Name: Nieinwazyjne strategie przewlekłej manipulacji aktywnością neuronalną kontrolowaną przez DREADD (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2019-08-25T15:00:00.000+00:00
Duration: 8 s
Description: Poznaj nieinwazyjne metody przewlekłej kontroli aktywności neuronalnej za pomocą chemogenetyki DREADD u myszy. Stosowanie kropli do oczu i wody do picia z CNO minimalizuje stres zwierząt przy zachowaniu skuteczności aktywacji.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Ta praca była wspierana przez program badań stacjonarnych w Narodowym Instytucie Zdrowia Psychicznego (ZIA MH002964-02). Chcielibyśmy podziękować za wsparcie NIMH IRP Rodent Behavioral Core (ZIC MH002952).

Wszystkie zwierzęta były traktowane zgodnie z wytycznymi Komitetów ds. Opieki nad Zwierzętami i Użytkowania Narodowego Instytutu Zdrowia Psychicznego (NIMH). Dołożono wszelkich starań, aby zminimalizować ból i liczbę wykorzystywanych zwierząt.
1. Zastrzyki z wirusa związanego z adenowirusem w hipokampie
UWAGA: Dzikie samce myszy o mieszanym pochodzeniu (hybryda B6/129 F1, 3 miesiące) zostały stereotaktycznie wstrzyknięte z AAV kodującym receptor muskarynowy M3 (hM3Dq) do hipokampa. Podczas całego eksperymentu myszy trzymano pojedynczo, w regularnym cyklu 12 godzin światła: 12 godzin ciemności (T24), z dostępem do pożywienia i wody ad libitum.
<ol>
	<li>Przed wykonaniem operacji stereotaktycznych wyczyść i wysterylizuj ramę stereotaktyczną oraz wszystkie potrzebne instrumenty. 
	UWAGA: Obłożenia chirurgiczne mogą być używane do utrzymania sterylnego pola i zmniejszenia utraty ciepła przez mysz.</li>
	<li>Głęboko znieczulij mysz za pomocą izofluranu. Aby to zrobić, najpierw wyreguluj przepływomierz tlenu na około 1,5 l/min, a następnie wyreguluj parownik izofluranu na około 3-5% w przypadku indukcji i około 1-3% w celu konserwacji.
	<ol>
		<li>Aby upewnić się, że zwierzę jest całkowicie nieprzytomne, uszczypnij łapę myszy; zwierzę jest odpowiednio znieczulane, gdy nie ma reakcji wzdrygania się na szczypanie.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Umieść mysz na poduszce grzewczej, aby utrzymać stabilność temperatury ciała myszy.</li>
	<li>Ogol czubek głowy i przymocuj głowę myszy do ramki stereotaktycznej. Następnie nałóż smar ochronny na oczy, oczyść powierzchnię, szorując powidonem i 70% etanolem, a następnie odsłoń czaszkę za pomocą sterylnego skalpela.</li>
	<li>Skalibruj ramę do punktu bregma, a następnie wywierć we współrzędnej przyśrodkowo-bocznej 2,9 mm i współrzędnej przednio-tylnej -2,7 mm, aby celować w hipokamp. 
	UWAGA: Jeśli konieczne jest wstrzyknięcie innego celu mózgowego, określ pożądane współrzędne do wstrzyknięcia za pomocą atlasu myszy Paxinos i Franklina16.</li>
	<li>Po odsłonięciu mózgu jednostronnie wstrzyknąć 90 nL AAV na głębokość grzbietowo-brzuszną -3,0 mm w hipokampie za pomocą mikroiniektora i wyciągniętych pipet mikrokapilarnych (ryc. 1A). 
	UWAGA: Zobacz tabelę materiałów, aby zapoznać się z mianem AAV użytym w tym eksperymencie. W przypadku innych obszarów mózgu należy w razie potrzeby dostosować objętość wstrzyknięcia AAV.</li>
	<li>Pod koniec zabiegu chirurgicznego należy zamknąć nacięcie nylonowymi szwami i nałożyć miejscowo antybiotyki na miejsce rany.</li>
	<li>Leki przeciwbólowe (buprenorfina, 0,1 mg/kg) należy podawać ogólnoustrojowo bezpośrednio po zabiegu chirurgicznym i 4-6 godzin po zabiegu.</li>
	<li>Począwszy 4 tygodnie po wstrzyknięciu, poddaj myszy jednemu z paradygmatów opisanych w poniższej sekcji, aby przewlekle kontrolować neurony wyrażające projektowany receptor pobudzający.</li>
</ol>
2. Powtarzalne dostarczanie CNO za pomocą kropli do oczu
<ol>
	<li>Przyzwyczaj zwierzęta do obchodzenia się z nimi, szorując każdą mysz przez 3 minuty dziennie przez 3-4 dni przed podaniem kropli do oczu.</li>
	<li>Rozpuścić N-tlenek klozapiny (CNO, 5 mg) w 1 ml jałowego 0,9% roztworu soli fizjologicznej (roztwór podstawowy: 5 mg CNO/ml). Roztwór należy przechowywać w lodówce w temperaturze 4 °C.</li>
	<li>Zważ każdą mysz przed rozpoczęciem eksperymentu, aby określić ilość CNO, która ma zostać dostarczona. Użyj 1-3 μl kropli (na oko), aby uzyskać 1,0 mg CNO/ kg masy ciała. 
