Name: Proste domowe narzędzia do radzenia sobie z muszkami owocowymi - Drosophila melanogaster (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2019-07-24T13:30:00.000+00:00
Duration: 8 min 28 s
Description: Poznaj proste domowe narzędzia do transferu, chłodzenia i uśmiercania dorosłych muszek owocowych Drosophila melanogaster. Te tanie metody usprawniają pracę w laboratoriach badawczych i dydaktycznych.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

1. Przygotowanie narzędzi i akcesoriów
<ol>
	<li>Korki do końcówek/lejków
	<ol>
		<li>Zaopatrzyć się w dwie zatyczki gąbkowe (średnica zatyczek musi być nieco większa niż średnica wewnętrzna fiolek używanych do przenoszenia much). Wykonaj otwór w środku zatyczek gąbkowych za pomocą rozgrzanej lutownicy elektrycznej.</li>
		<li>Weź dwie końcówki do pipet o pojemności 1 ml, przetnij jedną na pół poprzecznie ostrym nożem i wyrzuć spiczasty koniec. Następnie odetnij 1,5 cm spiczastego końca od drugiej końcówki pipety. Sklej resztki dwóch końcówek pipet za pomocą uniwersalnego kleju, aby uzyskać wydłużoną końcówkę pipety (Rysunek 1A).</li>
		<li>Włóż lejek i wydłużoną końcówkę pipety do zatyczek z gąbką, aby utworzyć korek końcówki i lejka (zwane dalej korkami T i F) i zakryj końcówkę pipety probówką do mikrowirówek o pojemności 100 μl (<klasa mocna="xfig">Rysunek 1A). 
		nuta: Długość trzpienia lejka musi być większa niż wysokość korka. Jeśli jest krótszy lub równy wysokości wtyczki, muchy uciekną z otworu trzpienia. Koniec trzonka lejka powinien znajdować się co najmniej 2 cm nad powierzchnią pożywki hodowlanej lub dnem pustej fiolki. Preferowane są małe lejki (np. o średnicy tarczy <60 mm) z małymi wewnętrznymi średnicami otworu trzpienia (<5 mm). Do wykonania F-stoppera można użyć szklanego lub plastikowego lejka. Jednak plastikowe lejki są preferowane na lekcjach biologii, ponieważ pękają mniej łatwo niż lejki szklane.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Igły do mikropreparacji 
	<ol>
		<li>Zaopatrz się w ołówki automatyczne, które dobrze leżą w dłoni i szpilki przeciw owadom, które pasują do średnic (np. 0,5 mm, 0,7 mm) ich ołowianych wkładów.</li>
		<li>Odetnij szerokie końce szpilek do owadów szczypcami i spiłuj cięcie na płasko. Zastąp przewód kołkami (<silna klasa="xfig">Rysunek 1B). Naciśnij przycisk kliknięcia i wysuń 0,5–1 cm szpilki, aby przeprowadzić preparację. Wyczyść szpilkę i wepchnij ją całkowicie z powrotem do trzonka ołówka po sekcji sekcji, aby była bezpieczna dla każdej osoby. 
		nuta: Igły do mikropreparowania są przydatne nie tylko w sekcjach narządów, takich jak larwy, gruczoły ślinowe, ale także w liczeniu i sortowaniu martwych dorosłych much.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Twarde okłady z lodu 
	<ol>
		<li>Zdobądź kilka twardych okładów z lodu do ponownego zamrożenia (preferowane są duże okłady z lodu). <silna klasa="xfig">Rysunek 1C pokazuje dobrze działający worek lodowy, który ma wymiary 26,5 cm x 14,5 cm x 2,5 cm i ma górne i dolne strony, które są całkowicie płaskie.</li>
		<li>Pokrój gazę medyczną (niesterylną) na kawałki, które są nieco mniejsze niż zimne powierzchnie okładów z lodu, które pokrywają. Na przykład, kawałek gazy medycznej nieco mniejszy niż 26,5 cm x 14,5 cm jest lepszy do przykrycia okładu z lodu pokazanego w <silna klasa="xfig">Rysunek 1C. 
		nuta: Do niezbędnych akcesoriów do tych narzędzi schładzających należą: pojemnik na lód (użyliśmy pudełka piankowego o wymiarach 25 cm x 15 cm x 15 cm dla jednej osoby i pudełka o wymiarach 37 cm x 28 cm x 20 cm dla więcej niż jednej osoby), który służy do przechowywania kruszonego lodu; para cienkich pęset, które służą do chwytania schłodzonych much za skrzydła i przenoszenia ich do fiolki; para ochronnych rękawic roboczych, które służą do wyjmowania schłodzonych okładów z lodu z zamrażarki o temperaturze -20 °C; i folia z tworzywa sztucznego, która służy do pokrycia stolika mikroskopu stereoskopowego.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Klatka do zbierania jaj Drosophila 
	nuta: Gotowe klatki do zbierania jaj Drosophila są dostępne w wielu firmach biotechnologicznych11. Opisana tutaj jest mała akrylowa klatka w kształcie butelki na szalki Petriego o średnicy 60 mm (<silna klasa="xfig">Rysunek 1D po lewej; projekt klatki jest pokazany w środku). Można go dostosować do innych rozmiarów szalek Petriego (np. 100 mm, 35 mm). Pozwala to na łatwe przenoszenie much do lub z klatki. Prostą klatkę można przygotować w następujący sposób.
