Name: Zmodyfikowany heterotopowy model płata kostno-skórnego kończyn tylnych u szczura do translacyjnych badań nad allotransplantacją unaczynionych kompozytów (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2019-04-26T14:00:00.000+00:00
Duration: 9 min 36 s
Description: Poznaj zmodyfikowany model heterotopowego przeszczepu płata kostno-skórnego kończyny tylnej szczura do badań nad odrzuceniem alloprzeszczepu. Ta metoda umożliwia szybsze operacje i analizę naczyniopatii.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Ta praca była wspierana przez Biuro Asystenta Sekretarza Obrony ds. Zdrowia poprzez Kongresowo Kierowany Program Badań Medycznych pod numerem nagrody W81XWH-13-2-0057. Opinie, interpretacje, wnioski i zalecenia są opiniami autorów i niekoniecznie są zatwierdzone przez Departament Obrony.

Wszystkie operacje na zwierzętach zostały przeprowadzone zgodnie z protokołami zatwierdzonymi przez Komitet ds. Opieki i Użytkowania Zwierząt Uniwersytetu w Louisville (protokół 18198 zatwierdzony przez IACUC) oraz Przewodnik National Institutes of Health (NIH) dotyczący opieki i użytkowania zwierząt laboratoryjnych10. Czteromiesięczny samiec rasy brązowo-norweskiej (RT1. An) i 4-miesięczny piesek Lewis (RT1. Al) szczury były wykorzystywane odpowiednio jako dawca i biorca VCA.
1. Pobieranie alloprzeszczepu dawcy
<ol>
	<li>Uspokaj zwierzę dawcy za pomocą odparowanego izofluranu podawanego przez komorę.</li>
	<li>Ogolić obszar dawczy przeszczepu (kończyna tylna), a także okolice pachwiny i brzucha. Następnie potraktuj kremem do depilacji, aby zmniejszyć ilość meszku pozostawionego przez maszynkę do strzyżenia.</li>
	<li>Głęboko znieczulić zwierzęta dawcy za pomocą dootrzewnowej (IP) ketaminy (60 mg/kg)/ksylazyny (15 mg/kg)/acepromazyny (2 mg/kg). Podawać dawkę początkową 0,2 ml/100 g masy ciała i dodatkowe dawki 0,2 ml co godzinę. Dla wygody można wykonać ten krok przed krokiem 2.</li>
	<li>Stale monitoruj zwierzęta pod narkozą pod kątem oddychania, temperatury ciała i głębokości znieczulenia, korzystając z testu odruchu odruchu odsuwania szczypania palców u stóp.</li>
	<li>Przed zabiegiem należy podać 30 j. roztworu heparyny podskórnie (SC) w okolicę karku, aby zapobiec zakrzepom.</li>
	<li>Noś maskę, nakrycie głowy, jednorazowy fartuch izolacyjny i jednorazowe rękawiczki.</li>
	<li>Umieść zwierzę dawcy na wznak na poduszce grzewczej. Stwórz sterylne pole operacyjne poprzez przygotowanie, szorowanie i udrapowanie obszaru operacyjnego, w tym zarówno brzusznej, jak i grzbietowej części nogi. Załóż sterylne rękawiczki.</li>
	<li>Wykonaj 3 cm nacięcie skóry we wklęsłości pachwiny za pomocą ostrza skalpela #15 i odbij bocznie pachwinową poduszeczkę tłuszczową za pomocą nożyczek do tęczówki.</li>
	<li>Odsłoń wspólne naczynia udowe i umieść druciany haczyk z elastyczną opaską, aby cofnąć mięśnie brzucha.</li>
	<li>Za pomocą mikroskopu preparacyjnego (40x) należy wyciąć szypułkę proksymalnie od pojawienia się wspólnych naczyń udowych pod więzadłem pachwinowym i dystalnie do zbiegu naczyń podkolanowych do przeszczepu.</li>
	<li>Za pomocą mikroklipsów i bipolarnych kleszczyków jubilerskich podwiązaj i podziel duże gałęzie tętnicze i żylne, takie jak boczne naczynia udowe obwodowe, powierzchowne naczynia nadbrzusza ogonowego, tętnica odpiszczelowa i proksymalne ogonowe naczynia udowe, aby zmobilizować główne naczynia udowe. Kauteryzuj wszelkie małe gałęzie za pomocą cienkich kleszczy bipolarnych.</li>
	<li>Wykonaj nacięcie skóry od środka poprzedniej skóry przeciętej wzdłuż brzusznej strony kończyny tylnej, do okolicy kostki, za pomocą nożyczek do tęczówki.</li>
	<li>Przetnij mięsień gracilis, a także inne mięśnie przywodzicieli pod nim, w pionie, aby odsłonić i podwiązać przyśrodkowe proksymalne naczynia kolanowe, głęboko rozgałęzione małe naczynia i nerw kulszowy. 
	nuta: W tym momencie, na osobnym stole operacyjnym, drugi chirurg powinien zaintubować i znieczulić (2,5%-3% izofluranu) zwierzę biorcze; Dzięki temu chirurdzy mogą przygotować miejsce operacji biorcy na czas do wszczepienia przeszczepu i zminimalizować czas niedokrwienia przeszczepu.</li>
	<li>Na zwierzęciu dawcy wykonaj obwodowe nacięcia skóry na poziomie kolana i kostki. Odłącz kolano i kostkę, usuń obce mięśnie i tkanki, a następnie wykonaj pionowe nacięcie skóry po grzbietowej stronie kończyny tylnej, aby uwolnić przeszczep. W tym miejscu przeszczep (złożony z kości strzałkowej i piszczelowej, pokryty powiązanymi mięśniami i wyspą skórną odżywianą przez jego perforatory) jest połączony tylko szypułką.</li>
	<li>Umieść małe zaciski jak najbardziej proksymalnie na tętnicy i żyle udowej i przetnij szypułkę jak najprężej, w pobliżu więzadła pachwinowego.</li>
	<li>Aby wypłukać przeszczep krwi, wstrzyknąć heparynizowaną sól fizjologiczną (30 U/ml) do tętnicy udowej za pomocą kaniuli płuczącej 27 G. 
	nuta: Rozszerzenie tętnicy przed płukaniem heparyną umożliwia łatwy dostęp do wprowadzenia kaniuli. Podczas płukania należy uważnie monitorować odpływ z żyły udowej. Gdy przezroczysty płyn opuści żyłę udową, zatrzymaj płukanie.</li>
