Name: Litografia z użyciem skupionej wiązki jonów do wytrawiania nanoarchitektur w mikroelektrodach (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2020-01-19T12:00:00.000+00:00
Duration: 13 min 49 s
Description: Poznaj litografię z użyciem skupionej wiązki jonów do wytrawiania nanoarchitektur w mikroelektrodach wewnątrzkorowych. Ta metoda zmniejsza reakcję zapalną i poprawia jakość zapisów elektrofizjologicznych.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

To badanie było wspierane przez Departament Stanów Zjednoczonych (USA) ds. Rehabilitacji Rehabilitacji Granty: #RX001664-01A1 (CDA-1, Ereifej) i #RX002628-01A1 (CDA-2, Ereifej). Treść nie reprezentuje poglądów Departamentu ds. Weteranów Stanów Zjednoczonych ani rządu Stanów Zjednoczonych. Autorzy chcieliby podziękować FEI Co. (obecnie część Thermofisher Scientific) za pomoc personelu i wykorzystanie oprzyrządowania, które pomogło w opracowaniu skryptów wykorzystywanych w tych badaniach.

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Przedstawiony tutaj protokół produkcyjny wykorzystuje litografię skupionej wiązki jonów do skutecznego i powtarzalnego wytrawiania nanoarchitektur na powierzchni niefunkcjonalnych i funkcjonalnych mikroelektrod krzemowych z pojedynczym trzpieniem. Litografia zogniskowaną wiązką jonów (FIB) pozwala na selektywną ablację powierzchni podłoża przy użyciu drobno skupionej wiązki jonów50,51. FIB to technika bezpośredniego zapisu, która może wytwarzać różne funkcje o ro...

Mikroelektrody wewnątrzkorowe (IME) to inwazyjne elektrody, które umożliwiają bezpośrednie połączenie między urządzeniami zewnętrznymi a populacjami neuronów wewnątrz kory mózgowej1,2. Technologia ta jest nieocenionym narzędziem do rejestrowania neuronalnych potencjałów czynnościowych w celu poprawy zdolności naukowców do badania funkcji neuronów, pogłębiania wiedzy na temat chorób neurologicznych i opracowywania potencjalnych terapii. Mikroelektroda wewnątrzkorowa, stosowana jako część systemów Brain Machine Interface (BMI), umożliwia rejestrowanie potencjałów czynnościowych z pojedynczego lub małych grup neuronów w celu wykrycia intencji motorycznych, które można wykorzystać do wytworzenia funkcjonalnych danych wyjściowych3. W rzeczywistości systemy BMI są z powodzeniem wykorzystywane do celów protetycznych i terapeutycznych, takich jak nabyta kontrola rytmu sensomotorycznego do obsługi kursora komputerowego u pacjentów ze stwardnieniem zanikowym bocznym (ALS)4 i urazami rdzenia kręgowego5 i przywracanie ruchu u osób cierpiących na przewlekłą tetraplegię6.
Niestety, edytory IME często nie nagrywają konsekwentnie w czasie z powodu kilku trybów awarii, które obejmują czynniki mechaniczne, biologiczne i materialne7,8. Uważa się, że reakcja neurozapalna występująca po wszczepieniu elektrody jest poważnym wyzwaniem przyczyniającym się do awarii elektrody9,10,11,12,13,14. Reakcja neurozapalna jest inicjowana podczas początkowego wstawiania IME, który przecina barierę krew-mózg, uszkadza miejscowy miąższ mózgu i zakłóca sieci glejowe i neuronalne15,16. Ta ostra odpowiedź charakteryzuje się aktywacją komórek glejowych (mikrogleju/makrofagów i astrocytów), które uwalniają prozapalne i neurotoksyczne cząsteczki wokół miejsca implantu17,18,19,20. Przewlekła aktywacja komórek glejowych powoduje reakcję na ciało obce charakteryzującą się powstawaniem blizny glejowej izolującej elektrodę od zdrowej tkanki mózgowej7,9,12,13,17,21,22. Ostatecznie, utrudniając zdolność elektrody do rejestrowania neuronalnych potencjałów czynnościowych, ze względu na fizyczną barierę między elektrodą a neuronami oraz degenerację i śmierć neuronów23,24,25.
Wczesna awaria mikroelektrod wewnątrzkorowych doprowadziła do znacznych badań nad rozwojem elektrod nowej generacji, z naciskiem na strategie biomimetyczne26,27,28,29,30. Szczególnie interesujące dla opisanego tutaj protokołu jest użycie nano-architektury jako klasy biomimetycznych zmian powierzchni dla IMEs31. Ustalono, że powierzchnie naśladujące architekturę naturalnego środowiska in vivo mają ulepszoną odpowiedź biokompatybilną32,33,34,35,36. Tak więc hipotezą przekonującą ten protokół jest to, że nieciągłość między szorstką architekturą tkanki mózgowej a gładką architekturą mikroelektrod wewnątrzkorowych może przyczyniać się do neurozapalnej i przewlekłej odpowiedzi ciała obcego na wszczepione IME (pełny przegląd można znaleźć w Kim et al.31). Wcześniej wykazaliśmy, że wykorzystanie cech nanoarchitektury podobnych do architektury macierzy zewnątrzkomórkowej mózgu zmniejsza markery stanu zapalnego astrocytów z komórek hodowanych na podłożach o nanoarchitekturze, w porównaniu z płaskimi powierzchniami kontrolnymi zarówno w modelach zapalenia nerwów in vitro, jak i ex vivo37,38. Ponadto wykazaliśmy, że zastosowanie litografii skupionej wiązki jonów (FIB) do wytrawiania nanoarchitektur bezpośrednio na sondach krzemowych skutkowało znacznie zwiększoną żywotnością neuronów i niższą ekspresją genów prozapalnych u zwierząt, którym wszczepiono sondy o nanoarchitekturze w porównaniu z gładką grupą kontrolną26. W związku z tym celem przedstawionego tutaj protokołu jest opisanie zastosowania litografii FIB do wytrawiania nanoarchitektur na produkowanych wewnątrzkorowych urządzeniach mikroelektrodowych. Protokół ten został zaprojektowany w celu wytrawiania cech o rozmiarach nanoarchitektury w powierzchniach krzemowych wewnątrzkorowych trzonków mikroelektrod przy użyciu zarówno procesów automatycznych, jak i ręcznych. Metody te są nieskomplikowane, powtarzalne i z pewnością można je zoptymalizować pod kątem różnych materiałów urządzeń i pożądanych rozmiarów funkcji.