	<ol>
		<li>Za pomocą obcinaka zatrzaskowego pokrój miękką plastikową butelkę na napoje (500 ml, średnica wewnętrzna ok. 65 mm) w przybliżeniu w stosunku 2:1 (spiczasty koniec do końca) i wyrzuć koniec.</li>
		<li>Owiń pasek papieru kartonowego wokół talerza z sokiem jabłkowym (średnica wewnętrzna 60 mm) za pomocą taśmy klejącej [talerz na sok jabłkowy służy do zbierania jajek (<silna klasa="xfig">Rysunek 1E, po prawej)].</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Akumulatorowa sterownik do szczotek do rur
	<ol>
		<li>Zaopatrz się w wiertarko-wkrętarkę akumulatorową (maksymalna prędkość = 500 obr./min).</li>
		<li>Zaopatrz się w szczotkę do rurek, która ma włosie po bokach, a także z przodu. Idealnie, średnica szczoteczki powinna być nieco większa niż średnica fiolek z kulturami, które należy wyczyścić. Odetnij koniec rękojeści, aby można go było włożyć do uchwytu wiertarskiego (<silna klasa="xfig">Rysunek 1D). 
		nuta: Niezbędne akcesoria do tych narzędzi czyszczących to gąbki ze stali nierdzewnej i gumowe rękawice z długim mankietem.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
2. Przenoszenie dorosłych much z fiolki A do fiolki B
UWAGA: Przenoszenie dorosłych muszek z jednej fiolki do drugiej jest najczęstszą praktyką przeprowadzaną w eksperymentach z Drosophila [np. przenoszenie muszek ze starej kultury (A) na świeżą kulturę (B) lub z fiolki krzyżowej (A) do pustej fiolki (B)] w celu znieczulenia. Opisany tutaj protokół może być stosowany do wszelkich czynności związanych z przenoszeniem dorosłych much. O ile nie zaznaczono inaczej, protokół ten jest używany do przenoszenia much z fiolki A do fiolki B w tym artykule.
<ol>
	<li>Sprawdź dokładnie trzpień lejka zatyczki F i końcówkę pipety zatyczki T, a następnie usuń wszelkie muchy, które pozostały w korkach, za pomocą gumowej dmuchawy powietrza. Ten krok ma ogromne znaczenie, zwłaszcza gdy jeden zestaw stoperów T i F jest używany do ciągłego przenoszenia różnych linii Drosophila.</li>
	<li>Stuknąć muchy w fiolce A i zastąpić jej korek korkiem w kształcie litery T, a następnie zatkać fiolkę B korkiem F.</li>
	<li>Odwrócić fiolkę A na fiolkę B, włożyć końcówkę końcówki pipety w kształcie litery T do otworu lejka w korku F, uderzyć w krawędź odwróconej fiolki A, aby muchy mogły wysunąć się z końcówki pipety i przejść przez trzpień lejka, a następnie wrzucić do fiolki B. Jeśli jakikolwiek stary pokarm w fiolce A stanie się mniej zwarty, może spaść, gdy fiolka A zostanie odwrócona i stuknięta. W takiej sytuacji należy odwrócić fiolkę B nad fiolką A i pozwolić muchom wpełznąć do fiolki B.</li>
	<li>Oddzielić ogranicznik T od ogranicznika F. Zakryć końcówkę pipety korka w kształcie litery T probówką do mikrowirówek o pojemności 200 μl, jeżeli pozostałe muchy w fiolce A muszą zostać natychmiast przeniesione do innych fiolek; w przeciwnym razie wyjąć korek T i ponownie zatkać fiolkę A. Wyjąć korek F i ponownie zatkać fiolkę B.</li>
</ol>
3. Unieruchamianie much przez chłodzenie
<ol>
	<li>Twarde, nadające się do ponownego zamrożenia okłady z lodu należy przechowywać w zamrażarce w temperaturze -20 °C przez co najmniej 24 godziny przed użyciem.</li>
	<li>Umieść schłodzony, twardy okład z lodu w temperaturze pokojowej (RT) na 20 minut. Lekko zwilż kawałek nieaseptycznej gazy medycznej pod bieżącą wodą i pozwól mu ściśle przylegać do powierzchni okładu z lodu. Gaza medyczna może być ponownie użyta w następnym schładzaniu much. W tym samym czasie schłodzić pustą fiolkę w kruszonym lodzie.</li>
	<li>Dorosłe muchy, które muszą zostać unieruchomione, należy przenieść do schłodzonej pustej fiolki (CEV). Po rozdzieleniu dwóch fiolek do przenoszenia, przykryj CEV szalką Petriego lub zatyczką i uderz CEV o pokruszony lód, aby spuścić na dno wszystkie muchy w CEV. Powtórz ten proces kilka razy, aż wszystkie muchy zostaną unieruchomione. Muchy zostaną unieruchomione w ciągu 30 sekund. Następnie umieść CEV w lodzie na 1 minutę. Nie zaleca się przenoszenia zbyt wielu much jednocześnie w celu znieczulenia.</li>
	<li>Wylej schłodzone muchy na gazę medyczną, która przykrywa okład z lodu. Rozłóż nakładające się na siebie muchy za pomocą pędzla i upewnij się, że każda mucha może zostać schłodzona przez zimną powierzchnię okładu lodowego. Jeśli schłodzony, twardy okład lodowy lekko pęcznieje, połóż go na ręczniku i pracuj na płaskiej stronie.</li>