	<li>Owiń wyizolowany przeszczep w ciepłą gazę nasączoną solą fizjologiczną i natychmiast przetransportuj go na stół biorcy. W tym czasie miejsce operacyjne biorcy powinno być już przygotowane do zespolenia naczyniowego.</li>
	<li>Po pobraniu przeszczepu należy natychmiast poddać szczura dawcy eutanazji za pomocą odmy opłucnowej.</li>
</ol>
2. Operacja transplantacji biorcy
<ol>
	<li>Po indukcji sedacji za pomocą odparowanego izofluranu podawanego przez komorę, należy głęboko znieczulić zwierzę biorcy za pomocą rurki dotchawiczej sterowanej respiratorem i 2,5%-3% izofluranu. 
	nuta: Na tym etapie szczur dawca jest nadal znieczulony.</li>
	<li>Stale monitoruj tętno, częstość oddechów, temperaturę ciała i głębokość znieczulenia zwierzęcia biorcy, korzystając z testu odruchu odruchu wycofania palca u nogi.</li>
	<li>Aby zapobiec odwodnieniu i hipoglikemii, należy wstrzyknąć 2 ml roztworu Ringera z mleczanami i 2,5% dekstrozy podskórnie na początku i kolejne 2 ml na końcu operacji.</li>
	<li>Ogol obszar pachwiny, a następnie potraktuj kremem do depilacji, aby zmniejszyć ilość meszków pozostawionych przez maszynki do strzyżenia.</li>
	<li>Noś maskę, nakrycie głowy, jednorazowy fartuch izolacyjny i sterylne rękawiczki.</li>
	<li>Połóż zwierzę na wznak na poduszce grzewczej. Zastosuj maść okulistyczną, aby zapobiec otarciom rogówki podczas znieczulenia. Wytwórz sterylne pole chirurgiczne, przygotowując, szorując i udrapując obszar operacyjny.</li>
	<li>Wykonaj 3 cm nacięcie skóry we wklęsłości pachwiny za pomocą ostrza skalpela #15 i odbij bocznie pachwinową poduszeczkę tłuszczową za pomocą nożyczek do tęczówki.</li>
	<li>Odsłoń wspólne naczynia udowe i umieść druciany haczyk z elastyczną opaską, aby cofnąć mięśnie brzucha.</li>
	<li>Liguj i dziel gałęzie Murphy'ego.</li>
	<li>Za pomocą nylonowych szwów przerywanych 10-0 zespolej naczynia dawcze z naczyniami biorczymi za pomocą techniki żylnej od końca do boku i techniki tętniczej od końca do końca. Stopniowo uwalniaj zaciski z tętnicy, a następnie z żyły. Monitoruj miejsca zespolenia pod kątem krwawienia i w razie potrzeby dodaj dodatkowe szwy.</li>
	<li>Wizualna ocena zespolenia naczyniowego w celu zapewnienia skutecznej reperfuzji przeszczepu.</li>
	<li>Umieść przeszczep w kieszonce pachwinowej i ustaw go do góry nogami, tak aby staw skokowy był górny, a staw kolanowy dolny.</li>
	<li>Za pomocą szwów podwijających przymocuj przeszczep do sąsiednich mięśni. Zamknij skórę za pomocą przerwanego poziomego materaca wchłanialne szwy 4-0.</li>
	<li>Usunąć zwierzę biorcy ze znieczulenia i odłączyć je od respiratora. Umieść zwierzę na poduszce grzewczej w celu wsparcia termicznego. 
	nuta: Całkowity czas operacji wynosi od 3 do 4 godzin, w zależności od doświadczenia chirurga i znajomości zabiegu chirurgicznego.</li>
	<li>Meloksykam (1 mg/kg) należy podawać podskórnie w celu złagodzenia bólu i obserwować do momentu, aż zwierzę w pełni wyzdrowieje i będzie w pełni mobilne.</li>
</ol>
3. Monitorowanie odbiorcy VCA
<ol>
	<li>Trzymaj szczury biorcę pojedynczo i monitoruj je codziennie pod kątem klinicznych objawów bólu, odwodnienia, utraty masy ciała i zmniejszonej aktywności, a także niepowodzenia chirurgicznego (przez pierwsze 48-72 godziny) lub odrzucenia. Meloksykam należy podawać podskórnie (1 mg/kg mc.) dziennie przez pierwsze 3 dni w celu złagodzenia bólu.</li>
	<li>Na podstawie punktu końcowego badania wybierz lek immunosupresyjny, który ma być podawany.</li>
</ol>
4. Histologia
<ol>
	<li>W znieczuleniu wziewnym izofluranem (2,5%-3%) należy pobrać seryjne biopsje skóry i mięśni znajdujących się pod nią od dawcy w pożądanych punktach czasowych. Przed uzyskaniem biopsji należy wyszorować i udrapować skórę, a następnie wykonać sterylne pole i technikę.</li>
	<li>Zamknij ranę jednym lub dwoma szwami, używając wchłanialnych szwów 4-0. Umieść zwierzę z powrotem w klatce i pozwól mu dojść do siebie po znieczuleniu.</li>
	<li>Utrwal biopsyjne tkanki w oddzielnych probówkach w 10% formalinie.</li>
	<li>W końcowym punkcie czasowym i w znieczuleniu wziewnym izofluranem (2,5%-3%) należy wykonać większą biopsję skóry, która obejmuje granicę dawca/biorca. Ostrożnie zlokalizuj parę smyczy naczyń w miejscu zespoleń; Prawidłowe miejsce będzie widoczne dzięki szwom. Pobrać żądane próbki naczyń z tętnicy i/lub żyły. Utrwal wszystkie próbki osobno w 10% formalinie. Po pobraniu próbek tkanek, gdy zwierzę jest jeszcze pod narkozjozjozą, należy natychmiast poddać zwierzę eutanazji przez odmę opłucnową.</li>
	<li>Używając procesora tkanek (lub innej preferowanej techniki osadzania), każda biopsja jest osadzana w parafinie we własnym bloku. W przypadku próbek skóry należy ustawić tkankę tak, aby wszystkie warstwy naskórka i skóry właściwej były widoczne w jednym plasterku. W przypadku próbek z naczyń należy ustawić je w taki sposób, aby można było uzyskać przekroje poprzeczne.</li>
	<li>Za pomocą mikrotomu wyciąć odcinki o grubości 6 μm i nałożyć je na szkiełka do barwienia hematoksyliną i eozyną (H&E).</li>
	<li>Plama dla BHP przy użyciu standardowego protokołu.</li>
	<li>Uzyskaj reprezentatywne obrazy wszystkich pożądanych próbek tkanek za pomocą technik mikroskopii jasnego pola.</li>
</ol>