<table><tbody><tr><td>16-kanałowa scena czołowa ZIF-Clip</td><td>Tucker Davis Technologies</td><td>ZC16</td><td>Scena czołowa i uchwyt sceny czołowej mogą wymagać wymiany, w zależności od użytej elektrody. <a href="https://www.tdt.com/zif-clip-digital-headstages.html" target="_blank">https://www.tdt.com/zif-clip-digital-headstages.html</a></td></tr><tr><td>1-metrowy, CAŁY owinięty sprężyną</td><td>Thomas Scientific</td><td>1213F04</td><td>Wystarczy każda niepoddana obróbce szalka Petriego. <a href="https://www.thomassci.com/Laboratory-Supplies/Cell-Culture-Dishes/_/Non-Treated-Petri-Dishes?q=petri%20dish%20cell%20culture" target="_blank">https://www.thomassci.com/Laboratory-Supplies/Cell-Culture-Dishes/_/Non-Treated-Petri-Dishes?q=petri%20dish%20cell%20culture</a></td></tr><tr><td>32-kanałowy uchwyt do sceny czołowej ZIF-Clip</td><td>Tucker Davis Technologies</td><td>Z-ROD32</td><td>Scena czołowa i uchwyt sceny głównej mogą wymagać wymiany, w zależności od użytej elektrody. <a href="https://www.tdt.com/zif-clip-digital-headstages.html" target="_blank">https://www.tdt.com/zif-clip-digital-headstages.html</a></td></tr><tr><td>Aceton, Rozcieńczalnik/Przedłużacz/Środek czyszczący, 30ml</td><td>Ted Pella</td><td>16023</td><td><a href="https://www.tedpella.com/SEMmisc_html/SEMpaint.htm#anchor16062" target="_blank">https://www.tedpella.com/SEMmisc_html/SEMpaint.htm#anchor16062</a></td></tr><tr><td>Baby-Mixter Hemostat</td><td>Fine Science Tools</td><td>13013-14</td><td>Wystarczy dowolny zakrzywiony hemostat. <a href="https://www.finescience.com/en-US/Products/Forceps-Hemostats/Hemostats/Baby-Mixter-Hemostat" target="_blank">https://www.finescience.com/en-US/Products/Forceps-Hemostats/Hemostats/Baby-Mixter-Hemostat</a></td></tr><tr><td>Taśma przewodząca włókna węglowego, podwójnie powlekana</td><td>Ted Pella</td><td>16084-7</td><td>W protokole zasugerowano trzy opcje montażu funkcjonalnej elektrody do aluminiowego króćca (taśma przewodząca z miedzi lub węgla lub niskoprofilowy klips. W naszym badaniu wykorzystaliśmy węglową taśmę przewodzącą. <a href="https://www.tedpella.com/semmisc_html/semadhes.htm" target="_blank">https://www.tedpella.com/semmisc_html/semadhes.htm</a></td></tr><tr><td>Corning Costar nie poddany działaniu płytek wielodołkowych - 6-dołkowa</td><td>Sigma Aldrich</td><td>CLS3736-100EA</td><td>Wystarczy każda niepoddana działaniu metody 6-dołkowej. <a href="https://www.sigmaaldrich.com/catalog/substance/corningcostarnottreatedmultiplewellplates1234598765" target="_ blank">https://www.sigmaaldrich.com/catalog/substance/</a></td></tr><tr><td>Dumont #5 Kleszcze precyzyjne</td><td>Narzędzia do nauki</td><td>11251-30</td><td>Wystarczą albo te drobne kleszcze, albo pompa próżniowa. <a href="https://www.finescience.com/en-US/Products/Forceps-Hemostats/Dumont-Forceps/Dumont-5-Forceps/11251-30" target="_blank">https://www.finescience.com/en-US/Products/Forceps-Hemostats/Dumont-Forceps/ Dumont-5-Kleszcze/11251-30</a></td></tr><tr><td>Etanol, 190 proof (95%), USP, Decon Labs</td><td>Fisher Scientific</td><td>22-032-600</td><td>Wystarczy dowolny 95% etanol. <a href="https://www.fishersci.com/shop/products/ethanol-190-proof-95-usp-decon-labs-10/22032600" target="_blank">https://www.fishersci.com/shop/products/ethanol-190-proof-95-usp-decon-labs-10/22032600</a></td></tr><tr><td>Sitko</td> <td>do komórek FalconFisher Scientific</td><td>08-771-1</td><td><a href="https://www.fishersci.com/shop/products/falcon-cell-strainers-4/087711" target="_blank">https://www.fishersci.com/shop/products/falcon-cell-strainers-4/087711</a></td></tr><tr><td>FEI, Tescan, Zeiss (również dla Philips, Leo, Cambridge, Leica, CamScan), aluminium, rowkowana krawędź, & Oslash; 32mm</td><td>Ted