Name: Wykorzystanie tlenku deuteru jako nieinwazyjnego, nieśmiertelnego narzędzia do oceny składu ciała i spożycia wody przez ssaki (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2020-02-20T12:00:00.000+00:00
Duration: 8 min 22 s
Description: Poznaj nieinwazyjną metodę rozcieńczania tlenkiem deuteru do oceny składu ciała i spożycia wody u ssaków. Technika ta umożliwia badanie dzikich populacji bez konieczności stosowania znieczulenia.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

To badanie było wspierane przez MDC Cooperative Agreement (#416), US Forest Service Cooperative Agreement (16-JV-11242311-118), American Academy of Veterinary Nutrition i Waltham/Royal Canin, USA Grant (numer grantu: 00049049), grant szkoleniowy NIH (numer grantu: T32OS011126) oraz University of Missouri Veterinary Research Scholars Program. Autorzy dziękują Shannon Ehlers za wstępne zrecenzowanie tego manuskryptu. Dziękujemy dr Robertowi Backusowi za udostępnienie wzorcówD2Oi umożliwienie korzystania z jego laboratorium.

Wszystkie opisane tutaj eksperymenty zostały zatwierdzone przez Komitet ds. Opieki i Wykorzystania Zwierząt Uniwersytetu Missouri i przeprowadzone zgodnie z zezwoleniem na naukowe kolekcjonowanie dzikiej przyrody wydanym przez Departament Konserwacji Missouri (MDC) (zezwolenia nr 16409 i 17649).
1. Przygotowanie sterylnego, izotonicznego, zasolonego roztworu zapasowego D2O
<ol>
	<li>Przygotuj 50 mL roztworu stokowego soli D2O o stężeniu 9,0 g/L.
	<ol>
		<li>Odważ 450 mg NaCl stopnia farmaceutycznego i przenieś całą ilość NaCl do sterylnego zlewka o pojemności 100 mL. Zapisz dokładną masę NaCl z dokładnością do 4 miejsc po przecinku w dzienniku laboratoryjnym.</li>
		<li>Za pomocą sterylnego cylindra miarowego odmierz 50 g tlenku deuteru o czystości ≥ 99,8% i przenieś go do sterylnego zlewka zawierającego NaCl. Zapisz dokładną masę tlenku deuteru z dokładnością do 4 miejsc po przecinku w dzienniku laboratoryjnym lub arkuszu kalkulacyjnym.</li>
		<li>Przefiltruj 10 mL NaCl o sile izoosmotycznej (9,0 g/L) przez niepirogenny sterylny filtr dyskowy z porami submikronowymi (0,2 µm).</li>
		<li>Przymocuj igłę 20 G do niepirogennego sterylnego filtra dyskowego z porami submikronowymi (0,2 µm) osadzonego w tulei strzykawki 10 mL. Wprowadź go w septum sterylnej pustej fiolki o pojemności 100 mL.</li>
		<li>Przymocuj rurkę próżniową do igły 22 G i wprowadź igłę w septum sterylnej pustej fiolki o pojemności 100 mL.</li>
		<li>Wlej 10 mL roztworu stokowego do tulei strzykawki. Powoli włącz próżnię, aż roztwór stokowy D2O zacznie powoli filtrować się do sterylnej fiolki. Dolewaj roztwór stokowy D2O do tulei strzykawki, aż całe 50 mL zostanie przefiltrowane. 
		UWAGA: Roztwór stokowy może wymagać rozcieńczenia lub zagęszczenia w zależności od wymaganej dawki. Dawka D2O będzie różnić się w zależności od gatunku i czułości metody analitycznej. W przypadku kotów użyto roztworu roboczego do podania dawki 0,7 g/kg D2O. Opisany powyżej roztwór stokowy minimalizuje ilość roztworu NaCl podawanego podskórnie zwierzęciu, umożliwiając jednocześnie dokładny pomiar dawki. Dla małych ssaków, takich jak nietoperze, stężenie to musi zostać rozcieńczone do roztworu roboczego, np. 0,1600 g/mL. Stężenie to pozwala na dokładne odmierzenie i podanie dawki 0,75 g/kg D2O w objętości około 100 µL lub mniej roztworu NaCl.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
2. Przygotowanie sterylnego, izotonicznego, zasolonego roztworu roboczego D2O dla nietoperzy
<ol>
	<li>Zważ pustą sterylną fiolkę o pojemności 10 mL i zapisz wagę z dokładnością do 4 miejsc po przecinku. Wytaruj wagę.</li>
	<li>Za pomocą strzykawki o pojemności 1,0 mL przenieś 0,65 mL roztworu zapasowego D2O do wytarowanej, pustej sterylnej fiolki 10 mL. Zapisz wagę D2O z dokładnością do 4 miejsc po przecinku. Wytaruj wagę.</li>
	<li>Oblicz objętość D2O w pustej fiolce 10 mL. Skorzystaj z poniższego równania. 
	<img alt="Wzór na obliczenie objętości V=W/D; równanie fizyczne; analiza stanu równowagi statycznej." src="/files/ftp_upload/59442/59442eq1.jpg" data-altupdatedat="1788250015000" data-alt="Równanie 1"> 
	gdzie W to zapisana waga, a D to gęstość 99,8% D2O (1,107 g/mL).</li>
	<li>Wykorzystaj obliczoną objętość i znaną wagę D2O, aby określić objętość soli izotonicznej potrzebną do przygotowania roztworu roboczego o stężeniu ~0,1600 g/mL.</li>
	<li>Wprowadź do septa sterylnej fiolki 10 mL igłę 22 G (podłączoną do pompy próżniowej). Wprowadź do septa sterylnej fiolki 10 mL igłę 20 G (podłączoną do filtra strzykawkowego 0,22 µm z założoną tubą strzykawki 10 mL).</li>
	<li>Wlej obliczoną masę/objętość izotonicznego NaCl do tuby strzykawki i włącz próżnię, aby umożliwić powolne okapywanie do sterylnej fiolki 10 mL.</li>
	<li>Zapisz wagę fiolki i upewnij się, że przygotowano roztwór roboczy o stężeniu ~0,1600 g/mL.</li>
</ol>
3. Wyznaczanie składu ciała dużego mroczka (Eptesicus fucsus) za pomocą D2O
UWAGA: Roztwór zapasowy D2O użyty w protokole ma gęstość 0,1598 g/mL. Przed pobraniem krwi należy upewnić się, że pobranie do 200 µL krwi stanowi ≤ 10% całkowitej objętości krwi nietoperza i mieści się w wytycznych ustalonych przez Instytucjonalny Komitet ds. Opieki i Wykorzystania Zwierząt (IACUC) dotyczących pobierania krwi. Wszystkie zwierzęta powinny być na czczo lub należy przeprowadzić palpację brzucha, aby upewnić się, że żołądek jest pusty. Niedawny posiłek mógłby zmienić masę ciała zwierzęcia, co doprowadziłoby do błędnych wyników, ponieważ obliczenia służące do określenia zawartości tłuszczu w organizmie opierają się na masie ciała zwierzęcia.
<ol>
	<li>Zpodaj znieczulenie nietoperzowi brunatnemu.
	<ol>
		<li>Do indukcji zastosuj 5,0% izofluranu. Utrzymuj stabilną płaszczyznę znieczulenia, stosując od 0,5% do 3,0% izofluranu.</li>