	UWAGA: Na przykład mysz o wadze 20 g powinna otrzymać obustronne (po 2 μl każdy) krople do oczu.</li>
	<li>Krople do oczu należy podawać w fazie nieaktywnej (światła) myszy, 2 godziny przed wyłączeniem światła (czas zeitgeber (ZT) 10). W przypadkach, gdy CNO musi być dostarczane w aktywnej (ciemnej) fazie myszy, należy zapewnić obecność słabego czerwonego światła w celu prawidłowego obchodzenia się ze zwierzęciem. 
	UWAGA: Należy podjąć środki ostrożności, aby uniknąć zakłócenia cyklu okołodobowego (i światła/ciemności) zwierząt doświadczalnych.
	<ol>
		<li>Za pomocą mikropipety P10 załadować wymaganą ilość (1-3 μl) roztworu CNO, aby uzyskać 1,0 mg CNO/kg. 
		UWAGA: Do każdej kropli do oczu należy używać nowej i sterylnej końcówki pipety. W tym zestawie eksperymentów wykonano obustronne krople do oczu CNO; jednakże, jeśli wymagane jest niższe stężenie CNO, można również zastosować jednostronne krople do oczu.</li>
		<li>Unieruchom mysz za pomocą karku.</li>
		<li>Powoli wyrzucaj roztwór, aż na końcówce pipety utworzy się stabilna kropla.</li>
		<li>Ostrożnie zbliżyć kroplę do rogówki oka myszy, aż do podania roztworu. Końcówka pipety nigdy nie powinna stykać się z okiem myszy.</li>
		<li>Zwolnij mysz, umieszczając ją z powrotem w klatce domowej.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Powtarzaj tę procedurę codziennie przez 5 dni. 
	UWAGA: Ten czas trwania można dostosować zgodnie z wymaganiami eksperymentalnymi.</li>
	<li>Do eksperymentów kontrolnych należy użyć myszy, którym wstrzyknięto AAV/DREADD, poddanych pozorowanemu leczeniu (krople do oczu zawierające tylko roztwór soli fizjologicznej) oraz myszy, którym wstrzyknięto pusty wektor (np. AAV/mCherry) poddane opisanemu protokołowi kropli do oczu CNO.</li>
</ol>
3. Przewlekłe leczenie CNO dostarczane za pomocą wody pitnej
<ol>
	<li>Przygotuj małe butelki za pomocą stożkowych probówek o pojemności 50 ml (plastikowych) i gumowych wylewek z korkiem; przykryj folią aluminiową, aby uniknąć wpływu światła na stabilność CNO.</li>
	<li>Trzy dni przed rozpoczęciem leczenia CNO zastąp zwykłe butelki z wodą małymi butelkami zawierającymi 10 ml zwykłej wody, aby myszy mogły się do nich przyzwyczaić. Przymocuj butelki do klatek za pomocą taśmy.</li>
	<li>Zmierz dzienne zużycie wody dla każdej myszy.</li>
	<li>Zważ każdą mysz przed rozpoczęciem eksperymentu.</li>
	<li>Rozpuścić N-tlenek klozapiny (CNO, 5 mg) w 1 ml 0,9% sterylnego roztworu soli fizjologicznej. Roztwór podstawowy przechowywać w lodówce w temperaturze 4 °C.</li>
	<li>Na podstawie masy ciała i średniej ilości spożytej wody należy określić stężenie roztworu CNO, aby osiągnąć 1,0 mg CNO/kg (masa ciała). 
	UWAGA: Dorosłe samce myszy (~20 g masy ciała) spożywają ~ 5 ml wody dziennie (ryc. 2A). Dlatego, aby osiągnąć stężenie CNO 1 mg CNO/kg, należy dodać 6,4 μl roztworu podstawowego CNO do końcowej objętości 8 ml wody (stężenie końcowe: 4 μg CNO/ml). Tak więc dawka CNO dla zwierzęcia o wadze 20 g, które pije 5 ml wody dziennie, daje 1 mg CNO/kg.</li>
	<li>Określ optymalną dawkę CNO, która wykazuje maksymalną skuteczność przy minimalnym stężeniu CNO, testując zakres stężeń. Przeprowadzić analizę dawka-odpowiedź, aby określić optymalną dawkę CNO dla metody wody pitnej. 
	UWAGA: W tym eksperymencie przetestowano następujące dawki CNO: 1,0 mg / ml, 0,5 mg / ml, 0,25 mg / ml, 0,1 mg / ml i sól fizjologiczna. Po raz pierwszy przetestowano 1,0 mg CNO/kg mc., w oparciu o protokoły IP i kropli do oczu.</li>
	<li>W dniu 1 napełnij butelkę 8 ml zwykłej wody i dodaj wymaganą ilość CNO. 
	UWAGA: Taka ilość wody wystarcza na 24 godziny dostępu do wody ad libitum dla dorosłego samca myszy. W przypadku użycia innych gatunków gryzoni, najpierw zmierz ilość wody spożywanej dziennie, aby określić potrzebną objętość.</li>
	<li>Monitoruj stan zdrowia zwierząt przez cały czas trwania protokołu, aby upewnić się, że nie ma żadnych niepożądanych skutków ubocznych spowodowanych spożyciem wody + CNO.</li>
	<li>Po 24 godzinach zastąp butelki świeżą wodą + roztworem CNO. Zapisz ilość zużytą w poprzednim dniu.</li>
