Name: Oczyszczanie i przeszczepianie miogennych egzosomów pochodzących z komórek progenitorowych w celu poprawy funkcji serca u myszy z dystroficznym zapłonem mięśniowym Duchennea (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2019-04-10T14:00:00.000+00:00
Duration: 8 min 13 s
Description: Poznaj metodę oczyszczania i przeszczepiania egzosomów miogennych w celu poprawy funkcji serca u myszy z dystrofią Duchenne'a. Technika ta przywraca ekspresję dystrofiny i wspiera terapię genową.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Tang były częściowo wspierane przez American Heart Association: GRNT31430008, NIH-AR070029, NIH-HL086555, NIH-HL134354.

Zwierzęta były traktowane zgodnie z zatwierdzonymi protokołami i przepisami dotyczącymi dobrostanu zwierząt Instytucjonalnego Komitetu ds. Opieki i Użytkowania Zwierząt Kolegium Medycznego Georgii na Uniwersytecie Augusta.
1. Izolacja i oczyszczanie egzosomów pochodzących z MPC
<ol>
	<li>Wysiew 5 x 106 komórek C2C12 w 15 cm naczyniu do hodowli komórkowej z 20 ml kompletnej zmodyfikowanej pożywki Eagle's Dulbecco (DMEM) zawierającej 10% płodowej surowicy bydlęcej (FBS), 100 U/ml penicyliny G i 100 μg/ml streptomycyny. Inkubować w temperaturze 37 °C i 5% CO2 .</li>
	<li>Przygotować pożywkę zubożoną w egzosomy przez ultrawirowanie FBS przy 100 000 x g przez 18 godzin w temperaturze 4 °C za pomocą wahliwego wirnika kubełkowego. Wyrzuć granulkę.</li>
	<li>Zastąp cały DMEM pożywką zubożoną w egzosomy, gdy komórki jednowarstwowe osiągną 80% konfluencji w naczyniu hodowlanym.</li>
	<li>Za pomocą pipety transferowej pobierać supernatant z szalki do hodowli komórkowych co 48 godzin, w sumie trzy razy. Zebrać sklarowany osad w probówkach wirówkowych o pojemności 50 ml i odwirować przy sile 150 x g przez 10 minut w celu usunięcia pozostałych komórek.</li>
	<li>Przefiltruj supernatant przez filtr 0,22 μm, aby wyeliminować zanieczyszczenia komórkowe. Przefiltrowane podłoże należy ultraodwirować w ultra przezroczystych probówkach za pomocą wahliwego wirnika kubełkowego o sile 100 000 x g przez 120 minut w temperaturze 4 °C w celu wytrącenia egzosomów.</li>
	<li>Ponownie zawiesić osad zawierający egzosom w buforowanym fosforanowym roztworze soli fizjologicznej (PBS) i napełnić całą ultra-przezroczystą probówkę PBS. Przeprowadzić ultrawirowanie tej zawiesiny w stężeniu 100 000 x g przez 120 minut w temperaturze 4 °C w celu wyeliminowania zanieczyszczających białek.</li>
	<li>Wyrzuć supernatant i ponownie zawieś osad egzosomu w 100 μl PBS. Przechowywać w temperaturze -80 °C do wykorzystania w przyszłości.</li>
	<li>W celu analizy mikroskopii elektronowej umieść 3 μl zawiesiny egzosomalnej na siatce mikroskopu elektronowego z miedzi o siatce 200 na 5 minut w temperaturze pokojowej. Kontynuuj standardowe barwienie octanem uranylu23. Zbadaj półsuchą siatkę za pomocą transmisyjnej mikroskopii elektronowej.</li>
</ol>
2. Dostarczanie egzosomów do mięśnia sercowego
UWAGA: Użyliśmy sześciu myszy w każdej grupie.
<ol>
	<li>MyszyMDX DBA/2J-DMD (samce; wiek > 10 miesięcy; masa ciała (m.c.) > 18 g) za pomocą dootrzewnowego (i.p.) wstrzyknięcia 100 mg/kg masy ciała ketaminy w połączeniu z 10 mg/kg m.c. ksylazyny i potwierdzić głębokość znieczulenia przez uszczypnięcie palca u nogi.</li>
	<li>Zamocuj każdą mysz w pozycji leżącej na plecach na platformie chirurgicznej za pomocą taśmy do zabezpieczenia każdej kończyny i umieść szew 3-0 poziomo poniżej górnych zębów, aby utrzymać górną szczękę na miejscu.</li>
	<li>Nałóż krem do depilacji po lewej stronie klatki piersiowej myszy, aby usunąć sierść ze skóry.</li>
	<li>Przeprowadzić intubację dotchawiczą przez jamę ustną za pomocą cewnika 24 G i przewietrzyć mysz powietrzem z pomieszczenia z prędkością 195 oddechów/min za pomocą respiratora dla gryzoni (patrz Tabela materiałów).</li>
	<li>Zdezynfekuj skórę 75% alkoholem i 10% jodowidonem.</li>
