Name: Metody badań biomechanicznych in vivo splotu ramiennego u nowonarodzonych prosiąt (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2019-12-19T12:00:00.000+00:00
Duration: 6 min 51 s
Description: Poznaj metody biomechanicznych badań splotu ramiennego in vivo u nowonarodzonych prosiąt. Technika ta pozwala określić progi uszkodzeń mechanicznych i zrozumieć mechanizmy rozciągania nerwów.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Badania opisane w tej publikacji były wspierane przez Narodowy Instytut Zdrowia Dziecka i Rozwoju Człowieka Eunice Kennedy Shriver z National Institutes of Health pod numerem R15HD093024 oraz przez National Science Foundation CAREER Award numer 1752513.

Instytucjonalny Komitet ds. Opieki nad Zwierzętami i Użytkowania na Uniwersytecie Drexel zatwierdził wszystkie procedury (#20704).
1. Przybycie i aklimatyzacja zwierząt
<ol>
	<li>Kwarantannę 1–2 jednodniowych prosiąt należy poddać kwarantannie przez co najmniej 24 godziny po przyjeździe.</li>
	<li>Prosięta trzymane w pomieszczeniach zamkniętych i odkażonych klatkach ze stali nierdzewnej (36 cali x 48 cali x 36 cali) na ściółce z wiórów osikowych i karmione ad libitum preparatem mlekozastępczym dla świń</li>.
	<li>Utrzymuj temperaturę w pomieszczeniu na poziomie 85 °F, aby zapewnić środowisko neutralne termicznie.</li>
</ol>
2. Dzień Eksperymentu
<ol>
	<li>Usuń paszę 2 godziny przed eksperymentem.</li>
	<li>Wstrzyknąć prosiętom domięśniowo ketaminę (10–40 mg/kg)/ksylazynę (1,5–3,0 mg/kg domięśniowo) i przetransportować przez klatkę transportową do sali operacyjnej.</li>
</ol>
3. Indukcja i utrzymanie znieczulenia
<ol>
	<li>Podaj 4% izofluran wziewny środek znieczulający zmieszany z tlenem przez stożek nosowy i potwierdź, że zwierzę jest głęboko znieczulone, oceniając brak odruchów powiekowych i odruchów odstawienia.</li>
	<li>Zaintubuj zwierzę, umieszczając je w pozycji leżącej na plecach i użyj laryngoskopu (proste ostrze), aby pomóc wprowadzić rurkę intubacyjną (średnica 2,5–2 mm) do tchawicy.</li>
	<li>Umieścić zwierzę na respiratorze po zabezpieczeniu rurki intubacyjnej.</li>
	<li>Upewnij się, że prosięta otrzymują mieszankę izofluranu (0,25%-3% utrzymania), tlenu i podtlenku azotu.</li>
	<li>Podać dawkę fentanylu (10 μg/kg) i kontynuować podawanie dawki co 1–2 godziny, aby zapewnić ciągłą odpowiednią głębokość działania przeciwbólowego i sedacji oraz uniknąć artefaktów ruchowych, które mogłyby grozić przemieszczeniem rurki dotchawiczej.</li>
	<li>Ustalić dostęp dożylny (IV) w podskórnej żyle brzusznej lub innej żyle obwodowej.</li>
	<li>Ustal linię tętniczą przez tętnicę udową. Można to zrobić nieinwazyjnie lub wykonując cięcie.</li>
</ol>
4. Monitorowanie i opieka
<ol>
	<li>Monitoruj głębokość znieczulenia, potwierdzając brak odruchu kantalowego i brak reakcji wycofania na uszczypnięcie palca</li>.
	<li>Wykonuj ciągłe monitorowanie parametrów fizjologicznych podczas znieczulenia i przez cały czas trwania eksperymentu, w tym ciśnienie tętnicze krwi, elektrokardiografię (EKG), CO2 u końca oddechu, pulsoksymetrię i temperaturę ciała.</li>
	<li>Monitoruj gazometrię i poziom cukru we krwi co 0,5-1 godziny i podawaj dożylnie płyny (50% dekstrozy i 50% soli fizjologicznej) zwierzętom znieczulonym dłużej niż 1 godzinę przy ~100 cm³ / kg / dzień, w razie potrzeby, aby zapewnić euglikemię.</li>
	<li>Uważnie i często monitoruj płaszczyznę znieczulenia zwierzęcia. Podać środek przeciwbólowy i/lub zwiększyć znieczulenie wziewne.</li>
	<li>Utrzymuj zwierzę w normalnym ciśnieniu tlenu, kontrolując parametry respiratora i dawki leków w razie potrzeby w celu zapewnienia normoksji, a następnie umieść zwierzę na kocu z krwionośną wodą o regulowanej temperaturze, tak aby normalna temperatura ciała była utrzymywana na poziomie 39 °C przez czas trwania eksperymentu.</li>
</ol>
5. Chirurgia splotu ramiennego
<ol>
	<li>Ułożyć zwierzę w pozycji leżącej na stole operacyjnym po odpowiednim znieczuleniu, jak opisano w punkcie 3, z kończyną górną w odwodzeniu, odsłaniając okolicę pachową.</li>
	<li>Użyj dowolnej serwety chirurgicznej, aby przykryć zwierzę. Używaj czystych, ale niesterylnych technik.</li>
	<li>Odsłoń kompleks splotu ramiennego po obu stronach kręgosłupa, wykonując nacięcie w linii środkowej (za pomocą ostrza #10) nad skórą i powięzią pokrywającą tchawicę, w dół do górnej jednej trzeciej mostka, co odpowiada poziomom kręgosłupa między C3-T3.</li>
	<li>Ekstrapoluj nacięcie za pomocą kleszczy i hemostatu poziomo z każdej strony od wcięcia nadmostkowego wzdłuż krawędzi obojczyka do ramienia, oszczędzając żyły głowowe i podstawne.</li>
	<li>Zwolnij płat górny i dolny przez rozwarstwienie za pomocą nożyczek i kleszczy, umożliwiając dostęp odpowiednio do odcinka szyjnego i piersiowego splotu ramiennego.</li>
	<li>Zidentyfikuj oś (C2) i pierwsze żebro na T1. Korzystając z tych punktów orientacyjnych, zidentyfikuj trzy dolne otwory kręgowe kręgosłupa szyjnego (C6–C8) i pierwszy piersiowy (T1), a następnie dokładnie zbadaj splot, aby zlokalizować rozwidlenia podziałów (kształt M), aby uzyskać ekspozycję.</li>
	<li>Oznacz (za pomocą pętli nerwowych) obszary splotu ramiennego powyżej tych rozwidleń bliżej kręgosłupa jako korzeń / tułów i oznacz te poniżej tych rozwidleń jako cięciwę, a następnie nerw, który znajduje się bliżej ramienia.</li>
</ol>
6. Badania biomechaniczne
<ol>
	<li>Ustawienie biomechanicznego urządzenia badawczego 