	<li>Usuń klipsy sceniczne z mikroskopu stereoskopowego, przykryj stolik kawałkiem plastikowej folii i połóż okład z lodu na stoliku. Włącz górne światło (pożądane jest zimne źródło światła), ustaw ostroskop na stereomikroskopie i przesuwaj okład z lodu, aż schłodzone muchy będą wyraźnie widoczne.</li>
</ol>
4. Zabijanie dorosłych much w celu ich liczenia, sortowania lub odrzucania
<ol>
	<li>Przenieść dorosłe muchy do pustej fiolki i przykryć ją szalką Petriego.</li>
	<li>Odwróć fiolkę, podgrzewaj ją przez 1 min + 20 s w kuchence mikrofalowej i pozwól, aby martwe muchy wpadły na szalkę Petriego.</li>
	<li>Założyć ochronne rękawice robocze i wyjąć fiolkę z kuchenki mikrofalowej. Wylej martwe muchy na białą papierową kartę, policz lub zbadaj muchy za pomocą igły do mikropreparacji pod mikroskopem stereoskopowym, a po obserwacji wyrzuć ciała much do kosza na śmieci.</li>
	<li>Aby zabić niechciane muchy, podgrzej je przez 2–3 minuty w kuchence mikrofalowej, a następnie wrzuć tusze do kosza na śmieci. 
	nuta: Nie zaleca się zabijania niektórych szczepów zmutowanych skrzydeł (np. mutantów długości skrzydeł) w celu badania, ponieważ trudno jest ocenić na podstawie tusz, czy skrzydła wystają poza czubek odwłoka, co jest widoczne u much dzikich typów.</li>
</ol>
5. Przenoszenie much do/z klatki do zbierania jaj w kształcie butelki
UWAGA: Jak wspomniano powyżej, T- i F-stoppery są używane do przenoszenia much do i z klatki do pobierania jaj. Muchy nie muszą być znieczulone podczas całego tego procesu. Inne szczegóły, takie jak przygotowanie podłoża z soku jabłkowego, zbieranie jaj i dechorionizacja, można znaleźć w literaturze12.
<ol>
	<li>Włóż klatkę na jajka do talerza na sok jabłkowy lub zamontuj talerz na sok jabłkowy do klatki wykonanej z butelki po napoju bezalkoholowym. Uszczelnij złącze wokół dwóch elementów paskiem folii parafinowej.</li>
	<li>Umieść jak najwięcej much w klatce i ponownie zatkaj klatkę piankowym korkiem po przeniesieniu much.</li>
	<li>Aby zmienić pokarm dla much w klatce, przenieś muchy w klatce do pustej fiolki.</li>
	<li>Załóż talerz na sok jabłkowy i ponownie go zamknij, a następnie przenieś muchy z fiolki z powrotem do klatki.</li>
	<li>Po zakończeniu zbierania jaj przenieś muchy do pustej fiolki i przenieś je do fiolek hodowlanych.</li>
</ol>
6. Czyszczenie szklanych fiolek z kulturami
UWAGA: Generalnie, stara fiolka z kulturą zawiera żywe muchy. W opisanym tutaj protokole, muchy te NIE muszą być zabijane przed czyszczeniem, chyba że są to muchy transgeniczne.
<ol>
	<li>Usuń tusz markera permanentnego ze szklanych fiolek z kulturami za pomocą mokrych gąbek ze stali nierdzewnej.</li>
	<li>Namocz fiolki z kulturami bakterii pod bieżącą wodą.
	<ol>
		<li>Napełnij zlew laboratoryjny wodą, dodaj płynne mydło do mycia naczyń do wody i wymieszaj.</li>
		<li>Zanurzyć fiolki z kulturami w wodzie, a następnie wyjąć korek, pozwalając wodzie spłynąć do fiolki. Płyn do mycia naczyń w wodzie sprawi, że pozostałe dorosłe muchy opadną na dno i utopią się w wodzie.</li>
		<li>Namocz stare fiolki z kulturami w wodzie przez co najmniej 30 minut.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Poluzuj uchwyt wiertarki, włóż szczotkę do probówki i ponownie dokręć uchwyt. Sprawdź kierunek obrotu selektora i upewnij się, że wiertło obraca się zgodnie z ruchem wskazówek zegara. Wyreguluj spust prędkości i upewnij się, że maksymalna prędkość jest mniejsza niż 500 obr./min.</li>
	<li>Wyczyść fiolki z kulturami.
	<ol>
		<li>Dokładnie oczyścić fiolki z kulturami bakterii.
		<ol>
			<li>Założyć długą gumową rękawicę z mankietem na rękę niedominującą i trzymać fiolkę w wodzie.</li>
			<li>Przytrzymaj bezprzewodowy sterownik szczotkowy do rur gołą dominującą ręką, wciśnij szczoteczkę do fiolki z kulturami i naciśnij spust. 
			nuta: Nie zanurzaj baterii w wodzie. Obrotowa szczotka rozdrobni stare jedzenie, poczwarki itp. i usunie ponad 95% odpadów.</li>
			<li>Wyrzuć odpady do osobnego kosza na śmieci. Powtarzać ten proces, aż większość odpadów w każdej fiolce zostanie oczyszczona.</li>
		</ol>
		</li>
		<li>Dokładnie wyczyść fiolki z kulturami.
		<ol>
			<li>Wyczyść szczotkę do rur, opróżnij i wyczyść zlew, a następnie napełnij go czystą wodą.</li>
			<li>Usunąć pozostałe odpady z każdej fiolki z kulturą bakterii zgodnie z opisem w sekcji 6.4.1.</li>
		</ol>
		</li>
	</ol>
	</li>
</ol>

