Name: Określanie gęstości dróg żółciowych w wątrobie myszy (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2019-04-30T14:45:00.000+00:00
Duration: 7 min 35 s
Description: Naucz się ilościowej oceny gęstości dróg żółciowych w wątrobie myszy. Ta prosta i czuła metoda umożliwia badanie wpływu czynników genetycznych na rozwój dróg żółciowych w modelach chorób wątroby.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Autorzy dziękują za wsparcie od National Institutes of Health (NIH) (R01 GM084135 i R01 DK109982), Pilot/Feasibility Award od Texas Medical Center Digestive Disease Center w ramach NIH P30 DK56338, oraz Alagille Syndrome Accelerator Award od The Medical Foundation.

Wszystkie zwierzęta były trzymane w barierowym obiekcie dla zwierząt w Baylor College of Medicine, zgodnie z wytycznymi Instytucjonalnego Komitetu ds. Opieki i Użytkowania Zwierząt oraz zgodnie z zatwierdzonymi protokołami dla zwierząt.
1. Pobieranie tkanek wątroby myszy
<ol>
	<li>Przygotowanie myszy do zbioru wątroby
	<ol>
		<li>Poddaj mysz eutanazji za pomocą izofluranu.</li>
		<li>Wykonaj zwichnięcie szyjki macicy myszy, aby zapewnić śmierć.</li>
		<li>Wykonaj poprzeczne nacięcie około jednego cala poniżej klatki piersiowej.</li>
		<li>Odsłoń całą brzuszną powierzchnię wątroby.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Kolekcja wątroby myszy
	<ol>
		<li>Ostrożnie, małymi nożyczkami, przetnij więzadła łączące wątrobę z innymi narządami w jamie brzusznej.</li>
		<li>Przeciąć wspólny BD, aby odłączyć wątrobę od jelita.</li>
		<li>Ostrożnie usuń wątrobę, trzymając za woreczek żółciowy i natychmiast umieść w probówce o pojemności 50 ml wypełnionej w trzech czwartych przez 4% paraformaldehydu (PFA).</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
2. Utrwalenie i zatopienie wątroby w parafinie
<ol>
	<li>Utrwalenie
	<ol>
		<li>Utrwalić tkankę wątroby przez 48 godzin w 4% PFA w temperaturze 4 °C.</li>
		<li>Przemywać chusteczkę 70% EtOH przez 1 godzinę w temperaturze 4 °C.</li>
		<li>Przemyć chusteczkę dwukrotnie 95% EtOH przez 1 godzinę w temperaturze 4 °C.</li>
		<li>Przemyć chusteczkę dwukrotnie 100% EtOH przez 1 godzinę w temperaturze 4 °C.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>polana
	<ol>
		<li>Przemyć tkankę wątroby środkiem czyszczącym (tabela materiałów) trzy razy przez 30 minut każdy w temperaturze pokojowej. 
		nuta: Wątroba powinna być sztywna po trzecim płukaniu.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Zatapianie w parafinie
	<ol>
		<li>Umieść kasetę z bibułkami w formie na chusteczki higieniczne w wosku parafinowym na 3 prania po 30 minut każde. Wosk należy podgrzać do temperatury 60 °C.</li>
		<li>Napełnij formę bibułkową woskiem parafinowym do wysokości trzech czwartych i trzymaj na bloku grzewczym w temperaturze 60 °C.</li>
		<li>Umieść wątrobę w formie brzuszną stroną skierowaną do góry.</li>
		<li>Ostrożnie wyjmij formę z bloku grzewczego.</li>
		<li>Umieść górną część kasety na formie i uzupełnij gorącą płynną parafiną.</li>
		<li>Pozostaw formę i blok do ostygnięcia do temperatury pokojowej przez noc. 
		nuta: Bloki tkanek mogą być teraz przechowywane w temperaturze pokojowej.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
3. Cięcie tkanki wątroby
<ol>
	<li>Przygotowanie bloku do przekroju
	<ol>
		<li>Umieść formę na lodzie na 5 minut przed wyjęciem bloku z formy.</li>
		<li>Umieść blok na lodzie z bibułką laboratoryjną znajdującą się między blokiem a lodem.</li>
		<li>Trzymaj blok na lodzie, gdy nie jest cięty, aby uzyskać najlepsze wyniki krojenia tkanek.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Cięcie bloków wątroby
	<ol>
		<li>Za pomocą mikrotomu zacznij od przekroju przez powierzchowną, grzbietową stronę wątroby. Sekcje powinny wynosić 5 μm.</li>
		<li>Sprawdź powierzchowne skrawki pod mikroskopem preparacyjnym, aby upewnić się, że skrawki nie są ścięte ani złożone.</li>
		<li>Weź odcinek wątroby, który zawiera płat ogoniasty. 
		nuta: W przypadku niektórych bloków będziesz mieć lewy, przyśrodkowy, prawy i ogoniasty płat na tym samym wycinku tkanki.</li>
		<li>W przypadku bloków, w których wszystkie cztery płaty nie są obecne na tym samym slajdzie, kontynuuj krojenie, aż lewy, środkowy i prawy płat znajdą się na tym samym slajdzie.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
4. Immunohistochemia dla wsCK i αSMA
<ol>