	nuta: Specjalnie skonstruowane mechaniczne urządzenie testujące zostało zaprojektowane i wyprodukowane do wykonywania rozciągania in vivo BP (<klasa silna = "xfig">Rysunek 1).
	<ol>
		<li>Przymocuj podstawę zestawu do wózka.</li>
		<li>Przymocuj siłownik elektromechaniczny do podstawy za pomocą dużych zacisków C. Siłownik jest w stanie zapewnić siłę 150 funtów, skok 10 cali i prędkość 15 mm / s. Prędkość można zmniejszyć do 0,2 mm/s i nadal działać zgodnie z oczekiwaniami.</li>
		<li>Przymocuj czujnik wagowy 200 N do siłownika.</li>
		<li>Przymocuj (wkręcić) zacisk do ogniwa obciążnikowego, który składa się z wyściełanej pleksi, co zapobiega koncentracji naprężeń w miejscu mocowania.</li>
		<li>Przymocuj aparat do statywu. Upewnij się, że kamera ma możliwość nagrywania do 120 kl./s w rozdzielczości 658 x 4926 pikseli.</li>
		<li>Podłącz USB z kamery, siłownika i ogniwa obciążnikowego do komputera, aby zintegrować i zsynchronizować wszystkie elementy zestawu.</li>
		<li>Podłącz komputer, siłownik i ogniwo obciążnikowe do źródła zasilania.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Skalibruj ogniwo obciążnikowe przed zarejestrowaniem zastosowanych obciążeń. Aby to zrobić, wykonaj poniższe czynności:
	<ol>
		<li>Ustaw siłownik pod kątem 90° za pomocą regulowanego uchwytu i sprawdzając kąt kątomierzem.</li>
		<li>Otwórz oprogramowanie, które współpracuje z czujnikiem wagowym (tabela materiałów). Naciśnij przycisk Start, aby wyświetlić odczyt napięcia na żywo.</li>
		<li>Zawieś obciążniki na zacisku w zakresie od 0 do 1 000 g w krokach co 100 g od zestawu i zapisz zmierzone napięcia.</li>
		<li>Oblicz równanie liniowe napięć i mas, znajdując nachylenie (m) i punkt przecięcia (b). Odbywa się to za pomocą programu arkusza kalkulacyjnego i dołączonej funkcji nachylenia do obliczenia b z poniższego równania 1. Wstaw równanie 2 pokazane poniżej do kodu konfiguracji mechanicznej. 
		Równanie 1: b = y - mx 
		gdzie: y to waga, x to napięcie, m to nachylenie, a b to punkt przecięcia (stały). 
		równanie 2: y = mx + b 
		gdzie: y to waga, x to napięcie, m to nachylenie, a b to stała.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Testowanie: nerw BP jest cięty i zakotwiczony w zestawie testowym za pomocą specjalnie skonstruowanego zacisku.
	<ol>
		<li>Przetnij nerw BP za pomocą cienkich nożyczek.</li>
		<li>Zaciśnij przeciętą stronę nerwu BP w specjalnie zbudowanym zacisku, jak pokazano na <silna klasa="xfig">Rysunek 1.</li>
		<li>Ręcznie umieść czarną farbę akrylową lub tusz indyjski na zaciśniętym segmencie BP (<silna klasa="xfig">Rysunek 2).</li>
		<li>Umieść siatkę kalibracyjną, która jest linijką o długości 1 cm, płasko w zwierzęciu, aby ustawić skalę do analizy danych.</li>
		<li>Użyj oprogramowania kamery, aby wyświetlić położenie kamery bezpośrednio nad badanymi segmentami, umożliwiając w ten sposób monitorowanie ruchu/przemieszczenia markerów i określenie rzeczywistego odkształcenia tkanki w dowolnym punkcie czasowym.</li>
		<li>Zapisz początkowe pomiary, takie jak wysokość, na której nerw wchodzi do ciała ze stołu i wysokość zacisku od stołu, kąt siłownika i cała długość tkanki.</li>
		<li>Otwórz oprogramowanie do programowania (tabela zawierająca graficzny interfejs użytkownika [GUI], jak pokazano na Rysunek 3).</li>
		<li>Uruchom GUI, naciskając przycisk Uruchom.</li>
		<li>Zainicjuj system, naciskając przycisk Inicjuj.</li>
		<li>Wytaruj system, naciskając przycisk Tara.</li>
		<li>Rozciągnij segment BP, naciskając przycisk rozpocznij test. Powoduje to ciągnięcie tkanki z przypisaną prędkością 500 mm/min, aż do całkowitego uszkodzenia w dowolnym segmencie ciśnienia tętniczego. Ta szybkość rozciągania jest wybierana na podstawie dostępnej literatury4,8,18. Program zapisuje również plik wideo, przyłożone obciążenie rozciągające, przemieszczenie tkanki i czas trwania testu.</li>
		<li>Należy zanotować miejsce uszkodzenia, czyli punkt, w którym dochodzi do pęknięcia tkanki.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Eutanazja: eutanazja prosiąt pod koniec eksperymentu za pomocą śmiertelnej dawki pentobarbitalu (120 mg/kg dożylnie).</li>
	<li>Analiza danych: użyj oprogramowania do śledzenia ruchu do analizy filmów uzyskanych podczas testów.
	<ol>
		<li>Otwórz plik wideo z eksperymentu w oprogramowaniu do śledzenia ruchu, wybierając Plik | Otwórz plik wideo.</li>
		<li>Użyj siatki kalibracji, aby ustawić skalę w oprogramowaniu do śledzenia ruchu za pomocą narzędzia Linia, klikając prawym przyciskiem myszy linię po jej narysowaniu, wybierając opcję Kalibruj miarę i wprowadzając znaną wartość w centymetrach (<silna klasa="xfig">Rysunek 4).</li>
		<li>Śledź markery na tkance w oprogramowaniu do śledzenia ruchu, klikając wideo prawym przyciskiem myszy i wybierając opcję Śledź ścieżkę i wyrównując środek markera ze znacznikiem na tkance i sczepiając go aż do pęknięcia.</li>
		<li>Wyeksportuj współrzędne x i y ze znaczników, wybierając opcję Eksportuj plik do arkusza kalkulacyjnego, aby można było jej użyć do obliczenia odkształceń.</li>
		<li>Zaimportuj dane do oprogramowania do programowania, aby obliczyć odległość między współrzędnymi x i y w czasie, aby obliczyć odkształcenia.</li>
		<li>Obliczaj wartości odkształceń w każdym punkcie czasowym, dzieląc zmianę odległości przez pierwotną odległość po uwzględnieniu zmian nachylenia podczas rozciągania. Rzeczywiste wartości odkształceń są określane między każdą parą sąsiednich znaczników w każdym punkcie czasowym. Obliczana jest również średnia tych szczepów.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>

