do oczu nakładać obustronnie, aby chronić przed podrażnieniem lub wysuszeniem rogówki.</li>
	<li>Ogolić miejsce (miejsca) operacyjne maszynką do golenia lub maszynką do strzyżenia.
	<ol>
		<li>Ustal metodę identyfikacji szczurów w tym czasie, za pomocą kolczyka w uchu lub etykiety/oznakowania na ogonie.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Należy podać podskórne wstrzyknięcie 0,05 mg/kg buprenorfiny wzdłuż grzbietu zwierzęcia w celu profilaktyki bólu pooperacyjnego.</li>
</ol>
4. Podejście chirurgiczne i wzorce urazów
<ol>
	<li>Przenieś zwierzę na stół operacyjny i kontynuuj przepływ gazu przez stożek. Upewnij się, że pod zwierzęciem i sterylnym polem znajduje się podkładka rozgrzewająca, aby utrzymać temperaturę ciała.</li>
	<li>Umieść wysterylizowaną gazę (zwiniętą i przymocowaną taśmą), aby użyć jej jako rolki na szyję dla szczura; zapewni to lepszą ekspozycję pola operacyjnego. Należy pamiętać, że odpowiednie ułożenie zwierzęcia ma kluczowe znaczenie dla skutecznej identyfikacji i rozwarstwienia nerwów.</li>
	<li>Przygotuj skórę twarzy zwierzęcia do zabiegu. Użyj chlorheksydyny lub roztworu na bazie jodu, aby wyszorować miejsce operowane 3x, na przemian z 70% etanolem, aby zapewnić dezynfekcję.</li>
	<li>W razie potrzeby zaplanuj i zaznacz nacięcie chirurgiczne. Manipuluj uchem ipsilateralnym w kierunku przednim i tylnym, aby określić naturalne fałdowanie skóry zausznej.</li>
	<li>Wykonaj 4-5 mm nacięcie w zagięciu zausznym za pomocą ostrych nożyczek do tęczówki lub ostrza numer 15. W razie potrzeby można to rozszerzyć w dalszej części procedury.</li>
	<li>Tępo przeprowadź sekcję przez bezpośrednią powięź podskórną i umieść mikro-retraktor Weitlanera, aby zwiększyć ekspozycję. Należy pamiętać, że w tym obszarze mogą znajdować się naczynia krwionośne małego kalibru; Najlepiej tego uniknąć, chowając się w górę lub w dół za pomocą zwijacza Weitlanera.</li>
	<li>Zidentyfikuj przedni mięsień dwubrzuścowy, gdy porusza się w kierunku od niższego do wyższego w kierunku jego przyczepu wzdłuż podstawy czaszki.
	<ol>
		<li>Delikatnie rozprowadź mięśniowy brzuch wzdłuż jego punktu przyczepu, aby odsłonić ścięgno przedniego brzucha dwubrzuścowego. Zauważ, że ścięgno wygląda jak biały wyrostek emanujący z mięśnia z solidnym przyczepem do podstawy czaszki.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Po zidentyfikowaniu mięśnia dwubrzuścowego przedniego i jego ścięgna, wyreguluj retraktor Weitlander, aby jeszcze bardziej cofnąć brzuch mięśniowy. Zauważ, że następnie odsłonięty obszar jest trójwymiarową przestrzenią, w której znajduje się główny pień nerwu twarzowego. 
	UWAGA: Obszar ten jest ograniczony górnie i przyśrodkowo przez podstawę czaszki, bocznie przez przedni mięsień dwubrzuścowy, tylno-przyśrodkowo przez kanał słuchowy, a niżej przez struktury szyi, w tym tętnicę skroniową powierzchowną.</li>
	<li>Po odpowiedniej ekspozycji zidentyfikuj główny pień nerwu twarzowego, który przemieszcza się niżej od spodu ścięgna mięśnia dwubrzuścowego, gdzie wychodzi z otworu rylcowo-sutkowego z podstawy czaszki. Zauważ, że nerw wygląda jak perłowo-biały sznur, zamknięty w powięzi przyuszno-żwaczowej zwierzęcia. Zachowaj ostrożność podczas dalszego odsłaniania nerwu z następujących powodów.
	<ol>
		<li>Unikaj agresywnego rozwarstwiania lub prostopadłych rozsiewów, aby uchronić się przed uszkodzeniem neuropraksji zależnym od rozciągania.</li>
		<li>Unikaj agresywnego rozwarstwiania skierowanego do tyłu i przyśrodkowo, aby zapobiec naruszeniu cienkich tkanek pokrywających kanał słuchowy, ponieważ może to wprowadzić florę ucha środkowego do pola operacyjnego.</li>
		<li>Unikaj uszkodzenia powierzchownej tętnicy skroniowej poprzez szerokie rozwarstwienie przyśrodkowe i skierowane niżej. Należy pamiętać, że uraz zostanie zidentyfikowany przez energiczne, pulsujące krwawienie.
		<ol>