	<li>Przetwarzanie szkiełek do immunohistochemii
	<ol>
		<li>Wybierz jeden preparat dla każdego genotypu, który ma być analizowany.</li>
		<li>Myć szkiełko przez 15 minut w ksylenie, 100% EtOH, 95% EtOH i na koniec 70% EtOH (3 x 5 min w każdym roztworze).</li>
		<li>Myć szkiełko przez 5 minut w dejonizowanymH2O.</li>
		<li>Zanurzyć szkiełko w roztworze do pobierania antygenu (na bazie Tris, o wysokim pH).</li>
		<li>Podgrzewać pod ciśnieniem w szybkowarze przez 3 minuty przy 10 psi.</li>
		<li>Pozwól szkiełku ostygnąć do temperatury pokojowej (około 35 min).</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Blokowanie skrawków tkanki
	<ol>
		<li>Za pomocą Pap Pen obrysuj sekcje na slajdzie.</li>
		<li>Nałóż sól fizjologiczną buforowaną fosforanami (PBS) + 0,1% Tween na pokrycie sekcji dwukrotnie, po 5 minut każde.</li>
		<li>Utworzyć bufor blokujący, mieszając normalną surowicę kozią (NGS) w stosunku 1:50 w PBS + 0,3% Triton. Aby mieć wystarczającą ilość buforu zarówno do aplikacji przeciwciał blokujących, jak i pierwotnych, wystarczy 100 μl na sekcję.</li>
		<li>Nałożyć 100 μl roztworu blokującego na sekcję.</li>
		<li>Inkubować szkiełka pokryte roztworem blokującym w temperaturze 4 °C przez 1 godzinę.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Barwienie dla wsCK i αSMA 
	<ol>
		<li>Rozcieńczyć przeciwciała anty-CK8 i anty-CK1916 (Developmental Studies Hybridoma Bank, odpowiednio TROMA-I i TROMA-III) 1:20 w buforze blokującym do barwienia dla wsCK. Rozcieńczyć przeciwciało anty-αSMA17 (Tabela materiałów) do 1:200 w tym samym buforze.</li>
		<li>Nałożyć 100 μl rozcieńczonego roztworu przeciwciał zawierającego wszystkie trzy przeciwciała do każdej sekcji.</li>
		<li>Inkubować szkiełka pokryte roztworem przeciwciała w temperaturze 4 °C przez noc.</li>
		<li>Umyj szkiełka preparatem PBS + 0,1% Triton trzykrotnie po 5 minut każde.</li>
		<li>Rozcieńczyć przeciwciała drugorzędowe (anty-szczur-Alexa488 i anty-mysz-Cy5) 1:200 w PBS + 0,3% Triton.</li>
		<li>Nanieść 100 μl roztworu przeciwciał drugorzędowych zawierającego oba przeciwciała drugorzędowe na szkiełka.</li>
		<li>Inkubować w temperaturze pokojowej przez 1 godzinę.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Barwienie jądrowe i montaż DAPI
	<ol>
		<li>Umyj szkiełka trzy razy po 5 minut każda.</li>
		<li>Nakładaj 100 μl DAPI (1:3000) na każdą sekcję przez 10 minut.</li>
		<li>Nałóż na szkiełka podłoże montażowe zapobiegające blaknięciu (tabela materiałów) i umieść szklane szkiełko nakrywkowe na skrawkach tkanki. Pozostawić szkiełka na noc w temperaturze 4 °C. Uszczelnij szkiełka następnego dnia.</li>
		<li>Przechowuj szkiełka w temperaturze 4 °C i zobrazuj w ciągu 1 tygodnia od zamontowania.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
5. Obrazowanie i kwantyfikacja BD
<ol>
	<li>Obrazowanie wycinków wątroby
	<ol>
		<li>Przed obrazowaniem należy zaślepić się na genotyp próbki z pomocą członka laboratorium. Upewnij się, że wszystkie pliki obrazowania są pozbawione genotypu lub innych specyficznych informacji identyfikujących poza numerem zwierzęcia/próbki.</li>
		<li>Za pomocą mikroskopu fluorescencyjnego wykonaj 20-krotne zdjęcia każdej sekcji z 1-krotnym zoomem i upewnij się, że zobrazowano każdą PV w poprzek wątroby. Uwzględnij płat lewy, przyśrodkowy, prawy i ogoniasty. 
		nuta: Zwykle znajdujemy 60-90 dróg wrotnych na zwierzę, w zależności od wielkości wątroby.</li>
		<li>Aby zidentyfikować PV, poszukaj barwienia αSMA i wsCK. Struktury, które są αSMA dodatnie, ale nie mają barwienia wsCK, nie są strukturami wrotnymi.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Identyfikacja i liczenie BD
	<ol>
		<li>Utwórz arkusz kalkulacyjny z następującymi kolumnami: Liczba zwierząt/próby, Numer obrazu, Liczba PV i Liczba BD.</li>
		<li>Przeglądając każdy obraz, zidentyfikuj i zapisz liczbę PV na obrazie.</li>
		<li>Zidentyfikuj opatentowane BD na każdym obrazie na podstawie obecności cholangiocytów (wsCK+) otaczających definiowalne światło. Struktury powinny być odrębne i oddzielone mezenchymą od innych komórek wsCK+.</li>
		<li>Policz każdy patent BD i umieść go w tej samej kolumnie, co numer obrazu.</li>
		<li>Zrób to dla każdego zdjęcia fotowoltaiki.</li>
		<li>Obliczyć sumę wszystkich PV i wszystkich BD w próbce wątroby.</li>
		<li>Obliczyć stosunek BD do PV dla próbki wątroby.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>

