Name: Techniki sekcji zwłok wścieklizny u dużych i małych zwierząt (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2019-07-30T13:00:00.000+00:00
Duration: 6 min 56 s
Description: Naucz się bezpiecznych technik sekcji zwłok małych i dużych zwierząt w celu pobierania próbek do badań na wściekliznę. Metody te minimalizują ryzyko zakażenia zoonotycznego i zapobiegają powstawaniu aerozoli.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Jesteśmy wdzięczni Departamentowi Zdrowia Stanu Nowy Jork Wadsworth Center za wsparcie tego projektu. Chcielibyśmy również podziękować za wsparcie ze strony Amy Willsey i Franka Blaisdella z Departamentu Zdrowia Wadsworth Center i LL Ranch, Altamont, NY.

Wszystkie opisane metody zostały zatwierdzone przez Wadsworth Center Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC).
1. Przygotowanie
<ol>
	<li>Załóż środki ochrony osobistej, minimalną ochronę oczu (okulary lub osłona twarzy), maskę chirurgiczną lub maskę N-95 oraz rękawice nielateksowe.</li>
	<li>Przygotuj miejsce pracy, najlepiej szafę bezpieczeństwa biologicznego (BSC), z jednorazowym pokryciem powierzchni roboczej (np. papierem pakowym lub podkładkami chłonnymi) i czystymi narzędziami do sekcji zwłok (<silna klasa="xfig">Rysunek 1).</li>
	<li>Umieść próbkę na powierzchni roboczej i użyj narzędzi do manipulowania nią, aby ocenić stan próbki, w tym dowody rozkładu, uszkodzenie czaszki, potencjalne zagrożenia (np. pióra jeżozwierza, ostrza skalpela) oraz jakość dekapitacji.</li>
</ol>
2. Metoda brzuszna
UWAGA: Gdy próbka zostanie prawidłowo ścięta na linii szczęki, otwór wielki i kłykieć potyliczny zostaną odsłonięte. Metoda brzuszna jest mniej skomplikowana w przypadku odzyskania móżdżku i pnia mózgu.
<ol>
	<li>Umieść próbkę brzuszną stroną do góry i nosem skierowanym dystalnie w kierunku tylnej części BSC.</li>
	<li>W prawej ręce (jeśli jest praworęczny) trzymaj młotek ortopedyczny, a w lewej dłuto radnego.</li>
	<li>Ustawić dłuto pod kątem 45° tak, aby punkt narożny dłuta był skierowany między prawą stronę kości skroniowej a kości potylicznej, tworząc otwór w kształcie litery "V".</li>
	<li>Uderzaj młotkiem w górną część dłuta, aż dwie kości się rozdzielą. Wykonaj cięcie w pobliżu kości podstawowo-fenoidalnej.</li>
	<li>Powtórz po lewej stronie kości skroniowej/potylicznej (<silna klasa="xfig">Rysunek 2A).</li>
	<li>Zegnij obszar czaszki w kształcie litery "V" w dół za pomocą dłuta. Odsłoń cały obszar rombencefalonu mózgu (móżdżek i pień mózgu) (<silna klasa="xfig">Rysunek 2B).</li>
	<li>Zgarnij pień mózgu i móżdżek nożyczkami i kleszczami. Usuń wszelkie pozostałe części czaszki, jeśli pień mózgu i móżdżek nie wyszły w jednym kawałku.</li>
</ol>
3. Metoda grzbietowa
UWAGA: Jeśli próbka ma słabą dekapitację (otwór wielki niewidoczny) i szyja nie może być łatwo usunięta podczas sekcji zwłok lub jeśli podejrzewa się uszkodzenie móżdżku, należy zastosować metodę grzbietową.
<ol>
	<li>Umieść próbkę grzbietowo z nosem skierowanym dystalnie w kierunku tylnej części BSC.</li>