<ol><li>Gilbert Fernandez, J. J., Febres-Cordero, R. G., Simpson, R. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+Untold+Story+of+the+First+Hand+Transplant%3A+Dedicated+to+the+Memory+of+one+of+the+Great+Minds+of+the+Ecuadorian+Medical+Community+and+the+World%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Reconstructive+Microsurgery%22%5BJournal%5D)">The Untold Story of the First Hand Transplant: Dedicated to the Memory of one of the Great Minds of the Ecuadorian Medical Community and the World.</a> Journal of Reconstructive Microsurgery. , (2018).</li>
<li>Dubernard, J. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Human+hand+allograft%3A+report+on+first+6+months%5BTitle%5D)+AND+%22Lancet%22%5BJournal%5D)">Human hand allograft: report on first 6 months.</a> Lancet. 353 (9161), 1315-1320 (1999).</li>
<li>Jones, J. W., Gruber, S. A., Barker, J. H., Breidenbach, W. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Successful+hand+transplantation.+One-year+follow-up.+Louisville+Hand+Transplant+Team%5BTitle%5D)+AND+%22The+New+England+Journal+of+Medicine%22%5BJournal%5D)">Successful hand transplantation. One-year follow-up. Louisville Hand Transplant Team.</a> The New England Journal of Medicine. 343 (7), 468-473 (2000).</li>
<li>Devauchelle, B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((First+human+face+allograft%3A+early+report%5BTitle%5D)+AND+%22Lancet%22%5BJournal%5D)">First human face allograft: early report.</a> Lancet. 368 (9531), 203-209 (2006).</li>
<li>Broyles, J. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Functional+abdominal+wall+reconstruction+using+an+innervated+abdominal+wall+vascularized+composite+tissue+allograft%3A+a+cadaveric+study+and+review+of+the+literature%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Reconstructive+Microsurgery%22%5BJournal%5D)">Functional abdominal wall reconstruction using an innervated abdominal wall vascularized composite tissue allograft: a cadaveric study and review of the literature.</a> Journal of Reconstructive Microsurgery. 31 (1), 39-44 (2015).</li>
<li>Kollar, B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Innovations+in+reconstructive+microsurgery%3A+Reconstructive+transplantation%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Surgical+Oncology%22%5BJournal%5D)">Innovations in reconstructive microsurgery: Reconstructive transplantation.</a> Journal of Surgical Oncology. 118 (5), 800-806 (2018).</li>
<li>Kaufman, C. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Graft+vasculopathy+in+clinical+hand+transplantation%5BTitle%5D)+AND+%22American+Journal+of+Transplantation%22%5BJournal%5D)">Graft vasculopathy in clinical hand transplantation.</a> American Journal of Transplantation. 12 (4), 1004-1016 (2012).</li>
<li>Brandacher, G., Grahammer, J., Sucher, R., Lee, W. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Animal+models+for+basic+and+translational+research+in+reconstructive+transplantation%5BTitle%5D)+AND+%22Birth+Defects+Research+Part+C%3A+Embryo+Today%22%5BJournal%5D)">Animal models for basic and translational research in reconstructive transplantation.</a> Birth Defects Research Part C: Embryo Today. 96 (1), 39-50 (2012).</li>
<li>Kaufman, C. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Immunobiology+in+VCA%5BTitle%5D)+AND+%22Transplantation+International%22%5BJournal%5D)">Immunobiology in VCA.</a> Transplantation International. 29 (6), 644-654 (2016).</li>
<li>Committee for the Update of the Guide for the Care and Use of Laboratory Animals, Institute for Laboratory Animal Research, Division on Earth and Life Studies, National Research Council of the National Academies. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=%22Guide+for+the+Care+and+Use+of+Laboratory+Animals%2C+8th+edition%22">Guide for the Care and Use of Laboratory Animals, 8th edition</a>. , National Academies Press. Washington, DC. (2011).</li>
<li>Nazzal, J. A., Johnson, T. S., Gordon, C. R., Randolph, M. A., Lee, W. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Heterotopic+limb+allotransplantation+model+to+study+skin+rejection+in+the+rat%5BTitle%5D)+AND+%22Microsurgery%22%5BJournal%5D)">Heterotopic limb allotransplantation model to study skin rejection in the rat.</a> Microsurgery. 24 (6), 448-453 (2004).</li>
<li>Ulusal, A. E., Ulusal, B. G., Hung, L. M., Wei, F. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Heterotopic+hindlimb+allotransplantation+in+rats%3A+an+alternative+model+for+immunological+research+in+composite-tissue+allotransplantation%5BTitle%5D)+AND+%22Microsurgery%22%5BJournal%5D)">Heterotopic hindlimb allotransplantation in rats: an alternative model for immunological research in composite-tissue allotransplantation.</a> Microsurgery. 25 (5), 410-414 (2005).</li>
</ol>