	<li>Wykonać skośne nacięcie 10\u201215 mm od lewej krawędzi mostka do lewej pachy, przeciąć nożycami mięsień piersiowy większy i piersiowy mniejszy, a następnie wykonać torakotomię lewą przez czwartą przestrzeń międzyżebrową. Delikatnie włóż opaski zwijacza, aby rozciągnąć klatkę piersiową na szerokość 10 mm. Należy uważać, aby nie dojść do uszkodzenia lewego płuca.</li>
	<li>Użyj dwóch prostych pęset, aby usunąć osierdzie, rozsuń je i umieść za końcówkami retraktora, aby odsłonić serce. Wstrzyknąć MPC-Exo (50 μg w 30 μl PBS) lub 30 μl PBS (jako kontrola) domięśniowo do przedniej ściany lewej komory za pomocą igły insulinowej 31 G w jednym miejscu.</li>
	<li>Użyj nylonowych szwów 6-0, aby zamknąć kolejno klatkę piersiową, mięśnie piersiowe i skórę.</li>
	<li>Odzyskaj myszy. Gdy pojawi się rytmiczny, spontaniczny oddech, wyjmij myszy z respiratora i ekstubuj. Obserwuj i rejestruj stan myszy po operacji.</li>
</ol>
3. Echokardiografia
UWAGA: Pojedynczy obserwator zaślepiony na grupy eksperymentalne przeprowadza echokardiografię i analizę danych.
<ol>
	<li>Dwa dni po przeszczepie PBS/egzosomu znieczulenie myszy 1-20122% izofluranem.</li>
	<li>Zamocuj mysz w pozycji leżącej na plecach za pomocą taśmy i nałóż podgrzany żel akustyczny na lewą część klatki piersiowej.</li>
	<li>Oceń czynność lewej komory za pomocą echokardiografii, jak opisano wcześniej16,24.
	<ol>
		<li>Uzyskaj widok przymostkowej osi długiej lewej komory (LV) w dwóch wymiarach (tryb B), a następnie obróć sondę ultradźwiękową o 90°, aby uzyskać widok krótkiej osi LV na poziomie mięśni brodawkowatych.</li>
		<li>Rejestruj obrazy echokardiograficzne w trybie M i mierz średnicę końcoworozkurczową lewej komory (LVEDD), końcowoskurczową objętość lewej komory (LVESD), końcowo-rozkurczową objętość lewej komory (LVEDV) i końcowo-skurczową objętość lewej komory (LVESV). 
		nuta: Skrócenie frakcyjne (FS%) = [(LVEDD − LVESD) / LVEDD] x 100, a frakcja wyrzutowa lewej komory (LVEF%) = [(LVEDV − LVESV) / LVEDV] x 100.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
4. Immunohistochemia
<ol>
	<li>Dwa dni po przeszczepie PBS/egzosomu znieczulij myszy (patrz krok 2.1) i rozetnij mostek, aby odsłonić klatkę piersiową. Wypreparuj żyłę główną dolną i przeprowadź perfuzję serca przez wierzchołek lewej komory za pomocą 3 ml PBS, a następnie 3 ml 4% paraformaldehydu w temperaturze pokojowej, używając cewnika motylkowego z igłą 25 G przymocowaną do strzykawki o pojemności 5 ml.</li>
	<li>Utrwalone serca zatopić w parafinie i pokroić na odcinki o grubości 5 μm.</li>
	<li>Odparafinować szkiełka w ksylenie i ponownie uwodnić w roztworach etanolu w następującej kolejności: 100% ksylen (3 min), 100% ksylen (3 min), 100% etanol (1 min), 100% etanol (1 min), 95% etanol (1 min), 80% etanol (1 min), H2O (1 min).</li>
	<li>Utrwal skrawki tkanek 4% paraformaldehydem przez 8 minut w temperaturze pokojowej.</li>
	<li>Zanurz szkiełka w roztworze cytrynianu sodu (0,01 M, pH 6,0) i wykonaj pobieranie antygenu za pomocą aportera antygenu.</li>
	<li>Przepuszczać skrawki przez 1 godzinę w temperaturze pokojowej z 1% eterem tert-oktylofenylowym glikolu polietylenowego w PBS.</li>
	<li>Blokuj skrawki z 5% surowicą kozią w PBS przez 1 godzinę w temperaturze pokojowej.</li>
	<li>Inkubować skrawki z rozcieńczonym przeciwciałem pierwszorzędowym (przeciwciałem anty-dystrofinowym) w PBS (1:100) przez noc w temperaturze 4 °C, a następnie przemywać trzykrotnie PBS przez 5 minut.</li>
	<li>Inkubować skrawki z rozcieńczonym przeciwciałem drugorzędowym (Alexa Fluor 488 sprzężona kozia anty-królicza IgG) w PBS (1:400) przez 45 minut w temperaturze pokojowej.</li>
	<li>Kontroluj autofluorescencję za pomocą zestawu do gaszenia autofluorescencji (patrz tabela materiałów).</li>
	<li>Do montażu prowadnic należy użyć medium montażowego zawierającego DAPI (patrz Tabela Materiałów).</li>
	<li>Obserwuj szkiełka pod mikroskopem konfokalnym.</li>
</ol>