	<li>Za pomocą tenakuli guza chwyć lewy mięsień skroniowy zębami tenacula i zablokuj, ściskając uchwyt.</li>
	<li>Przetnij mięsień skroniowy do kości ostrym nożem do rzeźbienia.</li>
	<li>Obróć próbkę o 180° za pomocą tenaculi i noża (nie ręką) i powtórz proces na przeciwległym mięśniu skroniowym. Odsłoń czaszkę.</li>
	<li>Ustawić dłuto pod kątem 45° tak, aby punkt narożny dłuta znajdował się na środku czaszki na styku kości ciemieniowej i śródciemieniowej.</li>
	<li>Uderzaj młotkiem w górną część dłuta, aż w górnej połowie czaszki przy kości ciemieniowej zostanie wykonany poziomy otwór</li>.
	<li>Obróć próbkę o 180° i powtórz proces po przeciwnej stronie.</li>
	<li>Włóż czubek dłuta na koniec cięcia 1 (<silna klasa="xfig">Rysunek 3A) i pod kątem 90° poziomego otworu. Uderzaj młotkiem, aż otwór dotrze do kości potylicznej (około 10 cm w zależności od wielkości próbki).</li>
	<li>Zwiń próbkę i powtórz po przeciwnej stronie na końcu cięcia 2, 
	UWAGA: Z okazem na grzbiecie i nosie umieszczonym w kierunku tyłu BSC, otwory w czaszce przypominają odwróconą literę "U".</li>
	<li>Włóż zęby tenaculi do czaszki na dole litery "U" i podważ do siebie. Odsłoń ogonowy koniec mózgu i móżdżek (<silna klasa="xfig">Ryc. 3B).</li>
	<li>Użyj nożyczek jako szufelki i podważ cały móżdżek z wnętrza jamy.</li>
	<li>Użyj kleszczyków tkankowych, aby usunąć pień mózgu z otworu.</li>
</ol>
4. Metoda dużych zwierząt
<ol>
	<li>Ustawić próbkę tak, aby grzbietowa część czaszki stykała się z powierzchnią sekcji zwłok, a część ogonowa czaszki i otwór wielki są skierowane w stronę technika.</li>
	<li>Włóż zmodyfikowany nóż szpilkowy do otworu wielkiego między rdzeniem kręgowym a oponami mózgowo-rdzeniowymi tak daleko, jak to możliwe.</li>
	<li>Naciąć wokół rdzenia kręgowego, aby oddzielić móżdżek i pień mózgu od opon mózgowo-rdzeniowych. Po włożeniu noża przez otwór wielki, delikatnie ustaw nóż pod kątem, aby podążać wzdłuż czaszki tak bardzo, jak to możliwe.</li>
	<li>Włóż szpatułkę chemiczną lub cienką łyżkę z długą rączką w przestrzeń między tkanką nerwową a oponami rdzeniowymi.</li>
	<li>Sonduj wokół rdzenia kręgowego i móżdżku, aby upewnić się, że połączenie z oponami rdzeniowymi zostało przerwane.</li>
	<li>Przytrzymaj pień mózgu kleszczami. Drugą ręką przesuń łyżkę w kierunku obrotowym, a następnie grzbietowo, aby nabrać móżdżek. Jednocześnie pociągnij kleszczemi za pień mózgu i zgarnij móżdżek za pomocą łyżki. 
	UWAGA: Może to wymagać więcej niż jednej próby, aby odzyskać odpowiednią ilość móżdżku do badania na wściekliznę.</li>
</ol>
5. Sekcja zwłok po sekcji zwłok
<ol>
	<li>Wszystkie materiały jednorazowego użytku (rękawice, podkładki, pokrycia miejsca pracy) i nieużywane chusteczki należy wyrzucić do odpadów niebezpiecznych biologicznie.</li>
	<li>Wyczyść i zdezynfekuj wszystkie narzędzia dostępną metodą (np. zmywarka przemysłowa, autoklaw, chemiczny środek dezynfekujący, gotowanie).</li>
	<li>Wyczyść i zdezynfekuj wszystkie powierzchnie robocze za pomocą 20% wybielacza i/lub 70% etanolu.</li>
</ol>