		<li>Odpowiednią głębokość znieczulenia określ poprzez sprawdzenie odruchu wycofania kończyny (uciskając palce nietoperza). Nietoperz nie powinien reagować na bodziec, a częstość oddychania powinna pozostać niska i stabilna. Dostosuj dawkę izofluranu w razie potrzeby, aby utrzymać stabilną płaszczyznę znieczulenia.</li>
		<li>Zapisz stężenie izofluranu, częstość akcji serca, częstość oddychania oraz inne informacje wymagane przez IACUC.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Zważ nietoperza brunatnego i zapisz wagę z dokładnością do 4 miejsc po przecinku.</li>
	<li>Oczyść uropatagium (błonę ogonową) nad żyłą międzyudową za pomocą alkoholowego wkładu do dezynfekcji i pozostaw do wyschnięcia. Nałóż cienką warstwę wazeliny nad żyłę międzyudową.</li>
	<li>Używając igły 29 G, nakłuj grzbietową część żyły międzyudowej i pobierz 100 µL krwi do plastikowych kapilar z heparyną sodową. Zapewnij odpowiednie wymieszanie krwi pełnej z heparyną sodową, delikatnie obracając każdą kapilarę po pobraniu, a następnie opisz probówkę.</li>
	<li>Za pomocą urządzenia DXA skalibrowanego dla małych ssaków wykonaj trzy skany DXA nietoperza10.</li>
	<li>Oblicz masę (w g) D2O do wstrzyknięcia, mnożąc wagę nietoperza w kg przez dawkę D2O wynoszącą 0,75 g/kg. Oblicz objętość (V) wyliczonej dawki D2O, dzieląc masę dawki D2O przez stężenie roztworu roboczego. 
	<img alt="Wzór na obliczenie dawki, dawka = waga(kg) × 0,75 g/kg, przedstawiony jako równanie." src="/files/ftp_upload/59442/59442eq2.jpg" data-altupdatedat="1788250015000" data-alt="Równanie 2"> 
	<img alt="Wzór na obliczenie objętości dawki w gramach; równanie chemiczne." src="/files/ftp_upload/59442/59442eq3.jpg" data-altupdatedat="1788250015000" data-alt="Równanie 3"></li>
	<li>Używając strzykawki insulinowej z przymocowaną igłą 29 G, pobierz obliczoną objętość D2O. Zważ D2O wraz ze strzykawką insulinową i igłą. Zapisz wynik z dokładnością do 4 miejsc po przecinku.</li>
	<li>Wstrzyknij D2O podskórnie w okolicy grzbietowej biodra znieczulonego nietoperza.</li>
	<li>Pozwól nietoperzowi dojść do siebie po znieczuleniu i zapisz godzinę wstrzyknięcia.</li>
	<li>Bezpośrednio po wstrzyknięciu zważ pustą strzykawkę insulinową z przymocowaną igłą 29 G. Zapisz wagę z dokładnością do 4 miejsc po przecinku.</li>
	<li>Wyznacz dawkę wstrzykniętego D2O, odejmując wagę strzykawki po wstrzyknięciu od wagi strzykawki wypełnionej D2O przed wstrzyknięciem. Zapisz wynik z dokładnością do 4 miejsc po przecinku.</li>
	<li>W ciągu 30 min po pobraniu krwi użyj wirówki do hematokrytu, aby wirować każdą kapilarę przez 5 min. Jeśli wirówka do hematokrytu umożliwia wybór wielu prędkości, ustaw ją na 10 000 x g.</li>
	<li>Używając ostrych nożyczek, przetnij plastikową kapilarę w miejscu rozdzielenia krwi pełnej i osocza. Używając pipety 200 µL, przenieś osocze bezpośrednio do opisanej probówki do przechowywania o pojemności 500 µL.</li>
	<li>Po okresie równowagowania pobierz kolejne 100 µL krwi z żyły międzyudowej. 
	UWAGA: Okres równowagowania różni się w zależności od gatunku oraz tego, czy nietoperze weszły w stan torporu. W przypadku nietoperzy brunatnych okres równowagowania zazwyczaj trwa 2 h.</li>
	<li>Oddziel osocze do drugiej opisanej probówki do mikrocentryfugi z zakrętką o pojemności 500 µL, powtarzając krok 3.13. Przechowuj próbki w temperaturze -20 °C lub niższej do czasu analizy.</li>
</ol>
4. Analiza spektroskopowa w podczerwieni z transformacją Fouriera
<ol>
	<li>Ustaw temperaturę łaźni piaskowej na 60 °C, aby ułatwić destylację (umożliwić oddzielenie wody i D2O od pozostałych składników krwi).</li>
	<li>Pipetuj 50 µL każdej próbki plazmy oraz standardu na wewnętrzną stronę zakrętki stożkowej probówki do mikrowirówki o pojemności 1,5 mL. W ramach kontroli jakości należy uwzględnić standardy zawierające znane stężenia D2O. 
	UWAGA: Idealnie każde zwierzę powinno mieć trzy powtórzenia na próbkę, a raportowana powinna być średnia z tych trzech powtórzeń. Ze względu na ograniczoną objętość próbek oraz objętość wymaganą przez sprzęt FT-IR wykorzystany przez autorów, w przypadku próbek z nietoperzy nie wykonano powtórzeń. Jeśli jakakolwiek próbka zawiera mniej niż 50 µL plazmy, nanieś dostępną ilość próbki na zakrętkę probówki do mikrowirówki i zapisz tę objętość.</li>
	<li>Trzymając zakrętkę probówki do mikrowirówki do góry dnem, nakręć na nią stożkową probówkę o pojemności 1,5 mL. Umieść odwróconą probówkę tak, aby zakrętka stykała się z piaskiem w łaźni piaskowej, na minimum 12 h (na noc).</li>
	<li>Po 12 h zdejmij zakrętkę i zastąp ją nową, czystą zakrętką. Poddaj probówkę do mikrowirówki krótkiemu wirowaniu (puls) przez 10 s w wirówce.</li>
	<li>Przygotuj następujące standardy: 0 ppm (0 mg D2O w 1 L wody destylowanej), 293 ppm (293 mg D2O w 1 L wody destylowanej), 585 ppm (585 mg D2O w 1 L wody destylowanej), 878 ppm (878 mg D2O w 1 L wody destylowanej) oraz 1170 ppm D2O (1170 mg D2O w 1 L wody destylowanej). 
	UWAGA: Powyższe wartości są sugerowane dla krzywej wzorcowej. Można zastosować wartości alternatywne, takie jak 250 ppm, 500 ppm, 750 ppm itd.</li>
	<li>Zainstaluj ogniwo transmitancyjne do cieczy w spektrometrze fourierowskim w podczerwieni (FTIR) (Tabela materiałów). Wypełnij ogniwo metanolem i podłącz port wtryskowy. Powoli napełniaj ogniwo wodą tła, ostrożnie usuwając strzykawkę z metanolem, aby zmniejszyć ryzyko powstania pęcherzyków powietrza. Podłącz rurkę do portu wyjściowego, aby umożliwić usunięcie próbek po analizie.</li>
	<li>Przygotuj oprogramowanie spektrometru FTIR (Tabela materiałów) do analizy D2O w wodzie. Ustawienia parametrów oprogramowania spektrometru użytego w tym protokole wymieniono w Tabeli 1.</li>
	<li>Pobierz próbkę tła, używając rozcieńczalnika w postaci wody destylowanej filtrowanej przez filtr 0,22 µm. Powinna to być ta sama woda, która została użyta do przygotowania standardów.</li>
	<li>Wstrzyknij 40 µL standardu 0 ppm D2O i zarejestruj widma. Zapisz widma w formacie pliku wartości rozdzielonych przecinkami (CSV).</li>