<ol><li>Chauhan, S. P., Blackwell, S. B., Ananth, C. V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Neonatal+brachial+plexus+palsy%3A+Incidence%2C+prevalence%2C+and+temporal+trends%5BTitle%5D)+AND+%22Seminars+in+Perinatology%22%5BJournal%5D)">Neonatal brachial plexus palsy: Incidence, prevalence, and temporal trends.</a> Seminars in Perinatology. 38 (4), 210-218 (2014).</li>
<li>Foad, S. L., Mehlman, C. T., Ying, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+epidemiology+of+neonatal+brachial+plexus+palsy+in+the+United+States%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Bone+and+Joint+Surgery+-+Series+A%22%5BJournal%5D)">The epidemiology of neonatal brachial plexus palsy in the United States.</a> Journal of Bone and Joint Surgery - Series A. 90 (60), 1258-1264 (2008).</li>
<li>García Cena, C. E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Skeletal+modeling%2C+analysis+and+simulation+of+upper+limb+of+human+shoulder+under+brachial+plexus+injury%5BTitle%5D)+AND+%22Advances+in+Intelligent+Systems+and+Computing%22%5BJournal%5D)">Skeletal modeling, analysis and simulation of upper limb of human shoulder under brachial plexus injury.</a> Advances in Intelligent Systems and Computing. 252, 195-207 (2014).</li>
<li>Marani, E., van Leeuwen, J. L., Spoor, C. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+tensile+testing+machine+applied+in+the+study+of+human+nerve+rupture%3A+a+preliminary+study%5BTitle%5D)+AND+%22Clinical+Neurology+and+Neurosurgery%22%5BJournal%5D)">The tensile testing machine applied in the study of human nerve rupture: a preliminary study.</a> Clinical Neurology and Neurosurgery. 95, S33-S35 (1993).</li>
<li>Zapałowicz, K., Radek, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mechanical+properties+of+the+human+brachial+plexus%5BTitle%5D)+AND+%22Neurologia+i+Neurochirurgia+Polska%22%5BJournal%5D)">Mechanical properties of the human brachial plexus.</a> Neurologia i Neurochirurgia Polska. 34 (6), 89-93 (2000).</li>
<li>Singh, A., Shaji, S., Delivoria-Papadopoulos, M., Balasubramanian, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Biomechanical+Responses+of+Neonatal+Brachial+Plexus+to+Mechanical+Stretch%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Brachial+Plexus+and+Peripheral+Nerve+Injury%22%5BJournal%5D)">Biomechanical Responses of Neonatal Brachial Plexus to Mechanical Stretch.</a> Journal of Brachial Plexus and Peripheral Nerve Injury. 13 (1), e8-e14 (2018).</li>
<li>Driscoll, P. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((An+in+vivo+study+of+peripheral+nerves+in+continuity%3A+biomechanical+and+physiological+responses+to+elongation%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Orthopaedic+Research%22%5BJournal%5D)">An in vivo study of peripheral nerves in continuity: biomechanical and physiological responses to elongation.</a> Journal of Orthopaedic Research. 20 (2), 370-375 (2002).</li>
<li>Zapalowicz, K., Radek, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Experimental+investigations+of+traction+injury+of+the+brachial+plexus.+Model+and+results%5BTitle%5D)+AND+%22Annales+Academiae+Medicae+Stetinensis%22%5BJournal%5D)">Experimental investigations of traction injury of the brachial plexus. Model and results.</a> Annales Academiae Medicae Stetinensis. 51 (2), 11-14 (2005).</li>
<li>Ma, Z., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((In+vitro+and+in+vivo+mechanical+properties+of+human+ulnar+and+median+nerves%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Biomedical+Materials+Research+-+Part+A%22%5BJournal%5D)">In vitro and in vivo mechanical properties of human ulnar and median nerves.</a> Journal of Biomedical Materials Research - Part A. 101 (9), 2718-2725 (2013).</li>
<li>Rydevik, B. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((An+in+vitro+mechanical+and+histological+study+of+acute+stretching+on+rabbit+tibial+nerve%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Orthopaedic+Research%22%5BJournal%5D)">An in vitro mechanical and histological study of acute stretching on rabbit tibial nerve.</a> Journal of Orthopaedic Research. 8 (5), 694-701 (1990).</li>
<li>Kwan, M. K., Wall, E. J., Massie, J., Garfin, S. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Strain%2C+stress+and+stretch+of+peripheral+nerve+rabbit+experiments+in+vitro+and+in+vivo%5BTitle%5D)+AND+%22Acta+Orthopaedica%22%5BJournal%5D)">Strain, stress and stretch of peripheral nerve rabbit experiments in vitro and in vivo.</a> Acta Orthopaedica. 63 (3), 267-272 (1992).</li>
<li>Takai, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((In+situ+strain+and+stress+of+nerve+conduction+blocking+in+the+brachial+plexus%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Orthopaedic+Research%22%5BJournal%5D)">In situ strain and stress of nerve conduction blocking in the brachial plexus.</a> Journal of Orthopaedic Research. 20 (6), 1311-1314 (2002).</li>