<ol><li>Centers for Disease Control and Prevention (CDC). <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((West+Nile+virus+activity+-+United+States%2C+2009%5BTitle%5D)+AND+%22MMWR+Morbidity+and+Mortality+Weekly+Report%22%5BJournal%5D)">West Nile virus activity - United States, 2009.</a> MMWR Morbidity and Mortality Weekly Report. 59 (25), 769-772 (2010).</li>
<li>McDaniel, C. J., Cardwell, D. M., Moeller, R. B. Jr, Gray, G. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Humans+and+cattle%3A+A+review+of+bovine+zoonoses%5BTitle%5D)+AND+%22Vector+Borne+and+Zoonotic+Diseases%22%5BJournal%5D)">Humans and cattle: A review of bovine zoonoses.</a> Vector Borne and Zoonotic Diseases. 14 (1), 1-19 (2014).</li>
<li>Spickler, A. R. Zoonotic diseases. Merck Veterinary Manual. , Available from:
 <a target="_blank" href="https://www.merckvetmanual.com/public-health/zoonoses/zoonotic-diseases">https://www.merckvetmanual.com/public-health/zoonoses/zoonotic-diseases</a> (2019).</li>
<li>Wenner, L., Pauli, U., Summermatter, K., Gantenbein, H., Vidondo, B., Posthaus, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Aerosol+generation+during+bone-sawing+procedures+in+veterinary+autopsies%5BTitle%5D)+AND+%22Veterinary+Pathology%22%5BJournal%5D)">Aerosol generation during bone-sawing procedures in veterinary autopsies.</a> Veterinary Pathology. 54 (3), 425-436 (2017).</li>
<li>Green, F. H. Y., Yoshida, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Characteristics+of+aerosols+generated+during+autopsy+procedures+and+their+potential+role+as+carriers+of+infectious+agents%5BTitle%5D)+AND+%22Applied+Occupational+and+Environmental+Hygiene%22%5BJournal%5D)">Characteristics of aerosols generated during autopsy procedures and their potential role as carriers of infectious agents.</a> Applied Occupational and Environmental Hygiene. 5 (12), 853-858 (1990).</li>
<li>Barrat, J. Simple technique for the collection and shipment of brain specimens for rabies diagnosis. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aBarrat%2C+J+%22Laboratory+techniques+in+Rabies+4th+Edition%22">Laboratory techniques in Rabies 4th Edition</a>. Meslin, F. X., Kaplan, M. M., Koprowski, H. , World Health Organization. 425-427 (1996).</li>
<li>Ness, S. L., Bain, F. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((How+to+perform+an+equine+field+necropsy%5BTitle%5D)+AND+%22American+Association+of+Equine+Practitioners%22%5BJournal%5D)">How to perform an equine field necropsy.</a> American Association of Equine Practitioners. 55, 313-316 (2009).</li>
<li>Animal & Plant Health Agency. Sample requirements for TSE testing and confirmation – EURL guidance. , Available from:
 <a target="_blank" href="https://protect2.fireeye.com/url?k=09f00f8d-55d40ec4-09f2f6b8-0cc47aa8d394-3f805f032cc98df8&u=https://science.vla.gov.uk/tse-lab-net/documents/tse-oie-rl-samp.pdf">https://protect2.fireeye.com/url?k=09f00f8d-55d40ec4-09f2f6b8-0cc47aa8d394-3f805f032cc98df8&u=https://science.vla.gov.uk/tse-lab-net/documents/tse-oie-rl-samp.pdf</a> (2019).</li>
<li>New York State Department of Health, Wadsworth Center. Rabies reports. , Available from:
 <a target="_blank" href="https://www.wadsworth.org/programs/id/rabies/reports">https://www.wadsworth.org/programs/id/rabies/reports</a> (2019).</li>
<li>CDC. Protocol for postmortem diagnosis of rabies in animals by direct fluorescent antibody testing: A minimum standard for rabies diagnosis in the United States. , Available from:
 <a target="_blank" href="https://www.cdc.gov/rabies/pdf/rabiesdfaspv2.pdf">https://www.cdc.gov/rabies/pdf/rabiesdfaspv2.pdf</a> (2019).</li>
<li>Miller, L. D., Davis, A. J., Jenny, A. L., Fekadu, M., Whitfield, S. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Surveillance+for+lesions+of+bovine+spongiform+encephalopathy+in+U.S.+cattle%5BTitle%5D)+AND+%22Developments+in+Biological+Standardizations%22%5BJournal%5D)">Surveillance for lesions of bovine spongiform encephalopathy in U.S. cattle.</a> Developments in Biological Standardizations. 80, 119-121 (1993).</li>
<li>Andrews, C., Gerdin, J., Patterson, J., Buckles, E. L., Fitzgerald, S. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Eastern+equine+encephalitis+in+puppies+in+Michigan+and+New+York+states%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Veterinary+Diagnostic+Investigation%22%5BJournal%5D)">Eastern equine encephalitis in puppies in Michigan and New York states.</a> Journal of Veterinary Diagnostic Investigation. 30 (4), 633-636 (2018).</li>
<li>Appler, K., Brunt, S., Jarvis, J. A., Davis, A. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Clarifying+indeterminate+results+on+the+rabies+direct+fluorescent+antibody+test+using+real-time+reverse+transcriptase+polymerase+chain+reaction%5BTitle%5D)+AND+%22Public+Health+Reports%22%5BJournal%5D)">Clarifying indeterminate results on the rabies direct fluorescent antibody test using real-time reverse transcriptase polymerase chain reaction.</a> Public Health Reports. 134 (1), 57-62 (2019).</li>
<li>Chapter 7. Brain removal. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=%22Laboratory+techniques+in+Rabies+5th+Edition%22">Laboratory techniques in Rabies 5th Edition</a>. Rupprecht, C. E., Fooks, A. R., Abela-Ridder, B. , World Health Organization. 67-72 (2018).</li>
</ol>

