Króliczy model zespołu suchego oka z niedoborem wody wywołanej wstrzyknięciem konkanawaliny A do gruczołów łzowych: zastosowanie do badań skuteczności leków
January 24th, 2020
Ten artykuł opisuje rozwój metody wywoływania ostrej lub przewlekłej choroby suchego oka u królików poprzez wstrzykiwanie konkanawaliny A do wszystkich części układu gruczołu łzowego oczodołu. Ta metoda, lepsza od już opisanych, generuje powtarzalny, stabilny model suchego oka, odpowiedni do badania środków farmakologicznych.
Nasza metoda zapewnia brakujący wiarygodny model zwierzęcy zespołu suchego oka, który może być ostry lub przewlekły dzięki naszej metodzie wstrzykiwania wszystkich gruczołów łzowych i powtarzania iniekcji. Technika ta niezawodnie dostarcza konkanawalinę A do dolnego gruczołu łzowego za pomocą kontroli ultrasonograficznej do gruczołów o bardzo różnych rozmiarach i aż do gruczołu łzowego górnego, co czyni tę metodę kompletnym podejściem. Model ten zapewnia prosty, zoptymalizowany, niechirurgiczny sposób wywoływania zespołu suchego oka z niedoborem wody wodnistej.
Doskonale nadaje się do badania skuteczności leków i patofizjologii chorób. Identyfikacja tylnego wcięcia i wykorzystanie lokalizacji ultradźwiękowej może być na początku trudne. Usunięcie całego futra ma kluczowe znaczenie dla lokalizacji ultrasonograficznej dla obu tych etapów.
Procedurę zademonstruje Wei Huang, doktorant z mojego laboratorium. Po potwierdzeniu łagodnej sedacji poprzez obserwację zrelaksowanej pozycji głowy, gdy płatki uszu nie są już w pełni wyprostowane, użyj mikropipety, aby nałożyć 25 mikrolitrów lidokainy bez konserwantów na pierwsze oko i umieść elastyczny wziernik z drutu między powiekami. Za pomocą kleszczy 0,3 chwyć błonę niktacyjną na jej wierzchołku i rozciągnij ją nad rogówką.
Za pomocą ostrej igły o rozmiarze 26 wstrzyknij lidokainę 1% z 1:100, 000. epinefryny podskoniutylnie do podstawy błony niktacyjnej. Nad membraną powinien uformować się umiarkowany pęcherzyk. Następnie usuń wziernik i wykonaj identyczne wstrzyknięcie do lewej błony niktacyjnej.
Po około pięciu minutach umieść wziernik powieki z powrotem w drugim oku i użyj kleszczy 0,3, aby cofnąć błonę niktacyjną na jej wierzchołku. Za pomocą nożyczek Westcotta odetnij błonę niktacyjną u podstawy i usuń wziernik. Następnie umieść miejscową maść z antybiotykiem na oku.
W przypadku wstrzyknięcia gruczołu łzowego górnego do powiek, po potwierdzeniu sedacji, należy obciąć sierść w obszarze przedoczodołowym i skóry głowy, a następnie użyć kremu do depilacji, aby całkowicie usunąć resztki sierści. Po dwóch minutach usuń krem i nałóż 25 mikrolitrów 1% lidokainy bez konserwantów na odpowiednie oko. Odczep górną powiekę i delikatnie uciskaj przyśrodkowo tylną krawędź oczodołu, aż pojawi się wypukłość oznaczająca część powiekową gruczołu.
Za pomocą kleszczyków o drobnych zębach i strzykawki tuberkulinowej wyposażonej w igłę o rozmiarze 27, bezpośrednio wniknąć do gruczołu przez dostęp przezspojówkowy, wsuwając igłę na dwa milimetry w głąb tkanki i wstrzyknąć 100 mikrolitrów 500 mikrogramowego roztworu Concanavalin A lub Con A. Natychmiast po wstrzyknięciu należy przyśrodkowo przycisnąć kulę ziemską, aby spowodować wysunięcie gruczołu łzowego górnego oczodołu z tylnego nacięcia. Za pomocą zamkniętych, zakrzywionych kleszczy wciskaj obszar, aż wyczujesz kostny otwór w czaszce i wywieraj dalszy umiarkowany nacisk kleszczami, aby pozostawić wgłębienie w skórze, które posłuży jako punkt orientacyjny do umieszczenia igły. Włożyć strzykawkę tuberkulinową wyposażoną w igłę o rozmiarze 27 prostopadłą do skóry nad znakiem wgłębienia około ćwierć cala w głąb nacięcia i przekierować igłę do tyłu i na zewnątrz w kierunku bocznego kantu, dążąc do punktu środkowego między miejscem wstrzyknięcia a kostnym brzegiem oczodołu.