	<li>Kontynuuj wstrzykiwanie i zapisywanie widm wszystkich standardów w celu stworzenia krzywej wzorcowej.</li>
	<li>Powtarzaj pomiar tła i krzywej wzorcowej co 60–90 min.</li>
	<li>Wstrzyknij 40 µL każdej zdestylowanej próbki do ogniwa transmitancyjnego i zapisz widma. 
	UWAGA: Dostosuj objętość wtrysku standardów i zdestylowanych próbek do objętości ogniwa transmitancyjnego. W przypadku próbek o objętości poniżej 40 µL użyj ogniwa o mniejszej objętości lub rozcieńcz próbkę w stosunku 1:1 wodą destylowaną tła.</li>
	<li>Wyznacz stężenie D2O każdej próbki z widm FTIR, korzystając z programu arkusza kalkulacyjnego zgodnie z opisem Jenningsa i wsp.11 lub z oprogramowania spektralnego. W przypadku wykonania powtórzeń, do obliczenia składu ciała użyj średniego stężenia.</li>
</ol>
5. Obliczanie składu ciała
<ol>
	<li>Przelicz wzbogacenie deuterem (ppm) na stężenie procentowe atomowe dla każdej próbki, korzystając z następującego równania12: 
	<img alt="Równanie równowagi statycznej, % atomowy, wzór obliczeniowy." src="/files/ftp_upload/59442/59442eq4.jpg" data-altupdatedat="1788250015000" data-alt="Equation 4"> 
	gdzie x to zmierzone wzbogacenie deuterem (ppm) próbki, a 0,0001557 to ułamek molowy deuteru zgłoszony dla Vienna Standard Mean Ocean Water (VSMOW)13.</li>
	<li>Oblicz całkowitą zawartość wody w organizmie dla każdej próbki, korzystając z następującego równania4,12,14: 
	<img alt="Równanie równowagi statycznej; wzór do obliczeń bilansu sił w fizyce." src="/files/ftp_upload/59442/59442eq5.jpg" data-altupdatedat="1788250015000" data-alt="Equation 5">) 
	gdzie E to zmierzone wzbogacenie (atom%) deuteru w próbce po korekcie tła, B to masa wstrzykniętej dawki w g, a 0,998 to stężenie wstrzykniętego D2O. 
	UWAGA: Wymiana deuteru z wodorem labilnym powoduje 2% przeszacowanie masy całkowitej wody w organizmie. Całkowitą zawartość wody w organizmie należy skorygować, zmniejszając szacowaną masę wody w organizmie o 2% masy ciała.</li>
	<li>Oszacuj masę beztłuszczową (beztłuszczową masę ciała i wszystkie pozostałe komponenty niebędące tłuszczem) każdego nietoperza, korzystając z następującego równania: 
	<img alt="Równanie masy beztłuszczowej; waga/ułamkowa wilgotność, wzór w kontekście analizy żywieniowej." src="/files/ftp_upload/59442/59442eq6.jpg" data-altupdatedat="1788250015000" data-alt="Equation 6"> 
	UWAGA: Dla zdrowych, prawidłowo nawodnionych nietoperzy niekarmiących młodych należy przyjąć konwencjonalnie akceptowaną wartość 0,732 dla ułamkowej zawartości wody w beztłuszczowej masie ciała. Ułamkowa zawartość wody w masie beztłuszczowej u laktujących dużych brunatnych może się zmieniać w zależności od tygodnia po porodzie15. W przypadku innych gatunków należy skorzystać z wartości opublikowanych w literaturze lub wyznaczyć ułamkową zawartość wody w beztłuszczowej masie ciała przed przystąpieniem do obliczeń masy beztłuszczowej.</li>
	<li>Oszacuj masę tłuszczu w organizmie, korzystając z następującego równania: 
	<img alt="Równanie obliczania masy tłuszczu w organizmie; wzór do analizy wagi w badaniach biologicznych." src="/files/ftp_upload/59442/59442eq7.jpg" data-altupdatedat="1788250015000" data-alt="Equation 7"></li>
	<li>Przelicz masę tłuszczu w organizmie w g na procentową masę tłuszczu w organizmie, korzystając z następującego równania: 
	<img alt="Wzór obliczeniowy masy tłuszczu w organizmie, równanie dla procentowej zawartości tłuszczu w analizie wagi." src="/files/ftp_upload/59442/59442eq8.jpg" data-altupdatedat="1788250015000" data-alt="Equation 8"></li>
</ol>
6. Oznaczanie składu wody u mięsożercy (Felis catus, kot domowy)
<ol>
	<li>Przygotować roztwór zapasowy zgodnie z opisem w sekcji 1.</li>
	<li>Zważyć każdego kota z dokładnością do 3 miejsc po przecinku i zapisać wagę. Obliczyć dawkę dla każdego kota zgodnie z opisem w kroku 3.6, stosując dawkę D2O wynoszącą 0,70 g/kg.</li>
	<li>Przygotować każdą dawkę zgodnie z opisem w krokach 3.7−3.8, używając strzykawki 3 mL lub 5 mL z igłą 22 G zamiast strzykawki insulinowej.</li>
	<li>Pobrać 500 µL krwi pełnej, a następnie podać podskórnie 0,7 g/kg D2O. Odwirować krew pełną przy 2 000 x g przez 15 min i przechowywać osocze w probówkach do mikrocentryfugi o pojemności 1,5 mL z nakrętką przy -20°C do czasu analizy.</li>
	<li>Pobrać 500 µL krwi pełnej 4 h po wstrzyknięciu. Odwirować krew pełną przy 2 000 x g przez 15 min i przechowywać osocze w probówkach do mikrocentryfugi o pojemności 1,5 mL z nakrętką przy -20 °C do czasu analizy.</li>
	<li>Pobrać 500 µL krwi pełnej 14 dni po wstrzyknięciu. Odwirować krew pełną przy 2 000 x g przez 15 min i przechowywać osocze w probówkach do mikrocentryfugi o pojemności 1,5 mL z nakrętką przy -20 °C do czasu analizy. 
	UWAGA: Liczba dni między pobraniami krwi może zależeć od potrzeb badawczych oraz okresu po wstrzyknięciu, w którym D2O można wykryć powyżej poziomów tła. Czternaście dni było długością bloków leczenia dietetycznego według Hooper et al.9.</li>
	<li>Przeprowadzić analizę FT-IR zgodnie z sekcją 4 i obliczyć skład ciała zgodnie z sekcją 5 niniejszego protokołu.</li>
	<li>Obliczyć spożycie wody w mL/dobę, korzystając z następujących równań: 
	<img alt="Równanie utraty wody organizmu: TBW(kg)×((początkowe D2O−końcowe D2O)/początkowe D2O); obliczenia fizjologiczne." src="/files/ftp_upload/59442/59442eq9.jpg" data-altupdatedat="1788250015000" data-alt="Równanie 9"> 
	<img alt="Równanie równowagi statycznej, ułamkowa zmiana H2O, schemat z danymi D2O, analiza naukowa." src="/files/ftp_upload/59442/59442eq10.jpg" data-altupdatedat="1788250015000" data-alt="Równanie 10"> 
	<img alt="Wzór na spożycie wody; ml/dobę; zmiana ułamkowa; H2O; początkowe TBW; równanie; analiza badania." src="/files/ftp_upload/59442/59442eq11.jpg" data-altupdatedat="1788250015000" data-alt="Równanie 11"> 
	gdzie TBW to całkowita zawartość wody w organizmie, a początkowe D2O i końcowe D2O to stężenia zmierzone w ppm w próbkach D2O po wstrzyknięciu.</li>
</ol>