	<li>Roztwór woda + CNO, który nie został zużyty, należy wyrzucić do pojemników na odpady. Wyrzuć plastikowe butelki i wymieniaj gumowe korki codziennie, po ich zdezynfekowaniu zgodnie z wytycznymi zakładu dla zwierząt. 
	UWAGA: Nie mieszać odpadów wodnych z rozpuszczalnikami organicznymi. Skontaktuj się z Serwisem Utylizacji Chemikaliów, aby uzyskać instrukcje dotyczące przechowywania i odbioru.</li>
	<li>Wymieniaj butelki codziennie o tej samej porze przez 5 dni. 
	UWAGA: Ten czas trwania można dostosować zgodnie z wymaganiami eksperymentalnymi.</li>
	<li>Uwzględnij grupy kontrolne, zgodnie z opisem w kroku 2.6.</li>
</ol>
4. Ograniczone leczenie CNO z wykorzystaniem preferencji myszy dla sacharozy
<ol>
	<li>Na 3 dni przed rozpoczęciem kuracji CNO umieść małą butelkę zawierającą 10 ml wody + 1% sacharozy na klatce, najlepiej z dala od oryginalnej butelki z wodą. 
	UWAGA: Użyj tych samych małych butelek, które opisano w kroku 3.1.</li>
	<li>Wystawić zwierzęta na działanie wody + 1% sacharozy podczas ostatniej porcji ich fazy aktywnej (ZT 18 – 24). Po tej ekspozycji wyjmij butelkę z wodą + sacharozą z klatki. 
	UWAGA: Można stosować różne okna czasowe dostawy CNO. Dodatkowo myszy można umieścić w odwróconym cyklu światło/ciemność, w którym początek światła następuje w godzinach wieczornych, aby ułatwić poród CNO.</li>
	<li>Zmierz dzienne spożycie wody + 1% sacharozy dla każdej myszy.</li>
	<li>Zważ każdą mysz przed rozpoczęciem eksperymentu.</li>
	<li>Na podstawie masy ciała i średniej ilości spożywanej wody + 1% sacharozy należy określić dawkę roztworu CNO, aby osiągnąć 1,0 mg CNO/kg (masa ciała). 
	UWAGA: Należy przetestować optymalną dawkę CNO, która wykazuje maksymalną skuteczność przy minimalnym stężeniu CNO, jak wyjaśniono w kroku 3.6.</li>
	<li>W pierwszym dniu napełnij butelki 5 ml wody + 1% sacharozy + CNO (1 mg CNO/kg) i umieść je na klatce (zawsze w tym samym miejscu) w określonym przedziale czasowym.</li>
	<li>Pod koniec ograniczonego okna czasowego wyjmij butelki i zmierz ilość spożytej wody + sacharozy + CNO. 
	UWAGA: Materiały i roztwory są odkażane lub wyrzucane, jak opisano wcześniej w kroku 3.11.</li>
	<li>Powtarzaj tę procedurę codziennie przez 5 dni. 
	UWAGA: Ten czas trwania można dostosować zgodnie z wymaganiami eksperymentalnymi.</li>
	<li>Uwzględnij grupę kontrolną, zgodnie z opisem w kroku 2.6.</li>
</ol>
5. Analiza danych
<ol>
	<li>Perfuzję dosercową myszy z 4% paraformaldehydem (PFA) należy wykonać 2 lub 6 godzin po otrzymaniu ostatniej powtarzalnej (5 dnia) kropli do oczu CNO. Gdy CNO jest dostarczane przez wodę pitną, zastąp CNO + wodę wodą pod koniec fazy aktywnej myszy, a następnie wykonaj fuzję myszy po 2 lub 6 godzinach od dostępu do CNO. 
	UWAGA: Jeśli ekspozycja na światło może wpływać na indukcję c-Fos w obszarze zainteresowania, trzymaj myszy w ciągłej ciemności podczas ostatniego dnia eksperymentów i przed perfuzją.</li>
	<li>Ostrożnie wypreparuj mózg i zanurz w 4% roztworze PFA na 9-12 godzin.</li>
	<li>Po utrwaleniu PFA należy kriochronić tkankę mózgową za pomocą 30% roztworu sacharozy (poczekaj, aż mózg opadnie), a następnie przeciąć mózg za pomocą kriostatu.</li>
	<li>Przenieś koronalne sekcje mózgu (35 μm) do roztworu zawierającego 1x PBS, 10% albuminy surowicy bydlęcej i 0,3% Triton X-100 przez 1 godzinę w temperaturze pokojowej.</li>
	<li>Inkubować skrawki mózgu roztworem przeciwciała anty-c-Fos (1:2500) w temperaturze 4 °C przez noc przy stałym mieszaniu.</li>
	<li>Po 3 płukaniach po 5 minut każde roztworem zawierającym 1x PBS i 0,3% Triton X-100, inkubować próbki z roztworem przeciwciała drugorzędowego sprzężonego z Alexa (1:500) przez 1 godzinę w temperaturze pokojowej z dala od światła i przy ciągłym mieszaniu.</li>
	<li>Uzyskiwanie obrazów cyfrowych za pomocą mikroskopu konfokalnego. Składaj i przetwarzaj przechwycone obrazy za pomocą oprogramowania do edycji i analizy zdjęć (np. Adobe Photoshop).</li>
	<li>W celu analizy danych nakreśl i zmierz obszar zakażony AAV (komórki mCherry (+)) za pomocą oprogramowania ImageJ i określ ilościowo liczbę komórek c-Fos (+) w tym regionie, aby uzyskać liczbę aktywowanych komórek na obszarze. Połącz wyniki uzyskane z 3 oddzielnych sekcji na zwierzę.</li>
</ol>