			<li>Jeśli tętnica jest uszkodzona, natychmiast uciskaj aplikatorem z bawełnianą końcówką lub sterylną gazą za pomocą kleszczy. Środki hemostatyczne lub płynny uszczelniacz fibrynowy można umieścić w pobliżu. Należy pamiętać, że zwierzę może wymagać podskórnego wstrzyknięcia 0,9% sterylnego roztworu soli fizjologicznej w celu stabilizacji płynów.</li>
		</ol>
		</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Prześledź główny pień dystalnie, preparując wzdłuż nerwu w dolnym kierunku, dystalnie od wyjścia otworu rylcowo-sutkowego.
	<ol>
		<li>Przedłuż pierwotne nacięcie, aby umożliwić pełne odsłonięcie nerwu i jego gałęzi. Należy uważać, aby nie doszło do uszkodzenia ślinianki przyusznej, ponieważ może to spowodować pooperacyjne sialocele.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Wywołaj pożądane wzorce urazów w następujący sposób.
	<ol>
		<li>W przypadku zranienia zmiażdżeniem użyj kleszczyków jubilerskich o gładkiej powierzchni, aby mocno chwycić nerw i ścisnąć go9. Wywieraj stały i powtarzalny nacisk na nerw przez okres 30 sekund, aby zapewnić odpowiednie zmiażdżenie.</li>
		<li>Aby uzyskać prostą transsekcję, chwyć powięź leżącą nad nerwem lub bezpośrednim epineurium kleszczami o drobnych zębach i użyj ostrych mikronożyczek, aby czysto przeciąć nerw w żądanym miejscu za pomocą jednego cięcia. Uważaj, aby nie dopuścić do nadmiernego naciągnięcia nerwu za pomocą kleszczy.</li>
		<li>W przypadku modelu przerwy nerwowej należy utworzyć pożądaną przerwę nerwową, stosując podobną metodę jak w przypadku prostego uszkodzenia przecięcia. Użyj wysterylizowanego trzonka aplikatora z bawełnianą końcówką - przyciętego do żądanej długości szczeliny nerwowej - śródoperacyjnie, aby zapewnić podobieństwo wzoru obrażeń między zwierzętami.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
5. Zamykanie ran
<ol>
	<li>Przepłukać ranę sterylną solą fizjologiczną i osuszyć sterylną gazą.</li>
	<li>Przybliż krawędzie skóry w prosty, podskórny sposób za pomocą wchłanialnych szwów lub użyj kleju do skóry lub klipsów do ran, które są również dopuszczalne do zamykania ran. Umieść zakopany ścieg, biorąc głęboki lub powierzchowny gryzienie jednej krawędzi skóry, a następnie kolejne powierzchowne lub głębokie ugryzienie przeciwległej krawędzi skóry.</li>
</ol>
6. Rekonwalescencja pooperacyjna
<ol>
	<li>Należy podać podskórne wstrzyknięcie niesteroidowego przeciwzapalnego leku przeciwbólowego (takiego jak 0,05 mg/kg buprenorfiny i 0,5 mg/kg karprofenu) w celu kontroli bólu pooperacyjnego. Wstrzyknięcie należy wykonać wzdłuż grzbietu zwierzęcia.</li>
	<li>Należy przerwać podawanie środka znieczulającego i pozwolić zwierzęciu na wdychanie tlenu przez dodatkowy 1 minutę.</li>
	<li>Umieść zwierzę w ogrzanej (za pomocą lampy grzewczej), aseptycznej klatce pozbawionej materiału ściółkowego, aby uniknąć przypadkowego połknięcia. Należy pamiętać, że zwierzę zazwyczaj wykazuje oznaki powrotu do zdrowia w ciągu 1-2 minut i może wydawać się zdezorientowane, z opóźnionym przywróceniem funkcji tylnych nóg.</li>
	<li>Umieść zwierzęta w klatkach w odpowiedniej jednostce trzymankowej i podaj pooperacyjne leki przeciwbólowe w dniu pooperacyjnym #1, aby zapewnić ciągłą profilaktykę przeciwbólową.</li>
	<li>Monitoruj zwierzęta 2 razy dziennie, aby ocenić objawy niedożywienia, podrażnienia rogówki lub infekcji miejsca operowanego i utrzymuj odpowiednie dzienniki chirurgiczne.
	<ol>
		<li>Podawać 0,9% sterylnej soli fizjologicznej podskórnie, jeśli nastąpi znaczna utrata masy ciała.</li>
		<li>Codziennie nakładaj smarującą maść do oczu, aż do przywrócenia odruchu mrugania zwierzęcia.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Model uszkodzenia nerwu twarzowego szczura okazał się najbardziej wszechstronnym systemem oceny czynników neurotroficznych ze względu na jego dostępność chirurgiczną, wzór rozgałęzień i znaczenie fizjologiczne 27,29,33,34,35,36. Połączenie demonstracji wideo i zastosowania danych o zwierzętach transgenicznych otwiera nowe moż...