<ol><li>Schiffmann, C., Clauss, M., Hoby, S., Hatt, J. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Visual+body+condition+scoring+in+zoo+animals+%E2%80%93+composite%2C+algorithm+and+overview+approaches%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Zoo+Aquarium+Research%22%5BJournal%5D)">Visual body condition scoring in zoo animals – composite, algorithm and overview approaches.</a> Journal of Zoo Aquarium Research. 5 (1), (2017).</li>
<li>Peig, J., Green, A. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((New+perspectives+for+estimating+body+condition+from+mass%2Flength+data%3A+the+scaled+mass+index+as+an+alternative+method%5BTitle%5D)+AND+%22Oikos%22%5BJournal%5D)">New perspectives for estimating body condition from mass/length data: the scaled mass index as an alternative method.</a> Oikos. 118 (12), 1883-1891 (2009).</li>
<li>Bissell, H. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aBissell%2C+H+%22Body+Condition+Scoring+Resource+Center%22">Body Condition Scoring Resource Center</a>. , https://nagonline.net/3877/body-condition-scoring/ (2017).</li>
<li>McWilliams, S. R., Whitman, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Non-destructive+techniques+to+assess+body+composition+of+birds%3A+a+review+and+validation+study%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Ornithology%22%5BJournal%5D)">Non-destructive techniques to assess body composition of birds: a review and validation study.</a> Journal of Ornithology. 154 (3), 597-618 (2013).</li>
<li>Lukaski, H. C., Johnson, P. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+simple%2C+inexpensive+method+of+determining+total+body+water+using+a+tracer+dose+of+D2O+and+infrared+absorption+of+biological+fluids%5BTitle%5D)+AND+%22American+Journal+of+Clinical+Nutrition%22%5BJournal%5D)">A simple, inexpensive method of determining total body water using a tracer dose of D2O and infrared absorption of biological fluids.</a> American Journal of Clinical Nutrition. 41 (2), 363-370 (1985).</li>
<li>Chusyd, D. E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Adiposity+and+Reproductive+Cycling+Status+in+Zoo+African+Elephants%5BTitle%5D)+AND+%22Obesity+%28Silver+Spring%29%22%5BJournal%5D)">Adiposity and Reproductive Cycling Status in Zoo African Elephants.</a> Obesity (Silver Spring). 26 (1), 103-110 (2018).</li>
<li>Kanchuk, M. L., Backus, R. C., Calvert, C. C., Morris, J. G., Rogers, Q. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Neutering+Induces+Changes+in+Food+Intake+Body+Weight%2C+Plasma+Insulin+and+Leptin+Concentrations+in+Normal+and+Lipoprotein+Lipase%E2%80%93Deficient+Male+Cats%5BTitle%5D)+AND+%22The+Journal+of+Nutrition%22%5BJournal%5D)">Neutering Induces Changes in Food Intake Body Weight, Plasma Insulin and Leptin Concentrations in Normal and Lipoprotein Lipase–Deficient Male Cats.</a> The Journal of Nutrition. 132 (6), 1730S-1732S (2002).</li>
<li>Eichhorn, G., Visser, G. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Technical+Comment%3A+Evaluation+of+the+Deuterium+Dilution+Method+to+Estimate+Body+Composition+in+the+Barnacle+Goose%3A+Accuracy+and+Minimum+Equilibration+Time%5BTitle%5D)+AND+%22Physiological+and+Biochemical+Zoology%22%5BJournal%5D)">Technical Comment: Evaluation of the Deuterium Dilution Method to Estimate Body Composition in the Barnacle Goose: Accuracy and Minimum Equilibration Time.</a> Physiological and Biochemical Zoology. 81 (4), 508-518 (2008).</li>
<li>Hooper, S. E., Backus, R., Amelon, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effects+of+dietary+selenium+and+moisture+on+the+physical+activity+and+thyroid+axis+of+cats%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Animal+Physiolgy+and+Animal+Nutrition+%28Berl%29%22%5BJournal%5D)">Effects of dietary selenium and moisture on the physical activity and thyroid axis of cats.</a> Journal of Animal Physiolgy and Animal Nutrition (Berl). 102 (2), 495-504 (2018).</li>
<li>Stevenson, K. T., van Tets, I. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Dual-Energy+X-Ray+Absorptiometry+%28DXA%29+Can+Accurately+and+Nondestructively+Measure+the+Body+Composition+of+Small%2C+Free-Living+Rodents%5BTitle%5D)+AND+%22Physiological+and+Biochemical+Zoology%22%5BJournal%5D)">Dual-Energy X-Ray Absorptiometry (DXA) Can Accurately and Nondestructively Measure the Body Composition of Small, Free-Living Rodents.</a> Physiological and Biochemical Zoology. 81 (3), 373-382 (2008).</li>
<li>Jennings, G., Bluck, L., Wright, A., Elia, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+use+of+infrared+spectrophotometry+for+measuring+body+water+spaces%5BTitle%5D)+AND+%22Clinical+Chemistry%22%5BJournal%5D)">The use of infrared spectrophotometry for measuring body water spaces.</a> Clinical Chemistry. 45 (7), 1077-1081 (1999).</li>
<li>Beuth, J. M. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=%22Body+Composition%2C+movemement+phenology+and+habitat+use+of+common+eider+along+the+southern+new+england+coast.+Master+of+Science+in+Biological+and+Environmental+Sciences+%28MSBES%29%22">Body Composition, movemement phenology and habitat use of common eider along the southern new england coast. Master of Science in Biological and Environmental Sciences (MSBES) thesis</a>. , University of Rhode Island. (2013).</li>
<li>Coplen, T. B., Hopple, J., Peiser, H., Rieder, S. Compilation of minimum and maximum isotope ratios of selected elements in naturally occurring terrestrial materials and reagents. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aCoplen%2C+TB+%22U.S.+Geological+Survey+Water-Resources+Investigations+Report+01-4222%22">U.S. Geological Survey Water-Resources Investigations Report 01-4222</a>. , (2002).</li>
<li>Karasov, W. H., Pinshow, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Changes+in+lean+mass+and+in+organs+of+nutrient+assimilation+in+a+long-distance+passerine+migrant+at+a+springtime+stopover+site%5BTitle%5D)+AND+%22Physiological+Zoology%22%5BJournal%5D)">Changes in lean mass and in organs of nutrient assimilation in a long-distance passerine migrant at a springtime stopover site.</a> Physiological Zoology. 71 (4), 435-448 (1998).</li>
<li>Hood, W. R., Oftedal, O. T., Kunz, T. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Variation+in+body+composition+of+female+big+brown+bats+%28Eptesicus+fuscus.%29+during+lactation%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Comparative+Physiology+B%22%5BJournal%5D)">Variation in body composition of female big brown bats (Eptesicus fuscus.) during lactation.</a> Journal of Comparative Physiology B. 176 (8), 807-819 (2006).</li>
<li>Backus, R. C., Havel, P. J., Gingerich, R. L., Rogers, Q. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Relationship+between+serum+leptin+immunoreactivity+and+body+fat+mass+as+estimated+by+use+of+a+novel+gas-phase+Fourier+transform+infrared+spectroscopy+deuterium+dilution+method+in+cats%5BTitle%5D)+AND+%22American+Journal+of+Veterinary+Research%22%5BJournal%5D)">Relationship between serum leptin immunoreactivity and body fat mass as estimated by use of a novel gas-phase Fourier transform infrared spectroscopy deuterium dilution method in cats.</a> American Journal of Veterinary Research. 61 (7), 796-801 (2000).</li>
<li>Moore, F. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Determination+of+Total+Body+Water+and+Solids+with+Isotopes%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">Determination of Total Body Water and Solids with Isotopes.</a> Science. 104 (2694), 157-160 (1946).</li>
<li>Voigt, C., Cruz-Neto, A. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aVoigt%2C+C+%22Ecological+and+Behavioral+Methods+in+the+Study+of+Bats%22">Ecological and Behavioral Methods in the Study of Bats</a>. Parsons, S., Kunz, T. H. , John Hopkins University Press. Ch. 30 621-645 (2009).</li>
<li>International Atomic Energy Agency. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=%22Assessment+of+Body+Composition+and+Total+Energy+Expenditure+in+Humans+Using+Stable+Isotope+Techniques%22">Assessment of Body Composition and Total Energy Expenditure in Humans Using Stable Isotope Techniques</a>. , (2009).</li>
<li>International Atomic Energy Agency. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=%22Introduction+to+Body+Composition+Assessment+Using+the+Deuterium+Dilution+Technique+with+Analysis+of+Saliva+Samples+by+Fourier+Transform+Infrared+Spectrometry%22">Introduction to Body Composition Assessment Using the Deuterium Dilution Technique with Analysis of Saliva Samples by Fourier Transform Infrared Spectrometry</a>. , (2011).</li>
<li>Shimamoto, H., Komiya, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+Turnover+of+Body+Water+as+an+Indicator+of+Health%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Physiological+Anthropology+and+Applied+Human+Science%22%5BJournal%5D)">The Turnover of Body Water as an Indicator of Health.</a> Journal of Physiological Anthropology and Applied Human Science. 19 (5), 207-212 (2000).</li>
</ol>