<ol><li>Park, H. G., Carmel, J. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Selective+Manipulation+of+Neural+Circuits%5BTitle%5D)+AND+%22Neurotherapeutics%22%5BJournal%5D)">Selective Manipulation of Neural Circuits.</a> Neurotherapeutics. 13 (2), 311-324 (2016).</li>
<li>Muir, J., Lopez, J., Bagot, R. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Wiring+the+depressed+brain%3A+optogenetic+and+chemogenetic+circuit+interrogation+in+animal+models+of+depression%5BTitle%5D)+AND+%22Neuropsychopharmacology%22%5BJournal%5D)">Wiring the depressed brain: optogenetic and chemogenetic circuit interrogation in animal models of depression.</a> Neuropsychopharmacology. 1, (2018).</li>
<li>Wiegert, J. S., Mahn, M., Prigge, M., Printz, Y., Yizhar, O. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aWiegert%2C+JS+%22Review+Silencing+Neurons%3A+Tools%2C+Applications%2C+and+Experimental+Constraints%22">Review Silencing Neurons: Tools, Applications, and Experimental Constraints</a>. , (2017).</li>
<li>Urban, D. J., Roth, B. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((DREADDs+%28Designer+Receptors+Exclusively+Activated+by+Designer+Drugs%29%3A+Chemogenetic+Tools+with+Therapeutic+Utility%5BTitle%5D)+AND+%22Annual+Review+of+Pharmacology+and+Toxicology%22%5BJournal%5D)">DREADDs (Designer Receptors Exclusively Activated by Designer Drugs): Chemogenetic Tools with Therapeutic Utility.</a> Annual Review of Pharmacology and Toxicology. 55 (1), 399-417 (2015).</li>
<li>Roth, B. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((DREADDs+for+Neuroscientists%5BTitle%5D)+AND+%22Neuron%22%5BJournal%5D)">DREADDs for Neuroscientists.</a> Neuron. 89 (4), 683-694 (2016).</li>
<li>Armbruster, B. N., Li, X., Pausch, M. H., Herlitze, S., Roth, B. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Evolving+the+lock+to+fit+the+key+to+create+a+family+of+G+protein-coupled+receptors+potently+activated+by+an+inert+ligand%5BTitle%5D)+AND+%22Proceedings+of+the+National+Academy+of+Sciences%22%5BJournal%5D)">Evolving the lock to fit the key to create a family of G protein-coupled receptors potently activated by an inert ligand.</a> Proceedings of the National Academy of Sciences. 104 (12), 5163-5168 (2007).</li>
<li>Donato, F., Jacobsen, R. I., Moser, M. -B., Moser, E. I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Stellate+cells+drive+maturation+of+the+entorhinal-hippocampal+circuit%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">Stellate cells drive maturation of the entorhinal-hippocampal circuit.</a> Science. 355 (6330), (2017).</li>
<li>Mahler, S. V., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Designer+receptors+show+role+for+ventral+pallidum+input+to+ventral+tegmental+area+in+cocaine+seeking%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Neuroscience%22%5BJournal%5D)">Designer receptors show role for ventral pallidum input to ventral tegmental area in cocaine seeking.</a> Nature Neuroscience. 17 (4), 577-585 (2014).</li>
<li>Lichtenberg, N. T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Basolateral+Amygdala+to+Orbitofrontal+Cortex+Projections+Enable+Cue-Triggered+Reward+Expectations%5BTitle%5D)+AND+%22The+Journal+of+Neuroscience%22%5BJournal%5D)">Basolateral Amygdala to Orbitofrontal Cortex Projections Enable Cue-Triggered Reward Expectations.</a> The Journal of Neuroscience. 37 (35), 8374-8384 (2017).</li>
<li>Schotman, P., Reith, M. E. A., Gispen, W. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effects+of+stressful+procedures+as+ether+anesthesia+and+intracranial+injections+on+amino+acid+incorporation+into+brain+protein%5BTitle%5D)+AND+%22Brain+Research+Bulletin%22%5BJournal%5D)">Effects of stressful procedures as ether anesthesia and intracranial injections on amino acid incorporation into brain protein.</a> Brain Research Bulletin. , (1977).</li>
<li>Frumberg, D. B., Fernando, M. S., Lee, D. E., Biegon, A., Schiffer, W. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Metabolic+and+behavioral+deficits+following+a+routine+surgical+procedure+in+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Brain+Research%22%5BJournal%5D)">Metabolic and behavioral deficits following a routine surgical procedure in rats.</a> Brain Research. , (2007).</li>
<li>Keenan, W. T., Fernandez, D. C., Shumway, L. J., Zhao, H., Hattar, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Eye-Drops+for+Activation+of+DREADDs%5BTitle%5D)+AND+%22Frontiers+in+Neural+Circuits%22%5BJournal%5D)">Eye-Drops for Activation of DREADDs.</a> Frontiers in Neural Circuits. 11, 93(2017).</li>
<li>LeGates, T. A., Altimus, C. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Measuring+circadian+and+acute+light+responses+in+mice+using+wheel+running+activity%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%22%5BJournal%5D)">Measuring circadian and acute light responses in mice using wheel running activity.</a> Journal of Visualized Experiments. (48), (2011).</li>
<li>Bainier, C., Mateo, M., Felder-Schmittbuhl, M. -P., Mendoza, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Circadian+rhythms+of+hedonic+drinking+behavior+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Neuroscience%22%5BJournal%5D)">Circadian rhythms of hedonic drinking behavior in mice.</a> Neuroscience. 349, 229-238 (2017).</li>
<li>Fernandez, D. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Light+Affects+Mood+and+Learning+through+Distinct+Retina-Brain+Pathways%5BTitle%5D)+AND+%22Cell%22%5BJournal%5D)">Light Affects Mood and Learning through Distinct Retina-Brain Pathways.</a> Cell. 175 (1), 71-84 (2018).</li>
<li>Franklin, K. B. J., Paxinos, G. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aFranklin%2C+KBJ+%22Paxinos+and+Franklin%E2%80%99s+The+mouse+brain+in+stereotaxic+coordinates%22">Paxinos and Franklin’s The mouse brain in stereotaxic coordinates</a>. , (2019).</li>
<li>Urban, D. J., Roth, B. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((DREADDs+%28designer+receptors+exclusively+activated+by+designer+drugs%29%3A+chemogenetic+tools+with+therapeutic+utility%5BTitle%5D)+AND+%22Annual+Review+of+Pharmacology+and+Toxicology%22%5BJournal%5D)">DREADDs (designer receptors exclusively activated by designer drugs): chemogenetic tools with therapeutic utility.</a> Annual Review of Pharmacology and Toxicology. 55, 399-417 (2015).</li>
<li>Urban, D. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Elucidation+of+The+Behavioral+Program+and+Neuronal+Network+Encoded+by+Dorsal+Raphe+Serotonergic+Neurons%5BTitle%5D)+AND+%22Neuropsychopharmacology+official+publication+of+the+American+College+of+Neuropsychopharmacology%22%5BJournal%5D)">Elucidation of The Behavioral Program and Neuronal Network Encoded by Dorsal Raphe Serotonergic Neurons.</a> Neuropsychopharmacology official publication of the American College of Neuropsychopharmacology. 41 (5), 1404-1415 (2016).</li>
<li>Jain, S., Ruiz De Azua, I., Lu, H., White, M. F., Guettier, J. -M., Wess, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Chronic+activation+of+a+designer+G+q-coupled+receptor+improves+%CE%B2+cell+function%5BTitle%5D)+AND+%22The+Journal+of+Clinical+Investigation%22%5BJournal%5D)">Chronic activation of a designer G q-coupled receptor improves β cell function.</a> The Journal of Clinical Investigation. 123, (2013).</li>
<li>MacLaren, D. A. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Clozapine+N-Oxide+Administration+Produces+Behavioral+Effects+in+Long-Evans+Rats%3A+Implications+for+Designing+DREADD+Experiments%5BTitle%5D)+AND+%22eNeuro%22%5BJournal%5D)">Clozapine N-Oxide Administration Produces Behavioral Effects in Long-Evans Rats: Implications for Designing DREADD Experiments.</a> eNeuro. 3 (5), (2016).</li>
<li>Gomez, J. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Chemogenetics+revealed%3A+DREADD+occupancy+and+activation+via+converted+clozapine%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">Chemogenetics revealed: DREADD occupancy and activation via converted clozapine.</a> Science. 357 (6350), 503-507 (2017).</li>
</ol>