<ol><li>Zong, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Notch+signaling+controls+liver+development+by+regulating+biliary+differentiation%5BTitle%5D)+AND+%22Development%22%5BJournal%5D)">Notch signaling controls liver development by regulating biliary differentiation.</a> Development. 136 (10), 1727-1739 (2009).</li>
<li>Clotman, F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Control+of+liver+cell+fate+decision+by+a+gradient+of+TGF%CE%B2+signaling+modulated+by+Onecut+transcription+factors%5BTitle%5D)+AND+%22Genes+%26+Development%22%5BJournal%5D)">Control of liver cell fate decision by a gradient of TGFβ signaling modulated by Onecut transcription factors.</a> Genes & Development. 19 (16), 1849-1854 (2005).</li>
<li>Karpen, S. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Update+on+the+etiologies+and+management+of+neonatal+cholestasis%5BTitle%5D)+AND+%22Clin+Perinatol%22%5BJournal%5D)">Update on the etiologies and management of neonatal cholestasis.</a> Clin Perinatol. 29 (1), 159-180 (2002).</li>
<li>Roskams, T. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Nomenclature+of+the+finer+branches+of+the+biliary+tree%3A+canals%2C+ductules%2C+and+ductular+reactions+in+human+livers%5BTitle%5D)+AND+%22Hepatology%22%5BJournal%5D)">Nomenclature of the finer branches of the biliary tree: canals, ductules, and ductular reactions in human livers.</a> Hepatology. 39 (6), 1739-1745 (2004).</li>
<li>Oda, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mutations+in+the+human+Jagged1+gene+are+responsible+for+Alagille+syndrome%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Genetics%22%5BJournal%5D)">Mutations in the human Jagged1 gene are responsible for Alagille syndrome.</a> Nature Genetics. 16 (3), 235(1997).</li>
<li>Li, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Alagille+syndrome+is+caused+by+mutations+in+human+Jagged1%2C+which+encodes+a+ligand+for+Notch1%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Genetics%22%5BJournal%5D)">Alagille syndrome is caused by mutations in human Jagged1, which encodes a ligand for Notch1.</a> Nature Genetics. 16 (3), 243(1997).</li>
<li>Xue, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Embryonic+lethality+and+vascular+defects+in+mice+lacking+the+Notch+ligand+Jagged1%5BTitle%5D)+AND+%22Human+Molecular+Genetics%22%5BJournal%5D)">Embryonic lethality and vascular defects in mice lacking the Notch ligand Jagged1.</a> Human Molecular Genetics. 8 (5), 723-730 (1999).</li>
<li>Thakurdas, S. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Jagged1+heterozygosity+in+mice+results+in+a+congenital+cholangiopathy+which+is+reversed+by+concomitant+deletion+of+one+copy+of+Poglut1+%28Rumi%29%5BTitle%5D)+AND+%22Hepatology%22%5BJournal%5D)">Jagged1 heterozygosity in mice results in a congenital cholangiopathy which is reversed by concomitant deletion of one copy of Poglut1 (Rumi).</a> Hepatology. 63 (2), 550-565 (2016).</li>
<li>Hadchouel, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Paucity+of+interlobular+bile+ducts%5BTitle%5D)+AND+%22Seminars+in+Diagnostic+Pathology%22%5BJournal%5D)">Paucity of interlobular bile ducts.</a> Seminars in Diagnostic Pathology. 9 (1), 24-30 (1992).</li>
<li>Emerick, K. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Features+of+Alagille+syndrome+in+92+patients%3A+frequency+and+relation+to+prognosis%5BTitle%5D)+AND+%22Hepatology%22%5BJournal%5D)">Features of Alagille syndrome in 92 patients: frequency and relation to prognosis.</a> Hepatology. 29 (3), 822-829 (1999).</li>
<li>Poncy, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Transcription+factors+SOX4+and+SOX9+cooperatively+control+development+of+bile+ducts%5BTitle%5D)+AND+%22Dev+Biol%22%5BJournal%5D)">Transcription factors SOX4 and SOX9 cooperatively control development of bile ducts.</a> Dev Biol. 404 (2), 136-148 (2015).</li>
<li>Hofmann, J. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Jagged1+in+the+portal+vein+mesenchyme+regulates+intrahepatic+bile+duct+development%3A+insights+into+Alagille+syndrome%5BTitle%5D)+AND+%22Development%22%5BJournal%5D)">Jagged1 in the portal vein mesenchyme regulates intrahepatic bile duct development: insights into Alagille syndrome.</a> Development. 137 (23), 4061-4072 (2010).</li>
<li>McCright, B., Lozier, J., Gridley, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+mouse+model+of+Alagille+syndrome%3A+Notch2+as+a+genetic+modifier+of+Jag1+haploinsufficiency%5BTitle%5D)+AND+%22Development%22%5BJournal%5D)">A mouse model of Alagille syndrome: Notch2 as a genetic modifier of Jag1 haploinsufficiency.</a> Development. 129 (4), 1075-1082 (2002).</li>
<li>Andersson, E. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mouse+Model+of+Alagille+Syndrome+and+Mechanisms+of+Jagged1+Missense+Mutations%5BTitle%5D)+AND+%22Gastroenterology%22%5BJournal%5D)">Mouse Model of Alagille Syndrome and Mechanisms of Jagged1 Missense Mutations.</a> Gastroenterology. 154 (4), 1080-1095 (2018).</li>