Pella</td><td>16148</td><td>W zależności od używanej maszyny SEM możesz potrzebować króćca o innym rozmiarze. <a href="https://www.tedpella.com/SEM_html/SEMpinmount.htm#_16180" target="_blank">https://www.tedpella.com/SEM_html/SEMpinmount.htm#_16180</a></td></tr><tr><td>Fisherbrand Folia aluminiowa, rolka o standardowym przekroju</td><td>Fisher Scientific</td><td>01-213-101</td><td>Wystarczy dowolna folia aluminiowa. <a href="https://www.fishersci.com/shop/products/fisherbrand-aluminum-foil-7/p-306250" target="_blank">https://www.fishersci.com/shop/products/fisherbrand-aluminum-foil-7/p-306250</a></td></tr><tr><td>Fisherbrand Naczynia do parowania z PTFE o niskiej i wysokiej formie</td><td>Fisher Scientific</td><td>02-617-149</td><td>Wystarczy dowolna płytka teflonowa, służy ona do suszenia sond po umyciu na powierzchni, do której nie będą się przyklejać. <a href="https:// www.fishersci.com/shop/products/fisherbrand-low-tall-form-ptfe-evaporating-dishes-12/p-88552" target="_blank">https://www.fishersci.com/shop/products/fisherbrand-low-tall-form-ptfe-evaporating-dishes-12/p-88552</a></td></tr><tr><td>Funkcjonalna elektroda funkcyjna z krzemu w stylu Michigan</td><td>NeuroNexus</td><td>A1x16-3mm-100-177</td><td><a href="http://neuronexus.com/electrode-array/a1x16-3mm-100-177/" target="_blank">http://neuronexus.com/electrode-array/a1x16-3mm-100-177/</a></td></tr><tr><td>Model 1772 Uchwyt uniwersalny</td><td>KOPF</td><td>Model 1772</td><td>Wystarczą inne stereotaktyczne ramki i akcesoria. <a href="http://kopfinstruments.com/product/model-1772-universal-holder/" target="_blank">http://kopfinstruments.com/ produkt/model-1772-uniwersalny-uchwyt/</a></td></tr><tr><td>Model 900-U Przyrząd stereotaktyczny dla małych zwierząt</td><td>KOPF</td><td>Model 900-U</td><td>Wystarczą inne ramki i akcesoria stereotaktyczne. <a href="http://kopfinstruments.com/product/model-900-small-animal-stereotaxic-instrument1/" target="_blank">http://kopfinstruments.com/product/model-900-small-animal-stereotaxic-instrument1/</a></td></tr><tr><td>Model 960 Manipulator elektrod z zespołem suwaka AP</td><td>KOPF</td><td>Model 960</td><td>Wystarczą inne ramki i akcesoria stereotaktyczne. <a href="http://kopfinstruments.com/product/model-1772-universal-holder/" target="_blank">http://kopfinstruments.com/product/model-1772-universal-holder/</a></td></tr><tr><td>Parafilm M 10cm x 76.2m (4" x 250')</td><td>Ted Pella</td><td>807-5</td><td><a href="https://www.tedpella.com/grids_html/807-2.htm" target="_blank">https://www.tedpella.com/grids_html/807-2.htm</a></td></tr><tr><td>PELCO System podnoszenia podciśnienia, 220V</td><td>Ted Pella</td><td>520-1-220</td><td>Wystarczy albo ta pompa próżniowa, albo cienkie kleszcze. <a href="http://www.tedpella.com/grids_html/Vacuum-Pick-Up-Systems.htm#anchor-520" target="_blank">http:// www.tedpella.com/grids_html/Vacuum-Pick-Up-Systems.htm#anchor-520</a></td></tr><tr><td>PELCO Przewodząca srebrna farba</td><td>Ted Pella</td><td>16062</td><td><a href="https://www.tedpella.com/SEMmisc_html/SEMpaint.htm#anchor16062" target="_blank">https://www.tedpella.com/SEMmisc_html/SEMpaint.htm#anchor16062</a></td></tr><tr><td>SEM FIB FEI Helios 650 Nanolab</td><td>Thermo Fisher Scientific</td><td>Helios G2 650</td><td>Jest to specyficzny skupiony mikroskop jonowy i skaningowy mikroskop elektronowy zastosowany w protokole. Oprogramowanie Nanobuilder jest tym, z czym jest dostarczany. Jeśli używany jest inny instrument FIB, może on nie być w pełni kompatybilny z protokołem, w szczególności z krokami wymagającymi oprogramowania Nanobuilder. <a href="https://www.fei.com/products/dualbeam/helios-nanolab/" target="_blank">https://www.fei.com/products/dualbeam/helios-nanolab/</a></td></tr></tbody></table>