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Próbki przekazywane do sekcji zwłok wścieklizny często mają historię objawów klinicznych zgodnych z chorobą neurologiczną. Obecność choroby klinicznej może być związana z różnymi zaburzeniami, w tym chorobami odzwierzęcymi, zwiększającymi ryzyko zakażenia nabytego w laboratorium u personelu. Aby zmniejszyć to ryzyko, wdrożono techniki, które ograniczają obchodzenie się z próbkami i manipulowanie nimi.
Zademonstrowane metody reprezentują sekcję zwłok mającą na celu usunięcie pożądanych tkanek t...

Praca na podłodze sekcji zwłok w laboratorium zajmującym się wścieklizną jest z natury niebezpieczna. Czasami okazy przybywają z osadzonymi kolcami jeżozwierza, ciałami obcymi, w tym strzałami/kulami/śrutami lub odsłoniętymi odłamkami kości, które mogą przebić ochronną folię transportową. Niewłaściwe opakowanie może spowodować wyciek, zagrażając osobom, które rozpakowują próbki. Oprócz obrażeń fizycznych, technicy przeprowadzający sekcję zwłok ryzykują narażenie na nieznane odzwierzęce czynniki zakaźne z OUN i płynów ustrojowych próbek. Ponadto ektopasożyty przenoszone przez próbkę mogą przenosić inne choroby odzwierzęce, ponieważ pchły i kleszcze są powszechnie obserwowane u przekazanych zwierząt. W zależności od położenia geograficznego i gatunku, na które narażone są choroby, różnią się. Arbowirusy, takie jak wirus wschodniego końskiego zapalenia mózgu (EEEV) lub wirus Zachodniego Nilu (WNV), choroby przenoszone przez kleszcze, w tym borelioza lub tularemia, bakterie wywołujące gorączkę Q lub gruźlicę oraz zakaźne priony wymieniają niewielką liczbę możliwych zagrożeń1,2,3.
Celem tych metod jest zademonstrowanie bezpiecznych i skutecznych technik sekcji zwłok przy użyciu narzędzi, które minimalizują ryzyko aerozolu, w przeciwieństwie do elektronarzędzi czy pił4,5. Zazwyczaj sekcja zwłok małych zwierząt w laboratorium wścieklizny wymaga wycięcia mięśni czaszki i użycia młotka i dłuta do otwarcia ogonowej grzbietowej części calvarium6. Usunięcie tego obszaru kalwarii odsłania tylną część mózgu, w tym cały móżdżek i pień mózgu czaszki. Zmodyfikowane techniki sekcji zwłok mogą być wykonywane na brzusznej części czaszki, unikając dużych mięśni czaszki i grubszych obszarów czaszki. Jednak te zmodyfikowane techniki sekcji zwłok są możliwe tylko wtedy, gdy próbka nie ma kręgów szyjnych.
Podobnie, tkanka mózgowa u dużych zwierząt może być usunięta poprzez oddzielenie mięśni czaszki i otwarcie ogonowej części grzbietowej czaszki7. Odsłonięcie móżdżku i pnia mózgu wymaga znacznego wysiłku, ponieważ czaszki większych zwierząt są na ogół grubsze. Aby uniknąć penetracji czaszki, głowa dużego zwierzęcia jest ustawiona tak, aby brzuszno-ogonowa część czaszki była skierowana w stronę technika. Za pomocą zmodyfikowanych narzędzi móżdżek i pień mózgu są usuwane przez otwór wielki. Jest to metoda zbliżona do metody pobierania próbek zalecanej przez Laboratorium Referencyjne Unii Europejskiej ds. Badań Pasażowalnej Encefalopatii Gąbczastej (TSE) w sprawie TSE8. Kręgi czaszki należy wcześniej usunąć, aby zapewnić dostęp do otworu wielkiego.
Zastosowanie tych technik jest korzystne dla odpowiednio wyszkolonych techników w laboratoriach zajmujących się wścieklizną. Ponieważ laboratorium wścieklizny otrzymuje próbki o różnych rozmiarach, od młodych nietoperzy po dorosłe konie pociągowe9, technik ma do wyboru kilka metod w zależności od indywidualnych okoliczności. Metoda zademonstrowana w przypadku dużego zwierzęcia jest również odpowiednia dla lekarzy weterynarii, którzy przeprowadzają sekcje zwłok w terenie, ponieważ wysyłka całej głowy dużego zwierzęcia do badania na wściekliznę jest kłopotliwa i kosztowna. Wdrożenie którejkolwiek z tych technik poprawi bezpieczeństwo poprzez zmniejszenie potencjału produkcji aerozoli, ograniczy obchodzenie się z próbką i zaoszczędzi czas przetwarzania. Ponieważ jednak dziedzina ta nie ma takich samych zalet jak laboratorium przeznaczone do testowania wścieklizny, ważne jest, aby wszelkie modyfikacje wprowadzane do tych procedur koncentrowały się na bezpieczeństwie, zwłaszcza na stosowaniu środków ochrony osobistej (PPE).