<ol><li>Yiu, E. M., Kornberg, A. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Duchenne+muscular+dystrophy%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Paediatrics+and+Child+Health%22%5BJournal%5D)">Duchenne muscular dystrophy.</a> Journal of Paediatrics and Child Health. 51 (8), 759-764 (2015).</li>
<li>Nudel, U., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Duchenne+muscular+dystrophy+gene+product+is+not+identical+in+muscle+and+brain%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">Duchenne muscular dystrophy gene product is not identical in muscle and brain.</a> Nature. 337 (6202), 76-78 (1989).</li>
<li>Rae, M. G., O'Malley, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cognitive+dysfunction+in+Duchenne+muscular+dystrophy%3A+a+possible+role+for+neuromodulatory+immune+molecules%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Neurophysiology%22%5BJournal%5D)">Cognitive dysfunction in Duchenne muscular dystrophy: a possible role for neuromodulatory immune molecules.</a> Journal of Neurophysiology. 116 (3), 1304-1315 (2016).</li>
<li>Mah, J. K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+systematic+review+and+meta-analysis+on+the+epidemiology+of+Duchenne+and+Becker+muscular+dystrophy%5BTitle%5D)+AND+%22Neuromuscular+Disorders%22%5BJournal%5D)">A systematic review and meta-analysis on the epidemiology of Duchenne and Becker muscular dystrophy.</a> Neuromuscular Disorders. 24 (6), 482-491 (2014).</li>
<li>D'Amario, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+current+approach+to+heart+failure+in+Duchenne+muscular+dystrophy%5BTitle%5D)+AND+%22Heart%22%5BJournal%5D)">A current approach to heart failure in Duchenne muscular dystrophy.</a> Heart. 103 (22), 1770-1779 (2017).</li>
<li>Koeks, Z., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Clinical+Outcomes+in+Duchenne+Muscular+Dystrophy%3A+A+Study+of+5345+Patients+from+the+TREAT-NMD+DMD+Global+Database%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Neuromuscular+Diseases%22%5BJournal%5D)">Clinical Outcomes in Duchenne Muscular Dystrophy: A Study of 5345 Patients from the TREAT-NMD DMD Global Database.</a> Journal of Neuromuscular Diseases. 4 (4), 293-306 (2017).</li>
<li>Kamdar, F., Garry, D. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Dystrophin-Deficient+Cardiomyopathy%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+the+American+College+of+Cardiology%22%5BJournal%5D)">Dystrophin-Deficient Cardiomyopathy.</a> Journal of the American College of Cardiology. 67 (21), 2533-2546 (2016).</li>
<li>Wang, Z., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Regenerative+Therapy+for+Cardiomyopathies%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Cardiovascular+Translational+Research%22%5BJournal%5D)">Regenerative Therapy for Cardiomyopathies.</a> Journal of Cardiovascular Translational Research. , (2018).</li>
<li>Fayssoil, A., Nardi, O., Orlikowski, D., Annane, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cardiomyopathy+in+Duchenne+muscular+dystrophy%3A+pathogenesis+and+therapeutics%5BTitle%5D)+AND+%22Heart+Failure+Reviews%22%5BJournal%5D)">Cardiomyopathy in Duchenne muscular dystrophy: pathogenesis and therapeutics.</a> Heart Failure Reviews. 15 (1), 103-107 (2010).</li>
<li>Hagan, M., Ashraf, M., Kim, I. M., Weintraub, N. L., Tang, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effective+regeneration+of+dystrophic+muscle+using+autologous+iPSC-derived+progenitors+with+CRISPR-Cas9+mediated+precise+correction%5BTitle%5D)+AND+%22Medical+Hypotheses%22%5BJournal%5D)">Effective regeneration of dystrophic muscle using autologous iPSC-derived progenitors with CRISPR-Cas9 mediated precise correction.</a> Medical Hypotheses. 110, 97-100 (2018).</li>
<li>Quinlan, J. G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Evolution+of+the+mdx+mouse+cardiomyopathy%3A+physiological+and+morphological+findings%5BTitle%5D)+AND+%22Neuromuscular+Disorders%22%5BJournal%5D)">Evolution of the mdx mouse cardiomyopathy: physiological and morphological findings.</a> Neuromuscular Disorders. 14 (8-9), 491-496 (2004).</li>
<li>Siemionow, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Creation+of+Dystrophin+Expressing+Chimeric+Cells+of+Myoblast+Origin+as+a+Novel+Stem+Cell+Based+Therapy+for+Duchenne+Muscular+Dystrophy%5BTitle%5D)+AND+%22Stem+Cell+Reviews+and+Reports%22%5BJournal%5D)">Creation of Dystrophin Expressing Chimeric Cells of Myoblast Origin as a Novel Stem Cell Based Therapy for Duchenne Muscular Dystrophy.</a> Stem Cell Reviews and Reports. 14 (2), 189-199 (2018).</li>
<li>Sienkiewicz, D., Kulak, W., Okurowska-Zawada, B., Paszko-Patej, G., Kawnik, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Duchenne+muscular+dystrophy%3A+current+cell+therapies%5BTitle%5D)+AND+%22Therapeutic+Advances+in+Neurological+Disorders%22%5BJournal%5D)">Duchenne muscular dystrophy: current cell therapies.</a> Therapeutic Advances in Neurological Disorders. 8 (4), 166-177 (2015).</li>
<li>Zhang, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Long-term+engraftment+of+myogenic+progenitors+from+adipose-derived+stem+cells+and+muscle+regeneration+in+dystrophic+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Human+Molecular+Genetics%22%5BJournal%5D)">Long-term engraftment of myogenic progenitors from adipose-derived stem cells and muscle regeneration in dystrophic mice.</a> Human Molecular Genetics. 24 (21), 6029-6040 (2015).</li>
<li>Ju, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Transplantation+of+Cardiac+Mesenchymal+Stem+Cell-Derived+Exosomes+for+Angiogenesis%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Cardiovascular+Translational+Research%22%5BJournal%5D)">Transplantation of Cardiac Mesenchymal Stem Cell-Derived Exosomes for Angiogenesis.</a> Journal of Cardiovascular Translational Research. 11 (5), 429-437 (2018).</li>
<li>Ju, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Transplantation+of+Cardiac+Mesenchymal+Stem+Cell-Derived+Exosomes+Promotes+Repair+in+Ischemic+Myocardium%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Cardiovascular+Translational+Research%22%5BJournal%5D)">Transplantation of Cardiac Mesenchymal Stem Cell-Derived Exosomes Promotes Repair in Ischemic Myocardium.</a> Journal of Cardiovascular Translational Research. 11 (5), 420-428 (2018).</li>