<li>Loomes, K. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Bile+duct+proliferation+in+liver-specific+Jag1+conditional+knockout+mice%3A+effects+of+gene+dosage%5BTitle%5D)+AND+%22Hepatology%22%5BJournal%5D)">Bile duct proliferation in liver-specific Jag1 conditional knockout mice: effects of gene dosage.</a> Hepatology. 45 (2), 323-330 (2007).</li>
<li>Brulet, P., Babinet, C., Kemler, R., Jacob, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Monoclonal+antibodies+against+trophectoderm-specific+markers+during+mouse+blastocyst+formation%5BTitle%5D)+AND+%22Proc+Natl+Acad+Sci+U+S+A%22%5BJournal%5D)">Monoclonal antibodies against trophectoderm-specific markers during mouse blastocyst formation.</a> Proc Natl Acad Sci U S A. 77 (7), 4113-4117 (1980).</li>
<li>Skalli, O., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+monoclonal+antibody+against+alpha-smooth+muscle+actin%3A+a+new+probe+for+smooth+muscle+differentiation%5BTitle%5D)+AND+%22J+Cell+Biol%22%5BJournal%5D)">A monoclonal antibody against alpha-smooth muscle actin: a new probe for smooth muscle differentiation.</a> J Cell Biol. 103 (6 Pt 2), 2787-2796 (1986).</li>
<li>Kamath, B. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+longitudinal+study+to+identify+laboratory+predictors+of+liver+disease+outcome+in+Alagille+syndrome%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Pediatric+Gastroenterology+and+Nutrition%22%5BJournal%5D)">A longitudinal study to identify laboratory predictors of liver disease outcome in Alagille syndrome.</a> Journal of Pediatric Gastroenterology and Nutrition. 50 (5), 526(2010).</li>
<li>Mouzaki, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Early+life+predictive+markers+of+liver+disease+outcome+in+an+International%2C+Multicentre+Cohort+of+children+with+Alagille+syndrome%5BTitle%5D)+AND+%22Liver+International%22%5BJournal%5D)">Early life predictive markers of liver disease outcome in an International, Multicentre Cohort of children with Alagille syndrome.</a> Liver International. 36 (5), 755-760 (2016).</li>
<li>Shiojiri, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Development+and+differentiation+of+bile+ducts+in+the+mammalian+liver%5BTitle%5D)+AND+%22Microsc+Res+Tech%22%5BJournal%5D)">Development and differentiation of bile ducts in the mammalian liver.</a> Microsc Res Tech. 39 (4), 328-335 (1997).</li>
<li>Crawford, J. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Development+of+the+intrahepatic+biliary+tree%5BTitle%5D)+AND+%22Semin+Liver+Dis%22%5BJournal%5D)">Development of the intrahepatic biliary tree.</a> Semin Liver Dis. 22 (3), 213-226 (2002).</li>
<li>Kaneko, K., Kamimoto, K., Miyajima, A., Itoh, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Adaptive+remodeling+of+the+biliary+architecture+underlies+liver+homeostasis%5BTitle%5D)+AND+%22Hepatology%22%5BJournal%5D)">Adaptive remodeling of the biliary architecture underlies liver homeostasis.</a> Hepatology. 61 (6), 2056-2066 (2015).</li>
<li>Schaub, J. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((De+novo+formation+of+the+biliary+system+by+TGFbeta-mediated+hepatocyte+transdifferentiation%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">De novo formation of the biliary system by TGFbeta-mediated hepatocyte transdifferentiation.</a> Nature. 557 (7704), 247-251 (2018).</li>
<li>Sparks, E. E., Huppert, K. A., Brown, M. A., Washington, M. K., Huppert, S. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Notch+signaling+regulates+formation+of+the+three-dimensional+architecture+of+intrahepatic+bile+ducts+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Hepatology%22%5BJournal%5D)">Notch signaling regulates formation of the three-dimensional architecture of intrahepatic bile ducts in mice.</a> Hepatology. 51 (4), 1391-1400 (2010).</li>
<li>Tanimizu, N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Intrahepatic+bile+ducts+are+developed+through+formation+of+homogeneous+continuous+luminal+network+and+its+dynamic+rearrangement+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Hepatology%22%5BJournal%5D)">Intrahepatic bile ducts are developed through formation of homogeneous continuous luminal network and its dynamic rearrangement in mice.</a> Hepatology. 64 (1), 175-188 (2016).</li>
<li>Walter, T. J., Sparks, E. E., Huppert, S. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((3-dimensional+resin+casting+and+imaging+of+mouse+portal+vein+or+intrahepatic+bile+duct+system%5BTitle%5D)+AND+%22J+Vis+Exp%22%5BJournal%5D)">3-dimensional resin casting and imaging of mouse portal vein or intrahepatic bile duct system.</a> J Vis Exp. (68), e4272(2012).</li>
<li>Popper, H., Kent, G., Stein, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Ductular+cell+reaction+in+the+liver+in+hepatic+injury%5BTitle%5D)+AND+%22J+Mt+Sinai+Hosp+N+Y%22%5BJournal%5D)">Ductular cell reaction in the liver in hepatic injury.</a> J Mt Sinai Hosp N Y. 24 (5), 551-556 (1957).</li>
<li>Yimlamai, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Hippo+pathway+activity+influences+liver+cell+fate%5BTitle%5D)+AND+%22Cell%22%5BJournal%5D)">Hippo pathway activity influences liver cell fate.</a> Cell. 157 (6), 1324-1338 (2014).</li>
</ol>