Uszkodzenie nerwu czaszkowego w okolicy głowy i szyi może być wtórne do etiologii wrodzonej, zakaźnej, idiopatycznej, jatrogennej, urazowej, neurologicznej, onkologicznej lub ogólnoustrojowej1. Często dotknięty jest nerw czaszkowy VII, czyli nerw twarzowy. Częstość występowania dysfunkcji nerwu twarzowego może być znacząca, ponieważ dotyka ona od 20 do 30 na 100 000 osób rocznie2. Głównymi gałęziami motorycznymi nerwu twarzowego są gałęzie skroniowe, jarzmowe, policzkowe, brzeżne żuchwy i szyjki macicy; W zależności od gałęzi, której dotyczy problem, konsekwencje mogą obejmować niewydolność jamy ustnej lub ślinotok, suchość rogówki, niedrożność pola widzenia wtórną do opadania powiek, dyzartrię lub asymetrię twarzy2,3. Długotrwała chorobowość obejmuje zjawisko synkinezy, czyli mimowolnego ruchu jednej grupy mięśni twarzy, z próbą dobrowolnego skurczu odrębnej grupy mięśni twarzy. Synkineza oczno-oralna jest najczęstszą z nieprawidłowych regeneracji jako następstwo uszkodzenia nerwu twarzowego i powoduje upośledzenie funkcjonalne, zakłopotanie, obniżoną samoocenę i niską jakość życia3. Uszkodzenie poszczególnych gałęzi dyktuje funkcje, które są selektywnie zagrożone.
Kliniczne leczenie uszkodzeń nerwu twarzowego nie jest dobrze ustandaryzowane i wymaga dalszych badań w celu poprawy wyników. Sterydy mogą łagodzić ostry obrzęk nerwu twarzowego, podczas gdy Botox jest przydatny do spowalniania ruchów synkinetycznych; Jednak podstawowe opcje rekonstrukcyjne w arsenale praktyka obejmują interwencję chirurgiczną poprzez naprawę nerwów, substytucję lub reanimację3,4,5,6. W zależności od rodzaju doznanego uszkodzenia nerwu twarzowego, chirurg nerwu twarzowego może skorzystać z wielu opcji. W przypadku prostej transsekcji przydatne jest ponowne zespolenie nerwów, podczas gdy naprawa przeszczepu kablowego lepiej nadaje się do wady nerwu; W celu przywrócenia funkcji chirurg może wybrać statyczne lub dynamiczne zabiegi reanimacji twarzy. W wielu przypadkach uszkodzenia nerwu twarzowego i późniejszej naprawy, nawet w rękach doświadczonych chirurgów nerwu twarzowego, najlepszy wynik nadal skutkuje utrzymującą się asymetrią twarzy i funkcjonalnym kompromisem7.
Te nieoptymalne wyniki stały się bodźcem do szeroko zakrojonych badań nad regeneracją nerwu twarzowego. Szerokie zainteresowania obejmują doskonalenie i wprowadzanie innowacji w technikach naprawy nerwów, określanie wpływu różnych czynników regeneracji nerwów oraz ocenę potencjału określonych inhibitorów neuronalnych, które pomagają zwalczać długoterminowe skutki synkinezy8,9,10,11. Podczas gdy modele in vitro mogą być wykorzystywane do oceny niektórych cech czynników prowzrostowych lub hamujących, prawdziwe badania translacyjne w tej dziedzinie najlepiej przeprowadza się za pomocą translowalnych modeli zwierzęcych.
Decyzja, który model zwierzęcy wykorzystać, może być trudna, ponieważ badacze wykorzystali zarówno duże zwierzęta, takie jak owce, jak i małe modele zwierzęce, takie jak myszy12,13. Podczas gdy duże modele zwierzęce oferują idealną wizualizację anatomiczną, ich użycie wymaga specjalistycznego sprzętu i personelu, który nie jest łatwo lub łatwo dostępny. Co więcej, przeprowadzenie badania w celu wykazania efektu może być wysoce kosztowne i potencjalnie nieosiągalne w zakresie wielu ośrodków naukowych. W związku z tym najczęściej wykorzystywany jest model małego zwierzęcia. Model mysi można wykorzystać do oceny wielu wyników związanych z chirurgią nerwu twarzowego; Jednak ograniczona długość nerwu może ograniczać zdolność naukowca do modelowania pewnych wzorców, takich jak uraz dużej szczeliny14.
Tak więc, prototyp myszy szczura wyłonił się jako model konia pociągowego, dzięki któremu naukowiec może przeprowadzać innowacyjne zabiegi chirurgiczne lub wykorzystywać czynniki hamujące lub prowzrostowe i oceniać efekty w szerokim zakresie parametrów wynikowych. Anatomia nerwu twarzowego szczura jest przewidywalna i łatwa do opanowania w powtarzalny sposób. Jego większa skala, w porównaniu do modelu mysiego, pozwala na modelowanie szerokiego zakresu wad chirurgicznych, począwszy od prostego przecięcia, a skończywszy na 5 mm odstępach15,16. Pozwala to ponadto na zastosowanie złożonych interwencji w miejscu defektu, w tym miejscowego umieszczania czynnika, donerwownego wstrzykiwania czynnika oraz umieszczania izoprzeszczepów lub mostków17,18,19,20,21,22,23.
Łagodna natura szczura, jego niezawodna anatomia i skłonność do efektywnej regeneracji nerwów pozwalają na zebranie wielu miar wyników w odpowiedzi na wyżej wymienione chirurgiczne wzorce urazów24. Za pomocą modelu szczurzego naukowiec zajmujący się nerwem twarzowym jest w stanie ocenić reakcje elektrofizjologiczne na uraz, wyniki histologiczne nerwów i mięśni za pomocą immunohistochemii, wyniki funkcjonalne poprzez śledzenie ruchu opuszki wibrysalnej i ocenę zamknięcia oka oraz zmiany mikro- i makroskopowe za pomocą mikroskopii fluorescencyjnej lub konfokalnej, między innymi11,22,23,25,26,27,28,29. W związku z tym poniższy protokół nakreśli chirurgiczne podejście do nerwu twarzowego szczura i wzorce urazów, które można wywołać.