<table><tbody><tr><td>Łyżka chemiczna</td><td>Dowolne</td><td></td><td></td></tr><tr><td>zakrzywione, ostro-nożyczki majonezowe</td><td>Sklar</td><td>14-2055</td><td>Nożyczki operacyjne Sklar 5-1/2 cala Premium OR Grade Uchwyt pierścieniowy ze stali nierdzewnej Zakrzywiony ostry/</td></tr><tr><td>Duży ostry nóż do rzeźbienia o jakości restauracyjnej</td><td>Dexter</td><td>P94848</td><td>8-calowy ząbkowany nóż uniwersalny, biała rękojeść</td></tr><tr><td>Blokujący guz-tenacula</td><td>Diamond Scientific i Surgicals</td><td>N/A</td><td>Czerny Tenaculum Forcep</td></tr><tr><td>Zmodyfikowany nóż szpilkowy (nóż do rzeźbienia o długości 6,5 cala szlifowany do 0,5 cala szerokości)</td><td>Dexter</td><td>P94848</td><td>Zmodyfikowany 8-calowy nóż uniwersalny z ząbkiem, biała rękojeść</td></tr><tr><td>Ortopedyczny młotek młotkowy</td><td>Mortech</td><td>N/A</td><td>Młotek pośmiertny z hakiem</td></tr><tr><td>Ostre dłuto ortopedyczne do kości radnego</td><td>Shandon</td><td>60-5</td><td>Ostrze dłuta radnego: 2 cale x 2,25 cala w standardzie 7 cali</td></tr><tr><td>Zaostrzona łyżka stołowa lub inna łyżka z długim uchwytem</td><td>Dowolna</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Kleszcze do opatrunków tkankowych z gładką końcówką bez zębów</td><td>Shandon</td><td>63-03</td><td>Shandon Broad Point Dressing Szczypce do kciuków</td></tr><tr><td>Bezpudrowe rękawiczki nielateksowe</td><td>Dowolna</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Okulary ochronne, gogle lub osłona twarzy</td><td>Dowolna</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Chirurgia lub maska N-95</td><td>Dowolny</td><td></td><td></td></tr><tr><td>papier pakowy, papier rzeźniczy, podkładka chłonna itp</td><td>Dowolna</td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

techniki sekcji zwłok wścieklizny u dużych i małych zwierząt

Rabies Necropsy Techniques in Large and Small Animals

Laboratorium Laboratorium Wścieklizny Departamentu Zdrowia Stanu Nowy Jork (NYSDOH) otrzymuje rocznie od 6 000 do 9 000 próbek i przeprowadza testy na wściekliznę dla całego stanu, z wyjątkiem Nowego Jorku. Laboratorium wścieklizny przeprowadza sekcję zwłok różnych zwierząt, od nietoperzy po byki. Większość z tych okazów to zwierzęta wykazujące objawy neurologiczne, jednak mniej niż 10% faktycznie ma pozytywny wynik testu na wściekliznę; sugerując uraz, zmiany chorobowe lub inne czynniki zakaźne jako przyczynę tych objawów. Ze względu na ryzyko aerozolowania niezdiagnozowanych czynników zakaźnych, Pracownia Wścieklizny nie używa elektronarzędzi ani pił. Zaprezentowane zostaną trzy techniki sekcji zwłok zwierząt, których czaszki są nieprzeniknione nożyczkami. Laboratorium wdrożyło te techniki w celu zmniejszenia potencjalnego narażenia na czynniki zakaźne, wyeliminowania niepotrzebnej manipulacji próbką i skrócenia czasu przetwarzania. Korzyści płynące z preferowanej techniki w przeciwieństwie do innej są uzależnione od przeszkolenia indywidualnego przetwarzania próbki.