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Opracowując ten model VCA, wzięto pod uwagę kilka kluczowych kwestii. Po pierwsze, ważne było, aby w przeszczepie uwzględnić nienaruszoną kość (piszczel i strzałkową), szpik kostny i skórę. Podczas gdy kliniczne przeszczepy rąk od dorosłych dawców nie przenoszą znacznych ilości aktywnie krwiotwórczego szpiku, badania nad rolą niszy szpiku kostnego są lepiej odzwierciedlone przy użyciu nienaruszonej, unaczynionej kości, a nie przeciętej kości długiej, co powoduje zwłóknienie odsłoniętego szpiku. Co więcej, zamknięta konst...

Chirurgia rekonstrukcyjna w przypadku katastrofalnej utraty tkanki spowodowanej amputacją, urazami spowodowanymi wybuchem, nowotworami złośliwymi i wadami wrodzonymi są ograniczone przez dostępność tkanek od pacjenta i dodatkową chorobę spowodowaną w miejscu dawczym. W niektórych przypadkach, takich jak ofiary oparzeń lub osoby po amputacji czworobocznej, żywa tkanka do rekonstrukcji nie jest dostępna od pacjenta. W 1964 roku w Ekwadorze przeprowadzono pierwszy nowoczesny przeszczep ręki. Chociaż był to sukces techniczny, dostępna w tamtym czasie immunosupresja była niewystarczająca, aby zapobiec odrzuceniu, a przeszczep został utracony w czasie krótszym niż 3 tygodnie1. W latach 1998 i 1999 pierwsze przeszczepy ręki w nowoczesnej erze immunosupresji przeprowadzono w Lyonie we Francji2 i Louisville, Kentucky, USA3. Po raz pierwszy chirurdzy rekonstrukcyjni mogli zastąpić podobne podobnym. Przeszczep twarzy został po raz pierwszy wykonany w 2005 roku4, a obecnie rutynowo wykonuje się szereg innych przeszczepów VCA, takich jak ściana brzucha5, przeszczepy macicy i układu moczowo-płciowego6.
W przeciwieństwie do przeszczepu narządów stałych, większość technik VCA wiąże się z obecnością wysoce antygenowej skóry dawcy. Doświadczenie kliniczne wykazało, że ostre odrzucenie skóry jest stosunkowo łatwe do opanowania, ale może przyczyniać się do chronicznego odrzucania leżących poniżej tkanek i naczyń, które nie reagują dobrze na leczenie7. Dysfunkcja naczyń krwionośnych związana z odpowiedzią alloimmunologiczną jest bardziej złowieszczą przeszkodą dla pola VCA7. Makrowaskulopatie prowadzą do deficytów perfuzji, opóźnionego gojenia i stanów prozapalnych. Zarówno zlewająca się agresywna waskulopatia dużych naczyń, jak i ogniskowy przerost błony wewnętrznej występują u biorców przeszczepu dłoni7. Ponadto mikrowaskulopatie prawdopodobnie również przyczyniają się do powikłań VCA, a nawet mogą prowadzić do odrzucenia. Chociaż zarówno czynniki immunologiczne, jak i nieimmunologiczne prawdopodobnie odgrywają rolę w unaczynieniu biorców przeszczepu dłoni, specyficzne mechanizmy sprzyjające dysfunkcji dystalnych naczyń w VCA nie są znane, szczególnie w kontekście przewlekłego odrzucenia o niskim stopniu złośliwości. Te pytania bez odpowiedzi wymagają opracowania zwierzęcego modelu VCA, który pozwoli na seryjną ocenę przeszczepu podczas klinicznego przebiegu odrzucania/podtrzymywania VCA i waskulopatii. Taki model zapewni wgląd w odrzucenie i waskulopatię w obliczu immunosupresji, prowokacji infekcyjnej i/lub innego pooperacyjnego urazu8,9.
Prezentowany tutaj jest allogeniczny szczur VCA heterotopowy model płata kostno-skórnego kończyny tylnej. Opierając się na wcześniej opublikowanych modelach VCA, procedura ta jest technicznie łatwa do wykonania, powtarzalna w dużej liczbie i wykazuje minimalną zachorowalność i dyskomfort dla zwierzęcia biorcy. Model ten został zaprojektowany, aby umożliwić kliniczną i histopatologiczną ocenę akceptacji i odrzucenia VCA oraz daje możliwość oceny podstawowych mechanizmów immunologicznych i nieimmunologicznych zaangażowanych w odrzucenie.