<table><tbody><tr><td>1,8% izofluran</td><td>VetOne</td><td>13985-030-40</td><td></td></tr><tr><td>11-0 mikroszwy nylonowe</td><td>AROSuture</td><td>TK-117038</td><td></td></tr><tr><td>4-0 szew monokrylowy</td><td>VWR</td><td>75982-084</td><td></td></tr><tr><td>Buprenorfina SR</td><td>ZooPharm</td><td>MIF 900-006</td><td></td></tr><tr><td>Karprofen</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>MFCD00079028</td><td></td></tr><tr><td>Chlorheksydyna</td><td>VWR</td><td></td><td></td>IC19135805</tr><tr><td>Kleszczyki jubilerskie</td><td>VWR</td><td>21909-458</td><td></td></tr><tr><td>Zwijacz Micro Weitlaner</td><td>VWR</td><td>82030-146</td><td></td></tr><tr><td>Mikronożyczki</td><td>VWR</td><td>100492-348</td><td></td></tr><tr><td>Mini nożyczki do tenotomii</td><td>VWR</td><td>89023-522</td><td></td></tr><tr><td>Ostrze skalpela numer 15</td><td>VWR</td><td>102097-834</td><td></td></tr><tr><td>Mikroskop operacyjny</td><td>Leica</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Żel pod oczy Petrolatum</td><td>Pharmaderm</td><td>B002LUWBEK</td><td></td></tr><tr><td>Sterylna woda</td><td>VWR</td><td>89125-834</td><td></td></tr><tr><td>Klej tkankowy</td><td>Vetbond, 3M</td><td>NC9259532</td><td></td></tr><tr><td>Podkładka pod przewód wodny</td><td>Aqua Relief System</td><td>ARS2000B</td><td></td></tr><tr><td>Bupiwakaina</td><td></td><td></td><td>Stosuj jako miejscowy środek przeciwbólowy</td></tr></tbody></table>