litografia z użyciem skupionej wiązki jonów do wytrawiania nanoarchitektur w mikroelektrodach

Focused Ion Beam Lithography to Etch Nano-architectures into Microelectrodes

Dzięki postępom w elektronice i technologii produkcji, mikroelektrody wewnątrzkorowe uległy znacznemu ulepszeniu, umożliwiając produkcję zaawansowanych mikroelektrod o większej rozdzielczości i rozszerzonych możliwościach. Postęp w technologii wytwarzania przyczynił się do rozwoju elektrod biomimetycznych, które mają na celu bezproblemową integrację z miąższem mózgu, zmniejszenie reakcji neurozapalnej obserwowanej po wprowadzeniu elektrody oraz poprawę jakości i trwałości zapisów elektrofizjologicznych. W tym miejscu opisujemy protokół wykorzystujący podejście biomimetyczne sklasyfikowane niedawno jako nanoarchitektura. W protokole tym wykorzystano litografię z użyciem skupionej wiązki jonów (FIB) do wytrawienia określonych cech nanoarchitektury na powierzchni niefunkcjonalnych i funkcjonalnych mikroelektrod wewnątrzkorowych z pojedynczym trzpieniem. Wytrawienie nanoarchitektur na powierzchni elektrody wskazało na możliwe ulepszenia biokompatybilności i funkcjonalności wszczepionego urządzenia. Jedną z korzyści płynących z zastosowania FIB jest możliwość wytrawiania na wyprodukowanych urządzeniach, w przeciwieństwie do czasu ich wytwarzania, co ułatwia nieograniczone możliwości modyfikacji wielu wyrobów medycznych po ich produkcji. Przedstawiony w niniejszym dokumencie protokół może być zoptymalizowany pod kątem różnych typów materiałów, cech nanoarchitektury i typów urządzeń. Powiększenie powierzchni wszczepionych urządzeń medycznych może poprawić wydajność urządzenia i integrację z tkanką.

Nanostruktury wytrawione metodą FIB na powierzchniach jednoramiennych sond wewnątrzkorowych 
Z wykorzystaniem opisanych tutaj metod, w sondach wewnątrzkorowych wytrawiono specyficzne nanostruktury zgodnie z ustalonymi protokołami39. Wymiary i kształt projektu nanostruktury opisanego w niniejszych metodach zostały zaimplementowane na podstawie wcześniejszych wyników in vitro, wskazujących na spadek reaktywności komórek glejowych podczas hodowli z wykorzystaniem opisanego tutaj p...

Wykazaliśmy, że wytrawianie nano-architektury w wewnątrzkorowych urządzeniach mikroelektrodowych może zmniejszyć reakcję zapalną i ma potencjał do poprawy zapisów elektrofizjologicznych. Opisane w niniejszym dokumencie metody nakreślają podejście do wytrawiania nanoarchitektur na powierzchni niefunkcjonalnych i funkcjonalnych mikroelektrod krzemowych z pojedynczym trzpieniem wewnątrzkorowym.

Litografia z użyciem skupionej wiązki jonów do wytrawiania nanoarchitektur w mikroelektrodach

With advances in electronics and fabrication technology, intracortical microelectrodes have undergone substantial improvements enabling the production of ...