<table><tbody><tr><td>Acepromazyna</td><td>Henry Schein</td><td>5700850</td><td></td></tr><tr><td>Adventitia Nożyczki</td><td>ASSI&nbsp;</td><td></td><td></td>SAS15R8</tr><tr><td>Zacisk aproksymatora (podwójny)</td><td>ASSI</td><td>ABB2V, ABB22V</td><td></td></tr><tr><td>Zacisk aproksymatora (pojedynczy)</td><td>FST</td><td>00398-02</td><td></td></tr><tr><td>Zacisk Kleszczyk do nakładania</td><td>ASSI&nbsp;</td><td>CAF4</td><td></td></tr><tr><td>Nożyczki preparacyjne</td><td>ASSI</td><td>SDS18R8</td><td></td></tr><tr><td>igła do płukania 27 G</td><td>SAI</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Heparyna Spod sodu</td><td></td><td>25021-400-30</td><td></td></tr><tr><td>Izofluran</td><td>Patterson Weterynaryjny</td><td>14043-704-06</td><td></td></tr><tr><td>Jubilerzy Bipolarni</td><td>ASSI</td><td>103000BPS03</td><td></td></tr><tr><td>Kleszcze jubilerskie #3</td><td>FST</td><td>11231-30</td><td></td></tr><tr><td>Ketamina HCl 100 mg/ml</td><td>Zoetis</td><td>043-304</td><td>DEA Wymagana licencja</td></tr><tr><td>Lactated Ringer Solution</td><td>Hospira</td><td>0409-7953-03</td><td></td></tr><tr><td>Lactany roztwór Ringera + 5% dekstroza</td><td>Hospira</td><td>0409-7953-09</td><td></td></tr><tr><td>Meloxicam</td><td>Henry Schein</td><td>11695-6925-2</td><td></td></tr><tr><td>Mikrokleszczyki</td><td>ASSI&nbsp;</td><td>JFAL3</td><td></td></tr><tr><td>Mikro uchwyt na igły</td><td>ASSI</td><td>B138</td><td></td></tr><tr><td>Prograf (takrolimus) 5 mg/ml</td><td>Astellas</td><td>0469-3016-01</td><td></td></tr><tr><td>Szew, 10-0 Prolene</td><td>Ethicon</td><td>W2790</td><td>lub 10-0 Ethilon (2830)Szew</td></tr><tr><td>, 4-0 Powlekany Vicryl</td><td>Ethicon</td><td>J714D</td><td></td></tr><tr><td>Kleszczyki do rozszerzania naczyń</td><td>ASSI</td><td>D5AZ</td><td></td></tr><tr><td>Ksylazyna</td><td>VetOne</td><td>13985-612-50</td><td></td></tr></tbody></table>

zmodyfikowany heterotopowy model płata kostno-skórnego kończyn tylnych u szczura do translacyjnych badań nad allotransplantacją unaczynionych kompozytów

Modified Heterotopic Hindlimb Osteomyocutaneous Flap Model in the Rat for Translational Vascularized Composite Allotransplantation Research

Unaczyniona allotransplantacja kompozytowa (VCA) to stosunkowo nowa dziedzina w chirurgii rekonstrukcyjnej. Osiągnięcia kliniczne w VCA u ludzi obejmują przeszczepy dłoni i twarzy, a ostatnio także przeszczepy ścian jamy brzusznej, macicy i układu moczowo-płciowego. Wyniki funkcjonalne przekroczyły początkowe oczekiwania, a większość biorców cieszy się poprawą jakości życia. Jednak w miarę gromadzenia się doświadczenia klinicznego należy zająć się przewlekłym odrzuceniem i powikłaniami związanymi z immunosupresją. W wielu przypadkach, w których przeszczepy nie powiodły się, patologią przyczynową była waskulopatia niedokrwienna. <span style="font-size: 11pt; line-height: 115%; font-family: Arial, sans-serif; color: rgb(41, 43, 49); background-image: initial; background-position: initial; background-size: initial; background-repeat: initial; background-attachment: initial; background-origin: initial; background-clip: initial;">Biologiczne mechanizmy ostrego i przewlekłego odrzucenia związanego z VCA, zwłaszcza waskulopatii niedokrwiennej, są ważnymi obszarami badań. Jednak ze względu na bardzo małą liczbę pacjentów z VCA, ocena proponowanych mechanizmów jest lepiej uwzględniona w modelu eksperymentalnym. Wiele grup wykorzystało modele zwierzęce, aby odpowiedzieć na niektóre z istotnych nierozwiązanych pytań dotyczących odrzucenia VCA i waskulopatii. W literaturze opisano kilka projektów modeli obejmujących różne gatunki. W tym miejscu przedstawiamy powtarzalny model heterotopowego płata kostno-mięśniowo-skórnego kończyny tylnej VCA u szczura, który można wykorzystać do translacyjnych badań VCA. Model ten pozwala na seryjną ocenę przeszczepu, w tym biopsje i różne metody obrazowania, przy zachowaniu niskiego poziomu zachorowalności.