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

DREADD stały się popularnym i skutecznym podejściem do zdalnego manipulowania aktywnością neuronalną17. Opracowanie alternatywnych strategii dostarczania CNO znacznie zwiększy spektrum opcji dostępnych dla określonych warunków eksperymentalnych. Ponadto nieinwazyjne strategie dostarczania CNO minimalizują potencjalną błędną interpretację wyników poprzez zmniejszenie niepożądanych skutków ubocznych, które mogą bezpośrednio wpływać na zdrowie zwierzęcia. W tym miejscu opisaliśmy dwie nieinwazyjne st...

Postęp techniczny w dziedzinie neuronauki pozwolił naukowcom na precyzyjne identyfikowanie i kontrolowanie aktywności poszczególnych populacji neuronów1. Przyczyniło się to do lepszego zrozumienia podstaw obwodów neuronalnych i ich wpływu na zachowanie zwierząt, a także do zrewidowania ustalonych dogmatów2,3. Wśród tych nowatorskich narzędzi, strategie optogenetyczne i chemogenetyczne wywarły głęboki wpływ nie tylko na jakość odkryć, ale także na sposób, w jaki eksperymenty są opracowywane i projektowane4. W niniejszym manuskrypcie skupiamy się na chemogenetycznych strategiach kontrolowania aktywacji neuronów za pomocą zmodyfikowanych strategii receptor-ligand. Receptory projektanta aktywowane wyłącznie przez (DREADDs) reprezentują jedno z najpopularniejszych narzędzi chemogenetycznych do zdalnego sterowania aktywnością neuronalną, jak to zostało sprawdzone przez Roth 20165. DREADDs wykorzystują zmodyfikowane muskarynowe receptory acetylocholiny, które są specyficznie aktywowane przez obojętny ligand, N-tlenek klozapiny (CNO)6.
Większość badań używa CNO podawanego przez iniekcje dootrzewnowe (i.p.), które skutecznie kontroluje dawkę i czas aktywacji zmodyfikowanych receptorów w ostry sposób. Jednakże, gdy wymagana jest powtarzająca się lub przewlekła aktywacja DREADD, zastosowanie wielokrotnych zastrzyków i.p. staje się niewykonalne. Aby rozwiązać ten problem, opisano różne strategie przewlekłego dostarczania CNO, w tym wszczepione minipompy7 i kaniule wewnątrzczaszkowe8,9. W różnym stopniu wszystkie te strategie powodują u zwierząt stres i ból10 i wymagają interwencji chirurgicznej, która może mieć również bezpośredni wpływ na testowane reakcje behawioralne11. W tym miejscu opisujemy trzy nieinwazyjne strategie przewlekłego dostarczania CNO.
W tym celu, myszom wstrzyknięto stereotaktycznie do hipokampa wirusa związanego z adenowirusem (AAV) kodującym zmodyfikowaną wersję pobudzającego receptora muskarynowego M3 (hM3Dq), który po aktywacji przez ligand CNO prowadzi do wybuchowego wystrzeliwania neuronów6. Wcześniej wykazano, że pojedyncza kropla do oczu zawierająca CNO może skutecznie wywołać silną aktywację neuronów wykazujących ekspresję DREADD12. W tym miejscu opisujemy zmodyfikowaną metodę powtarzalnego podawania kropli do oczu. Aby osiągnąć przewlekłą i trwałą kontrolę nad receptorami projektanta, następnie opisujemy nieinwazyjną strategię dostarczania CNO myszom przez wodę pitną. Na koniec opisujemy alternatywny paradygmat dostarczania CNO do wody pitnej w ograniczonym oknie czasowym. Aktywność lokomotoryczna myszy, a także zachowania związane z piciem i spożywaniem słodkich roztworów kalorycznych, są w większości ograniczone do ciemnej części cyklu światło/ciemność13,14. Dlatego przyjęliśmy protokół oparty na preferencjach myszy do sacharozy. Mierząc indukcję natychmiastowego wczesnego genu c-Fos w komórkach zakażonych AAV, jako odczyt aktywacji neuronalnej12,15, odkryliśmy, że te strategie dostarczania CNO silnie aktywują neurony kontrolowane przez DREADD przez dłuższy czas.

<table><tbody><tr><td>BSA</td><td>Sigma life science</td><td>#A2153-100G</td><td>Liofilizowany proszek &ge; 96% (elektroforeza w żelu agarozowym)</td></tr> <tr><td>Myszy C57BL / 6J</td><td>Laboratorium Jacksona</td><td>#000664</td><td>samce myszy, 3 miesiące</td></tr><tr><td>Kapilary</td><td>Drummond Scientific Company</td><td>#3-000-203-G/X</td><td>Średnica zewnętrzna: 1,14 cala</td></tr><tr><td>N-tlenek klozapiny</td><td>Sigma</td><td>#C0832</td><td>5 mg</td></tr><tr><td>Forane</td><td>Baxter</td><td>#NDC 10019-360-60</td><td>Izofluran,</td></tr><tr><td>mikroiniektor USP III</td><td>Drummond Scientific Company</td><td>#3-000-207</td><td>Nanoject III - Programowalny wtryskiwacz Nanolitr</td></tr><tr><td>Media montażowe</td><td>Invitrogen</td><td>#P36930</td><td>Odczynnik przeciwblaknięcia Prolong Gold</td></tr><tr><td>Paraformaldehyd</td><td>Mikroskopia elektronowa Sciences</td><td>#15710</td><td>16% roztwór wodny (bez metanolu), 10 ml</td></tr><tr>Pierwotna <td>technologia sygnalizacji komórkowej</td> <td>przeciwciała c-Fos</td><td>#2250S</td><td>c-Fos (9F6) MAb królika ( 100 i mikro; L)</td></tr><tr><td>rAAV5/hSyn-hm3D-mCherry</td><td>UNC Wektor Miano rdzenia</td><td></td><td>: ~3 x 1012 vg/mL</td></tr><tr><td>rAAV5/hSyn-mCherry</td><td>UNC Vector Miano rdzenia</td><td></td><td>: ~3x10e12 vg/mL</td></tr><tr><td>Przeciwciało drugorzędowe</td><td>Invitrogen</td><td>#A21206</td><td>Alexa Fluor TM 488 IgG (H+L) Oślica przeciw królikowi, 2mg/ml</td></tr><tr><td>Triton X-100</td><td>americanbio.com</td><td>#AB02025-00100</td><td></td></tr></tbody></table>

