Name: Chirurgia stereotaktyczna do implantacji układów mikroelektrod w marmozecie zwyczajnej (Callithrix jacchus) (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2019-09-29T13:00:00.000+00:00
Duration: 10 min 53 s
Description: Poznaj technikę chirurgii stereotaktycznej do implantacji mikroelektrod w marmozecie zwyczajnym Callithrix jacchus. Ta metoda umożliwia długoterminowe rejestrowanie aktywności neuronalnej u przebudzonych zwierząt.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Autorzy chcieliby podziękować Bernardo Luizowi za pomoc techniczną przy filmowaniu i montażu. Prace te były wspierane przez Instytut Santosa Dumonta (ISD), brazylijskie Ministerstwo Edukacji (MEC) oraz Coordenação de Aperfeiçoamento de Pessoal de Nível Superior (CAPES).

Eksperymenty na zwierzętach zostały przeprowadzone zgodnie z Przewodnikiem National Institutes of Health dotyczącym opieki i użytkowania zwierząt laboratoryjnych oraz zatwierdzone przez Komitet Etyki Instytutu Santos Dumont (protokół 02/2015AAS).
1. Przygotowanie do operacji
<ol>
	<li>Przymocuj każdy układ elektrod do uchwytu elektrod kompatybilnego z ramą stereotaktyczną, która ma być używana.</li>
	<li>Podłącz jeden uchwyt elektrody do stereotaktycznego mikromanipulatora i ustaw jeden mikroprzewód na współrzędne międzyuszne. W razie potrzeby powtórz to dla dodatkowych matryc elektrod i uchwytów. 
	UWAGA: Współrzędne międzyuszne dowolnego mikroprzewodu można wykorzystać do obliczenia współrzędnych implantacji dla całej macierzy, ponieważ względna odległość między mikrodrutami jest stała. Gdy tablica składa się z wiązek o różnych długościach, współrzędna międzyuszna najdłuższego przewodu jest najwygodniejsza w użyciu do ustawiania zera międzyusznego.</li>
	<li>Odłącz uchwyty elektrod od mikromanipulatora stereotaktycznego i sterylizuj zespoły (elektroda przymocowana do uchwytu elektrody) w komorze ze światłem ultrafioletowym (UV) przez co najmniej 2 godziny.</li>
	<li>Przymocuj igłę 24 G do uchwytu sondy stereotaktycznej, podłącz ją do mikromanipulatora i ustaw współrzędne międzyuszne dla końcówki igły. 
	UWAGA: Przed zabiegiem współrzędne wszystkich kraniotomii muszą być wstępnie zdefiniowane jako obwód o 200μm2 większy niż przednio-tylne (AP) i przyśrodkowe (ML) położenie docelowego miejsca implantacji matrycy. Użyj zespołu uchwytu igły i sondy 24 G, aby określić położenie kraniotomii w czaszce na podstawie zerowych współrzędnych międzyusznych.</li>
	<li>Odłącz uchwyt sondy od mikromanipulatora i sterylizuj zespół w komorze UV przez co najmniej 2 godziny.</li>
	<li>Zbierz 6−8 tytanowych lub ze stali nierdzewnej. przewód uziemiający do połowy z nich.</li>
	<li>Uporządkuj i wysterylizuj wszystkie pozostałe narzędzia, sprzęt i materiały jednorazowego użytku wymagane do operacji.</li>
</ol>
2. Procedury przedoperacyjne
UWAGA: W tym badaniu wykorzystano dwa dorosłe samce marmozet (Callithrix jacchus) o wadze 320–370 g. Upewnij się, że zwierzę nie jadło przez 6 godzin przed indukcją znieczulenia.
<ol>
	<li>Znieczulić zwierzę domięśniowym wstrzyknięciem atropiny (0,05 mg/kg) w celu zmniejszenia wydzielania śliny i oskrzeli. Sprawdź, czy nie ma reakcji pedału.</li>
	<li>Po 5 minutach nanieść ketaminę (10−20 mg/kg) domięśniowo.</li>
	<li>Ogol głowę zwierzęcia za pomocą elektrycznej maszynki do strzyżenia fryzjera.</li>
	<li>Tramadol (2 mg/kg) należy podawać domięśniowo jako ogólny środek przeciwbólowy.</li>
	<li>Zaintubuj zwierzę.
	<ol>
		<li>Za pomocą maski wystawij marmozetę na działanie izofluranu w 1-2% tlenu o natężeniu przepływu 1-5 l/min, aby wywołać głębokie znieczulenie. Gdy zwierzę jest głęboko znieczulone, zmniejsz i utrzymuj izofluran na poziomie 1-3 l/min.</li>
		<li>Przymocuj elastyczną opaskę do stołu operacyjnego za pomocą taśmy.</li>
		<li>Ustaw marmozetę w pozycji leżącej na plecach z głową skierowaną w stronę technika i umieść elastyczną opaskę w pysku marmozety za jej kłami. 
		UWAGA: Najlepiej ustawić głowę tak, aby powierzchnia grzbietowa była skierowana w stronę podłogi, a jej twarz była skierowana w stronę technika.</li>
		<li>Za pomocą sondy z bawełnianą końcówką wytrzyj wymaz język marmozety i chwyć go jedną ręką, aby usta były otwarte.</li>
		<li>Rozpyl 10% lidokainy na końcówkę rurki dotchawiczej.</li>
		<li>Włóż rurkę dotchawiczą bez mankietu o średnicy 2.0 mm do tchawicy, aż oznaczenie 4.0 cm znajdzie się przy wejściu do tchawicy.</li>
		<li>Przymocuj rurkę do zespołu anestezjologicznego ze sztucznym respiratorem ustawionym na 40 oddechów/min i potwierdź prawidłowe rozszerzanie i kurczenie się klatki piersiowej. 
		UWAGA: W tym czasie izofluran i tlen powinny być dostarczane przez rurkę dotchawiczą, a nie przez maskę.</li>
		<li>Zdejmij elastyczną opaskę z ust marmozety, aby rurkę dotchawiczą można było przykleić do szczęki.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Ustaw marmozetę w pozycji leżącej w jednej linii z ramą stereotaktyczną i przymocuj głowę zwierzęcia do ramy stereotaktycznej.
	<ol>
		<li>Najpierw włóż końcówkę prawego paska słuchowego do prawego kanału słuchowego zwierzęcia.</li>
		<li>Następnie włóż końcówkę lewego paska słuchowego do lewego przewodu słuchowego.</li>
		<li>Wyśrodkuj głowę zwierzęcia na środku ramy stereotaktycznej i zamocuj nauszniki na miejscu.</li>
		<li>Włóż ustnik do pyska zwierzęcia i dostosuj jego wysokość tak, aby dotykał podniebienia zwierzęcia. W tym samym czasie umieść pręty oczodołu na dolnej powierzchni kości oczodołu.</li>
		<li>Upewnij się, że dolna powierzchnia kości oczodołu jest wyrównana poziomo ze środkiem nauszników.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Podłącz przenośny pulsoksymetr do ręki marmozety. Upewnij się, że tętno mieści się w granicach 154-180 uderzeń/min (bpm) przez cały czas trwania zabiegu; Często tętno powyżej 200 uderzeń na minutę sugeruje, że zwierzę się budzi. Upewnij się, że nasycenie tlenem przekracza 95%. Czasami może spaść do 90% bez szkody. 
	UWAGA: Jeśli tętno spadnie poniżej 154 uderzeń na minutę, zmniejsz poziom izofluranu.</li>
	<li>Umieść sondę temperatury doodbytniczej podłączoną do homeotermicznej poduszki grzewczej w odbycie, z żądaną temperaturą ustawioną na 37 °C. Przyklej ten czujnik do ogona, aby utrzymać go na miejscu.</li>
	<li>Nałóż sterylny lubrykant okulistyczny na oczy.</li>
	<li>Oczyść i zdezynfekuj głowę zwierzęcia chlorheksydyną i jodonem powidonu przed pokryciem zwierzęcia polem operacyjnym. 
	UWAGA: Wszystkie poniższe zabiegi chirurgiczne należy wykonywać w warunkach aseptycznych.</li>
</ol>
3. Zabiegi chirurgiczne
<ol>
	<li>Miejscowy środek przeciwbólowy należy zastosować podskórnie (np. lidokainę 20 mg/ml, 0,1 ml) w miejscu zamierzonego nacięcia. Wykonaj nacięcie w linii środkowej skóry głowy.</li>
	<li>Odsłoń i przygotuj powierzchnię czaszki.
	<ol>
		<li>Ostrożnie odłącz mięsień skroniowy od czaszki. Najpierw użyj skalpela, aby przeciąć powięź w momencie jej wprowadzenia do czaszki. Następnie delikatnie oddziel mięsień skroniowy od czaszki za pomocą okostnej.</li>