<li>Ruan, X. F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Suxiao+Jiuxin+pill+promotes+exosome+secretion+from+mouse+cardiac+mesenchymal+stem+cells+in+vitro%5BTitle%5D)+AND+%22Acta+Pharmacologica+Sinica%22%5BJournal%5D)">Suxiao Jiuxin pill promotes exosome secretion from mouse cardiac mesenchymal stem cells in vitro.</a> Acta Pharmacologica Sinica. 39 (4), 569-578 (2018).</li>
<li>Ruan, X. F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Exosomes+from+Suxiao+Jiuxin+pill-treated+cardiac+mesenchymal+stem+cells+decrease+H3K27+demethylase+UTX+expression+in+mouse+cardiomyocytes+in+vitro%5BTitle%5D)+AND+%22Acta+Pharmacologica+Sinica%22%5BJournal%5D)">Exosomes from Suxiao Jiuxin pill-treated cardiac mesenchymal stem cells decrease H3K27 demethylase UTX expression in mouse cardiomyocytes in vitro.</a> Acta Pharmacologica Sinica. 39 (4), 579-586 (2018).</li>
<li>Chen, Y., Tang, Y., Fan, G. C., Duan, D. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Extracellular+vesicles+as+novel+biomarkers+and+pharmaceutic+targets+of+diseases%5BTitle%5D)+AND+%22Acta+Pharmacologica+Sinica%22%5BJournal%5D)">Extracellular vesicles as novel biomarkers and pharmaceutic targets of diseases.</a> Acta Pharmacologica Sinica. 39 (4), 499-500 (2018).</li>
<li>Chen, Y., Tang, Y., Long, W., Zhang, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Stem+Cell-Released+Microvesicles+and+Exosomes+as+Novel+Biomarkers+and+Treatments+of+Diseases%5BTitle%5D)+AND+%22Stem+Cells+International%22%5BJournal%5D)">Stem Cell-Released Microvesicles and Exosomes as Novel Biomarkers and Treatments of Diseases.</a> Stem Cells International. 2016, 2417268(2016).</li>
<li>Murphy, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Emerging+role+of+extracellular+vesicles+in+musculoskeletal+diseases%5BTitle%5D)+AND+%22Molecular+Aspects+of+Medicine%22%5BJournal%5D)">Emerging role of extracellular vesicles in musculoskeletal diseases.</a> Molecular Aspects of Medicine. 60, 123-128 (2018).</li>
<li>Su, X., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Exosome-Derived+Dystrophin+from+Allograft+Myogenic+Progenitors+Improves+Cardiac+Function+in+Duchenne+Muscular+Dystrophic+Mice%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Cardiovascular+Translational+Research%22%5BJournal%5D)">Exosome-Derived Dystrophin from Allograft Myogenic Progenitors Improves Cardiac Function in Duchenne Muscular Dystrophic Mice.</a> Journal of Cardiovascular Translational Research. , (2018).</li>
<li>Hu, G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Exosome-mediated+shuttling+of+microRNA-29+regulates+HIV+Tat+and+morphine-mediated+neuronal+dysfunction%5BTitle%5D)+AND+%22Cell+Death+%26+Disease%22%5BJournal%5D)">Exosome-mediated shuttling of microRNA-29 regulates HIV Tat and morphine-mediated neuronal dysfunction.</a> Cell Death & Disease. 3, 381(2012).</li>
<li>Bayoumi, A. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+carvedilol-responsive+microRNA%2C+miR-125b-5p+protects+the+heart+from+acute+myocardial+infarction+by+repressing+pro-apoptotic+bak1+and+klf13+in+cardiomyocytes%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Molecular+and+Cellular+Cardiology%22%5BJournal%5D)">A carvedilol-responsive microRNA, miR-125b-5p protects the heart from acute myocardial infarction by repressing pro-apoptotic bak1 and klf13 in cardiomyocytes.</a> Journal of Molecular and Cellular Cardiology. 114, 72-82 (2018).</li>
<li>Wang, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Exosomes%2Fmicrovesicles+from+induced+pluripotent+stem+cells+deliver+cardioprotective+miRNAs+and+prevent+cardiomyocyte+apoptosis+in+the+ischemic+myocardium%5BTitle%5D)+AND+%22International+Journal+of+Cardiology%22%5BJournal%5D)">Exosomes/microvesicles from induced pluripotent stem cells deliver cardioprotective miRNAs and prevent cardiomyocyte apoptosis in the ischemic myocardium.</a> International Journal of Cardiology. 192, 61-69 (2015).</li>
<li>Cheruvanky, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Rapid+isolation+of+urinary+exosomal+biomarkers+using+a+nanomembrane+ultrafiltration+concentrator%5BTitle%5D)+AND+%22American+Journal+of+Physiology-Renal+Physiology%22%5BJournal%5D)">Rapid isolation of urinary exosomal biomarkers using a nanomembrane ultrafiltration concentrator.</a> American Journal of Physiology-Renal Physiology. 292 (5), 1657-1661 (2007).</li>
<li>Oksvold, M. P., Neurauter, A., Pedersen, K. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Magnetic+bead-based+isolation+of+exosomes%5BTitle%5D)+AND+%22Methods+in+Molecular+Biology%22%5BJournal%5D)">Magnetic bead-based isolation of exosomes.</a> Methods in Molecular Biology. 1218, 465-481 (2015).</li>
<li>Pedersen, K. W., Kierulf, B., Neurauter, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Specific+and+Generic+Isolation+of+Extracellular+Vesicles+with+Magnetic+Beads%5BTitle%5D)+AND+%22Methods+in+Molecular+Biology%22%5BJournal%5D)">Specific and Generic Isolation of Extracellular Vesicles with Magnetic Beads.</a> Methods in Molecular Biology. 1660, 65-87 (2017).</li>
<li>Teng, X., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mesenchymal+Stem+Cell-Derived+Exosomes+Improve+the+Microenvironment+of+Infarcted+Myocardium+Contributing+to+Angiogenesis+and+Anti-Inflammation%5BTitle%5D)+AND+%22Cellular+Physiology+and+Biochemistry%22%5BJournal%5D)">Mesenchymal Stem Cell-Derived Exosomes Improve the Microenvironment of Infarcted Myocardium Contributing to Angiogenesis and Anti-Inflammation.</a> Cellular Physiology and Biochemistry. 37 (6), 2415-2424 (2015).</li>
<li>Aminzadeh, M. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Exosome-Mediated+Benefits+of+Cell+Therapy+in+Mouse+and+Human+Models+of+Duchenne+Muscular+Dystrophy%5BTitle%5D)+AND+%22Stem+Cell+Reports%22%5BJournal%5D)">Exosome-Mediated Benefits of Cell Therapy in Mouse and Human Models of Duchenne Muscular Dystrophy.</a> Stem Cell Reports. 10 (3), 942-955 (2018).</li>
</ol>