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Stosowanie tlenku deuteru do oznaczania TBW jest stosowane od lat czterdziestych XX wieku17 i jest stosowane u ludzi oraz różnych gatunków domowych i dzikich 4,6,7. Opracowano inne techniki nieniszczące, w tym analizę impedancji bioelektrycznej (BIA), DXA i ilościowy rezonans magnetyczny (QMR). Każda metoda ma zalety i wady, które należy wziąć pod uwagę przed wyborem konkretnej metodologii oceny składu ci...

Systemy oceny kondycji ciała i wskaźniki kondycji ciała są powszechnie używanymi technikami do oceny stanu zdrowia lub sprawności gatunku1,2. Wiele gatunków domowych i zoologicznych ma unikalne systemy oceny kondycji ciała (BCS), które są używane do oceny mięśni i powierzchownej tkanki tłuszczowej zwierzęcia3. Jednak ocena BCS opiera się na oceniającym, co oznacza, że BCS jest pomiarem obiektywnym lub półilościowym, gdy jest oceniany przez przeszkolonego oceniającego. U gatunków dzikich zwierząt powszechnie stosuje się wskaźniki kondycji ciała, a nie BCS, i opierają się one na stosunku masy ciała do wielkości ciała lub masy ciała do przedramienia2. Wskaźniki kondycji ciała są często mylone przez efekty żerowania i mogą być mylone przez rozmiar ciała, a także problemy statystyczne i wnioskowanie4.
Alternatywą dla systemów oceny kondycji ciała i wskaźników kondycji ciała jest użycie stabilnego izotopu do określenia składu ciała. Jednym z powszechnie stosowanych stabilnych izotopów jest tlenek deuteru (D2O), nieradioaktywna forma wody, w której atomy wodoru są izotopami deuteru. Metoda rozcieńczania tlenku deuteru opisana w tym badaniu może być niesubiektywną, ilościową i powtarzalną techniką stosowaną do oceny składu ciała u ludzi5 i szerokim zakresie gatunków4,6,7. Ta technika może być korzystna do badania składu ciała u dzikich zwierząt. Na przykład można go wykorzystać do oceny podłużnych zmian w składzie ciała, takich jak przed i po działaniu zarządczym. Jednak u niektórych gatunków dzikich zwierząt tlenek deuteru może zawyżać rzeczywistą zawartość wody8. W związku z tym, dostosowując technikę do danego gatunku, ważne jest, aby zwalidować metodę poprzez porównanie metody tlenku deuteru z analizą tusz w przypadku gatunków niezagrożonych. W przypadku gatunków zagrożonych i zagrożonych wyginięciem należy rozważyć metodę nieniszczącą, taką jak podwójna absorpcjometria rentgenowska (DXA), jako alternatywną metodę porównawczą dla złotego standardu destrukcyjnej metody pełnej analizy tusz.
Oprócz składu ciała, technika rozcieńczania D2O może być użyta do określenia zużycia wody przez poszczególne zwierzęta9. To unikalne zastosowanie D2O może być wykorzystane nie tylko do udzielenia odpowiedzi na pytania badawcze, ale może być przydatne do oceny zużycia wody przez poszczególne zwierzęta trzymane w dużych środowiskach społecznych.
Tutaj opisujemy adaptację techniki rozcieńczania D2O do oceny składu ciała u owadożercy, dużych nietoperzy brunatnych (Eptesicus fuscus), oraz do oceny spożycia wody u mięsożerców, kotów (Felis catis).