chirurgia nerwu twarzowego w modelu szczurzym w celu zbadania hamowania i regeneracji aksonów

Facial Nerve Surgery in the Rat Model to Study Axonal Inhibition and Regeneration

Ten protokół opisuje spójne i powtarzalne metody badania regeneracji i hamowania aksonów w modelu uszkodzenia nerwu twarzowego szczura. Nerw twarzowy może być manipulowany na całej swojej długości, od odcinka wewnątrzczaszkowego do przebiegu pozaskroniowego. Istnieją trzy podstawowe typy uszkodzeń nerwów stosowane w eksperymentalnym badaniu właściwości regeneracyjnych: zmiażdżenie nerwu, przecięcie i przerwa nerwowa. Zakres możliwych interwencji jest ogromny, w tym chirurgiczna manipulacja nerwem, dostarczanie neuroaktywnych odczynników lub komórek oraz manipulacje narządów centralnych lub końcowych. Zalety tego modelu do badania regeneracji nerwów obejmują prostotę, powtarzalność, spójność międzygatunkową, wiarygodne wskaźniki przeżywalności szczura oraz zwiększony rozmiar anatomiczny w porównaniu z modelami mysimi. Jego ograniczenia obejmują bardziej ograniczoną manipulację genetyczną w porównaniu z modelem mysim i doskonałą zdolność regeneracyjną szczura, tak że naukowiec zajmujący się nerwem twarzowym musi dokładnie ocenić punkty czasowe do powrotu do zdrowia i czy przełożyć wyniki na wyższe badania na zwierzętach i ludziach. Szczurzy model uszkodzenia nerwu twarzowego pozwala na określenie parametrów funkcjonalnych, elektrofizjologicznych i histomorfometrycznych w celu interpretacji i porównania regeneracji nerwów. W ten sposób ma ogromny potencjał w zakresie pogłębiania zrozumienia i leczenia niszczycielskich konsekwencji uszkodzenia nerwu twarzowego u ludzi.

Po wstępnym zabiegu chirurgicznym stosuje się dwa główne rodzaje miar efektów: pomiary seryjne u żywego zwierzęcia oraz pomiary wymagające uśmiercenia zwierzęcia. Przykładami pomiarów seryjnych są testy elektrofizjologiczne, takie jak pomiar złożonego potencjału czynnościowego mięśnia30, ocena ruchomości mięśni twarzy za pomocą laserowej analizy lub wideografii9, a nawet powtarzalne obrazowanie in vivo odrastania nerwu twarzowego u fluoresce...