<li>Zhe, S., Feng, T., Sun, C., Ma, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Tensile+mechanical+properties+of+the+brachial+plexus+of+experimental+animals%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Clinical+Rehabilitative+Tissue+Engineering+Research%22%5BJournal%5D)">Tensile mechanical properties of the brachial plexus of experimental animals.</a> Journal of Clinical Rehabilitative Tissue Engineering Research. 14 (20), 3730-3733 (2010).</li>
<li>Alexander, M. J., Barkmeier-Kraemer, J. M., Geest, J. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Vande+Biomechanical+properties+of+recurrent+laryngeal+nerve+in+the+piglet%5BTitle%5D)+AND+%22Annals+of+Biomedical+Engineering%22%5BJournal%5D)">Vande Biomechanical properties of recurrent laryngeal nerve in the piglet.</a> Annals of Biomedical Engineering. 38 (8), 2553-2562 (2010).</li>
<li>Zilic, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((An+anatomical+study+of+porcine+peripheral+nerve+and+its+potential+use+in+nerve+tissue+engineering%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Anatomy%22%5BJournal%5D)">An anatomical study of porcine peripheral nerve and its potential use in nerve tissue engineering.</a> Journal of Anatomy. 227 (3), 302-314 (2015).</li>
<li>Gonik, B., Zhang, N., Grimm, M. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Prediction+of+brachial+plexus+stretching+during+shoulder+dystocia+using+a+computer+simulation+model%5BTitle%5D)+AND+%22American+Journal+of+Obstetrics+and+Gynecology%22%5BJournal%5D)">Prediction of brachial plexus stretching during shoulder dystocia using a computer simulation model.</a> American Journal of Obstetrics and Gynecology. 189 (4), 1168-1172 (2003).</li>
<li>Grimm, M. J., Costello, R. E., Gonik, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effect+of+clinician-applied+maneuvers+on+brachial+plexus+stretch+during+a+shoulder+dystocia+event%3A+Investigation+using+a+computer+simulation+model%5BTitle%5D)+AND+%22Obstetrical+and+Gynecological+Survey%22%5BJournal%5D)">Effect of clinician-applied maneuvers on brachial plexus stretch during a shoulder dystocia event: Investigation using a computer simulation model.</a> Obstetrical and Gynecological Survey. 203 (4), (2011).</li>
<li>Kawai, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Stretching+of+the+brachial+plexus+in+rabbits%5BTitle%5D)+AND+%22Acta+Orthopaedica%22%5BJournal%5D)">Stretching of the brachial plexus in rabbits.</a> Acta Orthopaedica. 60 (6), 635-638 (1989).</li>
<li>Narakas, A. O. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Lesions+found+when+operating+traction+injuries+of+the+brachial+plexus%5BTitle%5D)+AND+%22Clinical+Neurology+and+Neurosurgery%22%5BJournal%5D)">Lesions found when operating traction injuries of the brachial plexus.</a> Clinical Neurology and Neurosurgery. 95, S56-S64 (1993).</li>
<li>Kleinrensink, G. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Upper+limb+tension+tests+as+tools+in+the+diagnosis+of+nerve+and+plexus+lesions+-+Anatomical+and+biomechanical+aspects%5BTitle%5D)+AND+%22Clinical+Biomechanics%22%5BJournal%5D)">Upper limb tension tests as tools in the diagnosis of nerve and plexus lesions - Anatomical and biomechanical aspects.</a> Clinical Biomechanics. 15 (1), 9-14 (2000).</li>
<li>Zapałowicz, K., Radek, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mechanical+properties+of+the+human+brachial+plexus%5BTitle%5D)+AND+%22Neurologia%2C+i+Neurochirurgia+Polska%22%5BJournal%5D)">Mechanical properties of the human brachial plexus.</a> Neurologia, i Neurochirurgia Polska. 34 (6), 89-93 (2000).</li>
<li>Singh, A., Lu, Y., Chen, C., Cavanaugh, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mechanical+properties+of+spinal+nerve+roots+subjected+to+tension+at+different+strain+rates%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Biomechanics%22%5BJournal%5D)">Mechanical properties of spinal nerve roots subjected to tension at different strain rates.</a> Journal of Biomechanics. 39 (9), 1669-1676 (2006).</li>
<li>Singh, A., Lu, Y., Chen, C., Kallakuri, S., Cavanaugh, J. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+new+model+of+traumatic+axonal+injury+to+determine+the+effects+of+strain+and+displacement+rates%5BTitle%5D)+AND+%22Stapp+Car+Crash+Journal%22%5BJournal%5D)">A new model of traumatic axonal injury to determine the effects of strain and displacement rates.</a> Stapp Car Crash Journal. 50, 601-623 (2006).</li>
<li>Gonik, B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+timing+of+congenital+brachial+plexus+injury%3A+A+study+of+electromyography+findings+in+the+newborn+piglet%5BTitle%5D)+AND+%22American+Journal+of+Obstetrics+and+Gynecology%22%5BJournal%5D)">The timing of congenital brachial plexus injury: A study of electromyography findings in the newborn piglet.</a> American Journal of Obstetrics and Gynecology. 178 (4), 688-695 (1998).</li>
</ol>