		<li>Usuń okostną ze wszystkich odsłoniętych czaszk za pomocą okostnej raspatory.</li>
		<li>W razie potrzeby zatamować krwawienie sterylnym wacikiem.</li>
		<li>Oczyść powierzchnię kości wodą utlenioną.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Nakreśl położenie kraniotomii, zaznaczając jej rogi płytkimi otworami w powierzchni kości. Następnie wywierć obwód kraniotomii za pomocą wiertła dentystycznego z maksymalną prędkością (tj. 350 000 obr./min). Dodaj kilka kropli sterylnej soli fizjologicznej na czaszkę podczas wiercenia, aby zapobiec przegrzaniu. Zmierz położenie kraniotomii i współrzędne implantu elektrody w stosunku do współrzędnych międzyusznych.</li>
	<li>Implant wkręca się w czaszkę.
	<ol>
		<li>Wywierć 6−8 otworów na w czaszce.</li>
		<li>Wszczepić w taki sposób, aby każda śruba z bezpiecznikiem przewodu uziemiającego przylegała i znajdowała się w pobliżu niezmienionej (tj. bez podłączonego do niej przewodu uziemiającego).</li>
		<li>Nawiń każdy przewód uziemiający wokół sąsiedniej, niezmienionej.</li>
		<li>Dodaj kroplę srebrnej farby między przewód uziemiający a każdą.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Usuń kość w środku kraniotomii za pomocą kleszczy z zakrzywioną końcówką (np. kleszczy McPhersona). Utrzymuj oponę twardą nawodnioną sterylną solą fizjologiczną.</li>
	<li>Usuń oponę twardą. Użyj sterylnej igły podskórnej (25 lub 26 G) ze skosem zgiętym pod kątem około 90°, aby nakłuć i podnieść powierzchnię opony twardej od powierzchni mózgu. Następnie przetnij oponę twardą mikronożyczkami. Utrzymuj odsłonięty mózg nawodniony solą fizjologiczną. 
	UWAGA: Jeśli zaobserwuje się znaczne krwawienie opony twardej, użyj kauteryzacyjnych lub sterylnych chłonnych gąbek żelatynowych nasączonych trombiną25.</li>
	<li>Matryce mikroelektrod implantów.
	<ol>
		<li>Przymocuj wysterylizowany uchwyt elektrody i układ elektrod do stereotaktycznego mikromanipulatora.</li>
		<li>Ustaw mikromanipulator tak, aby elektroda znajdowała się w żądanej współrzędnej przednio-tylnej i przyśrodkowej.</li>
		<li>Obniż układ elektrod, aż końcówka najdłuższej wiązki dotknie powierzchni mózgu.</li>
		<li>Powoli wprowadzaj matrycę do tkanki mózgowej, aż osiągnie współrzędne grzbietowo-brzuszne.</li>
		<li>Przykryj odsłoniętą korę małymi kawałkami sterylnych, chłonnych gąbek żelatynowych.</li>
		<li>Przymocuj elektrodę do czaszki, nakładając akryl dentystyczny na odsłoniętą czaszkę, jedną i elektrodę.</li>
		<li>Odłącz uchwyt elektrody i wyjmij go z mikromanipulatora.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>W razie potrzeby powtórzyć procedurę implantacji od kroku 3.7 z dodatkowymi matrycami.</li>
	<li>Nawiń razem i przyspawaj przewody uziemiające oddzielnych układów i. Użyj srebrnej farby, aby utworzyć most wokół spoiny, aby upewnić się, że osiągnięto połączenie elektryczne.</li>
	<li>Używając akrylu dentystycznego, wykonaj solidną nasadkę głowicy wokół bocznego zakresu matryc i całkowicie zakryj przewody uziemiające oraz odsłoniętą czaszkę i.</li>
	<li>W razie potrzeby włóż listwę nośną do nasadki. Może to być solidny plastikowy cylinder, taki jak te z wacika. Uszczelnij go na miejscu za pomocą akrylu dentystycznego. 
	UWAGA: Może to być pomocne w zabezpieczeniu złączy elektrofizjologicznych na miejscu, ale może być niepotrzebne w zależności od używanego sprzętu. W obecnej metodzie podobny pręt nośny jest przymocowany do stopnia głowicy, tak aby elastyczna taśma mogła solidnie utrzymać stopnie głowicy na miejscu na łącznikach.</li>
	<li>Zszyj skórę wokół nasadki.</li>
</ol>
4. Rekonwalescencja pooperacyjna
<ol>
	<li>Nałóż roztwór antyseptyczny (np. chlorheksydynę) wokół rany.</li>
	<li>Wyłącz dopływ izofluranu, ale nie tlenu, i usuń zwierzę z ramki stereotaktycznej.</li>
	<li>Umieść zwierzę na poduszce grzewczej z tlenem utrzymywanym przez rurkę dotchawiczą.</li>
	<li>Usuń rurkę dotchawiczą, gdy zaobserwuje się pierwsze oznaki odruchów neurogennych, takich jak skurcze krtani.</li>
	<li>Kontynuuj dostarczanie tlenu za pomocą maski, aż zwierzę wykaże wyraźne oznaki powrotu do zdrowia po znieczuleniu, takie jak odruchy ochronne, ton posturalny i próby poruszania się.</li>
	<li>Umieść zwierzę w czystej klatce w pomieszczeniu pooperacyjnym na 24−48 godzin przed przeniesieniem zwierzęcia do klatki domowej. Trzymaj każde wszczepione zwierzę indywidualnie. 
	UWAGA: Ponieważ marmozety mają tendencję do wspinania się po ścianach klatki, użyj klatki o gładkich ścianach lub przykryj ściany klatki gładką powierzchnią, aby zapobiec upadkowi zwierzęcia.</li>
	<li>W pierwszej godzinie po zabiegu należy obserwować zwierzę, aby zwrócić uwagę na oznaki niepokoju lub nieskoordynowany kontakt głowy z bokiem klatki.</li>
	<li>Podawać antybiotyki (np. enrofloksacynę 5 mg/kg podskórnie raz dziennie przez 5-7 dni), leki przeciwbólowe (np. doustny tramadol 1 mg/kg, co 8 godzin przez 3-5 dni) i leki przeciwzapalne (np. deksametazon 0,5-1,5 mg/kg, podskórnie, raz dziennie przez 1-3 dni). 
	UWAGA: Po udanej operacji zwierzęta będą w pełni wyleczone w ciągu 3-5 dni.</li>
</ol>
5. Przewlekłe zapisy elektrofizjologiczne u swobodnie zachowujących się marmozet
<ol>
	<li>Sesje rejestracji elektrofizjologicznej należy rozpocząć co najmniej 1 tydzień po zabiegu. 
	UWAGA: Przyzwyczaj zwierzęta do środowiska badawczego i doświadczalnego przed rozpoczęciem wszystkich procedur eksperymentalnych przez co najmniej 1 miesiąc.</li>
	<li>Na początku każdej sesji lekko znieczulij zwierzę za pomocą izofluranu (1−5 l/min, 1% O2). 
	UWAGA: Postępuj zgodnie z wytycznymi odpowiedniej instytucji dotyczącymi sedacji małych naczelnych. Jeśli sesje nagraniowe są bardzo częste, przyzwyczaj zwierzęta, które mają być obsługiwane, aby można było podłączyć bez znieczulenia.</li>
	<li>Podłącz matryce elektrod do komercyjnego systemu rejestracji neuronowej.</li>
	<li>Umieść zwierzę w komorze doświadczalnej. 
	UWAGA: Użyta tutaj komora doświadczalna to sześcienne pudełko akrylowe (0,45 m x 0,45 m x 0,45 m) przeznaczone do oceny ilości i wzorca spontanicznej aktywności motorycznej26,27.</li>
	<li>Odczekaj 30 minut przed rozpoczęciem nagrywania, aby upewnić się, że zwierzę jest w pełni wyleczone ze znieczulenia. 
	UWAGA: Izofluran ma szybkie działanie początkowe i przesunięte, co pozwala na szybkie uspokojenie i przebudzenie28. Po odłączeniu dopływu izofluranu zwierzę zacznie się budzić. Zwierzę jest przytomne, gdy pozostaje w pozycji pionowej i może swobodnie poruszać się w komorze doświadczalnej bez upadku. Zajmuje to mniej niż 15 minut. Aby upewnić się, że nie ma żadnych efektów uspokajających, należy rozpocząć zapisy 30 minut po odstawieniu izofluranu.</li>
	<li>Potwierdź położenie implantów matrycy mikroelektrod post mortem poprzez barwienie NISSL po utrwaleniu i podziale tkanki29.</li>
</ol>