Szczurzy model heterotopowej płata kostno-mięśniowo-skórnego kończyny tylnej VCA umożliwia długotrwałe przeżycie allograftu w warunkach immunosupresji. Model ten jest wiarygodny, powtarzalny i prosty w wykonaniu. Płat jest dobrze ukryty w okolicy pachwinowej i wiąże się z minimalną zachorowalnością oraz dyskomfortem dla zwierzęcia. Stan skóry jest klinicznym przejawem przeżycia lub odrzucenia allograftu (Rycina 1). Konstrukcja płata pozwala na ogólną obserwację kliniczną i stwarza możliwość ...

Unaczyniony kompozytowy przeszczep allogeniczny oferuje korzyści zmieniające życie biorcom przeszczepów, ale biologiczne przyczyny odrzucenia przeszczepu i waskulopatii pozostają słabo poznane. Przedstawiony tutaj model chirurgiczny gryzoni oferuje powtarzalny, klinicznie istotny model przeszczepu, umożliwiając naukowcom ocenę zdarzeń odrzucenia przeszczepu i potencjalnych strategii terapeutycznych zapobiegających ich wystąpieniu.

Zmodyfikowany heterotopowy model płata kostno-skórnego kończyn tylnych u szczura do translacyjnych badań nad allotransplantacją unaczynionych kompozytów

Vascularized composite allotransplantation (VCA) is a relatively new field in the reconstructive surgery. Clinical achievements in human VCA include hand ...