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Dostępne piśmiennictwo na temat biomechanicznych reakcji rozciągania na tkankę BP wykazuje szeroki zakres wartości progowych, a także rozbieżności metodologiczne 4,6,8,18,19,20,21,22,23. Różnice w opublikowanych wynikach m...

Pomimo ostatnich postępów w położnictwie, problem NBPP spowodowany uszkodzeniem rozciągającym kompleksu BP nadal stanowi globalne obciążenie zdrowotne, z częstością występowania 1,5 przypadku na 1,000 żywych urodzeń1,2. Powiązanymi czynnikami ryzyka mogą być matczyne (np. nadwaga, cukrzyca matki, nieprawidłowości macicy, paraliż BP w wywiadzie), płodowe (tj. makrosomia płodu) lub związane z porodem (np. dystocja barkowa, przedłużający się poród, wspomagany poród kleszczami lub wyciągami próżniowymi, prezentacja pośladka3). Chociaż powikłania te są nieuniknione w pewnych okolicznościach, zapobieganie i leczenie NBPP gwarantuje zrozumienie biomechanicznych i fizjologicznych reakcji noworodka na ciśnienie krwi po poddaniu go rozciąganiu.
Zgłoszone badania biomechaniczne nad BP wykazały wykorzystanie dorosłych zwierząt i tkanek ludzkich zwłok i wykazały znaczne rozbieżności4,5,6,7,8,9,10,11,12,13,14,15. Kliniczne znaczenie właściwości biomechanicznych złożonej tkanki BP uzasadnia opracowanie modelu zwierzęcego noworodka, a także podejście do badań biomechanicznych in vivo. Co więcej, ograniczenia w badaniu urazów rozciągających ciśnienie krwi w skomplikowanych scenariuszach porodu w świecie rzeczywistym zwiększają zależność od modeli komputerowych, które dostarczają metod umożliwiających badanie skutków różnych komplikacji i technik porodowych. Kluczem do klinicznego znaczenia tych modeli jest ich biowierność (reakcja podobna do ludzkiej). Dostępne modele obliczeniowe Gonika i wsp.16 oraz Grimm et al.17 opierają się na tkance nerwowej królika i szczura, ale nie na tkance BP noworodków. Przeprowadzenie badań biomechanicznych in vivo na klinicznie istotnym modelu zwierzęcym noworodka może wypełnić krytyczną lukę w niedostępnych danych dotyczących ciśnienia tętniczego u noworodków.
Obecne badanie opisuje urządzenie do testowania mechanicznego in vivo i procedurę przeprowadzania testów biomechanicznych u 3-5 dniowych samców nowonarodzonych prosiąt z Yorkshire. Urządzenie składa się z zacisku, siłownika, ogniwa obciążnikowego i systemu kamer, które przykładają i monitorują in vivo odkształcenia i obciążenia podczas awarii. System kamer pozwala również na monitorowanie miejsca uszkodzenia podczas zerwania. Ogólnie rzecz biorąc, system pozwala na szczegółową charakterystykę biomechaniczną ciśnienia tętniczego noworodka po poddaniu go rozciąganiu, zapewniając w ten sposób naprężenia progowe ciśnienia krwi i naprężenia dla uszkodzenia mechanicznego in vivo. Uzyskane dane mogą jeszcze bardziej poprawić zachowanie podobne do ludzkiego (biowierność) istniejących modeli obliczeniowych, które są przeznaczone do badania wpływu sił egzogenicznych i endogennych na rozciąganie ciśnienia tętniczego w scenariuszach dostaw związanych z NBPP.