nieinwazyjne strategie przewlekłej manipulacji aktywnością neuronalną kontrolowaną przez dreadd

Non-invasive Strategies for Chronic Manipulation of DREADD-controlled Neuronal Activity

Strategie chemogenetyczne okazały się niezawodnymi narzędziami do zdalnego sterowania aktywnością neuronalną. Wśród nich receptory projektanta aktywowane wyłącznie przez (DREADDs) stały się najpopularniejszym podejściem chemogenetycznym stosowanym we współczesnej neurobiologii. Większość badań dostarcza N-tlenek ligandu klozapiny (CNO) za pomocą pojedynczego wstrzyknięcia dootrzewnowego, które jest odpowiednie do ostrej aktywacji/zahamowania docelowej populacji neuronów. Istnieje jednak tylko kilka przykładów strategii przewlekłej modulacji neuronów kontrolowanych przez DREADD, z których większość opiera się na wykorzystaniu systemów dostarczania wymagających interwencji chirurgicznej. W tym miejscu rozwijamy dwie nieinwazyjne strategie dostarczania ligandu CNO w celu przewlekłego manipulowania populacją neuronów u myszy. CNO podawano albo za pomocą powtarzających się (codziennie) kropli do oczu, albo przewlekle przez wodę pitną zwierzęcia. Te nieinwazyjne paradygmaty skutkują silną aktywacją receptorów projektanta, która utrzymywała się przez cały okres leczenia CNO. Opisane tutaj metody oferują alternatywę dla przewlekłej kontroli aktywności neuronalnej za pośrednictwem DREADD i mogą być przydatne w eksperymentach mających na celu ocenę zachowania u swobodnie poruszających się zwierząt, koncentrując się na mniej inwazyjnych metodach dostarczania CNO.

Zaobserwowaliśmy, że powtarzalne podawanie CNO w formie kropli do oczu wywołało silną indukcję ekspresji c-Fos w większości zainfekowanych neuronów (Rysunek 1C), co pokazuje, że skuteczność podawania CNO utrzymuje się podczas powtarzalnej ekspozycji. Ponadto znaczną indukcję c-Fos zaobserwowano w próbkach pobranych 2 h po podaniu CNO w porównaniu do próbek pobranych 6 h po ekspozycji na CNO (Rysunki 1D-E), co dowodzi, że zmiany indukowane przez CNO są zależne od czasu.
<...

Tutaj opisujemy dwie nieinwazyjne metody chronicznego kontrolowania aktywności neuronalnej za pomocą chemogenetyki u myszy. Krople do oczu stosowano do codziennego dostarczania N-tlenku klozapiny (CNO). Opisano również dwie metody przedłużonego podawania CNO w wodzie pitnej. Te strategie przewlekłej kontroli neuronów wymagają minimalnej interwencji zmniejszającej stres zwierząt.

Nieinwazyjne strategie przewlekłej manipulacji aktywnością neuronalną kontrolowaną przez DREADD

Chemogenetic strategies have emerged as reliable tools for remote control of neuronal activity. Among these, designer receptors exclusively activated by ...