Niewielka liczba unaczynionych allotransplantacji kompozytowych wykonywanych klinicznie wymaga wiarygodnego, powtarzalnego modelu zwierzęcego w celu zbadania podstawowych przyczyn odrzucenia przeszczepu. W modelu obecne są klinicznie istotne tkanki, takie jak skóra, mięśnie i kości. Dodatkowo, niefunkcjonalny charakter naszego modelu pozwala na szybszą operację, krótszy czas niedokrwienia płata i niższą chorobowość w porównaniu z ortotopowymi modelami VCA.U biorców przeszczepu ręki waskulopatia naczyń dawczych może prowadzić do całkowitego zamknięcia naczyń i niedokrwiennego uszkodzenia przeszczepionej ręki. Model ten jest narzędziem do badania rozwoju tych zdarzeń naczyniowych. Przed przystąpieniem do tego modelu chirurgicznego główny chirurg powinien być zaznajomiony i biegły w technikach chirurgii makronaczyniowej.Jest to skomplikowana i długa procedura. Demonstracja wizualna pomoże innym laboratoriom odpowiednio się przygotować i zrozumieć etapy operacji. Aby rozpocząć, najpierw zbierz tylną kończynę szczura dawcy, wykonując nacięcie skóry we wklęsłości pachwiny, odsłaniając naczynia udowe.Wykonaj brzuszne nacięcie skóry, które pomoże w rozcięciu szypułki. Po rozczłonkowaniu kolana i kostki należy wykonać nacięcia skóry grzbietowej, przeciąć szypułkę, aby uwolnić przeszczep i natychmiast przetransportować przeszczep na stół chirurgiczny biorcy, gdzie z wyprzedzeniem przygotowuje się miejsce operacyjne zwierzęcia biorcy, aby zminimalizować czas niedokrwienia przeszczepu. Na zwierzęciu biorcy należy odsłonić i wypreparować naczynia udowe jak poprzednio, a następnie zespoleć przeszczep, żyłę koniec do boku, tętnicę koniec do końca.Umieść przeszczep w kieszonce pachwinowej i ustaw go do góry nogami. Na koniec zszyj skórę. Aby rozpocząć procedurę, ogol znieczulonego szczura dawcy, a następnie użyj kremu do depilacji.Wstrzyknąć 30 jednostek heparyny podskórnie w okolicę karku. Umieść zwierzę na wznak na poduszce grzewczej i wytwórz sterylne pole operacyjne, przygotowując, szorując i układając obszar operacyjny, w tym grzbietową stronę nogi. Użyj ostrza skalpela nr 15, aby wykonać 3-centymetrowe nacięcie skóry we wklęsłości pachwiny szczura dawcy.Użyj nożyczek do tęczówki, aby bocznie odbić pachwinową poduszeczkę tłuszczową. Za pomocą wycięcia za pomocą bawełnianego wacika odsłonić wspólne naczynia udowe, a następnie umieścić druciany haczyk z elastyczną opaską, aby cofnąć mięśnie brzucha. Pod mikroskopem preparacyjnym o powiększeniu do 40x użyj mikronożyczek, prostych kleszczy jubilerskich numer trzy i kleszczy pod kątem 55 stopni, aby wypreparować szypułkę proksymalnie od pojawienia się wspólnych naczyń udowych pod więzadłem pachwinowym i dystalnie do zbiegu naczyń podkolanowych do przeszczepu.Za pomocą mikroklipsów i bipolarnych kleszczy jubilerskich podwiązaj i podziel duże gałęzie tętnicze i żylne, aby zmobilizować główne naczynia udowe. Użyj cienkich kleszczy bipolarnych, aby kauteryzować małe gałęzie. Użyj nożyczek tęczówki, aby wykonać nacięcie skóry od środka poprzedniej skóry przeciętej wzdłuż brzusznej strony kończyny tylnej do okolicy kostki.Przetnij mięsień gracilis i inne mięśnie przywodzicieli pod nim w pionie, aby odsłonić i podwiązać przyśrodkowe proksymalne naczynia kolanowe, głęboko rozgałęzione małe naczynia i nerw kulszowy. W tym momencie, na oddzielnym stole operacyjnym, drugi chirurg powinien zaintubować i znieczulić zwierzę biorcy, aby przygotować miejsce operacji biorcy na czas do umieszczenia przeszczepu i zminimalizować czas niedokrwienia przeszczepu. Wykonaj obwodowe nacięcia skóry na poziomie kolana i kostki, rozłącz kolano i kostkę oraz usuń obce mięśnie i tkanki.Wykonaj pionowe nacięcie skóry po grzbietowej stronie kończyny tylnej, aby uwolnić przeszczep, składający się z kości strzałkowej i piszczelowej, a teraz połączony tylko szypułką. Umieść małe zaciski jak najbardziej proksymalnie na tętnicy i żyle udowej i przetnij szypułkę jak najbliżej więzadła pachwinowego. Użyj kaniuli płuczącej o rozmiarze 27 rozmiarów, aby wstrzyknąć heparynizowaną sól fizjologiczną do tętnicy udowej w celu wypłukania przeszczepu krwi.Wyizolowany przeszczep należy zawinąć w ciepłą gazę nasączoną solą fizjologiczną i natychmiast przetransportować na stół ze zwierzęciem biorcą, przy czym pole operacyjne jest już przygotowane do zespolenia naczyniowego. Zaintubuj szczura biorcę i głęboko znieczul 2,5 do 3% odparowanego izofluranu, zrównoważonego jednym litrem tlenu na minutę. Połóż zwierzę na wznak na poduszce grzewczej, a następnie wyszoruj i udrapuj miejsce operacji.Podczas gdy pierwszy chirurg pracuje nad uwolnieniem przeszczepu od zwierzęcia dawcy, użyj ostrza skalpela nr 15, aby wykonać trzycentymetrowe nacięcie skóry we wklęsłości pachwiny znieczulonego szczura biorcy. Użyj nożyczek do tęczówki, aby bocznie odbić pachwinową poduszeczkę tłuszczową. Po odsłonięciu wspólnych naczyń udowych w taki sam sposób, jak w przypadku zwierzęcia dawcy, umieść druciany haczyk z elastyczną opaską, aby cofnąć mięśnie brzucha.Następnie podwiązaj i podziel gałęzie Murphy'ego. Za pomocą nylonowych szwów przerywanych 10-0, zespolenia naczyń dawczych. Do naczyń biorczych techniką żylną od końca do boku.Następnie należy wykonać zespolenie tętnicze techniką end-to-end. Po stopniowym zwalnianiu zacisków należy monitorować miejsca zespolenia pod kątem krwawienia i w razie potrzeby założyć dodatkowe szwy. Aby zapewnić skuteczną reperfuzję przeszczepu, należy wizualnie ocenić zespolenie naczyniowe.Następnie włóż przeszczep do kieszonki pachwinowej i ustaw go do góry nogami, tak aby staw skokowy był górny, a staw kolanowy dolny. Użyj szwów podwijających, aby przymocować przeszczep do sąsiednich mięśni. Na koniec zamknij skórę za pomocą przerywanych poziomych szwów 4-0 wchłanianych przez skórę w materacu i kontynuuj pielęgnację pooperacyjną zgodnie z opisem w manuskrypcie.Szczurzy model heterotopowego płata kostno-skórnego kończyn tylnych VCA pozwala na długoterminowe przeżycie alloprzeszczepu przy immunosupresji. Klapa jest dobrze ukryta w okolicy pachwiny i zapewnia zwierzęciu minimalną zachorowalność i dyskomfort. Po przerwaniu leczenia immunosupresyjnego przeszczep został odrzucony.Obrazy dopplerowskie przeszczepu allogenicznego pokazują przejście od minimalnej obfitości krwi bezpośrednio po VCA do pełnej rewaskularyzacji płata w 64 dniu. Biopsja skóry alloprzeszczepu syngenicznego w 45. dniu wykazuje prawidłową morfologię składników skóry, podczas gdy w allogenicznym alloprzeszczepie allogenicznym dochodzi do atrofii i nacieku komórek jednojądrzastych w wyniku odrzucenia w 75. dniu leczonego codziennie mniejszą dawką leku immunosupresyjnego. Biopsja mięśnia syngenicznego przeszczepu allogenicznego w 45. dniu wykazuje prawidłową morfologię, podczas gdy zanik mięśni i naciek komórek jednojądrzastych są widoczne w allogenicznym alloprzeszczepie w przypadku odrzucenia w 98. dniu, leczonego codziennie mniejszą dawką leku immunosupresyjnego.Biopsja tętnicy udowej syngenicznego przeszczepu allogenicznego w 45. dniu wykazuje prawidłową morfologię tętnicy, w przeciwieństwie do tętnicy udowej allogenicznego allogenicznego przeszczepu w przypadku odrzucenia w 98. dniu, leczonej codziennie mniejszą dawką leku immunosupresyjnego. Model ten zapewnia narzędzie do testowania wpływu ostrego odrzucenia, przewlekłego odrzucenia i czynników środowiskowych, takich jak infekcje i zniewagi chirurgiczne, na rozwój waskulopatii. Leki immunosupresyjne są niezbędne do długotrwałego przeżycia przeszczepu.Leki te są niebezpieczne chemicznie i należy obchodzić się z nimi ostrożnie i stosować odpowiednie środki ochrony personelu.

modified-heterotopic-hindlimb-osteomyocutaneous-flap-model-rat-for

Research

JoVE Journal

Medicine

Medycyna

W niniejszej pracy opisujemy procedurę ortotopowego przeszczepienia kończyny tylnej szczura, która wydaje się być złotym standardem modelu in vivo w badaniach nad allotransplantacją tkanek złożonych.