<ol><li>Jennings, B. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Drosophila+%E2%80%93+a+versatile+model+in+biology+%26+medicine%5BTitle%5D)+AND+%22Materials+Today%22%5BJournal%5D)">Drosophila – a versatile model in biology & medicine.</a> Materials Today. 14 (5), 190-195 (2011).</li>
<li>JoVE Science Education Database. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=%22Biology+I%3A+yeast%2C+Drosophila+and+C.+elegans.+An+Introduction+to+Drosophila+melanogaster%22">Biology I: yeast, Drosophila and C. elegans. An Introduction to Drosophila melanogaster</a>. , JoVE. Cambridge, MA. (2018).</li>
<li>Ashburner, M., Roote, J. Laboratory Culture of Drosophila. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aAshburner%2C+M+%22Drosophila+Protocols%22">Drosophila Protocols</a>. Sullivan, W., Ashburner, M., Hawley, R. S. , Cold Spring Harbor Laboratory Press. Ch. 585-599 (2000).</li>
<li>Greenspan, R. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Fly+pushing%3A+The+theory+and+practice+of+Drosophila+genetics%5BTitle%5D)+AND+%22Cold+Spring+Harbor+Laboratory+Press%22%5BJournal%5D)">Fly pushing: The theory and practice of Drosophila genetics.</a> Cold Spring Harbor Laboratory Press. , (2004).</li>
<li>Ashburner, M., Thompson, J. The laboratory culture of Drosophila. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aAshburner%2C+M+%22The+genetics+and+biology+of+Drosophila%22">The genetics and biology of Drosophila</a>. Ashburner, M., Wright, T. R. F. 2a, Academic Press. 1-109 (1978).</li>
<li>Ratterman, D. M. Eliminating ether by using ice for Drosophila labs. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aRatterman%2C+DM+%22Tested+Studies+For+Laboratory+Teaching%22">Tested Studies For Laboratory Teaching</a>. O'Donnell, M. A. , 259-265 (2003).</li>
<li>Culturing techniques for Drosophila . , Available from:
 <a target="_blank" href="https://www.ptbeach.com/cms/lib/NJ01000839/Centricity/Domain/113/ap%20biology%20Labs/Culturing%20techniques%20for%20Drosophila.pdf">https://www.ptbeach.com/cms/lib/NJ01000839/Centricity/Domain/113/ap%20biology%20Labs/Culturing%20techniques%20for%20Drosophila.pdf</a> (2019).</li>
<li>Markow, T. A., O'Grady, P. M. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aMarkow%2C+TA+%22Drosophila%3A+A+Guide+to+Species+Identification+and+Use%22">Drosophila: A Guide to Species Identification and Use</a>. , Academic Press. (2006).</li>
<li>Artiss, T., Hughes, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Taking+the+Headaches+Out+of+Anesthetizing+Drosophila%3A+A+Cheap+%26+Easy+Method+of+Constructing+Carbon+Dioxide+Staging%5BTitle%5D)+AND+%22The+American+Biology+Teacher%22%5BJournal%5D)">Taking the Headaches Out of Anesthetizing Drosophila: A Cheap & Easy Method of Constructing Carbon Dioxide Staging.</a> The American Biology Teacher. 69 (8), e77-e80 (2007).</li>
<li>Qu, W. -H., Zhu, T. -B., Yang, D. -X. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+Modified+Cooling+Method+and+its+Application+in+Drosophila+Experiments%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+Of+Biological+Education%22%5BJournal%5D)">A Modified Cooling Method and its Application in Drosophila Experiments.</a> Journal Of Biological Education. 49 (3), 302-308 (2015).</li>
<li>Egg-laying cages for drosophila. , Available from:
 <a target="_blank" href="https://www.kisker-biotech.com/frontoffice/product?produitId=0H-19-17">https://www.kisker-biotech.com/frontoffice/product?produitId=0H-19-17</a> (2018).</li>
<li>Roberts, D. B. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aRoberts%2C+DB+%22Drosophila%3A+a+practical+approach%22">Drosophila: a practical approach</a>. , 2nd edn, Oxford University Press. (1998).</li>
<li>Tang, M., Peng, Q. -F., Yang, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Two+devices+for+Drosophila+experiments+%28in+Chinese%29%5BTitle%5D)+AND+%22Bulletin+of+Biology%22%5BJournal%5D)">Two devices for Drosophila experiments (in Chinese).</a> Bulletin of Biology. 45 (11), 49-50 (2010).</li>
<li>Zhou, T. -y, Gan, J., Yang, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Preparation+of+sponge+plug+and+sponge+plug+based+fly+transferring+device+for+Drosophila+experiments+%28in+Chinese%29%5BTitle%5D)+AND+%22Bulletin+of+Biology%22%5BJournal%5D)">Preparation of sponge plug and sponge plug based fly transferring device for Drosophila experiments (in Chinese).</a> Bulletin of Biology. 46 (6), 49-50 (2011).</li>
<li>Yang, D. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aYang%2C+D+%22Genetics+laboratory+investigation%22">Genetics laboratory investigation</a>. , 3rd edn, Science Press. (2016).</li>
<li>Yang, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Carnivory+in+the+larvae+of+Drosophila+melanogaster+and+other+Drosophila+species%5BTitle%5D)+AND+%22Scientific+Reports%22%5BJournal%5D)">Carnivory in the larvae of Drosophila melanogaster and other Drosophila species.</a> Scientific Reports. 8, (2018).</li>
<li>Stocker, H., Gallant, P. Getting Started: An Overview on Raising and Handling Drosophila. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aStocker%2C+H+%22Drosophila%3A+Methods+and+Protocols%22">Drosophila: Methods and Protocols</a>. Dahmann, C. , Humana Press. (2008).</li>
</ol>