Zastosowanie litografii skupionej wiązką jonów (FIB) pozwala naukowcom poprawić interakcję na powierzchni komórki poprzez projektowanie powierzchni materiałów, które mają zwiększoną biokompatybilność i integrację z tkanką natywną. Dzięki FIB cechy mogą być wytrawiane na różnych materiałach, takich jak krzem, metale i polimery. Można również stosować powierzchnie niepłaskie, a obróbkę końcową można wykonywać na poszczególnych urządzeniach.Ogólnie rzecz biorąc, metoda ta może być stosowana w innych mikroskopach. Jednak różni producenci mikroskopów mają unikalne wersje oprogramowania do tworzenia wzorów, które muszą być zoptymalizowane dla każdego systemu. Procedurę zademonstruje pani Shreya Mahajan, doktorantka z mojego laboratorium.Aby przygotować się do montażu, użyj kleszczyków próżniowych z drobną końcówką, aby ostrożnie podnieść czysty pasek sond silikonowych. Umieść je na czystym aluminiowym króćcu używanym do skaningowego mikroskopu elektronowego, obrazowania i trawienia FIB. Użyj wykałaczki, aby umieścić niewielką kroplę srebrnej farby na krawędzi silikonowego podłoża otaczającego sondę.Zabezpiecz pasek, rozprowadzając srebrną farbę po bokach podłoża krzemowego otaczającego sondę. Poczekaj, aż srebrna farba całkowicie wyschnie przed umieszczeniem aluminiowego króćca w SEM FIB. Następnie kliknij przycisk Vent w zakładce Beam Control, aby odpowietrzyć komorę SEM FIB.Naciśnij Shift F3, aby wykonać home stage. Potwierdź wybór, wybierając przycisk Home Stage w wyskakującym okienku. Po zakończeniu etapu domowego przesuń etap do współrzędnych X=70 milimetrów, Y=70 milimetrów, Z=0 milimetrów, T=0 stopni, R=0 stopni.Po odpowietrzeniu komory załóż czyste rękawice nitrylowe i otwórz drzwi komory. Włóż aluminiowy króciec przytrzymujący sondy do górnej części stage adapter. Zabezpiecz aluminiowy króciec, dokręcając ustalającą z boku stage adapter.Upewnij się, że wysokość jest odpowiednio wyregulowana. Do tego zadania użyj klucza imbusowego 1,5 milimetra. Ostrożnie odchyl ramię kamery nawigacyjnej, aż się zatrzyma.Stolik mikroskopu automatycznie przesunie się do pozycji poniżej kamery. Obejrzyj obraz na żywo pokazany w trzeciej ćwiartce interfejsu użytkownika mikroskopu. Gdy poziom jasności automatycznie dostosuje się do odpowiedniego poziomu, uzyskaj obraz, naciskając przycisk w dół na wsporniku aparatu.Trwa to około 10 sekund. Odchyl ramię kamery z powrotem do pozycji zamkniętej. Scena powróci do pierwotnej pozycji.Ostrożnie zamknij drzwiczki komory mikroskopu. Obejrzyj obraz z kamery CCD w ćwiartce czwartej podczas zamykania drzwi. Upewnij się, że próbki i stolik znajdują się w bezpiecznej odległości od jakiegokolwiek krytycznego elementu w komorze mikroskopu.Wybierz przycisk Pump with Sample Cleaning (Pompa z czyszczeniem próbki) w oprogramowaniu interfejsu użytkownika, aby uruchomić komorową pompę próżniową i wbudowaną myjkę plazmową. Odczekać około ośmiu minut, aż czas pompowania i cykl czyszczenia plazmowego komory mikroskopu zostaną zakończone. Gdy ikona w prawym dolnym rogu interfejsu użytkownika zmieni kolor na zielony, naciśnij przycisk Wake Up na karcie sterowania wiązką, który włącza wiązki elektronów i jonów.Wybierz Kwadrant Pierwszy i ustaw sygnał wiązki na Wiązka elektronów. Następnie ustaw Ćwiartkę Drugą na Wiązka jonów. Teraz ustaw napięcie SEM na pięć kilowoltów, prąd wiązki SEM na 0,20 nanoampera, detektor SEM na ETD, a tryb detektora na elektrony wtórne.Ustaw napięcie FIB na 30 kilowoltów, wiązkę FIB na 24 pikoampery, detektor FIB na detektor ICE, a tryb detektora na elektron wtórny. Kliknij dwukrotnie sondę krzemową na obrazie kamery nawigacyjnej, kwadrant