<table><tbody><tr><td>Niepirogenny filtr dyskowy 0,2 mikrona</td><td>Argos Technologies</td><td>FN32S</td><td>nylon, średnica 30 mm, 0,22 um, sterylne</td></tr><tr><td>stożkowe probówki do mikrowirówek 1,5 ml</td><td>USA Scientific</td><td>1415-9701</td><td>Wolnostojąca probówka do mikrowirówek o pojemności 1,5 ml, naturalna z niebieską nakrętką</td></tr><tr><td>10 ml sterylna szklana fiolka do wstrzykiwań</td><td>Sprzęt medyczny na zboczu góry</td><td>MS-SEV10</td><td>przezroczysta, sterylna szklana jednostka</td></tr> <tr>iniekcyjna<td>Strzykawka 10 ml</td><td>Becton Dickinson</td><td>305219</td><td>sterylna strzykawka 10 ml indywidualnie pakowana</td></tr><tr><td>100 ml sterylna szklana fiolka do wstrzykiwań</td><td>Sprzęt medyczny na zboczu góry</td><td>AL-SV10020</td><td>przezroczysta, sterylna szklana jednostka iniekcyjna</td></tr><tr><td>Igła o grubości 20 mm</td><td>Igła Exel</td><td>26417</td><td>podskórna 20g x 1" plastikowa piasta (żółta) / igła regularna skośna</td></tr><tr><td>22 mm</td><td>Exel</td><td>26411</td><td>igły podskórne 22g x 1" plastikowa piasta () / regularna faza</td></tr> tlenek <tr><td>deuteru</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>151882-25G</td><td>99,9 atomu % D</td></tr><tr><td>izofluoran</td><td>Vetone</td><td>3060</td><td>fluriso isofluran, USP</td></tr><tr><td>OMNIC Spectra Software</td><td>ThermoFisher Scientific</td><td>833-036200</td><td>FT-IR standardowe oprogramowanie</td></tr><tr><td>wazelina</td><td></td><td>305212311006</td><td>Wazelina, 100% czysta wazelina, oryginalna, chroniąca skórę</td></tr><tr><td>plastikowa rurka kapilarna</td><td>Innowacyjny</td> antykoagulant heparyny sodowej Med Tech <td>100050</td><td>, 50 &mu; Pojemność L, długość 30 mm</td></tr><tr><td>Szczelny spektrofotometr cieczowy SL-3 FTIR CAF2 Cell</td><td>Międzynarodowe Laboratorium Kryształowe</td><td>0005D-875</td><td>0,05 mm Długość drogi</td></tr><tr><td>chlorek sodu</td><td>EMD Milipore</td><td>1.37017</td><td>nadaje się do produkcji biofarmaceutycznej</td></tr><tr><td>Spektrometr FT-IR Thermo Electron Nicolet 380</td><td>ThermoFisher Scientific</td><td>269-169400</td><td>model wycofany z produkcji, dostępne nowsze modele</td></tr></tbody></table>

wykorzystanie tlenku deuteru jako nieinwazyjnego, nieśmiertelnego narzędzia do oceny składu ciała i spożycia wody przez ssaki

Using Deuterium Oxide as a Non-Invasive, Non-Lethal Tool for Assessing Body Composition and Water Consumption in Mammals

Systemy oceny kondycji ciała i wskaźniki kondycji ciała są powszechnie używanymi technikami do oceny stanu zdrowia lub sprawności gatunku. Systemy oceny kondycji ciała są zależne od oceniającego i mogą być wysoce subiektywne. Wskaźniki kondycji ciała mogą być zaburzone przez żerowanie, wpływ masy ciała, a także problemy statystyczne i wnioskowanie. Alternatywą dla systemów oceny kondycji ciała i wskaźników kondycji ciała jest użycie stabilnego izotopu, takiego jak tlenek deuteru, do określenia składu ciała. Metoda rozcieńczania tlenku deuteru jest powtarzalną, ilościową techniką stosowaną do oceny składu ciała ludzi, dzikich zwierząt i gatunków domowych. Dodatkowo technika rozcieńczania tlenku deuteru może być wykorzystana do określenia spożycia wody przez pojedyncze zwierzę. W tym miejscu opisujemy adaptację techniki rozcieńczania tlenku deuteru do oceny składu ciała dużych nietoperzy brunatnych (Eptesicus fuscus) oraz do oceny spożycia wody u kotów (Felis catis).

Technika rozcieńczania tlenkiem deuteru może być stosowana do oceny składu ciała różnych gatunków. Aby wykazać możliwość adaptacji tej metody, raportujemy pierwsze zastosowanie techniki rozcieńczania tlenkiem deuteru u północnoamerykańskiego gatunku nietoperza owadożernego, Eptesicus fuscus (nietoperz brązowy), w celu uzyskania reprezentatywnych wyników. W celu wyznaczenia plateau czasowego pobrano próbki krwi przed i po wstrzyknięciu D2O, co powinno być wykonywane u k...

Ten artykuł opisuje technikę rozcieńczania tlenkiem deuteru u dwóch ssaków, owadożercy i mięsożercy, w celu określenia całkowitej ilości wody w organizmie, beztłuszczowej masy ciała, masy tkanki tłuszczowej i zużycia wody.

Wykorzystanie tlenku deuteru jako nieinwazyjnego, nieśmiertelnego narzędzia do oceny składu ciała i spożycia wody przez ssaki

Body condition scoring systems and body condition indices are common techniques used for assessing the health status or fitness of a species. Body ...