Wszyscy autorzy oświadczają, że nie mają konfliktu interesów.

Metoda izolowania czystych egzosomów jest niezbędna do badania funkcji egzosomów. Jedną z powszechnych technik izolacji egzosomów jest wytrącanie za pośrednictwem glikoli polietylenowych (PEG) 17,18,25. Egzosomy mogą być wytrącane w PEG-ach i granulowane przez wirowanie z niską prędkością. Oczyszczanie za pośrednictwem PEG jest bardzo wygodne, tanie, nie wymaga żadnego zaawansowanego sprzętu, ale istnieje obawa o czystość egzoso...

Dystrofia mięśniowa Duchenne'a (DMD) jest recesywną, postępującą chorobą nerwowo-mięśniową sprzężoną z chromosomem X, spowodowaną mutacją w genie DMD i utratą funkcjonalnej dystrofiny1. Dystrofina ulega ekspresji głównie w mięśniach szkieletowych i mięśniu sercowym, a w mniejszym stopniu w mięśniach gładkich, gruczołach dokrewnych i neuronach2,3. DMD jest najczęstszym typem dystrofii mięśniowej, z częstością występowania jednego na 3 500 do 5 000 nowonarodzonych chłopców na całym świecie4,5. U osób zazwyczaj rozwija się postępująca martwica mięśni, utrata samodzielnego chodzenia we wczesnym okresie dojrzewania i śmierć w drugiej do trzeciej dekadzie życia z powodu niewydolności serca i niewydolności oddechowej6.
Kardiomiopatia rozstrzeniowa, zaburzenia rytmu serca i zastoinowa niewydolność serca są częstymi objawami sercowo-naczyniowymi DMD7,8. Choroby nie można wyleczyć, leczenie wspomagające może złagodzić objawy lub opóźnić postęp niewydolności serca, ale bardzo trudno jest poprawić czynność serca9,10.
Podobnie jak pacjenci z DMD, myszy z dystrofią mięśniową sprzężoną z chromosomem X (MDX) mają niedobór białka dystrofiny i wykazują objawy kardiomiopatii11, i dlatego są szeroko stosowane w badaniach nad kardiomiopatią związaną z DMD. W celu przywrócenia dystrofiny w dotkniętych chorobą mięśniach, terapia allogenicznymi komórkami macierzystymi okazała się skuteczną metodą leczenia DMD12,13,14. Egzosomy, pęcherzyki błonowe o długości fali 30-150 nm wydzielane przez różne typy komórek, odgrywają kluczową rolę w komunikacji międzykomórkowej poprzez transport materiału genetycznego, takiego jak informacyjny RNA (mRNA) i niekodujące RNA15,16,17,18,19,20,21.
Nasze poprzednie badania wykazały, że egzosomy pochodzące z miogennych komórek progenitorowych (MPC), takie jak linia komórkowa C2C12, mogą przenosić mRNA dystrofiny do kardiomiocytów gospodarza po bezpośrednim wstrzyknięciu serca22, wskazując, że allogeniczne dostarczanie egzosomów pochodzących z MPC (MPC-Exo) może przejściowo przywrócić ekspresję genu DMD u myszy MDX. Ten artykuł koncentruje się na technikach oczyszczania i przeszczepiania MPC-Exo.

<table><tbody><tr><td>0,22 &m; m Filtr</td><td>Fisherbrand</td><td>09-720-004</td><td></td></tr><tr><td>15 cm Naczynie do hodowli komórkowych</td><td>Thermo Fisher Scientific</td><td>157150</td><td></td></tr><tr><td>Cewnik 24 G</td><td>TERUMO</td><td>SR-OX2419CA</td><td></td></tr><tr><td>Igła insulinowa 31 G</td><td>BD</td><td>328291</td><td></td></tr><tr><td>4% paraformaldehydu&nbsp;</td><td>Affymetrix</td><td>AAJ19943K2</td><td></td></tr><tr><td>50 ml probówki wirówkowe</td><td>Thermo Fisher Scientific</td><td>339652</td><td></td></tr><tr><td>6-0 szew</td><td>Pro Advantage by NDC</td><td>P420697</td><td></td></tr><tr><td>Alexa Fluor 488 kozia anty-królicza IgG</td><td>Thermo Fisher Scientific</td><td>A-11008</td><td></td></tr><tr><td>Antybiotykowy roztwór przeciwgrzybiczy</td><td>Corning&nbsp;</td><td>30-004-CI</td><td></td></tr><tr><td>Przeciwciało anty-dystrofiny</td><td>Abcam</td><td>ab15277</td><td></td></tr><tr><td>Ściągacz antygenu&nbsp;</td><td>Aptum Biologics</td><td>R2100-US</td><td>Zestaw do gaszenia autofluorescencji do odzyskiwania antygenu</td></tr><tr><td>&nbsp;</td><td>Vector Laboratories</td><td>SP-8400</td><td></td></tr><tr><td>C2C12 linia komórkowa</td><td>ATCC</td><td>CRL-1772</td><td></td></tr><tr><td>Wirówka</td><td>Unico</td><td>C8606</td><td></td></tr><tr><td>Wymienne końcówki wysokotemperaturowe</td><td>Bovie Medical Corporation</td><td>HIT</td><td></td></tr><tr><td>Mikroskopia konfokalna</td><td>Zeiss</td><td>Zeiss 780 Pionowe myszy konfokalne</td><td></td></tr><tr><td>DBA/2J-mdx</td><td>Laboratorium Jacksona</td><td>013141</td><td></td></tr><tr><td>DMEM</td><td>Corning&nbsp;</td><td>10-013-CM</td><td></td></tr><tr><td>Płodowa surowica bydlęca (FBS)</td><td>Corning&nbsp;</td><td>35-011-CV</td><td></td></tr><tr><td>Surowica kozia&nbsp;</td><td>MP Biomedicals, LLC</td><td>191356</td><td></td></tr><tr><td>Isoflurane</td><td>Patterson Veterinary</td><td>07-893-1389</td><td></td></tr><tr><td>Ketamina</td><td>Henry Schein</td><td>056344</td><td></td></tr><tr><td>Podłoże montażowe z DAPI&nbsp;</td><td>Vector Laboratories</td> Zestaw zwijacza <td>myszy H-1500</td><td></td></tr><tr><td></td><td>Kent Scientific</td><td>SURGI-5001</td><td></td></tr><tr><td>Eter tert-oktylofenylowy glikolu polietylenowego</td><td>Fisher Scientific</td><td>BP151-100</td><td></td></tr><tr><td>Wentylator dla gryzoni</td><td>Aparat Harvard</td><td>55-7066</td><td></td></tr><tr><td>SW-28 Ti</td><td>Beckman</td><td>342207</td><td></td></tr><tr><td>Platforma</td> <td>obrazowania Vevo 2100System ultradźwiękowy FUJIFILM VisualSonics</td><td>Vevo 2100</td><td>&nbsp;</td></tr><tr><td>Ultrawirówka</td><td>Beckman</td><td>365672</td><td></td></tr><tr><td>Ultra-przezroczyste probówki</td><td>Beckman</td><td>344058</td><td></td></tr><tr><td>Xylazine (XylaMed)</td><td>Bimeda-MTC Animal Health Inc.</td><td>1XYL003 8XYL006</td><td></td></tr></tbody></table>