<ol><li>Okano, H., Hikishima, K., Iriki, A., Sasaki, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+common+marmoset+as+a+novel+animal+model+system+for+biomedical+and+neuroscience+research+applications%5BTitle%5D)+AND+%22Seminars+in+Fetal+and+Neonatal+Medicine%22%5BJournal%5D)">The common marmoset as a novel animal model system for biomedical and neuroscience research applications.</a> Seminars in Fetal and Neonatal Medicine. 17 (6), 336-340 (2012).</li>
<li>Harris, R. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Evolutionary+genetics+and+implications+of+small+size+and+twinning+in+callitrichine+primates%5BTitle%5D)+AND+%22Proceedings+of+the+National+Academy+of+Sciences%22%5BJournal%5D)">Evolutionary genetics and implications of small size and twinning in callitrichine primates.</a> Proceedings of the National Academy of Sciences. 111 (4), 1467-1472 (2014).</li>
<li>Kishi, N., Sato, K., Sasaki, E., Okano, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Common+marmoset+as+a+new+model+animal+for+neuroscience+research+and+genome+editing+technology%5BTitle%5D)+AND+%22Development%2C+Growth+%26+Differentiation%22%5BJournal%5D)">Common marmoset as a new model animal for neuroscience research and genome editing technology.</a> Development, Growth & Differentiation. 56 (1), 53-62 (2014).</li>
<li>Sasaki, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Prospects+for+genetically+modified+non-human+primate+models%2C+including+the+common+marmoset%5BTitle%5D)+AND+%22Neuroscience+Research%22%5BJournal%5D)">Prospects for genetically modified non-human primate models, including the common marmoset.</a> Neuroscience Research. 93, 110-115 (2015).</li>
<li>Sasaki, E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Generation+of+transgenic+non-human+primates+with+germline+transmission%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">Generation of transgenic non-human primates with germline transmission.</a> Nature. 459 (7246), 523-527 (2009).</li>
<li>Sasaki, E. Creating Genetically Modified Marmosets. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aSasaki%2C+E+%22The+Common+Marmoset+in+Captivity+and+Biomedical+Research%22">The Common Marmoset in Captivity and Biomedical Research</a>. , 335-353 (2019).</li>
<li>Sato, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Generation+of+a+Nonhuman+Primate+Model+of+Severe+Combined+Immunodeficiency+Using+Highly+Efficient+Genome+Editing%5BTitle%5D)+AND+%22Cell+Stem+Cell%22%5BJournal%5D)">Generation of a Nonhuman Primate Model of Severe Combined Immunodeficiency Using Highly Efficient Genome Editing.</a> Cell Stem Cell. 19 (1), 127-138 (2016).</li>
<li>Sato, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Resequencing+of+the+common+marmoset+genome+improves+genome+assemblies+and+gene-coding+sequence+analysis%5BTitle%5D)+AND+%22Scientific+Reports%22%5BJournal%5D)">Resequencing of the common marmoset genome improves genome assemblies and gene-coding sequence analysis.</a> Scientific Reports. 5, 16894(2015).</li>
<li>Chaplin, T. A., Yu, H. H., Soares, J. G. M., Gattass, R., Rosa, M. G. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+Conserved+Pattern+of+Differential+Expansion+of+Cortical+Areas+in+Simian+Primates%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Neuroscience%22%5BJournal%5D)">A Conserved Pattern of Differential Expansion of Cortical Areas in Simian Primates.</a> Journal of Neuroscience. 33 (38), 15120-15125 (2013).</li>
<li>Mitchell, J. F., Leopold, D. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+marmoset+monkey+as+a+model+for+visual+neuroscience%5BTitle%5D)+AND+%22Neuroscience+Research%22%5BJournal%5D)">The marmoset monkey as a model for visual neuroscience.</a> Neuroscience Research. 93, 20-46 (2015).</li>
<li>Brok, H. P. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Non-human+primate+models+of+multiple+sclerosis%3A+Non-human+primate+models+of+MS%5BTitle%5D)+AND+%22Immunological+Reviews%22%5BJournal%5D)">Non-human primate models of multiple sclerosis: Non-human primate models of MS.</a> Immunological Reviews. 183 (1), 173-185 (2001).</li>
<li>Santana, M. B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Spinal+Cord+Stimulation+Alleviates+Motor+Deficits+in+a+Primate+Model+of+Parkinson%27s+disease%5BTitle%5D)+AND+%22Neuron%22%5BJournal%5D)">Spinal Cord Stimulation Alleviates Motor Deficits in a Primate Model of Parkinson's disease.</a> Neuron. 84 (4), 716-722 (2014).</li>
<li>Ribeiro, M., Santana, M. B., Araujo, M. Neuronal signal description after chronic stainless-steel microelectrode array implants in marmosets. , Available from: 
 <a target="_blank" href="http://www.canal6.com.br/cbeb/2014/artigos/cbeb2014_submission_766.pdf">http://www.canal6.com.br/cbeb/2014/artigos/cbeb2014_submission_766.pdf</a> (2014).</li>
<li>MacDougall, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Optogenetic+manipulation+of+neural+circuits+in+awake+marmosets%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Neurophysiology%22%5BJournal%5D)">Optogenetic manipulation of neural circuits in awake marmosets.</a> Journal of Neurophysiology. 116 (3), 1286-1294 (2016).</li>
<li>Wakabayashi, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Development+of+stereotaxic+recording+system+for+awake+marmosets+%28Callithrix+jacchus%29%5BTitle%5D)+AND+%22Neuroscience+Research%22%5BJournal%5D)">Development of stereotaxic recording system for awake marmosets (Callithrix jacchus).</a> Neuroscience Research. 135, 37-45 (2018).</li>
<li>Johnston, K. D., Barker, K., Schaeffer, L., Schaeffer, D., Everling, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Methods+for+chair+restraint+and+training+of+the+common+marmoset+on+oculomotor+tasks%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Neurophysiology%22%5BJournal%5D)">Methods for chair restraint and training of the common marmoset on oculomotor tasks.</a> Journal of Neurophysiology. 119 (5), 1636-1646 (2018).</li>
<li>Sedaghat-Nejad, E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Behavioral+training+of+marmosets+and+electrophysiological+recording+from+the+cerebellum%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Neurophysiology%22%5BJournal%5D)">Behavioral training of marmosets and electrophysiological recording from the cerebellum.</a> Journal of Neurophysiology. , (2019).</li>
<li>Kringelbach, M. L., Owen, S. L., Aziz, T. Z. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Deep-brain+stimulation%5BTitle%5D)+AND+%22Future+Neurology%22%5BJournal%5D)">Deep-brain stimulation.</a> Future Neurology. 2 (6), 633-646 (2007).</li>
<li>Talakoub, O., Gomez Palacio Schjetnan, A., Valiante, T. A., Popovic, M. R., Hoffman, K. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Closed-Loop+Interruption+of+Hippocampal+Ripples+through+Fornix+Stimulation+in+the+Non-Human+Primate%5BTitle%5D)+AND+%22Brain+Stimulation%22%5BJournal%5D)">Closed-Loop Interruption of Hippocampal Ripples through Fornix Stimulation in the Non-Human Primate.</a> Brain Stimulation. 9 (6), 911-918 (2016).</li>
<li>Oddo, M., Hutchinson, P. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Understanding+and+monitoring+brain+injury%3A+the+role+of+cerebral+microdialysis%5BTitle%5D)+AND+%22Intensive+Care+Medicine%22%5BJournal%5D)">Understanding and monitoring brain injury: the role of cerebral microdialysis.</a> Intensive Care Medicine. 44 (11), 1945-1948 (2018).</li>
<li>Metz, G. A., Whishaw, I. Q. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cortical+and+subcortical+lesions+impair+skilled+walking+in+the+ladder+rung+walking+test%3A+a+new+task+to+evaluate+fore-+and+hindlimb+stepping%2C+placing%2C+and+co-ordination%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Neuroscience+Methods%22%5BJournal%5D)">Cortical and subcortical lesions impair skilled walking in the ladder rung walking test: a new task to evaluate fore- and hindlimb stepping, placing, and co-ordination.</a> Journal of Neuroscience Methods. 115 (2), 169-179 (2002).</li>