Korzystając z tego protokołu, tlenek deuteru lub D2O, nieradioaktywny, stabilny izotop wody, może być użyty do oszacowania składu ciała i zużycia wody. Technika ta jest nieinwazyjna i dlatego może być stosowana do oceny składu ciała u gatunków zagrożonych, a także u ludzi i gatunków domowych. Unikalnym zastosowaniem techniki rozcieńczania tlenku deuteru jest możliwość pomiaru zużycia wody przez wolno żyjące dzikie zwierzęta o wysokim wskaźniku odłowu lub zwierzęta trzymane społecznie.Chociaż znieczulenie nie jest wymagane, osobom niezaznajomionym z podawaniem zastrzyków podskórnych może być łatwiej uspokoić zwierzęta przed podaniem tlenku deuteru. Procedurę zademonstrują wraz ze mną i Sarah Hooper Amanda Eshelman i Ashley Cowan, studentki weterynarii, oraz Alicia Roistacher, doktorantka z mojego laboratorium. Aby przygotować 50-mililitrowy roztwór podstawowy dziewięciu gramów na litr zasolonego tlenku deuteru, najpierw zważ 450 miligramów chlorku sodu klasy farmaceutycznej i zapisz dokładną ilość z dokładnością do czterech miejsc po przecinku.Przenieś całą sól do wysterylizowanej 100-mililitrowej zlewki i odmierz 50 gramów większego lub równego 99,8% tlenku deuteru w sterylnym, wyskalowanym cylindrze. Zapisać dokładną ilość tlenku deuteru z dokładnością do czterech miejsc po przecinku i przenieść tlenek deuteru do sterylnej zlewki z chlorkiem sodu. Następnie przymocuj igłę o rozmiarze 20 do niepirogennego, sterylnego filtra dyskowego z submikronowymi porami wyposażonymi w 10-mililitrowy cylinder strzykawki i włóż igłę do przegrody sterylnej, pustej 100-mililitrowej fiolki.Podłącz rurkę próżniową do igły o rozmiarze 22 i włóż igłę do przegrody 100-mililitrowej fiolki. Następnie załaduj 10 mililitrów chlorku sodu o stężeniu izosmotycznym do cylindra strzykawki i powoli włącz próżnię, aż roztwór tlenku deuteru zacznie powoli filtrować się do fiolki. Kontynuuj wlewanie roztworu podstawowego tlenku deuteru do cylindra strzykawki, aż cała objętość 50 mililitrów zostanie przefiltrowana.Po potwierdzeniu braku reakcji na uszczypnięcie palca u znieczulonego nietoperza, użyj wacika nasączonego alkoholem, aby oczyścić uropatagium nad żyłą międzyudową i pozostaw zdezynfekowaną błonę ogonową do wyschnięcia. Nałóż cienką warstwę wazeliny na żyłę międzyudową i użyj igły o rozmiarze 29, aby nakłuć grzbietową część żyły międzyudowej. Następnie użyj plastikowych probówek kapilarnych z heparyną sodu, aby zebrać 100 mikrolitrów krwi.Aby zapewnić odpowiednie wymieszanie krwi pełnej z heparyną sodową, delikatnie zwiń każdą probówkę po pobraniu krwi przed etykietowaniem. Po określeniu masy tlenku deuteru w gramach do wstrzyknięcia, należy załadować strzykawkę insulinową wyposażoną w igłę o rozmiarze 29 odpowiednią objętością tlenku deuteru. Zważyć strzykawkę i igłę insulinową obciążoną deuterem, zapisując wagę z dokładnością do czterech miejsc po przecinku, i wstrzyknąć całą objętość tlenku deuteru podskórnie na grzbietową część biodra znieczulonego nietoperza.Zalecamy użycie precyzyjnej wagi z antystatyczną osłoną przeciwwiatrową i upewnienie się, że przed wstrzyknięciem należy odciągnąć tłok, aby zapewnić podciśnienie. Bezpośrednio po wstrzyknięciu należy zważyć pustą strzykawkę insulinową i igłę i zapisać masę ciała z dokładnością do czterech miejsc po przecinku. W ciągu 30 minut po pobraniu krwi użyj wirówki hematokrytowej, aby odwirować każdą rurkę kapilarną z prędkością 10 000 g przez pięć minut.Za pomocą ostrych nożyczek przetnij plastikową rurkę kapilarną między krwią pełną a osoczem i użyj pipety o pojemności 200 mikrolitrów, aby wydalić osocze bezpośrednio do oznakowanej probówki o pojemności 500 mikrolitrów. Po okresie równowagi zbierz i przechowuj kolejne 100 mikrolitrów krwi z żyły międzyudowej, jak właśnie pokazano. W przypadku analizy spektrofotometrii FTIR należy ustawić temperaturę kąpieli piaskowej na 60 stopni Celsjusza, aby ułatwić destylację, a następnie dodać 50 mikrolitrów każdej próbki osocza i wzorca do indywidualnych stożkowych nasadek mikrowirówek o pojemności 1,5 mililitra.Trzymając nasadkę mikrowirówki do góry nogami, przykręć stożkową rurkę do mikrowirówki o pojemności 1,5 mililitra do nasadki i umieść odwróconą probówkę w kontakcie z piaskiem w kąpieli piaskowej na co najmniej 12 godzin. Następnego ranka umieść nową, czystą nakrętkę na każdej probówce i pulsuj probówki mikrowirówki przez 10 sekund w mikrowirówce. Zainstaluj ogniwo transmisyjne z cieczą w spektrometrze FTIR i napełnij ogniwo metanolem.Podłącz port do wstrzykiwań i powoli napełniaj kuwetę wodą w tle, ostrożnie wyjmując strzykawkę z metanolem, aby zmniejszyć ryzyko powstania pęcherzyków powietrza. Podłącz rurkę do portu wyjściowego, aby umożliwić usunięcie próbek po analizie, a następnie otwórz oprogramowanie spektrometru FTIR. Ustaw parametry zgodnie z tabelą i zbierz próbkę tła za pomocą rozcieńczalnika, przefiltrowanej do 0,22 mikrometra, wody destylowanej.Wstrzyknij 40 mikrolitrów wzorca tlenku deuteru o zerowej liczbie części na milion, a następnie zapisz i zapisz widma jako plik z wartościami oddzielonymi przecinkami. Po wstrzyknięciu i zapisaniu widm wszystkich wzorców w celu utworzenia krzywej wzorcowej, wstrzyknij 40 mikrolitrów każdej destylowanej próbki do ciekłej komórki transmisyjnej i zapisz widma. Dzięki znanemu czasowi równowagi można określić całkowitą ilość wody w organizmie, beztłuszczową masę ciała i masę tkanki tłuszczowej dla dziko żyjących dużych nietoperzy brązowych i dużych nietoperzy brunatnych żyjących w niewoli.Ujemną masę tkanki tłuszczowej można obliczyć z jednego lub więcej z następujących powodów: nieotrzymanie całej dawki tlenku deuteru, odrętwienie w fazie równowagi, posiadanie nienormalnie dużej masy tłuszczu i minimalnej masy beztłuszczowej lub posiadanie poniżej trzech do 5% tkanki tłuszczowej, jak określono za pomocą podwójnej absorpcjometrii rentgenowskiej. Tutaj pokazano reprezentatywny procent tkanki tłuszczowej oznaczony techniką rozcieńczania tlenku deuteru w porównaniu z podwójną absorpcjometrią rentgenowską. Te dwie techniki są dobrze skorelowane, przy czym masa tkanki tłuszczowej wykazuje silne korelacje między tkanką tłuszczową a masą ciała, a technika rozcieńczania tlenkiem deuteru nie konsekwentnie zawyża lub nie zaniża masy tkanki tłuszczowej.Metoda rozcieńczania tlenkiem deuteru została wcześniej zwalidowana u kotów, a technika została dostosowana, aby umożliwić pomiar dziennego spożycia wody przez koty trzymane w pomieszczeniach socjalnych podczas każdego bloku dietetycznego eksperymentu. Pamiętaj, że ta technika powinna być wykonywana tylko na zdrowych zwierzętach i że powinieneś dokładnie zważyć, zarejestrować i dostarczyć pełną dawkę tlenku deuteru każdemu zwierzęciu. Drugorzędna metoda określania składu ciała, taka jak pełna analiza tuszy lub DEXA, może zostać opracowana w celu walidacji techniki tlenku deuteru.Ta technika pozwoliła nam zidentyfikować kota trzymanego w pomieszczeniach socjalnych, który spożywał nienormalnie duże ilości wody, bez oddzielania każdego kota w celu zmierzenia jego spożycia wody.