Ortotopowe przeszczepianie kończyny tylnej u szczurów

Darmowy transfer tkanek jest szeroko stosowany w chirurgii rekonstrukcyjnej w celu przywrócenia formy i funkcji po resekcji onkologicznej i urazu. Wstępne przygotowanie tej tkanki przed operacją może poprawić wyniki. W tym artykule opisano płat mięśniowo-skórny poprzeczny mięśnia prostego brzucha (TRAM) in situ u szczurów jako sposób na przetestowanie strategii kondycjonowania wstępnego.

In situ Płat mięśniowo-skórny mięśnia prostego brzucha: szczurzy model uszkodzenia reperfuzyjnego niedokrwienia mięśni i skóry

Unaczynione allotransplantacje kompozytowe (VCA) stały się kliniczną rzeczywistością. Jednak szerokie zastosowanie kliniczne VCA jest ograniczone przez przewlekłą wielolekową immunosupresję. Autorzy prezentują wiarygodny i powtarzalny duży model zwierzęcy do tłumaczenia nowych strategii immunomodulacyjnych, które mogą zminimalizować lub potencjalnie wyeliminować potrzebę immunosupresji w VCA.

Zmodyfikowany heterotopowy model przeszczepu kończyn tylnych świń do badań nad translacyjną unaczynioną allotransplantacją kompozytową (VCA)

Ten nowatorski model do ortotopowego przeszczepu kończyn tylnych u myszy, wykorzystujący technikę mankietu bez szwów do zespolenia supermikronaczyniowego, stanowi potężne narzędzie do mechanistycznych badań immunologicznych in vivo związanych z unaczynioną allotransplantacją kompozytową (VCA).

Ortotopowy przeszczep kończyn tylnych u myszy

Obecnie każdy rodzaj unaczynionej allotransplantacji kompozytowej zależy od długotrwałej immunosupresji, co jest trudne do wsparcia w przypadku wskazań niekrytycznych dla życia. Przedstawiamy nowy model VCA kości piszczelowej świni, który można wykorzystać do badania VCA kości i zademonstrowania zastosowania angiogenezy chirurgicznej w celu utrzymania żywotności kości bez konieczności długotrwałej modulacji immunologicznej.

Angiogeneza chirurgiczna w allotransplantacji kości piszczelowej świń: nowy model allotransplantacji kompozytowej z unaczynionymi kośćmi dużych zwierząt

Ten artykuł opisuje kroki wymagane do podniesienia wolnego płata powięziowo-skórnego nadbrzusza i przeniesienia go na szyję u szczura.

Model swobodnego transferu tkanek: wolny płat nadbrzusza szczura

Ten protokół przedstawia solidny, powtarzalny model unaczynionego kompozytowego allotransplantu (VCA) nastawiony na jednoczesne badanie immunologii i funkcjonalnego odzyskiwania. Czas zainwestowany w skrupulatną technikę przeszczepu ortotopowego prawej kończyny tylnej w połowie uda z ręcznie szytymi zespoleniami naczyniowymi i koaaptacją neuronalną daje możliwość badania funkcjonalnej regeneracji.

Kolejny krok: ortotopowy model przeszczepu kończyn tylnych z koaaptacją neuronalną w celu maksymalizacji powrotu do sprawności u szczura

Ten artykuł przedstawia częściowy protokół heterotopowego przeszczepu płata kostno-skórnego u szczurów i jego potencjalne wyniki w obserwacji średnioterminowej.

Częściowy heterotopowy model przeszczepu kończyn tylnych u szczurów

Obecny protokół opisuje model płata powięziowo-skórnego świń i jego potencjalne zastosowanie w badaniach nad unaczynionymi tkankami kompozytowymi.

Niezawodny model płata powięziowo-skórnego świni do badań bioinżynieryjnych unaczynionych kompozytowych przeszczepów allogenicznych

Przedstawiamy powtarzalny model myszy heterotopowej allotransplantacji naczyń tylnych kończyn do szyi, unaczynionej allotransplantacji. Ten protokół supermikrochirurgiczny, obejmujący anastomozę naczyń o średnicy 0,3-0,5 mm, integruje naprowadzanie z włókna nylonowego oraz mankietowanie żylne. Stanowi wiarygodną platformę do badań translacyjnych nad tolerancją, uszkodzeniem niedokrwienia i reperfuzją oraz mechanizmami immunologicznymi w naczyniowej allotransplantacji złożonej.

Heterotopowa transplantacja kończyny tylnej do szyi u myszy: supermikrochirurgiczny model unaczynionej alotransplantacji kompozytowej

Poznaj zmodyfikowany model heterotopowego przeszczepu płata kostno-skórnego kończyny tylnej szczura do badań nad odrzuceniem alloprzeszczepu. Ta metoda umożliwia szybsze operacje i analizę naczyniopatii.

Zmodyfikowany heterotopowy model płata kostno-skórnego kończyn tylnych u szczura do translacyjnych badań nad allotransplantacją unaczynionych kompozytów (Wideo) | JoVE Journal

Zmodyfikowany heterotopowy model płata kostno-skórnego kończyn tylnych u szczura do translacyjnych badań nad allotransplantacją unaczynionych kompozytów

Przeglądaj więcej filmów