Autor nie ma nic do ujawnienia.

W artykule opisano niektóre domowe narzędzia do wykonywania podstawowych czynności związanych z hodowlą i eksperymentowaniem z Drosophila . Te narzędzia są proste, ale dość skuteczne. Praktycznie każde laboratorium może z łatwością wykonać te narzędzia, a laboratorium badawcze lub dydaktyczne nie musi szukać gotowej alternatywy, która być może nie jest dostępna lokalnie.
Przenoszenie much jest najczęstszą praktyką i trudnym zadaniem w eksperymentach z Drosophila. Niestety do ...

Muszka owocowa, Drosophila melanogaster, jest organizmem modelowym szeroko wykorzystywanym w badaniach biologicznych i edukacji biologicznej do studiowania szerokiego zakresu tematów1,2. Podstawowe problemy związane z obchodzeniem się z Drosophila to przenoszenie dorosłych osobników z fiolki do fiolki i unieruchomienie much, aby były łatwiejsze w obsłudze, ponieważ wszystkie dorosłe osobniki (z wyjątkiem niektórych mutantów3,4) potrafią latać.
Konwencjonalnie, badacz przenosi muchy z jednej fiolki do drugiej, trzymając dwie fiolki usta-usta, stukając muchami w dół lub pozwalając muchom przelecieć do innej fiolki, a następnie rozdzielając i ponownie podłączając obie fiolki4. Oczywiście wymaga to otwarcia dwóch fiolek o tej samej średnicy i trudno jest kontrolować ilość przenoszonych much. Tymczasem wymaga to szybkich rąk do wykonania zadania, a ucieczka przed zabłąkanymi muchami może spowodować problemy w laboratorium lub klasie. Dodawanie much ekstra dziewiczych lub samców much do już przygotowanej krzyżówki to kolejne rutynowe zadanie w eksperymentach z Drosophila. Tradycyjnie muchy muszą być unieruchomione w fiolce krzyżowej przed dodaniem dodatkowych much.
Dorosłe Drosophila są rutynowo znieczulane eterem, CO2 lub chillingiem5. W porównaniu z narażeniem na eter i CO2 schładzanie jest najbardziej opłacalnym środkiem do unieruchamiania dorosłych Drosophila i najmniej szkodliwym zarówno dla much, jak i badaczy (zwłaszcza młodych studentów)6,7. Jednak woda, która w sposób ciągły skrapla się na zimnej powierzchni lub komorze, zwilża muchy. Trudno jest określić fenotypy mokrych much i mogą one łatwo ulec uszkodzeniu podczas manipulacji8,9. Dzięki temu metoda schładzania nie stała się szerzej akceptowana.
Narzędzia do przenoszenia much i metoda chłodzenia muchy zostały wcześniej opisane10. W niniejszym artykule opisano zmodyfikowaną technikę znieczulenia chłodzącego, która jest bezpieczna, niezawodna i wykonalna w eksperymentach z Drosophila. W artykule opisano również: 1) metody zabijania dorosłych osobników w celu ich liczenia, sortowania lub odrzucania, 2) urządzenia oszczędzające pracę i protokoły czyszczenia szklanych fiolek z kulturami oraz 3) prostą klatkę do zbierania jaj. Opisane tutaj łatwe w projektowaniu i ekonomiczne narzędzia mogą być wykorzystywane do rozwiązywania trudnych problemów związanych z obsługą much, a metody te zostały przetestowane i udowodniono, że są solidne, niezawodne i łatwe w obsłudze dla doświadczonych i początkujących badaczy.