oczyszczanie i przeszczepianie miogennych egzosomów pochodzących z komórek progenitorowych w celu poprawy funkcji serca u myszy z dystroficznym zapłonem mięśniowym duchenne'a

Purification and Transplantation of Myogenic Progenitor Cell Derived Exosomes to Improve Cardiac Function in Duchenne Muscular Dystrophic Mice

Dystrofia mięśniowa Duchene'a (DMD) jest recesywną chorobą genetyczną sprzężoną z chromosomem X, spowodowaną brakiem funkcjonalnego białka dystrofiny. Choroby nie można wyleczyć, a wraz z postępem choroby u pacjenta pojawiają się objawy kardiomiopatii rozstrzeniowej, arytmii i zastoinowej niewydolności serca. Myszy z mutacjąDMD MDX nie wykazują ekspresji dystrofiny i są powszechnie stosowane jako mysi model DMD. W naszym ostatnim badaniu zaobserwowaliśmy, że wstrzyknięcie do mięśnia sercowego egzosomów pochodzących z komórek progenitorowych szerokiego typu (WT) (MPC-Exo) przejściowo przywróciło ekspresję dystrofiny w mięśniu sercowym myszy z mutacjąMDX DMD, co wiązało się z przejściową poprawą czynności serca, co sugeruje, że WT-MPC-Exo może stanowić opcję łagodzenia objawów sercowych DMD. W artykule opisano technikę oczyszczania i przeszczepiania MPC-Exo do serc myszy z mutacjąDMD MDX.

Schemat blokowy izolacji i oczyszczania egzosomów z komórek C2C12 przedstawiono na Rysunku 1A. Aby potwierdzić obecność egzosomów, przeprowadzono analizę za pomocą transmisyjnego mikroskopu elektronowego. Obraz z transmisyjnego mikroskopu elektronowego (Rysunek 1B) pokazuje morfologię jasnych i okrągłych pęcherzyków egzosomów pochodzących z komórek C2C12. Analiza Western blot potwierdziła obecność markerów egzosomów, w tym CD63 ...

Tutaj prezentujemy protokół przejściowej poprawy funkcji serca u myszy z dystrofią mięśniową Duchenne'a poprzez przeszczepienie egzosomów pochodzących z normalnych miogennych komórek progenitorowych.

Oczyszczanie i przeszczepianie miogennych egzosomów pochodzących z komórek progenitorowych w celu poprawy funkcji serca u myszy z dystroficznym zapłonem mięśniowym Duchenne'a

Duchene Muscular Dystrophy (DMD) is an X-linked recessive genetic disease caused by a lack of functional dystrophin protein. The disease cannot be cured, ...