trzeci, aby przesunąć stolik do przybliżonej lokalizacji sondy. Kliknij Ćwiartkę Pierwszą, aby wybrać ją jako aktywną ćwiartkę i naciśnij przycisk pauzy, aby rozpocząć skanowanie SEM.Ustaw czas zatrzymania skanowania na 300 nanosekund i wyłącz Przeplot skanowania, Integrację linii i Uśrednianie klatek. Ustaw opcję Obrót skanowania na zero na karcie Beam Control (Sterowanie wiązką). Kliknij prawym przyciskiem myszy regulator 2D Beam Shift i wybierz zero.Dostosuj powiększenie do wartości minimalnej, obracając pokrętło powiększenia w kierunku przeciwnym do ruchu wskazówek zegara na panelu interfejsu użytkownika mikroskopu. Dostosuj jasność i kontrast obrazu za pomocą pokręteł na panelu interfejsu użytkownika lub ikony jasności automatycznego kontrastu na pasku narzędzi. Przesuń scenę, klikając dwukrotnie lewym przyciskiem myszy na obiekcie, aby go wyśrodkować.Następnie przesuń żądaną sondę krzemową, która ma zostać wzorowana, do środka obrazu SEM. Zlokalizuj krawędź lub inny element, taki jak cząsteczka kurzu lub rysa. Zwiększ powiększenie do 2000x, obracając pokrętło powiększenia zgodnie z ruchem wskazówek zegara.Dostosuj ostrość SEM, obracając pokrętła zgrubnego i precyzyjnego ustawiania ostrości na interfejsie użytkownika mikroskopu, aż obraz będzie ostry. Gdy obraz jest już ostry, wybierz przycisk Połącz próbkę Z z odległością roboczą na pasku narzędzi. Upewnij się, że operacja została zakończona, patrząc na współrzędną osi Z na karcie nawigacji.Wartość powinna wynosić około 11 milimetrów. Wpisz 4,0 milimetra w pozycji osi Z i naciśnij przycisk Przejdź do za pomocą myszy. Przesuń stolik w X i Y, aby zlokalizować ramię sondy krzemowej.Umieść go jak najbliżej środka SEM. Zmień nachylenie stołu montażowego na 52 stopnie, wpisując 52 we współrzędnej T i naciskając Enter. Obserwuj, czy ramię sondy wydaje się poruszać w górę lub w dół na obrazie.Użyj suwaka Stage Z, aby przesunąć ramię sondy z powrotem do środka obrazu SEM. Dostosuj tylko pozycję Z. Nie przesuwaj osi X, Y, T ani R.Uruchom wbudowaną funkcję XT Align znajdującą się w menu rozwijanym sceny. Użyj myszy, aby kliknąć dwa punkty równoległe do krawędzi sondy. Upewnij się, że poziomy przycisk radiowy jest zaznaczony w wyskakującym okienku i kliknij przycisk Zakończ.Stolik obróci się, aby wyrównać sondę z osią X stolika. Dostosuj stolik w XY, używając myszy, aby ponownie umieścić dolne ramię sondy na środku obrazu SEM. Wybierz FIB w ćwiartce drugiej i upewnij się, że prąd wiązki nadal wynosi 24 pikoampery.Ustaw powiększenie na 5000X, a czas przebywania na 100 nanosekund. Wpisz Control-F na klawiaturze, aby ustawić ostrość FIB na 13 milimetrów. Na karcie Beam Control kliknij prawym przyciskiem myszy regulator Stigmator 2D i wybierz zero.Kliknij prawym przyciskiem myszy regulator Beam Shift 2D i wybierz zero. Ustaw obrót skanowania na zero stopni i kliknij przycisk jasności automatycznego kontrastu na pasku narzędzi. Poszukaj zdjęcia ramienia sondy w ćwiartce drugiej.Użyj narzędzia migawki, aby uzyskać obraz w FIB. Upewnij się, że ramię sondy znajduje się w środku obrazu FIB. Jeśli nie, kliknij dwukrotnie ramię sondy, aby przesunąć je do środka.Przesuń scenę w lewo, naciskając strzałki w lewo na klawiaturze około 10 do 15 razy. Zrób kolejną migawkę i obserwuj, czy strona sondy nadal znajduje się w środku FIB. Po powtórzeniu tych kroków, aż krawędź ramienia sondy zostanie idealnie wyrównana z osią X stolika, użyj FIB, aby przesunąć stolik z powrotem na dolne ramię sondy.Zapisz pozycję sceny na liście pozycji, klikając przycisk Dodaj. Zmień prąd wiązki FIB na 2,5 nanoampera i upewnij się, że powiększenie FIB nadal wynosi 