Autorzy nie pozostają w konflikcie interesów.

Analiza rozwoju i naprawy ChAD u myszy jest ważnym narzędziem w badaniu patogenezy i mechanizmu zaburzeń cholestatycznych. Ponadto opracowanie nowych terapii jest częściowo uzależnione od ustalenia powtarzalnego i najlepiej mierzalnego fenotypu. Obecne fenotypowanie w modelach mysich zwykle obejmuje chemię surowicy, histologię wątroby i barwienie immunologiczne pod kątem markerów specyficznych dla typu komórki. Chociaż techniki te generują cenne informacje na temat struktury i funkcji układu żółciowego, nie zapewniają be...

Drzewo żółciowe jest kluczową częścią wątroby ssaków, umożliwiając przepływ żółci z hepatocytów do jelit. Wewnątrzwątrobowe drogi żółciowe (BD) są tworzone przez cholangiocyty, które różnicują się od hepatoblastów bipotencjalnych poprzez sygnalizację Notch i TGFβ1,2. Właściwa specyfikacja i zaangażowanie cholangiocytów oraz ich składanie się w dojrzałe BD mają kluczowe znaczenie dla rozwoju wewnątrzwątrobowego drzewa żółciowego. Ponieważ wątroba rośnie podczas rozwoju lub regeneracji narządów, układ żółciowy musi rozwijać się wzdłuż wątroby, aby zapewnić prawidłowy drenaż żółci. Co więcej, wiele chorób syndromicznych i niesyndromicznych powoduje niedostatek wewnątrzwątrobowych BDs3. Ponadto szereg ostrych i przewlekłych chorób wątroby powoduje tak zwane reakcje przewodowe w wątrobie, które definiuje się jako obecność znacznej liczby komórek, które wyrażają markery żółciowe, ale niekoniecznie pochodzą z komórek żółciowych lub tworzą opatentowane BDs4. W wieloukładowym zaburzeniu zespołu Alagille'a (ALGS) haploinsuficjacja liganda Notch jagged1 (JAG1) skutkuje słabym powstawaniem BD i cholestazą5,6. Nasze laboratorium wykazało niedawno, że wcześniej wygenerowana heterozygotyczna linia myszy Jag1 7 jest zwierzęcym modelem niedoboru BD w ALGS8. W tym mysim modelu ALGS cholangiocyty są nadal obecne. Nie zobowiązują się jednak do włączenia do dojrzałych, opatentowanych BDs8. Dlatego analiza wątroby w modelu niedoboru ChAD wymaga czegoś więcej niż tylko pozornej obecności lub braku cholangiocytów. Ważne jest, aby dokładnie ocenić stopień, w jakim dojrzałe BD są obecne w wątrobie.
W patologii anatomicznej istnieją akceptowane metody ilościowe do oceny, czy występuje niedostatek BD9. Na przykład badania nad ALGS u pacjentów często określają ilościowo stosunek BD do żyły wrotnej (PV), analizując co najmniej 10 naczyń wrotnych na biopsję wątroby9,10. Analiza kształtu i ogólnej obecności lub braku opatentowanych BD, w połączeniu z chemią surowicy, może dostarczyć cennych informacji na temat rozwoju BD u myszy11,12,13. Jednak myszy mogą stracić znaczną liczbę BD przy tylko niewielkim wzroście poziomu bilirubiny w surowicy8. W związku z tym metoda ilościowa, która ocenia liczbę BD obecnych na PV, może zapewnić bardziej bezpośrednią miarę stopnia niedoboru BD u myszy. W niedawnym raporcie określiliśmy ilościowo liczbę BD na PV we wszystkich płatach wątroby i odnotowaliśmy znaczny spadek stosunku BD do PV w Jag1+/– animals8. W trakcie naszej analizy zauważyliśmy, że pomimo znacznego zróżnicowania stopnia odpowiedzi zapalnej i reakcji przewodowych, stosunek BD do PV nie wykazuje dużej zmienności8. Co więcej, kwantyfikacja stosunku BD do PV pozwoliła nam wykazać, że usunięcie jednej kopii genu glikozylotransferazy Poglut1 u zwierząt Jag1 +/– może znacznie poprawić ich niedostatek BD 8. W tle Jag1 +/+ warunkowa utrata Poglut1 w komórkach mięśni gładkich naczyń krwionośnych powoduje postępujący wzrost liczby BD, który jest skromny (20-30%) przy P7, ale staje się widoczny u dorosłych8. Ponownie, technika ta pozwoliła nam wykazać, że nawet przy P7 wzrost gęstości BD u tych zwierząt jest statystycznie istotny. Warto zauważyć, że zwiększona gęstość BD w tym genotypie w wieku czterech miesięcy została również potwierdzona za pomocą analizy odlewu z żywicy. 8 Te obserwacje i inne raporty, które mierzyły gęstość BD w różnych modelach myszy ALGS14,15 skłoniły nas do włączenia tej metody do naszej ogólnej strategii analizy wad dróg żółciowych u różnych zmutowanych i transgenicznych myszy.
Tutaj szczegółowo opisujemy prostą technikę, która może być użyta do zbadania stopnia niedoboru BD w mysich modelach choroby wątroby (<silna klasa="xfig">Rysunek 1). W tej metodzie barwienie markerami cholangiocytów cytokeratyną (CK) 8 i CK19 (dalej CK, wsCK) o szerokim spektrum działania) służy do wizualizacji BD i nieinkorporowanych cholangiocytów w wątrobie myszy. Przeciwciało przeciwko aktynie alfa-mięśni gładkich (αSMA) dodaje się do barwienia w celu znakowania naczyń. Systematyczna analiza stosunku BD do PV w sekcji obejmującej wszystkie płaty wątroby zapewnia, że dla każdego genotypu analizowana jest duża liczba PV. Ponieważ nasza metoda opiera się na ilościowym określaniu BD i PV na obrazach 2D, nie nadaje się do badania wpływu danej mutacji na strukturę 3D drzewa żółciowego lub integralność małych kanałów żółciowych. Niemniej jednak zapewnia badaczom prostą i obiektywną strategię oceny rozwoju dróg żółciowych u myszy.