<li>Gradinaru, V., Mogri, M., Thompson, K. R., Henderson, J. M., Deisseroth, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Optical+Deconstruction+of+Parkinsonian+Neural+Circuitry%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">Optical Deconstruction of Parkinsonian Neural Circuitry.</a> Science. 324, 354-359 (2009).</li>
<li>Hammer, D. X., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Longitudinal+vascular+dynamics+following+cranial+window+and+electrode+implantation+measured+with+speckle+variance+optical+coherence+angiography%5BTitle%5D)+AND+%22Biomedical+Optics+Express%22%5BJournal%5D)">Longitudinal vascular dynamics following cranial window and electrode implantation measured with speckle variance optical coherence angiography.</a> Biomedical Optics Express. 5 (8), 2823-2836 (2014).</li>
<li>Komatsu, M., Kaneko, T., Okano, H., Ichinohe, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Chronic+Implantation+of+Whole-cortical+Electrocorticographic+Array+in+the+Common+Marmoset%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%22%5BJournal%5D)">Chronic Implantation of Whole-cortical Electrocorticographic Array in the Common Marmoset.</a> Journal of Visualized Experiments. (144), (2019).</li>
<li>Oliveira, L. M. O., Dimitrov, D. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aOliveira%2C+LMO+%22Surgical+Techniques+for+Chronic+Implantation+of+Microwire+Arrays+in+Rodents+and+Primates%22">Surgical Techniques for Chronic Implantation of Microwire Arrays in Rodents and Primates</a>. , CRC Press/Taylor & Francis. (2008).</li>
<li>Santana, M. B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Spinal+Cord+Stimulation+Alleviates+Motor+Deficits+in+a+Primate+Model+of+Parkinson%27s+disease%5BTitle%5D)+AND+%22Neuron%22%5BJournal%5D)">Spinal Cord Stimulation Alleviates Motor Deficits in a Primate Model of Parkinson's disease.</a> Neuron. 84 (4), 716-722 (2014).</li>
<li>Santana, M., Palmér, T., Simplício, H., Fuentes, R., Petersson, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Characterization+of+long-term+motor+deficits+in+the+6-OHDA+model+of+Parkinson%27s+disease+in+the+common+marmoset%5BTitle%5D)+AND+%22Behavioural+Brain+Research%22%5BJournal%5D)">Characterization of long-term motor deficits in the 6-OHDA model of Parkinson's disease in the common marmoset.</a> Behavioural Brain Research. 290, 90-101 (2015).</li>
<li>Misra, S., Koshy, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+review+of+the+practice+of+sedation+with+inhalational+anaesthetics+in+the+intensive+care+unit+with+the+AnaConDa+device%5BTitle%5D)+AND+%22Indian+Journal+of+Anaesthesia%22%5BJournal%5D)">A review of the practice of sedation with inhalational anaesthetics in the intensive care unit with the AnaConDa device.</a> Indian Journal of Anaesthesia. 56 (6), 518-523 (2012).</li>
<li>Freire, M. A. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Distribution+and+Morphology+of+Calcium-Binding+Proteins+Immunoreactive+Neurons+following+Chronic+Tungsten+Multielectrode+Implants%5BTitle%5D)+AND+%22PLOS+ONE%22%5BJournal%5D)">Distribution and Morphology of Calcium-Binding Proteins Immunoreactive Neurons following Chronic Tungsten Multielectrode Implants.</a> PLOS ONE. 10 (6), 0130354(2015).</li>
<li>Budoff, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Astrocytic+Response+to+Acutely-+and+Chronically+Implanted+Microelectrode+Arrays+in+the+Marmoset+%28Callithrix+jacchus%29+Brain%5BTitle%5D)+AND+%22Brain+Sciences%22%5BJournal%5D)">Astrocytic Response to Acutely- and Chronically Implanted Microelectrode Arrays in the Marmoset (Callithrix jacchus) Brain.</a> Brain Sciences. 9 (2), 19(2019).</li>
<li>Dzirasa, K., Fuentes, R., Kumar, S., Potes, J. M., Nicolelis, M. A. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Chronic+in+vivo+multi-circuit+neurophysiological+recordings+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Neuroscience+Methods%22%5BJournal%5D)">Chronic in vivo multi-circuit neurophysiological recordings in mice.</a> Journal of Neuroscience Methods. 195 (1), 36-46 (2011).</li>
<li>Nicolelis, M. A. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Chronic%2C+multisite%2C+multielectrode+recordings+in+macaque+monkeys%5BTitle%5D)+AND+%22Proceedings+of+the+National+Academy+of+Sciences%22%5BJournal%5D)">Chronic, multisite, multielectrode recordings in macaque monkeys.</a> Proceedings of the National Academy of Sciences. 100 (19), 11041-11046 (2003).</li>
<li>Lehew, G., Nicolelis, M. A. L. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aLehew%2C+G+%22State-of-the-Art+Microwire+Array+Design+for+Chronic+Neural+Recordings+in+Behaving+Animals%22">State-of-the-Art Microwire Array Design for Chronic Neural Recordings in Behaving Animals</a>. , CRC Press/Taylor & Francis. (2008).</li>
<li>Paxinos, G., Watson, C., Petrides, M., Rosa, M., Tokuno, H. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aPaxinos%2C+G+%22The+Marmoset+Brain+in+Stereotaxic+Coordinates%22">The Marmoset Brain in Stereotaxic Coordinates</a>. , Elsevier Science Publishing Co Inc. San Diego. (2012).</li>
<li>Brown, M. J., Pearson, P. T., Tomson, F. N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Guidelines+for+animal+surgery+in+research+and+teaching%5BTitle%5D)+AND+%22American+Journal+of+Veterinary+Research%22%5BJournal%5D)">Guidelines for animal surgery in research and teaching.</a> American Journal of Veterinary Research. 54 (9), 1544-1559 (1993).</li>
<li>Flecknell, P. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Anaesthesia+of+Animals+for+Biomedical+Research%5BTitle%5D)+AND+%22British+Journal+of+Anaesthesia%22%5BJournal%5D)">Anaesthesia of Animals for Biomedical Research.</a> British Journal of Anaesthesia. 71 (6), 885-894 (1993).</li>
<li>Kurihara, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+Surgical+Procedure+for+the+Administration+of+Drugs+to+the+Inner+Ear+in+a+Non-Human+Primate+Common+Marmoset+%28Callithrix+jacchus%29%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%22%5BJournal%5D)">A Surgical Procedure for the Administration of Drugs to the Inner Ear in a Non-Human Primate Common Marmoset (Callithrix jacchus).</a> Journal of Visualized Experiments. (132), (2018).</li>
<li>Boer, R. A., de Vries, A. M. O., Louwerse, A. L., Sterck, E. H. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+behavioral+context+of+visual+displays+in+common+marmosets+%28Callithrix+jacchus%29%5BTitle%5D)+AND+%22American+Journal+of+Primatology%22%5BJournal%5D)">The behavioral context of visual displays in common marmosets (Callithrix jacchus).</a> American Journal of Primatology. 75 (11), 1084-1095 (2013).</li>
<li>Kudo, C., Nozari, A., Moskowitz, M. A., Ayata, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+impact+of+anesthetics+and+hyperoxia+on+cortical+spreading+depression%5BTitle%5D)+AND+%22Experimental+Neurology%22%5BJournal%5D)">The impact of anesthetics and hyperoxia on cortical spreading depression.</a> Experimental Neurology. 212 (1), 201-206 (2008).</li>
<li>Ghomashchi, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+low-cost%2C+open-source%2C+wireless+electrophysiology+system%5BTitle%5D)+AND+%222014+36th+Annual+International+Conference+of+the+IEEE+Engineering+in+Medicine+and+Biology+Society%22%5BJournal%5D)">A low-cost, open-source, wireless electrophysiology system.</a> 2014 36th Annual International Conference of the IEEE Engineering in Medicine and Biology Society. , 3138-3141 (2014).</li>
<li>Fu, T. M., Hong, G., Viveros, R. D., Zhou, T., Lieber, C. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Highly+scalable+multichannel+mesh+electronics+for+stable+chronic+brain+electrophysiology%5BTitle%5D)+AND+%22Proceedings+of+the+National+Academy+of+Sciences%22%5BJournal%5D)">Highly scalable multichannel mesh electronics for stable chronic brain electrophysiology.</a> Proceedings of the National Academy of Sciences. 114 (47), 10046-10055 (2017).</li>
</ol>