using-deuterium-oxide-as-non-invasive-non-lethal-tool-for-assessing

Research

JoVE Journal

Environment

Środowisko

Analiza zawartości tłuszczu jest rutynowo przeprowadzana w badaniach z wykorzystaniem mysich modeli otyłości. Nowoczesne metody obrazowania i analizy tomografii komputerowej (CT) małych zwierząt umożliwiają szczegółową, podłużną analizę zawartości tłuszczu. W niniejszej pracy szczegółowo opisujemy procedury krok po kroku dotyczące wykonywania obrazowania CT, analizy oraz wizualizacji u małych zwierząt.

Segmentacja i pomiar objętości tkanki tłuszczowej w mysich modelach otyłości z wykorzystaniem komputerowej tomografii rentgenowskiej

Źródło: Tokunou, Y. i wsp., Elektrochemiczne wykrywanie wpływu kinetycznego izotopu deuteru na zewnątrzkomórkowy transport elektronów w Shewanella oneidensis MR-1. J. Vis. Exp. (2018)Ten film przedstawia metodę elektrochemiczną obejmującą całe komórki, aby ocenić, w jaki sposób transfer protonów wpływa na zewnątrzkomórkowy transport elektronów (EET) u bakterii elektroaktywnych. Zastępując protony deuteronami za pomocą tlenku deuteru, metoda mierzy zmiany prądu, aby ujawnić kinetyczny efekt...

Pomiar kinetycznego wpływu izotopów na transport elektronów drobnoustrojów za pomocą tlenku deuteru

Ten protokół opisuje użycie analizatora składu ciała i systemu monitorowania metabolizmu zwierząt do charakteryzowania składu ciała i parametrów metabolicznych u myszy. Jako przykład zastosowania tych technik podaje się model otyłości wywołanej przez żywienie wysokotłuszczowe.

Analiza składu ciała i metabolicznego umieszczania w klatkach u myszy karmionych wysokotłuszczowo

Tutaj prezentujemy protokół eksperymentów elektrochemicznych na całych komórkach, aby zbadać wpływ transportu protonów na szybkość pozakomórkowego transportu elektronów przez kompleks cytochromów błony zewnętrznej w Shewanella oneidensis MR-1.

Elektrochemiczne wykrywanie wpływu kinetycznego izotopu deuteru na zewnątrzkomórkowy transport elektronów w Shewanella oneidensis MR-1

Tutaj dzielimy się metodami pomiaru zużycia tlenu w mitochondriach, definiującym pojęciem energetyki odżywczej oraz wyciekiem protonów, główną przyczyną nieefektywności w mitochondrialnym wytwarzaniu ATP. Wyniki te mogą odpowiadać za 30% energii utraconej podczas wykorzystania składników odżywczych, aby pomóc w ocenie funkcji mitochondriów.

Pomiar zużycia tlenu przez mitochondria wątroby i kinetyki wycieku protonów w celu oszacowania oddychania mitochondrialnego u bydła mlecznego rasy holsztyńskiej

Tutaj prezentujemy tanią metodę ilościową wykorzystującą spektrometrię mas z tlenkiem deuteru i chromatografią gazową (GCMS) do analizy całkowitej lipogenezy de novo kwasów tłuszczowych w brunatnej tkance tłuszczowej in vivo.

Ilościowe oznaczanie syntezy kwasów tłuszczowych de novo w brunatnej tkance tłuszczowej przy użyciu tlenku deuteru

Prezentujemy protokół do bezpośredniej wizualizacji aktywności metabolicznej w komórkach regulowanych przez aminokwasy za pomocą mikroskopii stymulowanego rozpraszania Ramana (DO-SRS) z tlenkiem deuteru (ciężka wodaD2O), która jest zintegrowana z mikroskopią fluorescencyjną wzbudzenia dwufotonowego (2PEF).

Bioortogonalne obrazowanie chemiczne metabolizmu komórkowego regulowanego przez aminokwasy aromatyczne

Tutaj prezentujemy kompilację testów do bezpośredniego pomiaru funkcji mitochondriów w komórkach ssaków, niezależnie od ich zdolności do zużywania tlenu cząsteczkowego.

Testy niezależne od tlenu do pomiaru funkcji mitochondriów u ssaków

Tutaj szczegółowo prezentujemy protokół pomiarowy urządzenia ultradźwiękowego z dwukierunkową transmisją osiową (BDAT) i testujemy go w badaniu odtwarzalności, biorąc pod uwagę 14 zdrowych uczestników i 3 operatorów. Wiarygodność, mierzona za pomocą wewnątrzklasowych współczynników korelacji (ICC), była dobra lub doskonała dla czterech interesujących parametrów.

Ocena kory kostnej za pomocą ultradźwiękowych fal kierowanych: badanie odtwarzalności w zdrowej populacji

Procedura ta ma na celu identyfikację metabolitów przenoszonych z plemników do oocytów podczas zapłodnienia za pomocą znakowania stabilnymi izotopami za pomocą 2H2O lub U13C Glukozy, a następnie analizy metabolomicznej. Buhaje znakowane deuterem są kojarzone z matkami nieoznakowanymi. Pobrane zarodki przedimplantacyjne są analizowane za pomocą spektrometrii mas w celu oddzielenia metabolitów ojcowskich (deuterowanych) od matczynych (niedeuterowanych).

Znakowanie in vivo stabilnych izotopów do identyfikacji spektrometrii mas ojcowskich metabolitów przenoszonych z plemnika do oocytu podczas zapłodnienia

Poznaj nieinwazyjną metodę rozcieńczania tlenkiem deuteru do oceny składu ciała i spożycia wody u ssaków. Technika ta umożliwia badanie dzikich populacji bez konieczności stosowania znieczulenia.

Wykorzystanie tlenku deuteru jako nieinwazyjnego, nieśmiertelnego narzędzia do oceny składu ciała i spożycia wody przez ssaki

Przeglądaj więcej filmów