<table><tbody><tr><td>Isothesia (Isoflurane)</td><td>Henry Schein</td><td>11695-6776-2</td><td></td></tr><tr><td>Eksykator</td><td>Bel-Art</td><td>16-800-552</td><td></td></tr><tr><td>10%</td><td>Mikroskopia elektronowa</td> PFA Nauki <td>15712</td><td></td></tr><tr><td>Probówka 50 ml</td><td>ThermoScientific</td><td>339653</td><td></td></tr><tr><td>70% etanolu</td><td>Decon</td><td>Laboratories 2401</td><td></td></tr><tr><td>95% etanolu</td><td>Decon Laboratoria</td><td>2801</td><td></td></tr><tr><td>100% etanol</td><td>Decon Laboratories</td><td>2701</td><td></td></tr><tr><td>HistoChoice</td><td>VWR Life Sciences</td><td>H103-4L</td> środek <td>czyszczący</td></tr><tr><td>Kaseta na chusteczki Omnisette</td><td>Fisher HealthCare</td><td>15-197-710E</td><td></td></tr><tr><td>Macrosette</td><td>Simport</td><td>M512</td><td></td></tr><tr><td>Paraplast X-TRA</td><td>McCormick Scientific</td><td>39503002</td><td>Parrafina</td></tr><tr><td>Pleśń tkankowa</td><td>Fisher Scientific</td><td>62528-32</td><td></td></tr><tr><td>Mikrotom</td><td>Microm</td><td>HM 325</td><td></td></tr><tr><td>Szkiełka mikroskopowe Superfrost Plus</td><td>Fisher Scientific</td><td>12-550-15</td><td></td></tr><tr><td>Ksylen</td><td>Fisher Scientific</td><td>C8H10</td><td></td></tr><tr><td>Tris-Based Antigen Retrieval</td><td>Vector Laboratories</td><td>H-3301</td><td></td></tr><tr><td>Ciśnienie Cooker</td><td>Instant Pot</td><td>Lux Mini</td><td></td></tr><tr><td>Mini Mini Pap Pen</td><td>Life Technologies</td><td>8877</td><td></td></tr><tr><td>Monolaurynian polioksyetylenu 20 sorbitanu (Tween-20)</td><td>J.T. Baker</td><td>X251-07</td><td></td></tr><tr><td>Etoksylan oktylofenolu (Triton-X-100)</td><td>J.T. Baker</td><td>X198-07</td><td></td></tr><tr><td>Normalna surowica kozia</td><td>Jackson Immunoresearch</td><td>005-000-121</td><td></td></tr><tr><td>anty-CK8</td><td>Badania rozwojowe Hybrydoma Bank</td><td>TROMA-I</td><td>Identyfikator rejestru przeciwciał AB531826</td></tr><tr>badania rozwojowe<td>anty-CK19</td> Bank <td>Hybridoma Identyfikator</td><td>rejestru przeciwciał</td><td>TROMA-III</td> AB2133570</tr><tr><td>anty-&alfa;SMA</td><td>Sigma Aldrich</td><td>A2547, klon 1A4</td><td></td></tr><tr><td>anty-szczur-Alexa488</td><td>ThermoFisher</td><td>A21208</td><td></td></tr><tr><td>anty-mysz-Cy5</td><td>Jackson Immunoresearch</td><td>715-175-151</td><td></td></tr><tr><td>DAPI</td><td>Vector Laboratories</td><td>H-1000</td><td></td></tr><tr><td>22 x 50 mm2 mikro szkło osłonowe</td><td>VWR Life Sciences</td><td>48393 059</td><td></td></tr><tr><td>Mikroskop fluorescencyjny</td><td>Leica</td><td>DMI6000 B</td><td></td></tr><tr><td>Kimtech</td><td>Science</td><td>05511</td><td></td></tr><tr><td>VECTASHIELD</td><td>Vector Laboratories</td><td>H-1000</td><td>Medium montażowe zapobiegające blaknięciu</td></tr></tbody></table>

określanie gęstości dróg żółciowych w wątrobie myszy

Determining Bile Duct Density in the Mouse Liver

Mysz jest powszechnie wykorzystywana jako organizm modelowy do badania chorób dróg żółciowych. Aby ocenić rozwój i funkcję układu żółciowego, stosuje się różne techniki, w tym chemię surowicy, analizę histologiczną i barwienie immunologiczne dla określonych markerów. Chociaż techniki te mogą dostarczyć ważnych informacji o układzie żółciowym, często nie dają pełnego obrazu wad rozwojowych dróg żółciowych (ChAD) w całej wątrobie. Wynika to częściowo z silnej zdolności wątroby myszy do odprowadzania żółci nawet u zwierząt ze znacznym upośledzeniem rozwoju dróg żółciowych. Poniżej przedstawiamy prostą metodę obliczania średniej liczby BD związanych z każdą żyłą wrotną (PV) w sekcjach obejmujących wszystkie płaty zmutowanych/transgenicznych myszy. W tej metodzie wątroby są montowane i dzielone w stereotypowy sposób, aby ułatwić porównanie różnych genotypów i warunków eksperymentalnych. BD są identyfikowane za pomocą mikroskopii świetlnej cholangiocytów barwionych cytokeratyną, a następnie zliczane i dzielone przez całkowitą liczbę PV obecnych w odcinku wątroby. Jako przykład pokazujemy, w jaki sposób ta metoda może wyraźnie odróżnić myszy typu dzikiego od mysiego modelu zespołu Alagille'a. Przedstawiona tutaj metoda nie może zastąpić technik wizualizujących trójwymiarową strukturę drzewa żółciowego. Oferuje jednak łatwy i bezpośredni sposób ilościowej oceny rozwoju BD i stopnia powstawania reakcji przewodowej u myszy.

Wcześniej udokumentowaliśmy wady dróg żółciowych u zwierząt Jag1+/– , będących modelem mysim ALGS8. Aby określić stosunek BD do PV, wykonaliśmy przekroje wątrób myszy w 30. dniu po urodzeniu (P30) i przeprowadziliśmy podwójne barwienie na CK8 i CK19 (wsCK) oraz marker naczyniowy αSMA. Następnie wykonano obrazowanie wszystkich PV w każdym z płatów wątroby. Jak pokazano na Rysunku 2A, PV zdefiniowano jako naczynia zabarwione na ...

Prezentujemy dość prostą i czułą metodę dokładnego oznaczania gęstości dróg żółciowych w wątrobie myszy. Metoda ta może pomóc w określeniu wpływu modyfikatorów genetycznych i środowiskowych oraz skuteczności potencjalnych terapii w mysich modelach chorób dróg żółciowych.

Określanie gęstości dróg żółciowych w wątrobie myszy

Mouse is broadly used as a model organism to study biliary diseases. To evaluate the development and function of the biliary system, various techniques ...