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Praca ta zawiera szczegółowy opis procedur związanych z implantacją matryc rejestrujących mikroelektrody w mózgu marmozety. Ten sam protokół może być z łatwością stosowany podczas wszczepiania elektrod, zarówno domowych, jak i dostępnych na rynku, innym małym naczelnym. Dodatkowo można go łatwo dostosować do innych celów eksperymentalnych, które wymagają precyzyjnego celowania w struktury mózgu. Dlatego ten protokół jest celowo niejasny w odniesieniu do współrzędnych stereotaktycznych i technik wiercenia czaszki, poniewa...

Marmozety zwyczajne (Callithrix jacchus) zyskują uznanie jako ważny organizm modelowy w wielu dziedzinach badań, w tym w neurobiologii. Te naczelne z Nowego Świata stanowią ważny uzupełniający model zwierzęcy zarówno dla gryzoni, jak i innych naczelnych innych niż ludzie (NHP), takich jak makak rezus. Podobnie jak gryzonie, zwierzęta te są małe, łatwe w obsłudze i stosunkowo ekonomiczne w utrzymaniu i hodowli1,2,3,4, w porównaniu z większymi NHP. Co więcej, zwierzęta te mają skłonność do bliźniaków i wysoką płodność w porównaniu z innymi NHPs1,2,3. Kolejną przewagą marmozety nad wieloma innymi naczelnymi jest to, że nowoczesne narzędzia biologii molekularnej3,4,5,6,7 and a sequenced genome2,3,4,5,8 zostały wykorzystane do ich genetycznej modyfikacji. Zarówno zwierzęta knock-in używające lentivirus5, jak i zwierzęta knock-out używające nukleaz z palcami cynkowymi (ZFNs) i aktywatorów transkrypcji z efektorowymi nukleazami (TALENS)7, dały zdolne do życia zwierzęta założycielskie.
Zaletą w stosunku do gryzoni jest to, że marmozety, jako naczelne, są filogenetycznie bliższe ludziom3,5,6,9,10,11. Podobnie jak ludzie, marmozety są zwierzętami dziennymi, które polegają na wysoko rozwiniętym systemie wzrokowym, który kieruje większością ich zachowań10. Co więcej, marmozety wykazują złożoność behawioralną, w tym szeroki zakres zachowań społecznych, takich jak użycie różnych wokalizacji3, co pozwala naukowcom odpowiedzieć na pytania, które nie są możliwe u innych gatunków. Z perspektywy neurobiologicznej, marmozety mają mózgi lissencefalii, w przeciwieństwie do częściej używanych makaków rezusów9. Co więcej, marmozety mają ośrodkowy układ nerwowy podobny do ludzkiego, w tym bardziej rozwiniętą korę przedczołową9. Wszystkie te cechy razem sprawiają, że marmozety są cennym modelem do badania funkcji mózgu w zdrowiu i chorobie.
Powszechna metoda badania funkcji mózgu polega na wszczepianiu elektrod w anatomicznie określonych miejscach za pomocą stereotaktycznej neurochirurgii. Pozwala to na chroniczne rejestrowanie aktywności neuronalnej w różnych obszarach docelowych u obudzonych i swobodnie zachowujących się zwierząt12,13. Neurochirurgia stereotaktyczna jest nieodzowną techniką wykorzystywaną w wielu dziedzinach badań, ponieważ umożliwia precyzyjne celowanie w obszary neuroanatomiczne. W porównaniu z literaturą dotyczącą makaków i gryzoni opublikowano mniej badań opisujących neurochirurgię stereotaktyczną specyficzną dla marmozety i zwykle dostarczają one skąpych szczegółów na temat etapów operacji. Co więcej, te, które są bardziej szczegółowe, koncentrują się głównie na procedurach zapisu elektrofizjologii u zwierząt z krępowaną głową14,15,16,17.
Aby ułatwić szersze zastosowanie marmozet jako organizmu modelowego w badaniach neurobiologicznych, obecna metoda definiuje konkretne kroki niezbędne do udanej neurochirurgii stereotaktycznej u tego gatunku. Oprócz wszczepienia matryc rejestrujących, jak opisano w niniejszej metodzie, ta sama technika może być zaadaptowana do wielu innych celów eksperymentalnych, w tym do wszczepienia elektrod stymulujących do leczenia chorób18 lub przyczynowo napędzającego zachowanie obwodu19; Implantacja kaniul prowadzących do ekstrakcji i kwantyfikacji neuroprzekaźników<klasa SUP = "xref">20, wstrzyknięcia odczynników, w tym do indukowania modeli choroby<klasa SUP="Xref">12 lub do badań śledzenia obwodów<klasa SUP="xref">15; ablacja dyskretnych obszarów tkankowych<klasa SUP="xref">21; implantacja optrodów do badań optogenetycznych<klasa sup="xref">22; implantacja okien optycznych do korowej analizy mikroskopowej<klasa sup="xref">23; oraz implantacja matryc elektrokortykograficznych (ECoG)24. W związku z tym ogólnym celem tej procedury jest nakreślenie kroków chirurgicznych związanych z implantacją układów mikroelektrod do przewlekłych zapisów elektrofizjologicznych u swobodnie zachowujących się marmozet.