DREADD są najpopularniejszym podejściem chemogenetycznym do zdalnej kontroli aktywności neuronalnej. W tym miejscu oferujemy nowe alternatywy dla powtarzalnej lub przewlekłej kontroli DREADD, koncentrując się na mniej inwazyjnych metodach dostarczania CNO. Opisujemy dwie strategie przedłużonego dostarczania CNO u myszy za pomocą powtarzających się kropli do oczu lub przewlekle przez wodę pitną zwierzęcia.Opisane tutaj protokoły są przykładami przewlekłych i nieinwazyjnych opcji dostarczania CNO, które można dostosować do różnych projektów eksperymentalnych, w tym różnych wariantów DREADD, tkanek, a nawet gatunków. Kluczową kwestią w przypadku porodu CNO jest stres i ból zwierzęcia. Protokoły te minimalizują ten problem i są łatwe do wykonania i dostosowania do różnych ustawień eksperymentalnych.Przed wykonaniem zabiegu należy oczyścić i wysterylizować ramę stereotaktyczną oraz wszystkie potrzebne instrumenty. Gdy ramka jest gotowa, potwierdź brak reakcji na szczypanie palców u nóg w znieczulonej myszy męskiej typu dzikiego na znieczulonym mieszanym tle, ogol czubek głowy i przymocuj głowę myszy do ramki. Następnie nałóż lubrykant ochronny do oczu na oczy, a na koniec oczyść odsłoniętą skórę sekwencyjnym peelingiem z jodonem i 70% etanolem.Użyj sterylnego skalpela, aby odsłonić czaszkę i skalibrować ramę do punktu bregma. Wywierć współrzędną przyśrodkowo-boczną 2,9 milimetra i przednią tylną współrzędną minus 2,7 milimetra, aby celować w hipokamp. Kiedy mózg jest odsłonięty, użyj mikrowstrzykiwacza i ciągniętych pipet mikrokapilarnych, aby jednostronnie wstrzyknąć 90 nanolitrów wirusa adenozwiązanego do hipokampa na grzbietowej głębokości brzusznej minus trzy milimetry.Następnie zamknij nacięcie nylonowymi szwami i wyjmij zwierzę z ramy w celu podania środka przeciwbólowego. W przypadku powtarzalnego podawania CNO, rozpoczynającego się cztery tygodnie po wstrzyknięciu, należy przyzwyczaić zwierzęta do obchodzenia się z nimi, smagając każdą mysz przez trzy minuty dziennie przez trzy do czterech dni przed podaniem kropli do oczu. Kiedy myszy przyzwyczaiły się do obchodzenia się z myszami, zważ każdą mysz, aby określić odpowiednią ilość CNO, która ma być dostarczona, aby osiągnąć stężenie jednego miligrama CNO na kilogram masy ciała.Na dwie godziny przed wyłączeniem światła w fazie nieaktywnej załaduj od jednego do trzech mikrolitrów przygotowanego roztworu CNO do mikropipety P10 i unieruchomij mysz za pomocą sfatygowania. Powoli wydalaj roztwór, aż na końcówce pipety utworzy się stabilna kropla i ostrożnie zbliż kroplę do rogówki, aż roztwór zostanie dostarczony bez dotykania końcówki pipety do oka myszy. Następnie umieść mysz z powrotem w klatce domowej przed nałożeniem kropli CNO na oko następnego zwierzęcia.W przypadkach, gdy CNO musi być dostarczone w fazie aktywnej myszy, upewnij się, że jest słabe czerwone światło, aby zapewnić prawidłowe obchodzenie się ze zwierzętami i dostarczanie CNO. W przypadku przewlekłego leczenia CNO, rozpoczynającego się cztery tygodnie po wstrzyknięciu i trzy dni przed rozpoczęciem leczenia, zastąp zwykłe butelki z wodą małymi butelkami zakończonymi gumowymi dziobkami i przykrytymi folią aluminiową zawierającą 10 mililitrów zwykłej wody. Przymocuj do klatek taśmą, aby myszy mogły zaaklimatyzować się w butelkach.Zmierz dzienne zużycie wody dla każdej myszy i zważ każdą mysz. Przetestuj zakres stężeń CNO, aby określić dawkę, która wykazuje maksymalną skuteczność przy minimalnym stężeniu CNO. Następnie napełnij każdą małą butelkę ośmioma mililitrami zwykłej wody plus wymaganą ilością CNO.W przypadku ograniczonego leczenia CNO, rozpoczynając cztery tygodnie po wstrzyknięciu i trzy dni przed rozpoczęciem leczenia, umieść małą butelkę zawierającą 10 mililitrów wody plus 1% sacharozy na klatce z dala od oryginalnej butelki z wodą podczas ostatniej porcji aktywnej fazy zwierzęcia. Pod koniec ekspozycji usuń wodę i roztwory sacharozy z każdej klatki i zmierz spożycie sacharozy przez każde zwierzę. W przypadku dostawy CNO napełnij butelki pięcioma mililitrami wody plus 1% sacharozy i jednym miligramem na kilogram CNO.Umieścić butelkę w tej samej pozycji, w jakiej znajdowała się w okresie aklimatyzacji wody z cukrem podczas ostatniej porcji fazy aktywnej, wyjmując butelki i odmierzając ilość spożytej wody, sacharozy i CNO, jak pokazano. Pod koniec eksperymentu zbierz leczony mózg zwierzęcia na świeży utrwalacz. Po 9 do 12 godzinach krioprotekcjonij tkankę mózgową w 30% roztworze sacharozy.Kiedy mózg opadnie, podziel próbkę na kriostat. Po uzyskaniu wszystkich skrawków mózgu i zablokowaniu niespecyficznego wiązania, należy inkubować próbki tkanek z roztworem przeciwciała anty-c-Fos w temperaturze czterech stopni Celsjusza przez noc przy ciągłym mieszaniu. Następnego ranka umyj próbki trzema pięciominutowymi płukaniami w świeżym PBS na pranie przed inkubacją próbek z odpowiednim fluorescencyjnym przeciwciałem drugorzędowym.Po godzinie w temperaturze pokojowej i ciągłym mieszaniu chronionym przed światłem, uzyskaj cyfrowe obrazy znakowanych skrawków tkanek za pomocą fluorescencji konfokalnej. Po załadowaniu obrazów do ImageJ, nakreśl obszary zakażonych zakażonych komórek mCherry związanych z adenowirusem i określ ilościowo liczbę komórek fałszywie dodatnich C w tym regionie, aby uzyskać liczbę aktywowanych komórek na obszar. Powtarzające się dostarczanie CNO za pomocą kropli do oczu wywołuje silną indukcję ekspresji cFos w większości zainfekowanych neuronów, co pokazuje, że skuteczność dostarczania CNO utrzymuje się podczas powtarzającej się ekspozycji.Ponadto obserwuje się znaczącą indukcję cFos w próbkach pobranych dwie godziny po poddaniu działaniu CNO w porównaniu z próbkami uzyskanymi sześć godzin po ekspozycji na CNO, co wskazuje, że zmiany wywołane przez CNO są zależne od czasu. Dzienne spożycie wody plus CNO nie różni się znacząco w porównaniu z całkowitą objętością zwykłej spożywanej wody. Podobnie, ilość wody plus 1% sacharozy spożywanej w nocy nie ma wpływu na dodatek CNO, ani nie obserwuje się różnic w dziennym spożyciu zarówno wody z CNO, jak i wody z sacharozą i CNO w pięciodniowym okresie doświadczalnym.Podobnie jak w przypadku stosowania kropli do oczu CNO, silną indukcję cFos obserwuje się po dwóch, ale nie sześciu godzinach dostępu do wody pitnej CNO. Ponadto istnieje wyraźny próg skuteczności dla CNO, ponieważ niska dawka CNO nie wywołuje aktywacji cFos w porównaniu z kontrolą soli fizjologicznej, podczas gdy wyższe dawki indukują silną i podobną indukcję cFos. Zalecamy przeprowadzenie analizy odpowiedzi na dawkę w celu określenia najniższej dawki CNO, która nie zmniejsza znacząco aktywacji neuronów, oraz rozważenie zastosowania klozapiny jako liganda.Tutaj zademonstrowaliśmy użycie indukcji cFos za pośrednictwem CNO w wyniku aktywacji neuronów. Protokoły te można jednak łatwo zaadaptować do analizy elektrofizjologicznej lub testów behawioralnych. Technologia DREADD jest potężnym narzędziem do zdalnego sterowania aktywnością neuronalną i projektowania alternatywnych strategii dostarczania CNO.Zwiększymy spektrum opcji dla warunków eksperymentalnych i potencjalnych interwencji klinicznych.