Protokół ten umożliwia badaczowi ilościowe określenie rozwoju dróg żółciowych w mysich modelach choroby wątroby. Pozwala również na ocenę wpływu modyfikatorów genetycznych na rozwój dróg żółciowych. Zaletą tej techniki jest to, że jest to prosta, czuła i ilościowa metoda bezpośredniej oceny rozwoju dróg żółciowych.Na początek, gdy skóra jest napięta kleszczami, użyj małych nożyczek, aby wykonać poprzeczne nacięcie około jednego cala poniżej klatki piersiowej myszy poddanej eutanazji. Odsłoń całą brzuszną powierzchnię wątroby. Użyj małych nożyczek, aby ostrożnie przeciąć więzadła łączące wątrobę z innymi narządami w jamie brzusznej.Następnie przeciąć wspólny przewód żółciowy, aby odłączyć wątrobę od jelita. Trzymaj się pęcherzyka żółciowego i ostrożnie usuń wątrobę. Natychmiast umieść go w 50-mililitrowej tubce wypełnionej w trzech czwartych 4% paraformaldehydem.Aby utrwalić tkankę wątroby, inkubuj ją w 4% PFA w temperaturze czterech stopni Celsjusza przez 48 godzin. Po serii płukań etanolem przemyj wątrobę środkiem czyszczącym trzy razy przez 30 minut w temperaturze pokojowej. Aby rozpocząć zatapianie, umyj kasetę z chusteczkami w formie do chusteczek higienicznych trzy razy przez 30 minut w wosku parafinowym podgrzanym do 60 stopni Celsjusza.Następnie wypełnij formę bibułkową woskiem parafinowym do wysokości trzech czwartych i trzymaj ją na bloku grzewczym w temperaturze 60 stopni Celsjusza. Umieść wątrobę w formie brzuszną stroną skierowaną do góry. Po ostrożnym wyjęciu formy z bloku grzewczego należy położyć górną część kasety na formie.Uzupełnij gorącą parafiną w płynie i pozwól jej ostygnąć do temperatury pokojowej przez noc. Po wyjęciu bloku wątroby z formy, za pomocą mikrotomu rozpocznij cięcie przez powierzchowną grzbietową stronę wątroby, wykonując pięć mikrometrów sekcji. Sprawdź powierzchowne skrawki pod mikroskopem preparacyjnym, aby upewnić się, że nie są ścięte ani złożone.Aby przetworzyć szkiełka do immunohistochemii, wybierz jedno szkiełko na genotyp do analizy i myj je przez 15 minut w ksylenie, 100% etanolu, 95% etanolu i na końcu 70% etanolu. Po umyciu szkiełka w zjonizowanej wodzie zanurz je w roztworze do pobierania antygenu o wysokim pH na bazie Tris. Następnie podgrzej go pod ciśnieniem w szybkowarze przez trzy minuty w temperaturze 10 funtów na cal kwadratowy.Po pozostawieniu szkiełka do ostygnięcia do temperatury pokojowej, użyj pisaka PAP, aby obrysować sekcje na szkiełku. Po umyciu PBS Tween, zablokuj skrawki tkanki, dodając 100 mikrolitrów roztworu blokującego na sekcję i inkubuj pod przykryciem w temperaturze czterech stopni Celsjusza przez godzinę. Nałożyć 100 mikrolitrów rozcieńczonego roztworu przeciwciała zawierającego wszystkie trzy przeciwciała pierwszorzędowe na każdą sekcję i inkubować je w temperaturze czterech stopni Celsjusza przez noc.Po umyciu szkiełek dodać 100 mikrolitrów roztworu przeciwciała drugorzędowego zawierającego oba przeciwciała drugorzędowe i inkubować przez godzinę w temperaturze pokojowej. Na koniec nałóż podłoże montażowe i szkiełko nakrywkowe na szkiełka. Użyj mikroskopu fluorescencyjnego, aby wykonać 20-krotne zdjęcia z 1-krotnym zoomem każdej sekcji.Upewnij się, że każda żyła wrotna w wątrobie jest zobrazowana. Utwórz arkusz kalkulacyjny z następującymi kolumnami: Liczba zwierzęcia/próbki, Numer obrazu, liczba żył wrotnych i liczba dróg żółciowych. Zidentyfikuj i zapisz liczbę żył wrotnych na obrazie dla każdego obrazu.Następnie zidentyfikuj drożne drogi żółciowe na każdym obrazie na podstawie obecności cholangiocytów otaczających definiowalne światło. Struktury te powinny być odrębne i oddzielone mezenchymą od innych komórek cytokeratyno-dodatnich o szerokim spektrum. Jednym z głównych wyzwań związanych z tą techniką jest identyfikacja drożnych dróg żółciowych.Określenie, co to jest kanał patentowy, wymaga analizy kształtu kanału i komórek otaczających światło. Policz każdy drożny przewód żółciowy i umieść go w tej samej kolumnie, co numer obrazu i powtórz dla każdego obrazu żyły wrotnej. Na koniec oblicz sumę wszystkich żył wrotnych i wszystkich dróg żółciowych w próbce wątroby i oblicz stosunek przewodu żółciowego do żyły wrotnej dla próbki wątroby.Wątroby myszy P30 zostały pocięte i wybarwione pod kątem CK8 i CK19 wraz z markerem naczyniowym, alfa-SMA, w celu określenia stosunku BD do PV. Kiedy wszystkie żyły wrotne w każdym płacie wątroby są obrazowane, żyły wrotne zdefiniowano jako naczynia barwione alfa-SMA, które mają sąsiednie barwienie cytokeratyną o szerokim spektrum. Struktury barwnikowe alfa-SMA bez cytokeratyny o szerokim spektrum działania były żyłami centralnymi, które zostały wyłączone z analizy.Kanaliki patentowe mają wyraźnie określone światło, które jest otoczone cytokeratynami o szerokim spektrum cytokeratyn-dodatnich i są zwykle oddzielone od pobliskich przewodów lub cholangiocytów mezenchymią. Komórki cytokeratyny o szerokim spektrum działania, które nie mają definiowalnego światła, nie są wliczane do całkowitej liczby dróg żółciowych. Wycinek wątroby zwierzęcia typu dzikiego pokazuje żyłę wrotną związaną z w pełni opatentowanym przewodem wraz z kilkoma nieinkorporowanymi komórkami.Reprezentatywny wycinek wątroby od heterozygotycznego zwierzęcia JAG1 nie wykazuje obecności drożnych dróg żółciowych wokół trzech żył wrotnych. Wszystkie komórki cytokeratynowo-dodatnie o szerokim spektrum działania są niewłączone i dlatego nie powinny być liczone. Analiza stosunku BD do PV dla trzech zwierząt heterozygotycznych typu dzikiego i trzech heterozygotycznych JAG1 pokazuje, w jaki sposób te dwa genotypy można łatwo rozróżnić na podstawie liczby dróg żółciowych.Ważne jest, aby ocenić wszystkie naczynia wrotne pod kątem dróg żółciowych. Jest to szczególnie ważne dla określenia gęstości dróg żółciowych, jeśli występuje zmienność fenotypowa w wątrobie. Technika ta została wykorzystana do identyfikacji genetycznego supresora fenotypu dróg żółciowych w mysim modelu Helgasona.Dlatego może być przydatny w ocenie metod leczenia zwierzęcych modeli chorób dróg żółciowych.