<table><tbody><tr><td>Equipments</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>683 Wentylator dla małych zwierząt</td><td>Harvard Apparatus, Inc.</td><td>55-0000</td><td></td></tr><tr><td>Zespół anestezjologiczny</td><td>BRASMED</td><td>COLIBRI</td><td></td></tr><tr><td>Maszynki do strzyżenia fryzjera</td> Wiertło dentystyczne <td>Mundial</td><td>HC-SERIES</td><td></td></tr><tr><td></td><td>Norgen</td><td>B07-201-M1KG</td><td></td></tr><tr><td>Homeotermiczna podkładka grzewcza i monitor</td><td>Harvard Apparatus, Inc.</td><td>50-7212</td><td></td></tr><tr><td>Marmozetka Stereotaktyczna rama</td><td>Narishige Scientific Instrument Lab</td><td>SR-6C-HT</td><td></td></tr><tr><td>Monitor pacjenta i pulsoksymetr</td><td>Bionet Co., Ltd</td><td>BM3</td><td></td></tr><tr><td>Stereotaktyczny mikromanipulator</td><td>Narishige Scientific Instrument Lab</td><td>SM-15R</td><td></td></tr><tr><td>Mikroskop chirurgiczny</td><td>Opto</td><td>SM PLUS IBZ</td><td></td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Instruments</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Allis kleszczyki do tkanek</td><td>Sklar</td><td>36-2275</td><td></td></tr><tr><td>Alm Retraktor, zaokrąglony koniec, zęby 4x4</td><td>Rhosse</td><td>RH11078</td><td></td></tr><tr><td>Kątowe kleszcze McPhersona</td><td>Oftalmologiabr</td><td>11301A</td><td></td></tr><tr><td>Zakrzywione nożyczki chirurgiczne</td><td>Harvard Apparatus, Inc.</td><td>72-8422</td><td></td></tr><tr><td>Zakrzywione kleszczyki do tkanek</td><td>Sklar</td><td>47-1186</td><td></td></tr><tr><td>Delikatne kleszcze preparacyjne</td><td>WPI</td><td>WP5015</td><td></td></tr><tr><td>Wiertło dentystyczne</td><td>Microdont</td><td>ISO.806.314.001.524.010</td><td></td></tr><tr><td>Kleszczyki do tkanek Essring</td><td>Sklar</td><td>19-2460</td><td></td></tr><tr><td>FG 1/4 Wiertło dentystyczne</td><td>Microdont</td><td>ISO.700.314.001.006.005</td><td></td></tr><tr><td>Uchwyt igły Halsey</td><td>WPI</td><td>15926-G</td><td></td></tr><tr><td>Halstead Kleszcze do komarów</td><td>WPI</td><td>503724-12</td><td></td></tr><tr><td>Kleszcze hemostatyczne, proste</td><td>Sklar</td><td>17-1260</td><td></td></tr><tr><td>Kleszcze do żużuterii</td><td>Sklar</td><td>66-7436</td><td></td></tr><tr><td>McPherson-Vannas Mikroskop optatalmiczny, 3 mm punktowy</td><td>Argos Instrumental</td><td>ARGOS-4004</td><td></td></tr><tr><td>Pereosteal Raspatory</td><td>Golgran</td><td>38-1</td><td></td></tr><tr><td>Rękojeść skalpalowa</td><td>Harvard Apparatus, Inc.</td><td>72-8354</td><td></td></tr><tr><td>Wkrętaki</td><td>Eurotool</td><td>SCR-830.00</td><td></td></tr><tr><td>Sodering Iron</td><td>Hikari</td><td>21K006</td><td></td></tr><tr><td>Nożyczki chirurgiczne</td><td>Harvard Apparatus, Inc.</td><td>72-8400</td><td></td></tr><tr><td>Kleszcze zębate</td><td>WPI</td><td>501266-G</td><td></td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Jednorazowe/Jednorazowe</mocne></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>1 ml sterylna strzykawka z igłą 26 G</td><td>Descarpack</td><td>7898283812785</td><td></td></tr><tr><td>pole operacyjne 130 cm x 140 cm, wstępnie sterylizowane</td><td>ProtDesc</td><td>7898467276344</td><td></td></tr><tr><td>Igła 24G, wstępnie sterylizowana</td><td>Descarpack</td><td>7898283812846</td><td></td></tr><tr><td>pole operacyjne 50 cm x 50 cm, wstępnie sterylizowane</td> sondy <td>Esterili-med</td><td>110100236</td><td></td></tr><tr><td>z bawełnianą końcówką, wstępnie sterylizowane</td><td>Jiangsu Suyun Medical Materials Co. LTD</td><td>23007</td><td></td></tr><tr><td>Bawełniane końcówki Qutips</td><td>Higie Topp</td><td>7898095296063</td><td></td></tr><tr><td>Elektroda domowej</td><td></td><td></td><td>roboty</td></tr><tr><td>Rurka dotchawicza bez mankietu, średnica wewnętrzna 2,0 mm, średnica zewnętrzna 2,9 mm</td><td>Solidor</td><td>7898913077201</td><td></td></tr><tr><td>Drut miedziany cynowany, średnica</td><td></td><td></td><td></td>0,15 mm</tr><tr><td>M1,4x3 ze stali nierdzewnej</td><td>USMICROSCREW</td><td>M14-30M-SS-P</td><td></td></tr><tr><td>Taśma medyczna</td><td>Missner</td><td>7896544910102</td><td></td></tr><tr><td>Nylonowe szwy chirurgiczne</td><td>Shalon</td><td>N540CTI25</td><td></td></tr><tr><td>Ostrze skalpalowe, wstępnie sterylizowane</td><td>AdvantiVe</td><td>1037</td><td></td></tr><tr><td>lut</td><td>Kester</td><td>SN63PB37</td><td></td></tr><tr><td>Sterylna sól fizjologiczna 0,9%</td><td>Isofarma</td><td>7898361700041</td><td></td></tr><tr><td>Sterylne rękawice chirurgiczne</td><td>Maxitex</td><td>7898949349051</td><td></td></tr><tr><td>Sterylny fartuch chirurgiczny</td><td>ProtDesc</td><td>7898467281208</td><td></td></tr><tr><td>Gaza chirurgiczna, 15 cm x 26 cm wstępnie sterylizowany</td><td>H&eacute; ika</td><td>7898488470315</td><td></td></tr><tr><td>Gelfoam</td><td>Pfizer</td><td></td><td></td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Leki/Chemikalia</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>0,25 mg/ml Atropine</td><td>Isofarma</td> 10% lidokaina <td></td><td></td></tr><tr><td>w</td><td>sprayu Produtos Qu&iacute; micos Farmac&ecirc; uticos Sp. z o.o.</td><td></td><td></td>7896676405644</tr><tr><td>2,5% Enrofloxacino antybiotyk weterynaryjny</td><td>Chemitec</td><td>0137-02</td><td></td></tr><tr><td>Dexametasona Weterynaryjny przeciwzapalny</td><td>MSD</td><td>R06177091A-00-15</td><td></td></tr><tr><td>Nadtlenek wodoru</td><td>Farmax</td><td>7896902211537</td><td></td></tr><tr><td>Izoflouran</td><td>BioChimico</td><td>7897406113068</td><td></td></tr><tr><td>Jet Roztwór</td> <td>do polimeryzacji akrylowejArtigos Odontol&oacute; gicos Cl&aacute; ssico</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Jet Auto Polimeryzacja akrylowa</td><td>Artigos Odontol&oacute; gicos Cl&aacute; ssico</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Ketamina 10%</td><td>Syntec</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Lidokaina i Fenylefryna 1,8 ml znieczulenie miejscowe</td><td>SS Biały</td><td>7892525041049</td><td></td></tr><tr><td>roztwór powidonowo-jodowy</td><td>Farmax</td><td>7896902234093</td><td></td></tr><tr><td>Riohex 2% mydło chirurgiczne</td><td>Rioqu&iacute; mica</td><td>7897780209418</td><td></td></tr><tr><td>Farba srebrna SPI</td><td>Supplies</td><td>05002-AB</td><td></td></tr><tr><td>Chlorek tramadolu 50 mg/ml</td><td>Uni&atilde; o Qu&iacute; mica</td><td>7896006245452</td><td></td></tr><tr><td>Żel odświeżający (kwas poliakrylowy)</td><td>Allergan</td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

chirurgia stereotaktyczna do implantacji układów mikroelektrod w marmozecie zwyczajnej (callithrix jacchus)

Stereotaxic Surgery for Implantation of Microelectrode Arrays in the Common Marmoset (Callithrix jacchus)

Marmozety (Callithrix jacchus) to małe naczelne, które zyskują popularność w badaniach biomedycznych i przedklinicznych, w tym w neuronaukach. Filogetycznie zwierzęta te są znacznie bliższe ludziom niż gryzonie. Wykazują również złożone zachowania, w tym szeroki zakres wokalizacji i interakcji społecznych. W tym artykule opisano skuteczną stereotaktyczną procedurę neurochirurgiczną polegającą na wszczepieniu matryc elektrod rejestrujących w marmozecie pospolitej. Protokół ten wyszczególnia również przed- i pooperacyjne etapy opieki nad zwierzętami, które są wymagane do pomyślnego przeprowadzenia takiej operacji. Wreszcie, protokół ten pokazuje przykład lokalnego potencjału pola i zapisów aktywności skoków u swobodnie zachowującej się marmozety 1 tydzień po zabiegu chirurgicznym. Ogólnie rzecz biorąc, metoda ta daje możliwość zbadania funkcji mózgu u rozbudzonych i swobodnie zachowujących się marmozet. Ten sam protokół może być z łatwością stosowany przez badaczy pracujących z innymi małymi naczelnymi. Ponadto można go łatwo zmodyfikować, aby umożliwić inne badania wymagające implantów, takie jak elektrody stymulujące, mikroiniekcje, implantacja optrodów lub kaniul prowadzących lub ablacja dyskretnych obszarów tkanki.

Celem niniejszego badania był opis stereotaksyjnego zabiegu neurochirurgicznego służącego do implantacji macierzy mikroelektrod do rejestracji elektrofizjologicznej u sajemcy zwyczajnego. Typowa operacja (od indukcji znieczulenia do wybudzenia) trwa około 5−7 h, w zależności od liczby implantowanych macierzy. W tym przypadku symetrycznie implantowano dwie macierze, po jednej w każdej półkuli mózgu. Każda macierz zawierała 32 mikrodruty ze stali nierdzewnej ułożone w siedmiu wiązkach celujących w kilka struktur obwodu prą...

Ta praca przedstawia protokół do przeprowadzenia stereotaktycznego, neurochirurgicznego wszczepienia matryc mikroelektrod u marmozety pospolitej. Metoda ta umożliwia zapisy elektrofizjologiczne u swobodnie zachowujących się zwierząt, ale może być łatwo dostosowana do każdej innej podobnej interwencji neurochirurgicznej u tego gatunku (np. kaniula do podawania leków lub elektrody do stymulacji mózgu).

Chirurgia stereotaktyczna do implantacji układów mikroelektrod w marmozecie zwyczajnej (Callithrix jacchus)

Marmosets (Callithrix jacchus) are small non-human primates that are gaining popularity in biomedical and preclinical research, including the ...