Po dotarciu do piasty igły powoli wstrzyknij 0,2 mililitra roztworu Con A o objętości 1 000 mikrogramów. W przypadku wstrzyknięcia ILG obejrzyj zwierzę z boku, aby zlokalizować wypukłość ILG wzdłuż dolnej przedniej części oczodołu. Użyj pisaka chirurgicznego, aby narysować pionową linię na skórze, w miejscu, w którym powierzchowna część gruczołu ILG przechodzi z powierzchownego miejsca spoczynku na kości jarzmowej do bardziej przyśrodkowego miejsca na oczodole. Przeciągnij pionowo trzymaną sondę ultradźwiękową w poprzek linii na skórze, aby zidentyfikować koniec kości jarzmowej.
Przejście ILG występuje, gdy obraz gruczołu zmienia się z ograniczonej linii hiperechoicznej na linię bez rozpoznawalnej granicy przyśrodkowej. Względne położenie rękojeści w stosunku do linii narysowanej na skórze, gdy zaobserwuje się tę zmianę, będzie miejscem wstrzyknięcia. Aby umieścić Con A w gruczole w punkcie przyśrodkowym do kości łuku jarzmowego, należy ustawić żądaną głębokość wstrzyknięcia jako głębokość sygnału hiperechogenicznego kości jarzmowej plus jeden milimetr minus znana długość igły.
Wprowadzić igłę na około 12 milimetrów do gruczołu w miejscu wstrzyknięcia, a następnie powoli wycofać, aż długość odsłoniętej igły na zewnątrz ciała będzie równa obliczonej różnicy. Następnie wstrzyknąć 0,2 mililitra 1 000 mikrogramów roztworu Con A i potwierdzić powodzenie wstrzyknięcia za pomocą ultradźwięków. ILG powinien wykazywać charakterystyczną przestrzeń hiperechogeniczną.
Zastrzyki Con A wywołują silną reakcję zapalną w gruczole łzowym charakteryzującą się gęstym nacikiem limfocytarnym, któremu towarzyszy zmniejszona produkcja łez. Poziom laktoferyny łzowej jest tłumiony, co powoduje upośledzenie nabłonka rogówki i spojówki oraz zwiększone zabarwienie róży bengalskiej. Wstrzyknięcie trzech tkanek oczodołu LG powoduje spójny i jednolity stan choroby suchego oka.
Pojedynczy zestaw zastrzyków Con A powoduje chorobę suchego oka trwającą około tygodnia, a wszystkie parametry kliniczne normalizują się do 10 dnia. Sekwencyjne wstrzyknięcia Con A w odstępie około tygodnia odpowiednio wydłużają czas trwania zespołu suchego oka. Po około pięciu seriach wstrzyknięć stan suchego oka często utrwala się bez konieczności dalszych zastrzyków.
Najważniejsze jest optymalne zlokalizowanie struktur gruczołu łzowego. Znajomość anatomii czaszki i dbałość o drobne szczegóły, w tym usuwanie sierści, wraz z umiejętnością korzystania z ultradźwięków, poprawiają wyniki. Ponieważ ta prosta technika wymaga użycia ostrych narzędzi, dochodzenie powinno podjąć odpowiednie środki ostrożności, aby zapobiec zranieniu igłą.
Przegląd
Ten artykuł opisuje nową metodę wywoływania ostrej lub przewlekłej choroby suchego oka u królików poprzez wstrzyknięcie konkanawaliny A do układu gruczołów łzowych. Ta technika oferuje niezawodny i powtarzalny model do badania choroby suchego oka oraz oceny farmakologicznych metod leczenia.
Kluczowe elementy badania
Dziedzina nauki
- Neuronauki
- Oftalmologia
- Farmakologia
Tło
- Choroba suchego oka to powszechny stan wpływający na zdrowie oczu.
- Istniejące modele zwierzęce choroby suchego oka mają ograniczenia.
- Niezawodne modele są niezbędne do testowania nowych metod leczenia.