non-invasive-strategies-for-chronic-manipulation-dreadd-controlled

Research

JoVE Journal

Neuroscience

Neuronauka

Źródło: Zhan, J., et al. Nieinwazyjne strategie przewlekłej manipulacji aktywnością neuronalną kontrolowaną przez DREADD. J. Vis. Exp. (2019)Ten film przedstawia nieinwazyjną metodę dostarczania leków okulistycznych do ukierunkowanej neuromodulacji. Lek jest dostarczany w postaci kropli do oczu, wchłaniany do krążenia, przenika przez barierę krew-mózg i aktywuje określone receptory neuronalne.

Okulistyczne podawanie leków do nieinwazyjnej neuromodulacji w modelu mysim

Celem jest przedstawienie nowej metody, stymulacji elektrycznej kontroli oddechu (BreEStim) do leczenia bólu neuropatycznego i spastyczności.

Stymulacja elektryczna sterowana oddychaniem (BreEStim) w leczeniu bólu neuropatycznego i spastyczności

Tutaj tworzymy szklaną pipetę o podwójnej funkcji: hamowaniu głębokich struktur mózgu za pomocą mikroiniekcji leków i monitorowaniu ich efektów w czasie rzeczywistym poprzez jednoczesne zapisy elektrofizjologiczne.

Jednoczesny zapis elektrofizjologiczny i mikroiniekcja środków hamujących do mózgu gryzonia

Ten protokół opisuje, jak tymczasowo i zdalnie wyciszyć aktywność neuronalną w dyskretnych obszarach mózgu, podczas gdy szczury są zaangażowane w zadania związane z uczeniem się i pamięcią. Podejście to łączy farmakogenetykę (Designer-Receptors-Exclusively-Activated-by-Designer-Drugs) z paradygmatem behawioralnym (sensoryczne warunkowanie wstępne), które ma na celu rozróżnienie różnych elementów uczenia się.

Metoda zdalnego wyciszania aktywności neuronalnej u gryzoni podczas dyskretnych faz uczenia się

Ten artykuł opisuje dostarczanie wewnątrzczaszkowej stymulacji elektrycznej, która jest czasowo i przestrzennie oddzielona od środowiska używania narkotyków w leczeniu uzależnienia od metamfetaminy dożylnie.

Ogólna metoda oceny wpływu głębokiej stymulacji mózgu na samodzielne podawanie metamfetaminy dożylnie

Nieinwazyjna elektryczna stymulacja mózgu może modulować funkcje i zachowanie kory mózgowej, zarówno w celach badawczych, jak i klinicznych. Protokół ten opisuje różne podejścia do stymulacji mózgu w celu modulacji ludzkiego układu motorycznego.

Nieinwazyjne montaże elektrycznej stymulacji mózgu do modulacji funkcji motorycznych człowieka

Ten protokół opisuje chirurgiczną konfigurację stałego leja elektrody oczaszkowej i wszczepionej elektrody klatki piersiowej u gryzoni. Umieszczając drugą elektrodę w gnieździe, różne rodzaje przezczaszkowej elektrycznej stymulacji mózgu mogą być dostarczane do układu motorycznego u zwierząt czujnych przez nienaruszoną czaszkę.

Przezczaszkowa elektryczna stymulacja mózgu u czujnych gryzoni

Ten szczegółowy protokół opisuje umieszczanie elektrod stymulacji przezczaszkowej na kości skroniowej w celu zbadania krótko- i długoterminowych efektów przezczaszkowej stymulacji elektrycznej u swobodnie poruszających się szczurów.

Przewlekła przezczaszkowa stymulacja elektryczna i zapis wewnątrzkorowy u szczurów

Celem protokołu jest dostarczenie metody do wytwarzania nieinwazyjnych uszkodzeń neuronów w mózgu. Metoda wykorzystuje skoncentrowane ultradźwięki pod kontrolą rezonansu magnetycznego (MRgFUS) do otwarcia bariery krew-mózg w sposób przejściowy i ogniskowy, w celu dostarczenia krążącej neurotoksyny do miąższu mózgu.

Ukierunkowane uszkodzenie neuronów w celu nieinwazyjnego odłączenia obwodów mózgowych

Ten protokół dostarcza techniki do zbierania i hodowli eksplantowanego zwoju korzenia grzbietowego (DRG) od dorosłych szczurów Sprague Dawley w urządzeniu wielokomorowym (MC).

Zbieranie, osadzanie i hodowla zwojów korzeni grzbietowych w urządzeniach wielokompartmentowych w celu zbadania cech neuronów obwodowych

Tutaj opisujemy protokół inżynierii chemicznie przeprogramowanych komórek macierzystych w celu osiągnięcia precyzyjnej modulacji neuronalnej poprzez różnicowanie tych komórek w dopaminergiczne komórki prekursorowe, przeszczepianie ich do mysich modeli choroby Parkinsona oraz ocenę wyników behawioralnych i elektrofizjologicznych w celu potwierdzenia udanej integracji i funkcjonalnej skuteczności przeszczepionych komórek.

Regulacja chemogenetyczna w przeprogramowanych komórkach prekursorowych pochodzących z komórek macierzystych w leczeniu chorób neurodegeneracyjnych

Poznaj nieinwazyjne metody przewlekłej kontroli aktywności neuronalnej za pomocą chemogenetyki DREADD u myszy. Stosowanie kropli do oczu i wody do picia z CNO minimalizuje stres zwierząt przy zachowaniu skuteczności aktywacji.

Nieinwazyjne strategie przewlekłej manipulacji aktywnością neuronalną kontrolowaną przez DREADD

Przeglądaj więcej filmów