Ogólnym celem tej procedury jest nakreślenie etapów chirurgicznych związanych z implantacją matryc mikroelektrod do przewlekłego zapisu elektrofizjologicznego u swobodnie zachowujących się marmozet. Marmozety to małe naczelne, które są coraz częściej wykorzystywane w badaniach neurobiologicznych. Zwierzęta te mają wiele praktycznych i logistycznych zalet gryzoni.Ich skłonność do bliźniaków i wysoka płodność w młodym wieku oznaczają łatwy dostęp do dużych i genetycznie podobnych kohort. Ponadto ich mały rozmiar ciała sprawia, że są łatwe i stosunkowo tanie w pielęgnacji. Jako naczelne, marmozety mają ośrodkowy układ nerwowy, który jest znacznie bardziej podobny do człowieka niż do gryzonia.Obejmuje to wysoko rozwiniętą korę przedczołową i układ wzrokowy. Przewagą marmozet nad wieloma innymi gatunkami naczelnych jest jednak postęp w ich genetycznej modyfikacji. Dzięki głęboko zsekwencjonowanemu genomowi i sukcesom generującym zwierzęta typu knock-in i knock-out, jasne jest, że marmozeta ma szansę stać się potężnym modelem do badania funkcji mózgu w zdrowiu i chorobie.Powszechna metoda badania funkcji mózgu polega na wszczepianiu elektrod w anatomicznie określonych miejscach. Pozwala to na chroniczne rejestrowanie aktywności neuronalnej w różnych obszarach docelowych u obudzonych i swobodnie zachowujących się zwierząt. Przed zabiegiem należy określić wewnątrzustną współrzędną zerową dla wszystkich implantów i szablonów.Aby to zrobić, przymocuj każdą matrycę elektrod, która zostanie wszczepiona, do uchwytu elektrody i ustaw jeden mikroprzewód na zero wewnątrzustne. W tym miejscu spotykają się nauszniki. W razie potrzeby powtórz to dla dodatkowych matryc elektrod i uchwytów.Ponadto powtórz to z igłą o rozmiarze 24, podobnie przymocowaną do uchwytu sondy stereotaktycznej. W przypadku układów elektrofizjologicznych przewód uziemiający powinien być przylutowany do każdej innej, która będzie używana. Na koniec uporządkuj i wysterylizuj wszystkie narzędzia, sprzęt i przedmioty jednorazowego użytku, przygotowując się do zabiegu chirurgicznego.W dniu zabiegu upewnij się, że zwierzę nie jadło przez sześć godzin przed rozpoczęciem znieczulenia. Atropina i ketamina będą stosowane do wywołania znieczulenia poprzez sekwencyjne wstrzyknięcia domięśniowe. Następnie ogol głowę zwierzęcia za pomocą maszynki do strzyżenia fryzjera.Ważne jest, aby zaintubować zwierzę podczas operacji. Nasza preferowana metoda polega na przymocowaniu elastycznej opaski do stołu operacyjnego, którą wkładamy za kły zwierzęcia, gdy znajduje się on w pozycji leżącej. Następnie używamy sondy z bawełnianą końcówką, aby wytrzeć język marmozety i chwycić go jedną ręką.Dzięki temu technik może otworzyć usta i drogi oddechowe tylko jedną ręką. Po założeniu rurki dotchawiczej należy ją podłączyć do zespołu anestezjologicznego ze sztucznym respiratorem ustawionym na 40 oddechów na minutę. W razie potrzeby zabezpiecz rurkę i zespół taśmą.Gdy marmozeta znajduje się teraz w pozycji leżącej, przymocuj głowę zwierzęcia do ramy stereotaktycznej. Aby to zrobić, najpierw włóż końcówkę prawego paska słuchowego do prawego kanału słuchowego zwierzęcia. Następnie lewy pasek uszny do lewego przewodu słuchowego.Następnie głowę należy wypoziomować tak, aby płaszczyzna pozioma była równoległa do ramy, podczas gdy płaszczyzna przednia/tylna była wyśrodkowana. Osiąga się to poprzez uprzednie wyśrodkowanie głowy zwierzęcia za pomocą wymiarów paska słuchowego zabezpieczonych w równych odległościach. Następnie ustnik wkłada się do pyska zwierzęcia i reguluje, aż dotknie palety zwierzęcia, podczas gdy pręty oczodołu dotykają tylko dolnego brzegu kości oczodołu.Ponieważ płaszczyzna pozioma jest definiowana jako płaszczyzna przechodząca przez dolny brzeg kości oczodołu i środek zewnętrznego słuchu środkowego, przed kontynuowaniem należy upewnić się, że dolna powierzchnia kości oczodołu jest teraz poziomo wyrównana ze środkiem prętów nausznych. Podczas zabiegu ważne jest utrzymanie wszystkich parametrów życiowych. Dlatego należy podłączyć przenośny pulsoksymetr do ręki marmozety, aby upewnić się, że tętno i nasycenie tlenem mieszczą się w dopuszczalnych zakresach.Ponadto sonda temperatury doodbytniczej podłączona do homeotermicznej poduszki grzewczej ustawionej na 37 stopni Celsjusza i przyklejona do ogona, zapewni, że znieczulenie nie wpłynie negatywnie na temperaturę ciała marmozety. Ostatnim krokiem przedoperacyjnym jest oczyszczenie i zdezynfekowanie ogolonej głowy zwierzęcia chlorheksydyną i jodem, przed pokryciem zwierzęcia wysterylizowanym polem operacyjnym. Wykonaj nacięcie w linii środkowej skóry głowy po zastosowaniu miejscowego środka przeciwbólowego w tym miejscu.Aby przygotować powierzchnię czaszki, najpierw ostrożnie odłącz mięsień skroniowy od czaszki. Odbywa się to poprzez przecięcie dołu w momencie jego wprowadzenia do czaszki za pomocą skalpela. Następnie mięsień skroniowy należy delikatnie oddzielić od czaszki za pomocą okostnej raspatory.Kontynuując zgrzyt okostny, usuń okostną ze wszystkich odsłoniętych czaszki przez skrobanie. Następnie zaznacz lokalizację kraniotomii, tworząc płytkie otwory w powierzchni kości i wiercąc obwód kraniotomii. W razie potrzeby wywierć sześć do ośmiu otworów na w czaszce i wszczep.W tym czasie nawiń przewody uziemiające przylutowane do danej wokół sąsiedniej nieprzylutowanej. Usuń kość w środku kraniotomii za pomocą kleszczy McPhersona. Podczas gdy mózg i opona twarda są odkryte, utrzymuj je nawodnione sterylną solą fizjologiczną.Aby usunąć oponę twardą, igłę o rozmiarze 25 lub 26 należy zgiąć pod kątem około 90 stopni, aby ułatwić nakłucie i uniesienie powierzchni opony twardej z dala od powierzchni mózgu. W tym momencie do wycinania opony twardej używa się mikronożyczek. Przymocuj elektrody do stereotaktycznego mikromanipulatora i ustaw go tak, aby elektroda znajdowała się w pożądanych współrzędnych przednich/tylnych i przyśrodkowych/bocznych.Teraz opuść końcówkę elektrody, aż dotknie powierzchni mózgu. Powoli włóż tablicę do mózgu, aż osiągnie pożądane współrzędne grzbietowe/brzuszne. Dodaj kroplę srebrnej farby między przewód uziemiający a każdą, aby zapewnić połączenie elektryczne.Przymocuj elektrodę do czaszki, nakładając akryl dentystyczny na odsłoniętą czaszkę, jedną i układ elektrod. Powtórz tę procedurę implantacji z dowolnymi dodatkowymi matrycami. Na koniec, używając akrylu dentystycznego, wykonaj solidną nasadkę głowicy wokół bocznego zakresu matryc i całkowicie w przypadku przewodów uziemiających i odsłoniętej czaszki lub.W razie potrzeby można włożyć belkę nośną do nasadki głowicy i uszczelnić ją na miejscu akrylem dentystycznym. Po utworzeniu czapki na głowę zszyj skórę, jeśli odsłonięta jest tkanka mięśniowa lub kostna. W tym czasie należy również nałożyć roztwór antyseptyczny na ranę.Po zakończonej operacji nadszedł czas, aby rozpocząć rekonwalescencję. Najpierw wyłącz dopływ izofluranu, ale nie tlenu, i usuń zwierzę z ramy stereotaktycznej. Umieść zwierzę na stronie grzewczej, z tlenem utrzymywanym przez rurkę dotchawiczą.Kiedy pojawią się pierwsze oznaki odruchów neurogennych, takich jak skurcze krtani, usuń rurkę dotchawiczą. Tlen powinien być teraz dostarczany z maską, dopóki zwierzę nie wykaże wyraźnych oznak powrotu do zdrowia po znieczuleniu, takich jak odruchy ochronne, ton posturalny i próby poruszania się. Marmozeta powinna być trzymana indywidualnie i pozostawiona do wyzdrowienia w czystej klatce i pomieszczeniu na 24 do 48 godzin, zanim wróci do klatki domowej.Wszczepione zwierzęta powinny być trzymane w oddzielnych klatkach. Ważne jest, aby obserwować zwierzę przez co najmniej godzinę po operacji, aby zwrócić uwagę na oznaki niepokoju, a w szczególności na nieskoordynowane ruchy. Antybiotyki, leki przeciwbólowe i przeciwzapalne należy podawać w ciągu kilku dni po zabiegu, aby opanować ból i zapobiec infekcji.W przypadku udanych operacji zwierzę powinno całkowicie wyzdrowieć w ciągu trzech do pięciu dni. Zalecamy, aby sesje rejestracji elektrofizjologicznej rozpoczęły się co najmniej tydzień po zabiegu. Na początku każdej sesji nagraniowej należy lekko znieczulić zwierzę za pomocą izofluranu i podłączyć złącze matrycy elektrod do neuronowego systemu rejestracji.Umieść zwierzę w komorze doświadczalnej i poczekaj na pełne odzyskanie znieczulenia przed rozpoczęciem nagrań. Po udanej operacji możliwe jest rejestrowanie skoków i lokalnych potencjałów pola z wszczepionych elektrod przez kilka tygodni. Ostatecznie, ostateczne potwierdzenie, że matryce elektrod zostały pomyślnie wszczepione w docelowe struktury, powinno zostać przeprowadzone pośmiertnie.Odcinki barwione Nisslem zawierające ścieżki elektryczne mogą być używane do określenia położenia każdego wszczepionego mikroprzewodu. Przewlekłe zapisy elektrofizjologiczne u obudzonych zwierząt zachowujących się w stanie czuwania są potężnymi technikami stosowanymi w wielu dziedzinach badań neurobiologicznych. Ponieważ marmozeta pospolita ma wiele zalet w porównaniu z historycznie popularnymi modelami, celem tego filmu jest pomoc innym neurobiologom w przyjęciu marmozety pospolitej do swoich badań.Oprócz wszczepienia przewlekłych elektrod rejestrujących, jak opisano w tym filmie, ten sam protokół chirurgii stereotaktycznej można dostosować do wielu innych celów eksperymentalnych, w tym implantacji elektrod stymulujących, kaniul prowadzących i mikroiniekcji. Dostosowując ten protokół do jednej z wyżej wymienionych technik, chirurg zasadniczo zmodyfikuje procedurę wiercenia, aby dostosować ją do rozmiaru pożądanego implantu. Ponadto procedura naziemna nie jest konieczna w przypadku wielu z tych technik i dlatego można ją pominąć.Niezależnie od celu eksperymentu, po obejrzeniu tego filmu powinieneś wiedzieć, jak skutecznie przeprowadzić neurochirurgię stereotaktyczną u marmozety zwyczajnej.