<table><tbody><tr><td>Omega Subminature Napięcie & Czujnik wagowy kompresyjny</td><td>Omega</td><td>LCM201-200N</td><td>Czujnik wagowy 200N</td></tr><tr><td>Kamera Basler acA640-120uc</td> Siłownik liniowy ze sprzężeniem zwrotnym <td>Basler</td><td>acA640-120uc</td><td></td></tr><tr><td></td><td>Automatyzacja progresywna</td><td>PA-14P</td><td>Skok 10", siła 150lb, prędkość 15mm/s</td></tr><tr><td>Oprogramowanie do śledzenia ruchu</td><td>Kinovea</td><td>N/A</td><td>Oprogramowanie do programowania Open Source</td></tr><tr><td>- MATLAB</td><td>Mathworks</td><td>Nie</td> dotyczy <td>wersja 2018A</td></tr><tr><td>Narzędzia</td><td></td><td></td><td></td>chirurgiczne</tr><tr><td>Kleszcze</td><td>Fine Science Tools Inc</td><td>11006-12 i 11027-12 lub 11506-12</td><td></td></tr><tr><td>Hemostats</td><td>Fine Science Tools Inc</td><td>13009-12</td><td></td></tr><tr><td>Nożyczki</td><td>Fine Science Tools Inc</td><td>14094-11 lub 14060-09</td><td></td></tr></tbody></table>

metody badań biomechanicznych in vivo splotu ramiennego u nowonarodzonych prosiąt

Methods for In Vivo Biomechanical Testing on Brachial Plexus in Neonatal Piglets

Porażenie noworodkowe splotu ramiennego (NBPP) to uraz rozciągający, który występuje podczas procesu porodu w kompleksach nerwowych zlokalizowanych w okolicy szyi i ramion, zbiorczo określanych jako splot ramienny (BP). Pomimo ostatnich postępów w opiece położniczej, problem NBPP nadal stanowi globalne obciążenie zdrowotne, z częstością występowania 1,5 przypadku na 1000 żywych urodzeń. Poważniejsze rodzaje tego urazu mogą spowodować trwały paraliż ramienia od barku w dół. Zapobieganie i leczenie NBPP gwarantuje zrozumienie biomechanicznych i fizjologicznych reakcji nerwów noworodków na ciśnienie krwi po poddaniu ich rozciąganiu. Obecna wiedza na temat ciśnienia tętniczego u noworodków jest ekstrapolowana na podstawie tkanek ciśnienia tętniczego u dorosłych zwierząt lub zwłok, a nie z tkanek ciśnienia tętniczego noworodków in vivo. W niniejszym badaniu opisano urządzenie do badań mechanicznych in vivo i procedurę przeprowadzania badań biomechanicznych in vivo u nowonarodzonych prosiąt. Urządzenie składa się z zacisku, siłownika, ogniwa obciążnikowego i systemu kamer, które aplikują i monitorują odkształcenia i obciążenia in vivo aż do awarii. System kamer pozwala również na monitorowanie miejsca uszkodzenia podczas zerwania. Ogólnie rzecz biorąc, przedstawiona metoda pozwala na szczegółową charakterystykę biomechaniczną ciśnienia tętniczego u noworodków poddanych rozciąganiu.

Reprezentatywny wykres obciążenia w czasie oraz odkształcenia z czterech segmentów splotu BP (między czterema markerami) przedstawiono odpowiednio na Rysunku 5 i Rysunku 6. Uzyskane obciążenie krytyczne wynoszące 8,3 N przy średnim odkształceniu krytycznym 35% opisuje odpowiedzi biomechaniczne noworodkowego splotu BP poddanego rozciąganiu. Niektóre regiony nerwu ulegają większym odkształceniom niż inne, co wskazuje na niejednorod...

Przedstawione tutaj są metody przeprowadzania badań biomechanicznych in vivo na splocie ramiennym w modelu noworodka prosiąt.

Metody badań biomechanicznych in vivo splotu ramiennego u nowonarodzonych prosiąt

Neonatal brachial plexus palsy (NBPP) is a stretch injury that occurs during the birthing process in nerve complexes located in the neck and shoulder ...