<table><tbody><tr><td>Para szczypiec</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Wiertarko-wkrętarka</td><td></td><td></td> akumulatorowa <td>maksymalna prędkość: 500 obr./min</td></tr><tr><td>Lutownica</td><td></td><td></td><td></td>elektryczna</tr><tr><td>Pilnik</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Średnica</td><td></td><td></td><td>lejka dysku< 60mm</td></tr><tr>Pojemnik <td></td><td></td><td></td><td>na lód</td></tr><tr><td>Szpilki</td><td></td><td></td><td></td>do owadów</tr><tr><td>Termometr</td><td></td><td></td> na podczerwień <td>HCIYET HT-830</td></tr><tr><td>Rękawice</td><td></td><td></td><td></td>gumowe z długim mankietem</tr><tr><td>Ołówki</td><td></td><td></td><td></td>mechaniczne</tr><tr><td>Gaza medyczna</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Rurka</td><td></td><td></td> do mikrowirówek <td>100 ul</td></tr><tr><td>Kuchenka</td><td></td><td></td><td></td>mikrofalowa</tr><tr><td>Naczynie</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Parafilm</td><td></td><td></td><td></td></tr> Peri średnica wewnętrzna 60 mm <tr><td>Końcówki</td><td></td><td></td> do pipet <td>1 ml</td></tr><tr><td>Folia</td><td></td><td></td><td></td>z tworzywa sztucznego</tr><tr><td>Naczynie z tworzywa sztucznego Peri</td><td></td><td></td><td>&Phi; 36 mm służy do przykrycia pustej fiolki</td></tr><tr><td>Pęseta punktowa</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Ochronne rękawice</td><td></td><td></td><td></td>robocze</tr><tr><td>Ponownie mrożone twarde okłady</td><td></td><td></td> z lodu <td>26,5 i razy; 14,5 razy; 2,5 cm lub większa</td></tr><tr><td>Gumowa dmuchawa</td><td></td><td></td><td></td>powietrza</tr><tr><td>Obcinak</td><td></td><td></td><td></td>zatrzaskowy</tr><tr><td>Butelka</td><td></td><td></td> na napój bezalkoholowy <td>500 ml, średnica wewnętrzna ok. 65 mm</td></tr><tr><td>Korek</td><td></td><td></td><td></td>z gąbki</tr><tr><td>Gąbki ze stali nierdzewnej Szczotka</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td>do tubek</td></tr><tr><td>Fiolka</td><td></td><td></td><td>& Phi; 34 mm i razy; 90 mm</td></tr></tbody></table>

proste domowe narzędzia do radzenia sobie z muszkami owocowymi - drosophila melanogaster

Simple Homemade Tools to Handle Fruit Flies&#8212;Drosophila melanogaster

Muszka owocowa, Drosophila melanogaster, jest szeroko stosowana zarówno w badaniach biologicznych, jak i w edukacji biologicznej. Obchodzenie się z dorosłymi muchami jest powszechne, ale w praktyce trudne, ponieważ dorosłe muchy latają. Pokazano tutaj, jak stworzyć kilka prostych i opłacalnych narzędzi do rozwiązywania trudnych problemów związanych z obchodzeniem się z Drosophila. Wykonuje się otwory w korkach piankowych, a do otworów wkłada się końcówki do pipet lub lejki. Muchy przemieszczają się wtedy tylko w jednym kierunku do zespołu końcówka/lejek pipety, co pozwala na skuteczną kontrolę przenoszenia dorosłego osobnika Drosophila do lub z fiolki. Istniejące protokoły zostały zmodyfikowane dla much znieczulających na zimno poprzez schładzanie w kruszonym lodzie i przenoszenie ich na zimną, twardą powierzchnię lodu. Okład lodowy jest pokryty kawałkiem gazy medycznej, która utrzymuje unieruchomione muchy przed skondensowaną wodą podczas badania pod mikroskopem stereoskopowym. Muchy są ostatecznie poddawane eutanazji w celu liczenia i sortowania lub wyrzucane w kuchence mikrofalowej. Opracowano również klatkę w kształcie butelki do zbierania jaj, a także urządzenie oszczędzające pracę i towarzyszący protokół czyszczenia szklanych fiolek z kulturami bakterii.

Zatkorki typu T i F zostały opracowane jako zestaw prostych narzędzi, które można dostosować i wykorzystać w dowolnych działaniach związanych z przenoszeniem much. Przenoszenie much ze starej hodowli do kilku świeżych hodowli polega na usunięciu korków z nowych probówek, zastąpieniu ich zatkorkami F, a następnie opukaniu much w starej probówce, szybkim usunięciu jej korka i zastąpieniu go zatkorkiem T. Jeśli stara pożywka jest zwarta, należy odwrócić starą probówkę i włożyć końcówkę zatko...

Tutaj opisano użycie kilku domowych narzędzi do przenoszenia, schładzania i zabijania dorosłych Drosophila, a także do czyszczenia szklanych fiolek z kulturami i zbierania jaj. Narzędzia te są łatwe do wykonania i są dość skuteczne w radzeniu sobie z Drosophila.

Proste domowe narzędzia do radzenia sobie z muszkami owocowymi - Drosophila melanogaster

The fruit fly, Drosophila melanogaster, is widely used both in biological research and biology education. Handling adult flies is common but difficult in ...