W przypadku wszystkich próbek lądowych nadesłanych wraz z czaszkami w okresie od 31 stycznia 2019 r. do 28 lutego 2019 r. zebrano informacje dotyczące obecności szyi oraz zastosowanej metody nekropsji. W tym czasie przeprowadzono nekropsję 170 głów reprezentujących 18 gatunków. W 52% (89/170) przypadków decapitacja została wykonana prawidłowo. W pozostałych próbkach dołączony był co najmniej jeden kręg, w tym w przypadku trzech okazów całych ciał. Metody brzusznej użyto w 75% (128/170) pr...

Celem tego protokołu jest zademonstrowanie bezpiecznych technik sekcji zwłok na małych i dużych zwierzętach, aby uzyskać zadowalające próbki tkanek do badania wścieklizny.

Techniki sekcji zwłok wścieklizny u dużych i małych zwierząt

The New York State Department of Health (NYSDOH) Rabies Laboratory receives between 6,000 to 9,000 specimens annually and performs rabies testing for the ...

Pobieranie tkanek do badania wścieklizny wiąże się zarówno z oczywistymi, jak i nieoczywistymi zagrożeniami. Technik musi stosować najbezpieczniejsze dostępne metody i nosić odpowiednie środki ochrony osobistej. Protokoły te zapewniają bezpieczne techniki sekcji zwłok bez użycia elektronarzędzi lub pił, minimalizując produkcję aerozoli.Protokół dużych zwierząt można również przeprowadzić w terenie. Zastosowanie metody pobierania dużych próbek zwierzęcych w terenie eliminuje wyzwanie związane z transportem głowy zwierzęcia o wadze powyżej 45 kilogramów do laboratorium. Metoda na dużych zwierzętach jest podobna do europejskiego protokołu pobierania próbek z pasażowalnej encefalopatii gąbczastej i może być stosowana do wszelkich badań z wykorzystaniem pnia mózgu i móżdżku.Aby odzyskać móżdżek i pień mózgu metodą brzuszną, należy ustawić próbkę brzuszną stroną do góry z nosem skierowanym dystalnie w kierunku tylnej części komory bezpieczeństwa biologicznego. Trzymając młotek ortopedyczny w dominującej ręce i dłuto radnego w drugiej ręce, ustaw dłuto pod kątem 45 stopni, tak aby róg był skierowany do dłuta w otworze w kształcie litery V między prawą stroną kości skroniowej i potylicznej. Uderzaj młotkiem w górną część dłuta, aż obie kości się rozdzielą.I wykonaj cięcie przylegające do kości podstawowo-fenoidalnej. Oddziel kości skroniowe i potyliczne po lewej stronie próbki, jak pokazano poniżej. I użyj dłuta, aby zgiąć obszar V czaszki w dół, aby odsłonić cały obszar rombencefalonowy mózgu.Następnie użyj nożyczek i kleszczy, aby zgarnąć pień mózgu i móżdżek, usuwając w razie potrzeby wszelkie pozostałe fragmenty tkanki z czaszki. Jeżeli próbka nie pozwala na brzuszne pobranie, należy umieścić próbkę grzbietowo, z nosem skierowanym dystalnie w kierunku tyłu komory bezpieczeństwa biologicznego. I użyj tenaculi guza, aby chwycić lewy mięsień skroniowy zębami tenacula.Ściśnij rączkę, aby zablokować zęby wokół tkanki i użyj ostrego noża do rzeźbienia, aby przeciąć mięsień skroniowy aż do kości. Obróć próbkę o 180 stopni za pomocą tenaculi i noża i powtórz nacięcie na przeciwległym mięśniu skroniowym, aby odsłonić czaszkę. Przywróć głowę do pierwotnej orientacji i umieść dłuto pod kątem 45 stopni, tak aby róg dłuta znajdował się na środku czaszki na styku kości ciemieniowej i śródciemieniowej.I uderzaj młotkiem w górną część dłuta, aż w górnej połowie czaszki przy kości ciemieniowej powstanie poziomy otwór. Obróć próbkę o 180 stopni i zrób otwór po przeciwnej stronie czaszki, jak właśnie pokazano. Ustaw głowę zgodnie z potrzebami, aby włożyć czubek dłuta na koniec pierwszego cięcia pod kątem 90 stopni do poziomego otworu i uderzaj dłutem, aż otwór dotrze do kości potylicznej.W ten sam sposób obrócić próbkę, aby zrobić otwór na przeciwległej kości potylicznej. Otwory w czaszce powinny przypominać odwrócony U. Włóż zęby tenaculi do czaszki na dole u i pociągnij kość do tyłu, aby odsłonić ogonowy koniec mózgu i móżdżku. Następnie użyj nożyczek jako szufelki, aby podważyć cały móżdżek z wnętrza jamy.I użyj kleszczy tkankowych, aby usunąć pień mózgu z otworu. W przypadku pobierania móżdżku i pnia mózgu u dużych zwierząt należy ustawić próbkę tak, aby grzbietowa część czaszki stykała się z powierzchnią sekcji zwłok. Z ogonową częścią czaszki i otworem wielkim skierowanym w stronę przodu szafy bezpieczeństwa biologicznego.Chwyć pień mózgu kleszczami. Włóż zmodyfikowany nóż szpilkowy do otworu wielkiego między rdzeniem kręgowym a oponami mózgowymi tak daleko, jak to możliwe, i przeszukaj rdzeń kręgowy, aby oddzielić móżdżek i pień mózgu od opon mózgowo-rdzeniowych. Następnie wyciągnij łodygę z otworu za pomocą kleszczy.Kiedy nóż zostanie włożony przez otwór wielki, delikatnie ustaw ostrze pod kątem, aby podążać wzdłuż czaszki tak bardzo, jak to możliwe i włóż metalową szpatułkę lub nóż z wystarczająco długą rękojeścią, aby sięgnąć pod mózg do przestrzeni między tkanką nerwową a oponami rdzeniowymi. Sonduj wokół móżdżku, aby upewnić się, że połączenia z oponami rdzeniowymi zostały przerwane. Kiedy opony mózgowe zostaną całkowicie odcięte, przesuń szpatułkę rostralnie i grzbietowo, aby zgarnąć móżdżek.Następnie zgarnij móżdżek szpatułką. Wszystkie próbki naziemne pobrane z czaszkami w okresie od 31 stycznia 2019 r. do 28 lutego 2019 r. zawierały informacje o obecności szyi i pobranej metodzie sekcji zwłok. W tym czasie przeprowadzono sekcję zwłok 170 głów, w których reprezentowanych było 18 gatunków.52% zostało prawidłowo pozbawionych głów. Pozostałe miały przyczepione co najmniej jeden kręg, w tym trzy próbki całego ciała. Metodę brzuszną stosowano w 75% przypadków.Spośród nich szyje były obecne na 49. Zgłoszono trzy duże zwierzęta, a w dwóch przypadkach zastosowano protokół dotyczący dużych zwierząt. Jedna wiewiórka została zgłoszona ze zmiażdżoną czaszką i po prostu odcięcie skóry odsłoniło tkankę mózgową, więc żadna z zademonstrowanych metod nie została użyta.Tkanki używane do produkcji szkiełek mikroskopowych i/lub ekstrahowane metodami molekularnymi podczas przetwarzania wielu zwierząt pozwalają uniknąć zanieczyszczenia krzyżowego dzięki zastosowaniu nowych rękawiczek, narzędzi i czystego obszaru roboczego. Zachowaj ostrożność podczas wykonywania tych protokołów, ponieważ próbki mogą być zakażone wirusem wścieklizny lub innymi chorobami odzwierzęcymi. Należy pamiętać, że w próbkach mogą być również obecne ostre przedmioty.