Protokół ten przedstawia metodę przejściowej poprawy funkcji serca u myszy z dystrofią mięśniową Duchenne'a poprzez przeszczepienie eksonu pochodzącego z normalnych miogennych komórek progenitorowych. Przeszczep egzosomalny może poprawić czynność serca u myszy z DMD w połączeniu ze zwiększoną ekspresją dystrofii w sercach biorców. Odpowiednia metoda izolacji, oczyszczania i przeszczepu eksonów do mięśnia sercowego przyczynia się do powodzenia przeszczepu eksonu w celu poprawy funkcji serca u myszy z dystrofią mięśniową Duchenne'a.Terapia egzosomami pochodząca z MPC może poprawić funkcję mięśni szkieletowych poprzez normalny transfer mRNA dystrofiny za pośrednictwem egzosomu. Ten film przedstawia kluczowe techniki oczyszczania egzosomu, dostarczania egzosomów do mięśnia sercowego i echokardiografii po przeszczepie. Demonstracja echokardiografii zostanie wykonana przez Yan Shen, technika z naszego laboratorium.Aby rozpocząć tę procedurę, zasiaj pięć milionów komórek C2C12 w 15-centymetrowym naczyniu hodowlanym z 20 mililitrami kompletnego DMEM zawierającego 10% FBS i antybiotyki. Inkubować w temperaturze 37 stopni Celsjusza z 5% dwutlenkiem węgla. Następnie użyj wahadłowego wirnika kubełkowego do ultrawirowania FBS w temperaturze 100 000 razy G i w czterech stopniach Celsjusza przez 18 godzin, aby przygotować pożywkę zubożoną w egzosomy.Wyrzucić osad i zebrać supernatant. Gdy komórki jednowarstwowe osiągną 80% konfluencji w naczyniu hodowlanym, zastąp cały DMEM pożywką zubożoną w egzosomy. Za pomocą pipety transferowej należy co 48 godzin pobierać supernatant z naczynia do hodowli komórkowych.Odwirować probówki o sile 150 razy G przez dziesięć minut, aby usunąć pozostałe komórki. Przefiltruj supernatant przez filtr 0,22 mikrometra, aby wyeliminować wszelkie zanieczyszczenia komórkowe i przenieś przefiltrowane medium do ultra przezroczystych probówek. Następnie użyj obrotowego wirnika kubełkowego, aby ultraodwirować probówki w temperaturze 100, 00 razy G i w temperaturze 4 stopni Celsjusza przez 120 minut, aby wytrącić egzosomy.Ponownie zawiesić osad zawierający egzosom w PBS, a następnie napełnij całą ultra-przezroczystą probówkę PBS. Ultraodwirować tę zawiesinę w temperaturze 100, 00 razy G i w temperaturze 4 stopni Celsjusza przez 120 minut, aby wyeliminować białka zanieczyszczające. Wyrzuć supernatant i ponownie zawieś osad egzosomu w 100 mikrolitrach PBS.Przechowywać w temperaturze minus 80 stopni Celsjusza do wykorzystania w przyszłości. Najpierw zamocuj każdą znieczuloną mysz w pozycji leżącej na platformie operacyjnej, zabezpieczając każdą kończynę taśmą. Umieść szew 3-0 poziomo poniżej górnych zębów, aby utrzymać górną szczękę na miejscu.Następnie nałóż krem do depilacji po lewej stronie klatki piersiowej myszy, aby usunąć jodłę ze skóry. Za pomocą cewnika o rozmiarze 24 wykonaj intubację dotchawiczą przez jamę ustną. I użyj wentylatora dla gryzoni, aby przewietrzyć mysz powietrzem w pomieszczeniu z szybkością 195 oddechów na minutę.Zdezynfekuj skórę 70% alkoholem i 10% jodopowidonem. Następnie wykonaj skośne nacięcie o średnicy od 10 do 15 milimetrów od lewej krawędzi mostka do lewej pachy. Użyj nożyczek, aby przeciąć mięsień piersiowy większy i piersiowy mniejszy.I zrób torakotamię w lewo przez czwartą przestrzeń międzybrzegową. Delikatnie włóż opaski zwijaczające, aby rozciągnąć klatkę piersiową na szerokość 10 milimetrów, uważając, aby nie uszkodzić lewego płuca. Następnie użyj dwóch prostych pęset, aby usunąć osierdzie.Rozsuń je i umieść za końcówkami zwijacza, aby odsłonić serce. Użyj igły do insuliny o rozmiarze 31, aby wstrzyknąć MPC-Exo lub PBS domięśniowo w przednią ścianę lewej komory w jednym miejscu. Następnie użyj nylonowych szwów 6-0, aby zamknąć kolejno jamę piersiową, mięśnie piersiowe i skórę.Dwa dni po przeszczepie egzosomu PBS znieczulij myszy zgodnie z opisem w protokole tekstowym. Użyj taśmy, aby ustawić mysz w pozycji leżącej na plecach i nałóż podgrzany żel akustyczny na lewą klatkę piersiową. Następnie użyj echokardiografii, aby ocenić funkcję lewej komory.Uzyskaj widok przymostkowej osi długiej lewej komory w dwóch wymiarach, a następnie obróć sondę ultradźwiękową o 90 stopni, aby uzyskać widok krótkiej osi lewej komory na poziomie mięśni brodawkowatych. Następnie zapisz obrazy echokardiograficzne w trybie M i zmierz średnicę końcoworozkurczową lewej komory, końcowoskurczową objętość lewej komory, końcowo-rozkurczową objętość lewej komory i końcowoskurczową objętość lewej komory. Tętno myszy powinno być kontrolowane na poziomie co najmniej 400 uderzeń na minutę dla funkcji pomiaru serca.Po wyizolowaniu i oczyszczeniu egzosomów z komórek C2C12 ich obecność potwierdza się za pomocą analizy transmisyjnej mikroskopii elektronowej. Obraz z transmisyjnej mikroskopii elektronowej pokazuje morfologię jasnych i okrągłych pęcherzyków egzosomów pochodzących z C2C12. Analiza Western blot potwierdza obecność markerów egzosomów, w tym CD63 i Tsg101.Po wstrzyknięciu domięśniowym do mięśnia sercowego do przedniej ściany lewej komory myszy mdx obserwuje się półprzezroczysty obszar obrzęku, co wskazuje, że wstrzyknięcie do mięśnia sercowego zakończyło się sukcesem. Następnie przeprowadza się barwienie immunofluorescencyjne dystrofiny w celu określenia, czy sercowe dostarczanie MPC-Exo przywraca ekspresję białka dystrofiny w sercach MDX. Częściowe przywrócenie ekspresji dystrofiny obserwuje się przy lokalizacji błonowej w niektórych kardiomiocytach.Czynność serca mierzy się za pomocą echokardiografii dwa dni po dostarczeniu do mięśnia sercowego w celu ustalenia, czy transplacja MPC-Exo poprawia czynność serca u myszy mdx. Obserwuje się, że leczenie MPC-Exo poprawia ruch ścian wewnętrznych w porównaniu z PBS, co sugeruje, że przeszczep MPC-Exo poprawił czynność serca u myszy mdx. Użycie igły insulinowej o rozmiarze 31 z końcówką pod kątem około 20 stopni ma kluczowe znaczenie dla powodzenia dostarczania większości egzosomów do mięśnia sercowego i maksymalizuje ekspozycję wstrzykniętych egzosomów na kardiomiocyty gospodarza.Po zabiegu ekspresję dystrofiny można wykryć po wstrzyknięciu egzosomu pochodzącego z MPC za pomocą barwienia immunofluorescencyjnego, co wskazuje, że dostarczanie egzosomu pochodzącego z serca MPC przywraca ekspresję białka dystrofiny. Technika ta utoruje drogę do leczenia kardiomiopatii terapeutycznymi materiałami genetycznymi przenoszącymi egzosomy, w tym DNA, mRNA, lncRNA lub mikroRNA.

purification-transplantation-myogenic-progenitor-cell-derived

Research

JoVE Journal

Genetics

Genetyka

Indukowane pluripotencjalne komórki macierzyste (iPSC) pochodzące z miogennych komórek macierzystych są obiecującymi kandydatami na strategie terapii komórkowej w leczeniu dystrofii mięśniowych. Protokół ten opisuje przeszczep i pomiary funkcjonalne wymagane do oceny wszczepienia i różnicowania mezoangioblastów pochodzących z iPSC (rodzaj komórek progenitorowych mięśni) w mysich modelach ostrej i przewlekłej regeneracji mięśni.