Przenoszenie i unieruchamianie muszek owocowych może być trudne. Korzystając z tych technik i narzędzi, możesz ułatwić rutynowe przenoszenie much i ich unieruchomienie. Materiały potrzebne do wykonania tych narzędzi są niedrogie i łatwe do zdobycia.Laboratorium doradcze i dydaktyczne lub badawcze może je z łatwością wykonać. Przed rozpoczęciem tej procedury użyj elektrycznego żelazka, aby zrobić otwór w środku dwóch zatyczek z gąbki, które są większe niż wewnętrzna średnica fiolek, które będą używane do przenoszenia much. Następnie ostrym nożem przeciąć jedną milimetrową końcówkę mikropipety poprzecznie na pół i odciąć 1,5 centymetra od końcówki drugiej jednomilimetrowej końcówki mikropipety.Sklej kawałki dwóch końcówek pipet za pomocą uniwersalnego kleju. Następnie włóż wydłużoną końcówkę do mikropipety do jednej zatyczki z gąbką, a następnie włóż lejek do drugiej zatyczki z gąbką i zakryj końcówki pipet indywidualnymi probówkami do mikrowirówek o pojemności 100 mikrolitrów. Aby przygotować igły do mikrodysekcji, wybierz szpilki do owadów, które pasują do średnic ołowianych wkładów ergonomicznych ołówków automatycznych i użyj szczypiec, aby odciąć jednookie końce szpilek.Następnie spiłuj nacięcia na płasko i zastąp ołówek zmodyfikowanymi szpilkami. Aby przygotować skrzynkę do zbierania jaj Drosophila, użyj obcinaka do zatrzasków, aby przeciąć miękką plastikową butelkę z napojem o pojemności 500 mililitrów około 2/3 w dół butelki i użyj taśmy, aby przymocować pasek papieru kartonowego wokół talerza z sokiem jabłkowym o średnicy 60 milimetrów. Aby przenieść dorosłe muchy między fiolkami, należy dokładnie sprawdzić trzpień lejka w korku lejka i końcówkę pipety w korku końcówki.Stuknąć muchy w pierwszej fiolce i zastąpić korek końcówką. Zatkać drugą fiolkę korkiem lejka i umieścić pierwszą fiolkę nad drugą fiolką w taki sposób, aby końcówka pipety została włożona do otworu lejka w korku lejka. Uderzyć w krawędź pierwszej fiolki, aby muchy mogły wyślizgnąć się z końcówki pipety i przez trzpień lejka do drugiej fiolki.Jeśli jakikolwiek stary pokarm w pierwszej fiolce staje się mniej zwarty i opada po odwróceniu fiolki, należy odwrócić drugą fiolkę nad pierwszą fiolką i pozwolić muchom wpełznąć do drugiej fiolki. Po przeniesieniu żądanej liczby much oddziel korek końcówki od korka lejka i zastąp korek końcówki oryginalną zatyczką. Następnie zastąpić korek lejka w drugiej fiolce odpowiednią zatyczką.W przypadku unieruchomienia dorosłej muszki owocowej przez schłodzenie należy umieścić ponownie zamrożony okład z lodu, który został schłodzony w temperaturze minus 80 stopni Celsjusza przez co najmniej 24 godziny, w temperaturze pokojowej i schłodzić pustą fiolkę w kruszonym lodzie. 20 minut później lekko zwilżyć kawałek nieaseptycznej gazy medycznej, który jest nieco mniejszy niż schłodzony okład z lodu, z bieżącą wodą. Umieść gazę na powierzchni okładu z lodu tak, aby gaza ściśle przylegała do powierzchni okładu.Następnie użyj kawałka chłonnego papieru, aby wytrzeć wodę ze schłodzonej, pustej fiolki i przenieść dorosłe muchy, które muszą zostać unieruchomione, do fiolki. Kiedy wszystkie muchy zostaną przeniesione, przykryj schłodzoną fiolkę i uderz fiolką o pokruszony lód dwa do trzech razy, aby stuknąć wszystkie muchy na dno fiolki. Muchy natychmiast zostaną unieruchomione.Umieść fiolkę z powrotem na lodzie na jedną minutę przed wylaniem much na gazę przykrywającą okład z lodu. Następnie za pomocą pędzla rozprowadź nakładające się na siebie muchy. Aby zbadać unieruchomione muchy pod mikroskopem stereoskopowym, usuń klipsy sceniczne z mikroskopu preparacyjnego i przykryj stolik kawałkiem plastikowej folii.Umieść okład z lodu na stoliku i włącz źródło zimnego światła mikroskopu, jeśli jest dostępne. Następnie ustaw ostrość mikroskop stereoskopowy i przesuwaj okład z lodu, aż schłodzone muchy będą wyraźnie widoczne. Po obejrzeniu much przenieś każdą muchę, za skrzydło, do nowej fiolki z kulturą.Aby złożyć dorosłe muchy w ofierze mikrofalowej w celu ich policzenia, posortowania lub odrzucenia, przenieś dorosłe muchy do pustej fiolki i przykryj fiolkę szalką Petriego. Następnie odwróć fiolkę do góry dnem w kuchence mikrofalowej i podgrzewaj fiolkę w standardowej temperaturze przez 80 sekund. Martwe muchy wpadną na szalkę Petriego.W ochronnych rękawicach roboczych wysypać muchy na białą, papierową kartę i przenieść kartę pod mikroskopem stereoskopowym w celu zbadania i/lub liczenia za pomocą przygotowanych wcześniej igieł do mikrodysekcji. Muchy można wyrzucić po zakończeniu badania. W przypadku przenoszenia klatki do zbierania jaj w kształcie butelki, włóż zmodyfikowaną butelkę z klatką do zbierania jaj do talerza na sok jabłkowy.Użyj paska folii parafinowej, aby uszczelnić złącze wokół dwóch elementów. Następnie zatkać klatkę korkiem lejkowym i odwrócić fiolkę z kulturą na korek. Następnie dodaj muchy do klatki, przez korek lejka, przed zatkaniem klatki korkiem do fiolki hodowlanej.Aby zmienić pokarm, przenieś muchy do pustej fiolki przed wymianą talerza z sokiem jabłkowym na nowy talerz. Następnie przenieś muchy z fiolki z powrotem do klatki. Pod koniec pobierania jaj przenieś muchy do pustej fiolki przed przeniesieniem muszek do kilku nowych fiolek z kulturami.Korzystając z tej zmodyfikowanej metody znieczulania na zimno, muchy są utrzymywane nieruchomo na opakowaniu lodowym, a gaza medyczna, która pochłania skraplającą się wodę, utrzymuje muchy w suchości i umożliwia fenotypowanie lub łatwe obchodzenie się ze schłodzonymi muchami. W temperaturze pokojowej 25 stopni Celsjusza temperatura powierzchni schłodzonej, twardej pokrywy lodowej dramatycznie wzrasta, z minus 19 stopni Celsjusza do minus dwóch stopni Celsjusza, w ciągu 20 minut, szybko osiągając płaskowyż, który jest bezpieczny zarówno dla starych, jak i nowo wyklutych much. Mikrofalowe ogrzewanie dielektryczne jest szybszym i wygodniejszym środkiem do zabijania dorosłych much w porównaniu z nadmiernym eteryzowaniem lub głębokim zamrażaniem.Podobnie jak muchy nadmiernie uduchowione, muchy poddane działaniu mikrofal rozciągają skrzydła pod kątem prostym od ciała. Ogólnie rzecz biorąc, tusze much zabijane przez podgrzewanie w kuchence mikrofalowej są znacznie lżejsze niż te zabijane przez eter lub zamrażanie, ale ciepło nie zniekształca kształtu ciała, a tusze nie stają się chrupiące ani jędrne. Pamiętaj, aby wycisnąć jak najwięcej wody z wilgotnej gazy przed dociśnięciem jej do okładu z lodu i upewnić się, że gaza ściśle przylega do okładu z lodu.Ważne jest również, aby wytrzeć skondensowaną wodę ze schłodzonej, pustej fiolki przed przeniesieniem much do fiolki.