rabies-necropsy-techniques-in-large-and-small-animals

Research

JoVE Journal

Neuroscience

Neuronauka

Niniejszy artykuł opisuje procedury przeprowadzania podstawowego badania pośmiertnego myszy lub szczura oraz pobierania podstawowych organów, a także trudniejszych do pozyskania typów próbek do oceny histologicznej, mikrobiologicznej i PCR.

Diagnostyczna sekcja zwłok oraz pobieranie wybranych tkanek i próbek u szczurów i myszy

Ten film demonstruje barwienie immunohistochemiczne do wykrywania antygenu wirusa wścieklizny w zakażonej tkance mózgowej myszy. Proces ten obejmuje deparatynizację i leczenie alkoholem, a następnie leczenie proteolityczne w celu zwiększenia dostępności antygenu. Barwienie immunohistochemiczne ujawnia czerwone osady, potwierdzające obecność antygenów wścieklizny w skrawku tkankowym.

Barwienie immunohistochemiczne do wykrywania antygenów wirusa wścieklizny

Ten protokół zawiera przegląd procedur izolacji RNA do transkryptomicznego profilowania tkanek węzłów chłonnych od dużych zwierząt, w tym etapy identyfikacji i wycinania węzłów chłonnych od zwierząt gospodarskich i dzikich, podejścia do pobierania próbek w celu zapewnienia spójności wśród wielu zwierząt, oraz rozważania oraz reprezentatywne wyniki dotyczące konserwacji i przetwarzania po pobraniu do analizy RNA.