Przeszczep indukowanych pluripotencjalnych progenitorów miogennych podobnych do mezoangioblastów pochodzących z mezoangioblastów w mysich modelach regeneracji mięśni

Izolacja i hodowla czystej populacji spokojnych komórek satelitarnych, populacji komórek macierzystych mięśni, jest niezbędna do zrozumienia biologii i regeneracji komórek macierzystych mięśni, a także przeszczepu komórek macierzystych do terapii dystrofii mięśniowej i innych chorób zwyrodnieniowych.

Izolacja, hodowla i przeszczep satelitarnych komórek mięśniowych

Ten protokół zawiera szczegółowe procedury izolacji komórek pochodzących z moczu od pacjentów z dystrofią mięśniową; ich skuteczne i szybkie przeprogramowanie poprzez transdukcję wirusa Sendai.

Generowanie indukowanych pluripotencjalnych komórek macierzystych od pacjentów z dystrofią mięśniową: skuteczne przeprogramowanie komórek pochodzących z moczu bez integracji

Prezentujemy trzy nowatorskie i bardziej efektywne protokoły różnicowania ludzkich indukowanych pluripotencjalnych komórek macierzystych na kardiomiocyty, komórki śródbłonka i komórki mięśni gładkich oraz metodę dostarczania, która poprawia wszczepianie przeszczepionych komórek poprzez połączenie iniekcji komórek z dostarczaniem cytokin za pośrednictwem łatki.

Pluripotencjalne komórki serca pochodzące z komórek macierzystych do naprawy mięśnia sercowego

Tutaj udostępniamy szczegółowy protokół do przeprowadzenia in vivo edycji genów serca u myszy przy użyciu rekombinowanego wirusa związanego z adenowirusem (rAAV) za pośrednictwem CRISPR. Protokół ten oferuje obiecującą strategię terapeutyczną w leczeniu kardiomiopatii dystroficznej w dystrofii mięśniowej Duchenne'a i może być stosowany do generowania specyficznego dla serca nokautu u myszy po urodzeniu.

Dostarczanie CRISPR za pośrednictwem wirusa za pośrednictwem adenowirusa do edycji genów serca u myszy

Tutaj prezentujemy protokół delecji exon23 oparty na Cas9, który przywraca ekspresję dystrofiny w iPSC z mysich fibroblastów skóry Dmdmdx i bezpośrednio różnicuje iPSC w miogenne komórki progenitorowe (MPC) za pomocą systemu aktywacji Tet-on MyoD.

Technologia CRISPR/Cas9 w przywracaniu ekspresji dystrofiny w prekursorach mięśni pochodzących z iPSC

Skomplikowane choroby ludzkie mogą być trudne do modelowania w tradycyjnych systemach modeli laboratoryjnych. W tym miejscu opisujemy chirurgiczne podejście do modelowania choroby mięśni ludzkich poprzez przeszczepienie biopsji ludzkich mięśni szkieletowych myszom z niedoborem odporności.

Wykonywanie ksenoprzeszczepów mięśni szkieletowych u myszy z niedoborem odporności

W tym artykule opisujemy szczegółowy protokół efektywnego modelowania mięśni dystrofii mięśniowej Duchenne'a przy użyciu komórek pochodzących z moczu przekształconych w MYOD1 w celu oceny przywrócenia poziomu mRNA dystrofiny i białka po pominięciu eksonu.

Przeskakiwanie eksonów w bezpośrednio przeprogramowanych miotubach uzyskanych z ludzkich komórek pochodzących z moczu

Ten protokół ilustruje 1) izolację i hodowlę pierwotnych fibroblastów z mięśnia brzuchatego łydki dorosłej myszy, a także 2) oczyszczanie i charakterystykę egzosomów za pomocą różnicowej metody ultrawirowania w połączeniu z gradientami gęstości sacharozy, a następnie analizami western blot.

Izolacja i charakterystyka egzosomów z fibroblastów mięśni szkieletowych

Ten protokół opisuje konwersję fibroblastów skóry w mioblasty i ich różnicowanie w miotuby. Linie komórkowe pochodzą od pacjentów z zaburzeniami nerwowo-mięśniowymi i mogą być wykorzystywane do badania mechanizmów patologicznych i testowania strategii terapeutycznych.

Bezpośrednie przeprogramowanie ludzkich fibroblastów w mioblasty w celu zbadania terapii zaburzeń nerwowo-mięśniowych

Dostarczanie komórek pod kontrolą ultradźwięków w miejscu zawału mięśnia sercowego u myszy jest bezpiecznym, skutecznym i wygodnym sposobem przeszczepu komórek.

Indukowana ultradźwiękami indukowana pluripotencjalna implantacja kardiomiocytów pochodzących z komórek macierzystych u myszy z zawałem mięśnia sercowego

Poznaj metodę oczyszczania i przeszczepiania egzosomów miogennych w celu poprawy funkcji serca u myszy z dystrofią Duchenne'a. Technika ta przywraca ekspresję dystrofiny i wspiera terapię genową.

Oczyszczanie i przeszczepianie miogennych egzosomów pochodzących z komórek progenitorowych w celu poprawy funkcji serca u myszy z dystroficznym zapłonem mięśniowym Duchennea (Wideo) | JoVE Journal

Oczyszczanie i przeszczepianie miogennych egzosomów pochodzących z komórek progenitorowych w celu poprawy funkcji serca u myszy z dystroficznym zapłonem mięśniowym Duchenne'a

Przeglądaj więcej filmów