Technika ta replikuje biomechaniczne badanie rozciągania in vivo splotu ramiennego u prosiąt, służąc jako bardzo istotny kliniczny model dużego noworodka zwierzęcego. Metody te mogą nie tylko pomóc w zrozumieniu mechanizmów urazów rozciągniętych, ale mogą również raportować wartości progowe urazu dla deficytów funkcjonalnych i strukturalnych w obrębie noworodkowego splotu ramiennego. Procedurę zademonstruje Rachel Magee, doktorantka z mojego laboratorium.Po stwierdzeniu braku odruchów powiekowych i wycofania, ułóż znieczuloną świnię w pozycji leżącej na stole operacyjnym, z kończyną górną w odwodzeniu, aby odsłonić okolicę pachową. Umieść serwetę na zwierzęciu i użyj ostrza skalpela numer 10, aby wykonać nacięcia na zaznaczonej skórze. Nacięcie w linii środkowej pokrywa tchawicę aż do górnej jednej trzeciej mostka, odsłaniając kompleks splotu ramiennego po obu stronach kręgosłupa.Aby odsłonić jedną stronę splotu ramiennego zwierzęcia, wykonuje się nacięcie górne od górnego końca nacięcia w linii środkowej, odpowiadającego C3, do ramienia, a nacięcie dolne wykonuje się od dolnego końca nacięcia w linii środkowej, odpowiadającego T3, do ramienia. Użyj kleszczy po obu stronach nacięcia, aby oddzielić tkankę od wcięcia nadmostkowego wzdłuż krawędzi obojczyka do ramienia, oszczędzając żyły głowowe i podstawne. Za pomocą nożyczek, kleszczy i rozwarstwienia zwolnij górny płat, aby uzyskać dostęp do odcinka szyjnego splotu ramiennego, a dolny płat, aby uzyskać dostęp do klatki piersiowej splotu ramiennego.Wykonaj rozwarstwienie mięśni powierzchownych, aby odsłonić splot ramienny. Następnie dokładnie zbadaj splot, aby zlokalizować rozwidlenia podziałów i zidentyfikować obszary splotu ramiennego poniżej rozwidleń, bliżej ramienia, jak rdzeń i nerw oraz obszary powyżej rozwidleń, bliżej kręgosłupa, jako korzeń lub pień. Aby skonfigurować biomechaniczne urządzenie testujące, przymocuj podstawę urządzenia do wózka i użyj dużych zacisków C, aby przymocować siłownik elektromechaniczny do podstawy.Przymocuj ogniwo obciążnikowe o mocy 200 niutonów do siłownika i przykręć zacisk z wyściełaną pleksiglasem, aby zapobiec koncentracji naprężeń w miejscu mocowania. Za pomocą statywu podłącz kamerę, która może nagrywać do 100 klatek na sekundę w rozdzielczości 658 na 492 piksele, a następnie podłącz USB z kamery, siłownika i ogniwa obciążnikowego do komputera, aby zintegrować i zsynchronizować wszystkie elementy konfiguracji. Następnie podłącz komputer, siłownik i ogniwo obciążnikowe do źródła zasilania.Aby skalibrować ogniwo obciążnikowe przed zarejestrowaniem przyłożonych obciążeń, użyj regulowanego uchwytu, aby ustawić siłownik pod kątem 90 stopni, tak aby był wyrównany w pionie i sprawdź kąt kątomierzem. Otwórz oprogramowanie czujnika wagowego i kliknij Start, aby wyświetlić odczyt napięcia na żywo. Następnie zawieś odważniki od zera do 1 000 gramów na zacisku w odstępach co 100 gramów, rejestrując zmierzone napięcia przy każdym obciążeniu.Gdy napięcia zostaną zarejestrowane dla wszystkich 10 mas, oblicz nachylenie i punkt przecięcia, aby określić równanie liniowe napięć i mas. Do badań biomechanicznych izolowanego nerwu splotu ramiennego użyj cienkich nożyczek, aby przeciąć nerw i użyj niestandardowego zacisku, aby zacisnąć przeciętą stronę nerwu. Oznacz zaciśnięty odcinek nerwowy czarną farbą akrylową i umieść jednocentymetrową linijkę płasko w zwierzęciu, aby ustawić skalę do analizy danych.W oprogramowaniu kamery umieść pole widzenia kamery bezpośrednio nad badanymi segmentami, aby umożliwić monitorowanie ruchu i/lub przemieszczenia markerów oraz określić rzeczywiste odkształcenie tkanki w określonym punkcie czasowym. Zapisz podstawowe pomiary, takie jak wysokość, na której nerw wprowadza się do ciała ze stołu, wysokość zacisku od stołu, kąt siłownika i cała długość tkanki. Otwórz oprogramowanie do programowania i kliknij Uruchom.Wprowadź nazwę pliku i przemieszczenie, a następnie kliknij przycisk Inicjalizuj i TARE. Kliknij przycisk Start, aby rozciągnąć segment splotu ramiennego. Tkanka będzie ciągnięta z przypisaną prędkością 500 milimetrów na minutę, aż do całkowitego uszkodzenia w dowolnym segmencie tkanki nerwowej.Następnie zapisz plik wideo, przyłożone obciążenie rozciągające, przemieszczenie tkanki oraz czas trwania testu, a następnie zapisz miejsce uszkodzenia jako segment, w którym dochodzi do pęknięcia tkanki. W tym reprezentatywnym teście czterech segmentów splotu ramiennego uzyskane obciążenie awaryjne wyniosło 8,3 niutonów, a średnie uszkodzenie odkształcenia wyniosło 35% dla próbek tkanki nerwowej noworodka poddanych rozciąganiu. Niektóre obszary nerwu uległy większemu obciążeniu niż inne, co wskazuje na nierównomierne uszkodzenie na całej długości nerwu.Dane z kamery pozwoliły na zidentyfikowanie miejsca uszkodzenia w tym eksperymencie jako bliższego otworu. Ważne jest, aby upewnić się, że po pierwsze, zwierzę jest głęboko znieczulone i nie wykazuje oznak bólu ani dyskomfortu, po drugie, aby skalibrować ogniwo obciążnikowe, a po trzecie, aby mocno zacisnąć tkankę. Ten model zwierzęcy in vivo może być wykorzystany do badania zmian funkcjonalnych i histologicznych w tkance splotu ramiennego po różnym stopniu rozciągnięcia oraz do badania skomplikowanych scenariuszy porodu.

methods-for-vivo-biomechanical-testing-on-brachial-plexus-neonatal

Research

JoVE Journal

Bioengineering

Bioinżynieria

Modele dużych zwierząt mają wysoką wartość translacyjną w badaniu fizjologii i farmakologii niedotlenienia okołoporodowego. Wykorzystując noworodki prosiąt, opracowaliśmy eksperymentalny protokół symulacji niedotlenienia okołoporodowego, który umożliwia badanie hemodynamicznych parametrów systemowych i regionalnych, transportu tlenu wraz z szlakami biochemicznymi i patologicznymi oraz ich korelacji.