simple-homemade-tools-to-handle-fruit-fliesdrosophila-melanogaster

Research

JoVE Journal

Biology

Biologia

Agresja jest wrodzonym zachowaniem, które wyewoluowało w ramach obrony lub zdobywania zasobów. To złożone zachowanie społeczne jest kształtowane przez...

Badanie agresji u Drosophila (muszek owocówek)

Ten manuskrypt przedstawia szczegółowy protokół regularnej hodowli populacji Drosophila melanogaster przy użyciu klatki dla populacji much.

Utrzymanie klatki populacyjnej Drosophila melanogaster

Przedstawiono metodę hodowli Drosophila melanogaster w warunkach aksonicznych i gnotobiotycznych. Zarodki much są dechorionowane w podchlorynie sodu, przenoszone aseptycznie do jałowej diety i hodowane w zamkniętych pojemnikach. Zaszczepianie diety i zarodków bakteriami prowadzi do asocjacji gnotobiotycznych, a obecność bakterii potwierdza się poprzez posiew homogenatów Drosophila na całe ciało.

Hodowla muszki owocowej Drosophila melanogaster w warunkach aksenicznych i gnotobiotycznych

W tym artykule przedstawiamy szczegółowy protokół wystawiania gatunków z rodzaju Drosophila na zanieczyszczenia w celu zbadania wpływu ekspozycji na szereg wyników fenotypowych w różnych stadiach rozwoju i dla więcej niż jednego pokolenia.

Protokół doświadczalny wykorzystania Drosophila jako modelowego systemu bezkręgowców do badań toksyczności w laboratorium

Ten protokół opisuje test fagocytozy in vivo u dorosłych Drosophila melanogaster w celu ilościowego określenia rozpoznawania fagocytów i usuwania infekcji mikrobiologicznych.

Ocena komórkowej odpowiedzi immunologicznej muszki owocowej, Drosophila melanogaster, przy użyciu testu fagocytozy in vivo

Ten protokół ma na celu ocenę żywotności Drosophila na każdym etapie rozwoju, od zarodka do dorosłego osobnika. Metoda ta może być stosowana do określania i porównywania żywotności różnych genotypów lub warunków wzrostu.

Bezpośrednia i prosta metoda oceny żywotności Drosophila melanogaster od zarodka do dorosłego osobnika

Tutaj szczegółowo opisujemy, jak zsynchronizować Drosophila z dniem okołodobowym. Jest to pierwszy i najważniejszy krok niezbędny do badania rytmów biologicznych i chronobiologii.

Okołodobowe porywanie Drosophila melanogaster

Ganaspis brasiliensis - larwalny parazytoid Drosophila suzukii (globalny inwazyjny szkodnik upraw owocowych) - został zatwierdzony lub jest rozważany do wprowadzenia do Europy i Stanów Zjednoczonych w celu biologicznego zwalczania tego szkodnika. W tym artykule przedstawiono protokoły hodowli tego parazytoida zarówno na małą, jak i dużą skalę.

Metody hodowli parazytoida Ganaspis brasiliensis, obiecującego środka kontroli biologicznej inwazyjnej Drosophila suzukii

Wykorzystanie mikroelektromechanicznych systemów (MEMS) do opracowywania narzędzi diagnostycznych

Mutageneza celowana całych plazmidów to prosty sposób na stworzenie nieco odmiennych wariantów oryginalnego plazmidu. W niniejszej pracy demonstrujemy łatwą i kosztowo efektywną metodę wprowadzania substytucji zasad w plazmidzie przy użyciu standardowych odczynników.

Własna metoda mutagenezy celowanej całych plazmidów

Poznaj proste domowe narzędzia do transferu, chłodzenia i uśmiercania dorosłych muszek owocowych Drosophila melanogaster. Te tanie metody usprawniają pracę w laboratoriach badawczych i dydaktycznych.

Proste domowe narzędzia do radzenia sobie z muszkami owocowymi - Drosophila melanogaster

Przeglądaj więcej filmów