- Wiadomo, że konkanawalina A wywołuje stan zapalny w gruczołach łzowych.
Cel badania
- Opracowanie konsystenckie metody wywoływania choroby suchego oka u królików.
- Stworzenie modelu nadającego się do badań farmakologicznych.
- Zgłębienie rozumienia patofizjologii choroby suchego oka.
Stosowane metody
- Wstrzyknięcie konkanawaliny A do wszystkich części układu gruczołów łzowych.
- Wykorzystanie ultrasonografii do dokładnego wstrzyknięcia.
- Kolejne wstrzyknięcia w celu przedłużenia trwania objawów suchego oka.
- Ocenę produkcji łez i zdrowia oczu po wstrzyknięciu.
Główne wyniki
- Metoda niezawodnie wywołuje chorobę suchego oka charakteryzującą się zmniejszoną produkcją łez.
- Obserwowano odpowiedzi zapalne w gruczołach łzowych.
- Objawy trwały około tydzień po pojedynczym wstrzyknięciu.
- Powtarzane wstrzyknięcia mogą prowadzić do trwałego stanu suchego oka.
Wnioski
- Ta metoda zapewnia solidny model do badania choroby suchego oka.
- Zezwala na ocenę interwencji terapeutycznych.
- Uważanie na szczegóły anatomiczne i wskazówki ultrasonograficzne jest kluczowe dla sukcesu.
Często zadawane pytania
Executive Industry Relevance
Reliable animal models are critical for de-risking early-stage ophthalmic drug discovery and for establishing predictive confidence in therapeutic efficacy for dry eye disease (DED). This rabbit model, using ultrasound-guided concanavalin A injections into all lacrimal glands, enables robust, reproducible induction of aqueous-deficient DED, supporting translational continuity from discovery through preclinical assessment. Its quantitative, multi-parameter monitoring framework positions it as a strategic asset for portfolio triage and lead advancement decisions in ocular drug development.
Strategic Applications in Biopharma R&D
Early Discovery & Target Validation
- Enables interrogation of DED pathophysiology and mechanistic de-risking of therapeutic hypotheses.
- Supports functional validation of targets by recapitulating key disease features in a controlled, reproducible system.
- Facilitates predictive confidence in candidate selection by providing robust, quantifiable endpoints.
Screening & Assay Development
- Prepares a validated, disease-relevant animal system for downstream efficacy screening of novel agents.
- Standardizes disease induction and monitoring, ensuring reproducibility and comparability across studies.
- Generates quantitative outputs (tear osmolarity, Schirmer's test, lactoferrin levels) for reliable compound evaluation.
Translational & Preclinical Research
- Aligns with human DED features, supporting translational biomarker development and preclinical validation.
- Enables risk-adjusted advancement decisions by modeling both acute and chronic disease states.
- Provides continuity from discovery biology through preclinical efficacy and safety assessment.
Pipeline & Workflow Integration
This model integrates into the discovery-to-preclinical continuum, bridging early mechanistic studies with lead identification and translational research in ocular therapeutics.
- Discovery Biology: Supports hypothesis testing and biological de-risking by enabling controlled induction and monitoring of DED.
- Screening: Delivers assay-ready, reproducible disease states for compound efficacy evaluation.
- Analytics: Provides quantitative, multi-parametric readouts for robust statistical comparison of interventions.
- Translational Research: Facilitates biomarker alignment and preclinical continuity by modeling clinically relevant endpoints.
- Enterprise Reuse: Offers a standardized, scalable platform for repeated use across multiple drug candidates and studies.
Operational & Enterprise Impact
- Scientific Value: Increases predictive confidence and reduces mechanistic ambiguity in DED drug discovery.
- Operational Value: Enhances standardization, reproducibility, and scalability of preclinical efficacy studies.
- Strategic Value: Improves go/no-go decision quality and capital efficiency by providing robust, translatable data.
- Portfolio Impact: Enables risk-adjusted prioritization and advancement of ocular therapeutic candidates.
Implementation Considerations
- Requires expertise in cranial anatomy and ultrasound-guided injection techniques.
- Demands access to ultrasound imaging and precise injection instrumentation.
- Necessitates rigorous cross-team standardization for reproducibility and data comparability.
- Adaptable to both acute and chronic DED modeling, supporting diverse research needs.
- Attention to procedural detail and safety is essential to minimize technical variability and risk.