Pobieranie i przetwarzanie węzłów chłonnych od dużych zwierząt do analizy RNA: przygotowanie do badań transkryptomicznych węzłów chłonnych dużych gatunków zwierząt

Nowatorskie, kompatybilne z barwieniem immunologicznym techniki oczyszczania tkanek, takie jak ostateczne obrazowanie 3D organów oczyszczonych rozpuszczalnikiem, pozwalają na wizualizację 3D infekcji mózgu wirusem wścieklizny i jego złożonego środowiska komórkowego. Grube, znakowane przeciwciałami wycinki tkanki mózgowej są optycznie przezroczyste, aby zwiększyć głębokość obrazowania i umożliwić analizę 3D za pomocą konfokalnej laserowej mikroskopii skaningowej.

Obrazowanie 3D w wysokiej rozdzielczości zakażenia wirusem wścieklizny w tkance mózgowej oczyszczonej rozpuszczalnikiem

Bezpośredni szybki test immunohistochemiczny (DRIT) stanowi uznaną przez Światową Organizację Zdrowia Zwierząt i Światową Organizację Zdrowia (OIE/WHO) alternatywę dla testu na przeciwciała fluorescencyjne (DFA) do diagnozowania wścieklizny. Test ten pozwala na zastosowania w terenie, które można wykonać w ciągu około 1 godziny po pobraniu wycisków mózgu za pomocą mikroskopii świetlnej.

Wzmocniony nadzór nad wścieklizną za pomocą bezpośredniego szybkiego testu immunohistochemicznego

Ten protokół wprowadza standardową procedurę laboratoryjną do testowania diagnostycznego antygenów wirusa lyssa u nietoperzy na Tajwanie.

Standardowa procedura operacyjna nadzoru populacji nietoperzy na Tajwanie pod kątem wirusa Lyssa

Reakcja łańcuchowa polimerazy z odwrotną transkrypcją w pan-lyssavirus została opracowana w celu wykrywania wszystkich znanych lyssawirusów. Walidacja z wykorzystaniem próbek mózgu różnych gatunków zwierząt pod kątem wścieklizny wykazała, że metoda ta ma czułość i swoistość równoważną złotemu standardowi testu na przeciwciała fluorescencyjne i może być stosowana do rutynowej diagnostyki wścieklizny.

Ocena uniwersalnej zagnieżdżonej reakcji łańcuchowej polimerazy z odwrotną transkrypcją w celu wykrycia lyssawirusów

Przedstawiamy kompletny protokół do pośmiertnej diagnozy wścieklizny zwierząt w warunkach polowych przy użyciu szybkiego immunochromatograficznego testu diagnostycznego (RIDT), od pobrania próbki z biopsji mózgu do ostatecznej interpretacji. Opisujemy również dalsze zastosowania urządzenia do analizy molekularnej i genotypowania wirusów.

Terenowy pośmiertny szybki immunochromatograficzny test diagnostyczny wścieklizny do zastosowań o ograniczonych zasobach z dalszymi zastosowaniami molekularnymi

Ten protokół przedstawia oparte na qRT-PCR podejście do określania liczby kopii genu nukleoproteiny (N) wirusa wścieklizny w różnych strukturach anatomicznych mózgu bydlęcego za pomocą transkrypcji in vitro.

Kwantyfikacja wirusa wścieklizny w różnych strukturach mózgu bydła

Protokół ten demonstruje test reakcji łańcuchowej odwrotnej transkrypcji i polimerazy (RT-PCR) pan-lizawirusa LN34 w czasie rzeczywistym od pobierania tkanek do interpretacji wyników, w tym aktualizacje sekwencji primerów i formuł poprawiających wydajność testu dla niektórych lizawirusów i zalegowców niezwiązanych z wścieklizną. Demonstrujemy także konfigurację testu dla multipleksowanego formatu LN34 z pojedynczym dołkiem (LN34M).

Diagnostyka pośmiertna wścieklizny u zwierząt za pomocą zaktualizowanego, multipleksowanego testu LN34 w czasie rzeczywistym reakcji łańcuchowej odwrotnej transkrypcji i polimerazy

Naucz się bezpiecznych technik sekcji zwłok małych i dużych zwierząt w celu pobierania próbek do badań na wściekliznę. Metody te minimalizują ryzyko zakażenia zoonotycznego i zapobiegają powstawaniu aerozoli.

Techniki sekcji zwłok wścieklizny u dużych i małych zwierząt

Przeglądaj więcej filmów