Model niedotlenienia okołoporodowego u świń

Ten film opisuje zabieg chirurgiczny in vivo mający na celu odsłonięcie splotu ramiennego, sieci neuronowej, która dostarcza interwencje skórne i mięśniowe do kończyny górnej. Ta operacja pomaga zlokalizować splot i ostatecznie ocenić zakres uszkodzenia nerwu obejmującego kończynę górną.

Odsłanianie splotu ramiennego: technika chirurgiczna wizualizacji splotu ramiennego u nowonarodzonego prosięcia

W tym filmie demonstrujemy badanie biomechaniczne nerwu splotu ramiennego na modelu świni, aby zmierzyć progową wytrzymałość na rozciąganie nerwu podczas rozciągania. Technika ta pomaga w określeniu właściwości strukturalnych i mechanicznych nerwu.

Badania biomechaniczne nerwów in vivo: procedura analizy biomechanicznej uszkodzenia nerwu splotu ramiennego w modelu noworodka świni

Ten film demonstruje pomiar poziomu glutaminianu w mózgu znieczulonego noworodka prosiąt za pomocą układu mikroelektrod (MEA). Procedura polega na stworzeniu okienka kraniotomii w czaszce świni i wprowadzeniu MEA do obszaru mózgu będącego przedmiotem zainteresowania. Pokryte oksydazą glutaminianu miejsca zapisu MEA przekształcają zewnątrzkomórkowy glutaminian mózgu w nadtlenek wodoru, który generuje mierzalny prąd. Prąd ten jest mierzony i normalizowany na tle szumu tła w celu określenia...

Pomiar poziomu glutaminianu w mózgu w znieczuleniu u nowonarodzonych prosiąt za pomocą układu mikroelektrod

encefalopatia niedotlenieniowo-niedokrwienna po uduszeniu okołoporodowym może być badana na modelach zwierzęcych. Przedstawiono procedury niezbędne do ustalenia modelu encefalopatii niedotlenieniowo-niedokrwiennej noworodków u prosiąt.

Model prosięcia encefalopatii niedotlenieniowo-niedokrwiennej noworodków

Wykorzystanie modelu prosiąt do badania neurotoksyczności rozwojowej wywołanej znieczuleniem (AIDN): podejście neurologiczne translacyjne

Optymalne wyniki funkcjonalne po rekonstrukcji bionicznej u pacjentów z globalnym uszkodzeniem splotu ramiennego zależą od ustrukturyzowanego protokołu rehabilitacji. Trening elektromiograficzny powierzchniowy może poprawić amplitudę, separację i spójność sygnałów EMG, które - po planowej amputacji niesprawnej ręki - kontrolują i kierują protezą ręki.

Powierzchniowy biofeedback elektromiograficzny jako narzędzie rehabilitacji dla pacjentów z globalnym uszkodzeniem splotu ramiennego poddawanych rekonstrukcji bionicznej

Obecny protokół opisuje zwięzłe szczegóły eksperymentalne dotyczące oceny i interpretacji danych in vivo dotyczących momentu obrotowego uzyskanych za pomocą elektrycznej stymulacji wspólnego nerwu strzałkowego u znieczulonych świń.

In vivo (in vivo) Pomiar izometrycznego momentu obrotowego zginacza grzbietowego kończyny tylnej od świni

Ten model prosiąt obejmuje narzędzia chirurgiczne, uduszenie aż do zatrzymania krążenia, resuscytację i obserwację po resuscytacji. Model pozwala na wielokrotne pobieranie próbek na zwierzę, a dzięki zastosowaniu ciągłego inwazyjnego monitorowania ciśnienia tętniczego krwi, EKG i nieinwazyjnego monitorowania rzutu serca, dostarcza wiedzy na temat hemodynamiki i patofizjologii serca w asfiksji okołoporodowej i resuscytacji krążeniowo-oddechowej noworodków.

Model asfiksji okołoporodowej prosiąt do badania uszkodzenia serca i hemodynamiki po zatrzymaniu krążenia, resuscytacji i powrocie krążenia spontanicznego

Protokół ten przedstawia krok po kroku instrukcje stworzenia urazu splotu ramiennego noworodka u szczurów, który będzie wzór w badaniach nad urazem przy porodzie ramiennym.

Opracowanie modelu noworodkowego szczura dla urazu urodzonego splotu ramiennego

Poznaj metody biomechanicznych badań splotu ramiennego in vivo u nowonarodzonych prosiąt. Technika ta pozwala określić progi uszkodzeń mechanicznych i zrozumieć mechanizmy rozciągania nerwów.

Metody badań biomechanicznych in vivo splotu ramiennego u nowonarodzonych prosiąt

Przeglądaj więcej filmów