Ten protokół opisuje powtarzalne podejście do chirurgii nerwu twarzowego w modelu szczurzym, w tym opisy różnych indukowalnych wzorców urazów.

Chirurgia nerwu twarzowego w modelu szczurzym w celu zbadania hamowania i regeneracji aksonów

This protocol describes consistent and reproducible methods to study axonal regeneration and inhibition in a rat facial nerve injury model. The facial ...

Protokół ten może pomóc naukowcom w badaniu wyników po uszkodzeniu nerwu twarzowego i metodach poprawy regeneracji w wielu różnych parametrach. Główną zaletą tej techniki jest to, że anatomia szczura umożliwia łatwy dostęp do nerwu twarzowego, a jej duża skala pozwala nam badać wszystkie istotne wzorce urazów. Zastosowania tej techniki rozciągają się w kierunku rehabilitacji pacjentów po uszkodzeniu nerwu twarzowego.Jako potencjał regeneracyjny szczur zapewnia powtarzalny i zwięzły model eksperymentalny. A ta metoda może zapewnić wgląd w chirurgiczne i medyczne terapie niedowładu nerwu twarzowego lub paraliżu. Można to przetłumaczyć na inne modele głowy i szyi lub inne nerwy obwodowe.Obsługa pod mikroskopem przy użyciu obu rąk może być wyzwaniem. Polecam ćwiczenie używania wersji lornetkowej pod mikroskopem przed przystąpieniem do sekcji nerwu twarzowego. Po potwierdzeniu braku reakcji na szczypanie palca u nogi nałóż maść na oczy szczura i ogol obszar operacyjny.Ustal metodę identyfikacji szczurów i umieść zwój gazy pod szyją. Zdezynfekuj odsłoniętą skórę trzema naprzemiennymi peelingami z chlorheksydyną i 70% etanolem i umieść szczura pod mikroskopem stereoskopowym. Manipuluj uchem ipsilateralnym w kierunku przednim i tylnym, aby określić naturalne fałdowanie skóry zausznej.Użyj ostrza numer 15, aby wykonać dwu- lub trzymilimetrowe nacięcie w zagięciu zausznym. Planowanie i umiejscowienie nacięcia są najważniejszymi krokami zapewniającymi wiarygodną identyfikację nerwu twarzowego przy jednoczesnym zminimalizowaniu rozmiaru rany. Tępo przeciąć bezpośrednią powięź podskórną i umieścić retraktor mikro-Weitlanera, aby zwiększyć ekspozycję tkanki.Zidentyfikuj przedni mięsień dwubrzuścowy, gdy porusza się w kierunku od niższego do wyższego w kierunku jego przyczepu wzdłuż podstawy czaszki. Delikatnie rozprowadź przez brzuch mięśniowy wzdłuż punktu przyczepu mięśnia, aby odsłonić ścięgno przedniego brzucha dwubrzusznego. Ścięgno pojawi się jako biały wyrostek emanujący z mięśnia z solidnym przyczepem do podstawy czaszki.Po zidentyfikowaniu mięśnia dwubrzuścowego przedniego i jego ścięgna, wyreguluj retraktor Weitlander, aby jeszcze bardziej cofnąć brzuch mięśniowy. Odsłonięty obszar to trójwymiarowa przestrzeń, w której znajduje się główny pień nerwu twarzowego. Rozetnij wzdłuż nerwu w kierunku niższym dystalnie od wyjścia otworu rylcowo-sutkowego.Aby wywołać wzorzec zmiażdżenia, użyj kleszczy jubilerskich o gładkiej powierzchni, aby mocno chwycić i ścisnąć nerw, wywierając stały i powtarzalny nacisk przez 30 sekund, aby zapewnić odpowiednie zmiażdżenie. Aby uzyskać prostą transsekcję, chwyć natychmiastowe epineurium pokrywające nerw za pomocą kleszczy o drobnych zębach i użyj ostrych mikronożyczek, aby czysto przeciąć nerw w żądanym miejscu za pomocą jednego cięcia. W przypadku modelu przerwy nerwowej użyj regulowanych suwmiarek, aby ustawić żądaną długość szczeliny nerwowej, aby zapewnić podobne wzorce urazów między zwierzętami i przeciąć nerw, jak właśnie pokazano.Po dostarczeniu eksperymentalnego urazu, przepłukać ranę sterylnym roztworem soli fizjologicznej i osuszyć tkankę sterylną gazą. przed zamknięciem nacięcia skóry zgodnie z wytycznymi instytucji. Tutaj pokazano obrazowanie na żywo głównego pnia nerwu twarzowego z urazem zmiażdżenia około dwóch do trzech milimetrów dystalnie do punktu rozgałęzienia pierwszego PES u dorosłego transgenicznego szczura Thy1-GFP.Ocena stopniowego powrotu fluorescencji po jednym, dwóch, trzech i czterech tygodniach po urazie może być wykorzystana jako marker do monitorowania regeneracji nerwów u tych transgenicznych zwierząt. Analiza histomorfometryczna może być wykorzystana do uzyskania obrazów przekrojowych brzeżnego podziału żuchwy, co pozwala na ilościowe określenie średnicy aksonów, ilości zanieczyszczeń, włókien nerwowych, procentu nerwu i pomiarów gęstości. Ważne jest, aby w razie potrzeby często dostosowywać położenie retraktora, aby upewnić się, że odpowiednie nerwy anatomiczne są widoczne podczas identyfikacji nerwu twarzowego.Po tej procedurze można pobrać odpowiednie nerwy i mięśnie do analizy immunohistochemicznej w celu oceny stopnia regeneracji w stosunku do innych grup eksperymentalnych. Po jej opracowaniu, technika ta utorowała drogę naukowcom do badania wyników funkcjonalnych po uszkodzeniu nerwu twarzowego. W szczególności, jak wpłynąć na zjawisko synkinezy.