5000X. Uruchom funkcję automatycznego kontrastu jasności i ustaw czas przebywania FIB na 100 nanosekund.Naciśnij przycisk pauzy, aby rozpocząć skanowanie. Dostosuj ostrość FIB i astygmatyzm tak szybko i precyzyjnie, jak to możliwe, za pomocą pokręteł zgrubnego i precyzyjnego ustawiania ostrości oraz pokręteł stygmatora X i Y na panelu interfejsu użytkownika. Naciśnij przycisk pauzy, aby zatrzymać skanowanie FIB.W oprogramowaniu Nanobuilder otwórz plik do tworzenia wzorów sond krzemowych. Wybierz menu rozwijane Mikroskop i wybierz opcję Ustaw początek etapu. Wybierz menu rozwijane Mikroskop, a następnie wybierz opcję Kalibruj detektory.W interfejsie użytkownika mikroskopu kliknij raz myszą Quad One, aby wybrać Quad One. Kliknij przycisk OK, aby rozpocząć kalibrację. Proces zajmie około pięciu minut.Upewnij się, że detektory ETD i ICE zostały skalibrowane. W oprogramowaniu wybierz menu rozwijane Mikroskop i wybierz opcję Wykonaj, aby rozpocząć sekwencję tworzenia wzorów. Po zakończeniu tworzenia wzoru zamknij oprogramowanie.Naciśnij Vent w interfejsie użytkownika mikroskopu zakładka Sterowanie wiązką, aby wyłączyć wiązki mikroskopu i rozpocząć cykl wentylacji. Podczas wentylacji komory przesuń stolik do odpowiednich współrzędnych. Po odpowietrzeniu komory załóż czyste rękawice nitrylowe i otwórz drzwi komory.Poluzuj dociskową na adapterze króćca za pomocą klucza imbusowego 1.5 milimetra. Wyjmij z komory aluminiowy króciec zawierający wzorzystą sondę. Ostrożnie zamknij drzwiczki komory mikroskopu.Obejrzyj obraz z kamery CCD w ćwiartce czwartej podczas zamykania drzwi. Upewnij się, że stage adapter znajduje się w bezpiecznej odległości od jakiegokolwiek krytycznego elementu w komorze mikroskopu. Pokazano tutaj obrazy SEM niefunkcjonalnych sond krzemowych z pojedynczym trzpieniem z nanoarchitekturami wytrawionymi FIB wzdłuż tylnej strony trzonka.Ostateczne wymiary wytrawionej nanoarchitektury to równoległe linie o szerokości 200 nanometrów oddalone od siebie o 300 nanometrów i głębokości 200 nanometrów. Aby określić, w jaki sposób wytrawianie nanoarchitektur na powierzchni sondy wpływa na gęstość neuronów bezpośrednio wokół implantu, jądra neuronalne zostały wybarwione i określone ilościowo. Przeżycie neuronów jest przedstawiane jako procent obszaru tła od tych samych zwierząt w odległości 50 mikronów od miejsca implantacji.Wokół sond o nanoarchitekturze w odległości od 100 do 150 mikronów od miejsca implantacji znajdowało się znacznie więcej neuronów w porównaniu z gładkimi implantami kontrolnymi po czterech tygodniach od implantacji. Nanoarchitektury wytrawiono również FIB wzdłuż tylnej strony funkcjonalnych mikroelektrod krzemowych z pojedynczym trzpieniem, a pomiary elektrofizjologiczne określono ilościowo w celu zbadania, w jaki sposób wytrawianie nanoarchitektur wpływa na wydajność elektrody. Wyniki elektrofizjologiczne wykazały zwiększony odsetek kanałów rejestrujących pojedyncze jednostki z mikroelektrod o nanoarchitekturze w porównaniu z gładkimi mikroelektrodami kontrolnymi.Nie przeprowadzono analizy statystycznej mikroelektrody o nanoarchitekturze, ponieważ tylko jedna z nich została wszczepiona na potrzeby badania pilotażowego potwierdzającego słuszność koncepcji. Wytrawianie FIB pozwala naukowcom zbadać, w jaki sposób dodanie wskazówek topograficznych do urządzeń medycznych może poprawić odpowiedź komórkową i ostatecznie wydajność urządzenia. Zakres urządzeń medycznych, do których można zastosować te metody, jest nieograniczony, ponieważ FIB można wykonywać na różnych materiałach, geometriach powierzchni, a co najważniejsze, na już wyprodukowanych urządzeniach.