stereotaxic-surgery-for-implantation-microelectrode-arrays-common

Research

JoVE Journal

Neuroscience

Neuronauka

Przedstawiamy przydatne informacje dla chirurgów uczących się procesu implantacji chronicznych elektrod do rejestracji sygnałów neuronalnych. Opisano techniki stosowane dla systemów elektrod penetrujących oraz powierzchniowych w modelu gryzoni.

Chirurgiczna implantacja chronicznych elektrod neuronowych do rejestracji aktywności pojedynczych jednostek i sygnałów elektrokortykograficznych

Film demonstruje procedurę wszczepienia bezprzewodowej dwukierunkowej wielokanałowej elektrody do mózgu szczura w celu nagrywania i stymulowania wielokanałowych sieci neuronowych.

Wszczepienie bezprzewodowego dwukierunkowego systemu mikroelektrod do mózgu szczura

Ten film demonstruje wszczepienie miękkiego zestawu elektrokortykograficznego i długoterminowe zapisy korowe u miniświnki. Przedstawiono w nim etapy związane z chirurgicznym wszczepieniem macierzy w korze słuchowej świnki miniaturowej i rejestrowaniem potencjałów czynnościowych neuronów wywołanych zarówno bodźcem podstawowym, jak i dźwiękowym.

Implantacja podtwardówkowa miękkiej matrycy elektrokortykograficznej do rejestracji elektrofizjologii kory mózgowej u świnek miniaturowych

Ten film demonstruje technikę wszczepiania zespołu elektrod do mózgu myszy. Zespół zawiera elektrody bipolarne do rejestrowania aktywności z hipokampa i elektrodę odniesienia do uzyskiwania podstawowej aktywności z móżdżku. Znieczuloną mysz umieszcza się na stereotaktycznej ramie, a zespół elektrod wszczepia się w docelowy obszar mózgu. Następnie zwierzę może dojść do siebie przed wykonaniem zapisu elektrofizjologicznego.

Wszczepienie zespołu elektrod do mózgu myszy w celu zapisu elektrofizjologicznego

Ten protokół opisuje standardową metodę jednoczesnego funkcjonalnego obrazowania metodą rezonansu magnetycznego i głębokiej stymulacji mózgu u gryzonia. Połączone wykorzystanie tych narzędzi eksperymentalnych pozwala na badanie globalnej aktywności w odpowiedzi na stymulację elektryczną w praktycznie każdym miejscu w mózgu.

Głęboka stymulacja mózgu z jednoczesnym fMRI u gryzoni

Wprowadzono bezprzewodowy, dwukierunkowy system do wielokanałowych zapisów neuronowych i stymulacji u swobodnie zachowujących się szczurów. System jest lekki i kompaktowy, dzięki czemu ma minimalny wpływ na repertuar behawioralny zwierzęcia. Co więcej, ten dwukierunkowy system zapewnia wyrafinowane narzędzie do oceny związków przyczynowo-skutkowych między wzorcami aktywacji mózgu a zachowaniem.

Bezprzewodowy, dwukierunkowy interfejs do rejestrowania in vivo i stymulacji aktywności neuronalnej u swobodnie zachowujących się szczurów

Opisujemy metodę chirurgiczną polegającą na podawaniu leków do ucha wewnętrznego naczelnego, marmozety zwyczajnej (Callithrix jacchus), przez okrągłą błonę okienną.

Zabieg chirurgiczny polegający na podawaniu leków do ucha wewnętrznego u marmozety zwyczajnej (Callithrix jacchus) z rzędu naczelnych (Callithrix jacchus)

Zaprojektowaliśmy procedurę, w której utrwalone formaldehydem ludzkie zwłoki są używane do pomocy neurochirurgom w szkoleniu do wszczepiania układów mikroelektrod do kory nowej ludzkiego mózgu.

Szkolenie chirurgiczne w zakresie implantacji układów mikroelektrod kory nowej przy użyciu modelu zwłok ludzkich utrwalonych formaldehydem

Opracowaliśmy całokorową matrycę elektrokortykograficzną dla marmozety pospolitej, która nieprzerwanie pokrywa prawie całą boczną powierzchnię kory, od bieguna potylicznego do bieguna skroniowego i czołowego. Protokół ten opisuje przewlekłą procedurę implantacji matrycy w przestrzeni zewnątrzoponowej mózgu marmozety.

Przewlekła implantacja całej korowej matrycy elektrokortykograficznej u marmozety zwyczajnej

Ten raport opisuje metody generowania modelu padaczki skroniowej na podstawie elektrycznego rozpalenia transgenicznych myszy VGAT-Cre. Rozpalone myszy VGAT-Cre mogą być przydatne w określaniu, co powoduje padaczkę i w badaniach przesiewowych nowych terapii.

Przygotowanie i wszczepienie elektrod dla elektrycznie zapalających myszy VGAT-Cre w celu wygenerowania modelu padaczki skroniowej

Specjalnie zbudowane mikronapędy umożliwiają submilimetrowe celowanie w miejsca zapisu kory mózgowej za pomocą liniowych układów krzemowych.

Elektrofizjologia aktywności kory laminarnej u marmozety zwyczajnej

Poznaj technikę chirurgii stereotaktycznej do implantacji mikroelektrod w marmozecie zwyczajnym Callithrix jacchus. Ta metoda umożliwia długoterminowe rejestrowanie aktywności neuronalnej u przebudzonych zwierząt.

Chirurgia stereotaktyczna do implantacji układów mikroelektrod w marmozecie zwyczajnej (Callithrix jacchus)

Przeglądaj więcej filmów