facial-nerve-surgery-rat-model-to-study-axonal-inhibition

Research

JoVE Journal

Neuroscience

Neuronauka

Ten film demonstruje protokół chirurgiczny na modelu szczurzym, szczegółowo opisując kroki od przygotowania znieczulenia do indukcji uszkodzenia nerwu twarzowego. Protokół ten jest przydatny do badania regeneracji nerwów i technik chirurgicznych w badaniach medycznych.

Wywoływanie uszkodzenia nerwu twarzowego u modelu szczura

Ten film pokazuje indukcję bólu neuropatycznego ustno-twarzowego w modelu szczurzym poprzez podwiązanie nerwu podoczodołowego. Powoduje to uszkodzenie nerwów i stan zapalny, powodując nieprawidłową sygnalizację bólu i naśladując przewlekłe stany bólowe, które można wykorzystać do badania testu bólu ustno-twarzowego.

Wywoływanie bólu neuropatycznego ustno-twarzowego w modelu szczurzym za pomocą podwiązania nerwów podoczodołowych

Źródło: Deseure, K.,  i wsp. Przewlekłe uszkodzenie zwężenia nerwu podoczodołowego szczura (IoN-CCI) w celu zbadania bólu neuropatycznego nerwu trójdzielnego. J. Vis. Exp. (2015). Ten film pokazuje metodę wywoływania bólu neuropatycznego w modelu szczurzym poprzez zwężenie nerwu podoczodołowego. Po odsłonięciu nerwu podoczodołowego i zawiązaniu ligatur w celu jego zwężenia, odpowiedź immunologiczna w miejscu urazu zwiększa pobudliwość sąsiednich neuronów, które przekazują sygnały bólowe do...

Indukcja bólu neuropatycznego w modelu szczurzym poprzez zwężenie nerwu podoczodołowego

Źródło: Olmstead, D. N.,  i wsp., Aksotomia nerwu twarzowego u myszy: model do badania odpowiedzi neuronów ruchowych na uraz. J. Vis. Exp. (2015). Ten film pokazuje procedurę zmiażdżenia nerwu twarzowego u myszy, w której tępe rozcięcie kluczowych punktów orientacyjnych odsłania pień nerwu twarzowego w otworze rylcowo-sutkowym. Kleszcze są następnie używane do uciskania pnia nerwowego, wywołując uszkodzenie aksonów i zakłócając przekazywanie sygnałów neuronalnych.