focused-ion-beam-lithography-to-etch-nano-architectures-into

Research

JoVE Journal

Bioengineering

Bioinżynieria

Nanostruktury tlenkowe otwierają nowe możliwości dla nauki i technologii.  Przewodność międzyfazowa między LaAlO3 i SrTiO3 może być kontrolowana z precyzją niemal atomową za pomocą techniki przewodzącej mikroskopii sił atomowych.  Zademonstrowano protokół tworzenia i pomiaru przewodzących nanostruktur na granicy faz LaAlO3/SrTiO3.

Pisanie i charakterystyka nanostruktur tlenkowych w niskich temperaturach

Przedstawiamy protokół łączący metrologię atomową Skaningowego Mikroskopu Tunelowego do modelowania powierzchni z selektywnym osadzaniem warstw atomowych i reaktywnym trawieniem jonowym. Korzystając z solidnego procesu obejmującego liczne ekspozycje atmosferyczne i transport, wytwarzane są nanostruktury 3D z metrologią atomową.

Wytwarzanie nanostruktur identyfikowalnych atomowo

Komunikacja międzykomórkowa jest kluczowa dla kontrolowania różnych czynności fizjologicznych wewnątrz i na zewnątrz komórki. W artykule opisano protokół pomiaru czasoprzestrzennego charakteru wydzielin pojedynczych komórek. Aby to osiągnąć, zastosowano podejście multidyscyplinarne, które integruje bezznacznikowe wykrywanie nanoplazmoniczne z obrazowaniem żywych komórek.

Bezznacznikowa technika obrazowania czasoprzestrzennego wydzielin pojedynczych komórek

Opisujemy podejścia do wytwarzania urządzeń i charakterystyki elektrycznej nanostruktur półprzewodnikowych z warstwy diselenku molibdenu (MoSe2) o różnych grubościach. Ponadto opisano wytwarzanie styków omowych dla2-warstwowych nanokryształów MoSe metodą osadzania wiązki jonów z użyciem platyny (Pt) jako metalu kontaktowego.

Wytwarzanie kontaktów omowych przy użyciu techniki skupionej wiązki jonów i charakterystyki elektrycznej warstwowych nanostruktur półprzewodnikowych

Nanocząstki o jednakowej wielkości mogą usunąć wahania wymiarów otworów kontaktowych wzorowane na foliach fotorezystu z poli(metakrylanu metylu) (PMMA) za pomocą litografii wiązką elektronów (wiązka elektronów). Proces ten obejmuje elektrostatyczne kierowanie w celu wyśrodkowania i osadzenia nanocząstek w otworach kontaktowych, a następnie etapy fotorezystu rozpływowego oraz trawienia plazmowego i mokrego.

Wykorzystanie nanocząstek protektorowych do usuwania skutków odgłosów strzału w otworach kontaktowych wytwarzanych metodą litografii wiązką elektronów

Przedstawiono protokół wytwarzania elektrochemicznie aktywnych nanobaterii litowo-jonowych litowo-jonowych na bazie litów litowo-jonowych opartych na elektrochemicznie aktywnych LiPON przy użyciu skupionej wiązki jonów.

Produkcja skupionej wiązki jonów półprzewodnikowych nanobaterii litowo-jonowych na bazie LiPON do testów in situ

Używamy skaningowego transmisyjnego mikroskopu elektronowego z korekcją aberracji, aby zdefiniować jednocyfrowe wzorce nanometrowe w dwóch powszechnie stosowanych rezystancjach wiązki elektronów: poli (metakrylan metylu) i silseskwioksan wodoru. Wzory rezystancji mogą być powielane w wybranych materiałach docelowych z jednocyfrową dokładnością nanometrową przy użyciu liftoffu, trawienia plazmowego i infiltracji odporności przez metaloorganiczne.

Litografia wiązką elektronów w jednocyfrowych nanometrach z skaningowym transmisyjnym mikroskopem elektronowym z korekcją aberracji

Pokazujemy wytwarzanie kanałów o nanowysokości z integracją urządzeń do aktywacji powierzchniowej fali akustycznej na niobianie litu dla nanofluidyki akustycznej za pomocą fotolitografii liftoff, nano-głębokiego reaktywnego trawienia jonowego i plazmowego aktywowanego powierzchniowo wielowarstwowego wiązania monokryształowego niobianu litu w temperaturze pokojowej, procesu podobnie użytecznego do wiązania niobianu litu z tlenkami.

Wytwarzanie kanałów o nanowysokości wykorzystujących aktywację powierzchniowej fali akustycznej za pomocą niobianu litu w nanofluidyce akustycznej

Techniki kriogenicznej skupionej wiązki jonów (FIB) i skaningowej mikroskopii elektronowej (SEM) mogą dostarczyć kluczowych informacji na temat chemii i morfologii nienaruszonych granic faz ciało stałe-ciecz. Szczegółowo omówiono metody sporządzania wysokiej jakości map spektroskopowych takich interfejsów z dyspersją energii (EDX), ze szczególnym uwzględnieniem urządzeń do magazynowania energii.

Charakterystyka granic faz ciecz-ciało stałe w nanoskali poprzez sprzężenie kriofokusowego mielenia wiązki jonów ze skaningową mikroskopią elektronową i spektroskopią

Fluorescencyjne nanocząsteczki wytwarzane w naszym laboratorium są wykorzystywane do obrazowania stężeń jonów i strumieni jonowych w systemach biologicznych, takich jak komórki podczas sygnalizacji oraz płyn śródmiąższowy podczas homeostazy fizjologicznej.

Nanocząstki fluorescencyjne do pomiaru stężenia jonów w systemach biologicznych

Poznaj litografię z użyciem skupionej wiązki jonów do wytrawiania nanoarchitektur w mikroelektrodach wewnątrzkorowych. Ta metoda zmniejsza reakcję zapalną i poprawia jakość zapisów elektrofizjologicznych.

Litografia z użyciem skupionej wiązki jonów do wytrawiania nanoarchitektur w mikroelektrodach

Przeglądaj więcej filmów