determining-bile-duct-density-in-the-mouse-liver

Research

JoVE Journal

Developmental Biology

Biologia rozwojowa

Ten film opisuje procedurę odlewania żywicy układu żółciowego, aby zrozumieć architekturę dróg żółciowych 3D. Technika ta zapewnia wgląd w wewnętrzną średnicę i łączność sieciową układu żółciowego, co można wykorzystać do analizy regeneracji wątroby.

Odlewanie żywicy układu żółciowego: technika analizy architektury 3D układu żółciowego w modelu mysim z wykorzystaniem wstrzykiwania żywicy nieprzepuszczalnej dla promieni rentgenowskich

Zakłócenie przepływu żółci powoduje ciężkie zapalne cholestatyczne uszkodzenie wątroby z charakterystyczną, zależną od czasu sekwencją zmian morfologicznych. W tym miejscu przedstawiamy protokół chirurgicznego podwiązania przewodu żółciowego wspólnego u myszy, który pozwala na wywołanie silnej odpowiedzi zwłóknieniowej po 21 do 28 dniach.

Podwiązanie dróg żółciowych u myszy: indukcja zapalnego uszkodzenia wątroby i zwłóknienia przez chalestazę obturacyjną

Narzędzia do diagnozowania zaburzeń wchłaniania kwasów żółciowych i pomiaru transportu kwasów żółciowych in vivo są ograniczone. Opisano innowacyjne podejście na żywych zwierzętach, które wykorzystuje połączone obrazowanie metodą rezonansu magnetycznego protonem (1H) i fluorem (19F); Ta nowatorska metodologia ma potencjał translacyjny w badaniach przesiewowych w kierunku złego wchłaniania kwasów żółciowych w praktyce klinicznej.

Wykorzystanie wielofluorowanych kwasów żółciowych i rezonansu magnetycznego in vivo do pomiaru transportu kwasów żółciowych

Tutaj prezentujemy częściowe podwiązanie dróg żółciowych jako chirurgiczny model uszkodzenia i regeneracji wątroby u gryzoni.

Częściowe podwiązanie dróg żółciowych u myszy: kontrolowany model zlokalizowanej cholestazy obturacyjnej

Ten artykuł szczegółowo opisuje metodę opartą na nanocząstkach srebra do łagodzenia zespołu atrezji dróg żółciowych w eksperymentalnym modelu myszy z atrezją dróg żółciowych. Solidne zrozumienie procesu przygotowania odczynnika i techniki wstrzykiwania noworodków na myszach pomoże zapoznać badaczy z metodą stosowaną w badaniach na modelu noworodkowym myszy.

Metoda nanocząstek srebra w łagodzeniu zespołu atrezji dróg żółciowych u myszy

Prezentujemy solidną, opłacalną i elastyczną metodę pomiaru zmian w liczbie hepatocytów i ploidalności jądrowej w stałych/kriokonserwowanych próbkach tkanek, która nie wymaga cytometrii przepływowej. Nasze podejście zapewnia potężną sygnaturę cytologii wątroby obejmującą całą próbkę, idealną do śledzenia postępu uszkodzenia wątroby i choroby.

Wysokoprzepustowa metoda in situ do szacowania ploidalności jądrowej hepatocytów u myszy

Mikrotomografia komputerowa z podwójnym odlewem z żywicy, czyli DUCT, umożliwia wizualizację, digitalizację i segmentację dwóch systemów rurowych jednocześnie, co ułatwia analizę 3D architektury organów. DUCT łączy wstrzyknięcie ex vivo dwóch żywic nieprzepuszczających promieni rentgenowskich, a następnie skanowanie mikrotomografii komputerowej i segmentację danych tomograficznych.

DUCT: Podwójny odlew z żywicy, a następnie tomografia mikrokomputerowa do analizy wątroby 3D

Do obserwacji zaburzeń dróg żółciowych u noworodków u myszy, niezbędny jest nienaruszony przewód żółciowy i skuteczne przygotowanie. W związku z tym z powodzeniem opracowano nowe podejście do izolowania całego pozawątrobowego układu dróg żółciowych u mysich noworodków przy zachowaniu integralności przewodu żółciowego.

Rozwarstwienie pozawątrobowego przewodu żółciowego i pęcherzyka żółciowego u dziewięciodniowych noworodków myszy

Stworzyliśmy mysi model przewlekłego zwłóknienia wątroby, który dostarcza odpowiedniego modelu zwierzęcego do mechanistycznego badania atrezji dróg żółciowych (BA) wywołanego przez wirusa i platformy dla przyszłych terapii BA.

Mysi model przewlekłego zwłóknienia wątroby do badania atrezji dróg żółciowych

Tutaj opisujemy prosty i ekonomiczny protokół do przeprowadzenia bezstronnej kwantyfikacji gęstości mikrokrążenia płuc dla całej tkanki płucnej myszy za pomocą pojedynczego barwienia izolektyny B4.

Kwantyfikacja gęstości mikronaczyniowej płuc u myszy w poprzek zrazików

Naucz się ilościowej oceny gęstości dróg żółciowych w wątrobie myszy. Ta prosta i czuła metoda umożliwia badanie wpływu czynników genetycznych na rozwój dróg żółciowych w modelach chorób wątroby.

Określanie gęstości dróg żółciowych w wątrobie myszy

Przeglądaj więcej filmów