Wykonywanie akkotomii zmiażdżenia nerwu twarzowego w modelu mysim

Źródło: Cheah, M., et al. Iniekcja ganglionu korzenia grzbietowego i uraz zmiażdżenia korzenia grzbietowego jako model regeneracji aksonów czuciowych. J. Vis. Exp. (2017). Ten film pokazuje krok po kroku procedurę wstrzykiwania zawiesiny wirusa do zwojów korzenia grzbietowego (DRG) i wywoływania kontrolowanego uszkodzenia aksonów poprzez zmiażdżenie korzenia grzbietowego u znieczulonego szczura. Protokół obejmuje odsłonięcie DRG, dostarczenie wektora wirusowego stymulującego wzrost w celu...

Modelowanie regeneracji aksonów czuciowych u szczura za pomocą iniekcji zwoju korzenia grzbietowego i uszkodzenia zmiażdżenia korzenia grzbietowego

Komórki otoczki węchowej (OEC) to komórki grzebienia nerwowego, które umożliwiają wzrost pierwotnych neuronów węchowych. Ta specyficzna właściwość może być wykorzystana do przeszczepu komórkowego. Przedstawiamy w niniejszej pracy model transplantacji komórkowej oparty na zastosowaniu OEC w modelu uszkodzenia nerwu krtaniowego.

Przeszczep komórek osłonki węchowej w celu oceny powrotu do sprawności funkcjonalnej po uszkodzeniu nerwów obwodowych

Prezentujemy protokół chirurgiczny szczegółowo opisujący, jak wykonać aksotomię cięcia lub zgniecenia nerwu twarzowego u myszy. Akskotomia nerwu twarzowego może być wykorzystana do badania fizjologicznej reakcji na uszkodzenie nerwu i testowania technik terapeutycznych.

Aksotomia nerwu twarzowego u myszy: model do badania reakcji neuronów ruchowych na uraz

Ten protokół przedstawia użycie iniekcji do zwoju korzenia grzbietowego (DRG) z wektorem wirusowym i równoczesnym uszkodzeniem zmiażdżenia korzenia grzbietowego u dorosłego szczura jako model do badania regeneracji aksonów czuciowych. Model ten nadaje się do badania zastosowania terapii genowej w celu promowania regeneracji aksonów czuciowych.

Iniekcja zwoju korzenia grzbietowego i uraz zmiażdżenia korzenia grzbietowego jako model regeneracji aksonów czuciowych

Tutaj prezentujemy protokół, który łączy elektroporację in vivo i denerwację mięśnia dźwigacza długiego czaszki (LAL). Zabieg ten umożliwia badanie potencjalnej roli białek pochodzenia mięśniowego w regeneracji synapsy nerwowo-mięśniowej.

Połączona elektroporacja in vivo i krótkotrwałe unerwienie mięśnia szkieletowego dźwigacza bocznego zorza długiego czaszki

Niniejszy protokół przedstawia sposób wstecznego znakowania komórek zwojowych siatkówki oraz późniejsze wywołanie urazu poprzez zmiażdżenie nerwu wzrokowego w celu analizy przeżywalności i apoptozy komórek zwojowych siatkówki. Jest to eksperymentalny model choroby dla różnych typów neuropatii nerwu wzrokowego, w tym jaskry.

Mysi model urazu zmiażdżeniowego nerwu wzrokowego do badania przeżywalności komórek zwojowych siatkówki

Poznaj technikę chirurgii nerwu twarzowego w modelu szczurzym, umożliwiającą badanie regeneracji aksonów i terapii porażenia twarzy. Metoda obejmuje mikrochirurgiczne uszkodzenie nerwu oraz analizę histomorfometryczną wyników.

Chirurgia nerwu twarzowego w modelu szczurzym w celu zbadania hamowania i regeneracji aksonów

Przeglądaj więcej filmów