September 28th, 2019
Ligandy macierzy zewnątrzkomórkowej mogą być wzorowane na hydrożelach poliakrylamidowych, aby umożliwić hodowlę ludzkich embrionalnych komórek macierzystych w zamkniętych koloniach na podatnych podłożach. Metodę tę można połączyć z mikroskopią sił trakcyjnych i testami biochemicznymi w celu zbadania wzajemnych zależności między geometrią tkanki, siłami generowanymi przez komórkę i specyfikacją losu.
Protokół ten pozwala naukowcom hodować kolonie komórek macierzystych na hydrożelach z pełną kontrolą zarówno nad sztywnością hydrożelu, jak i geometrią kolonii. Główną zaletą tej techniki jest to, że pozwala ona naukowcom hodować kolonie komórek macierzystych w warunkach, które lepiej naśladują środowisko fizjologiczne niż plastik do hodowli tkankowych. Wykonując ten protokół po raz pierwszy, pamiętaj, aby wygenerować kilka dodatkowych sztuk każdego materiału i użyć liganda fluorescencyjnego, aby móc rozwiązywać problemy i optymalizować na każdym kroku.
Technika ta obejmuje wiele etapów, które obejmują precyzyjne pozycjonowanie różnych materiałów. O wiele łatwiej jest zrozumieć pisemne instrukcje dotyczące tego protokołu, gdy zobaczysz, jak jest on wykonywany. Aby rozpocząć tę procedurę, wymieszaj bazę PDMS z utwardzaczem PDMS w stosunku wagowym 10 do jednego i dokładnie wymieszaj.
Mieszaninę tę należy odgazować w eksykatorze przez 30 do 60 minut lub do momentu usunięcia wszystkich pęcherzyków powietrza. Powoli i równomiernie wylej mieszaninę PDMS na powierzchnię przygotowanego wafla. Postukaj naczyniem o powierzchnię roboczą, aby uwolnić pęcherzyki powietrza z powierzchni wafla.
Piecz PDMS w temperaturze 70 stopni Celsjusza przez dwie godziny i pozwól mu ostygnąć do temperatury pokojowej. Następnie pokrój PDMS na około 10 na 10 milimetrów kwadratowych, z których każdy zawiera cechy dla pojedynczego warunku eksperymentalnego. Będą one określane jako pieczęcie do końca protokołu.
Następnie wymieszaj bazę PDMS z utwardzaczem PDMS w stosunku osiem do jednego wagowo i dokładnie wymieszaj. Odgazowywać mieszaninę w eksykatorze przez 30 do 60 minut lub do momentu usunięcia wszystkich pęcherzyków powietrza. Następnie powoli i równomiernie wlej PDMS do czystego 100-milimetrowego naczynia.
Postukaj naczyniem o powierzchnię roboczą, aby uwolnić pęcherzyki powietrza. Piecz PDMS w temperaturze 70 stopni Celsjusza przez dwie godziny i pozwól mu ostygnąć do temperatury pokojowej. Dla każdego wcześniej wygenerowanego stempla wytnij kwadrat PDMS o wymiarach 15 na 15 milimetrów.
Przez pozostałą część protokołu będą one określane jako płaskie płyty. Odwróć każdy wygenerowany stempel na płaską płytę PDMS tak, aby cechy na stojaku stykały się z płaską płytą PDMS. Delikatnie dociśnij górną część stempla kleszczami, aby zapewnić równomierny kontakt.
Następnie umieść małą kroplę polimeru utwardzanego promieniami UV na górnym styku każdej pary stempla i płyty. Polimer będzie przenikliwy między nimi przez napięcie powierzchniowe wspomagane grawitacją. Umieść niewielką kroplę polimeru utwardzanego promieniami UV wokół krawędzi styku stempla i płyty.
Tworzy to granicę, która będzie utrzymywać roztwór liganda. Następnie ostrożnie umieść parę stempli i uderzeń w pudełku do sterylizacji UV. Użyj sterylnego ustawienia mocy STR i naświetlaj przez 10 minut.
Następnie wyjmij pary z pudełka do sterylizacji UV i użyj dwóch par kleszczy, aby delikatnie usunąć stempel, przytrzymując płaską płytę i szablon, które utworzyły się z polimeru utwardzanego promieniami UV. Za pomocą kleszczy ostrożnie usuń szablon i odwróć go tak, aby powierzchnia stykająca się z płaską płytą PDMS była skierowana do góry. Umieść odwrócone szablony z powrotem w pudełku do sterylizacji UV.
Użyj sterylnego ustawienia mocy STR i eksponuj przez trzy minuty. Za pomocą kleszczyków ostrożnie umieść każdy szablon płaską stroną do dołu na szkiełku nakrywkowym umytym kwasem, upewniając się, że elementy są wyśrodkowane na szkiełku nakrywkowym. Umieść mały kawałek filmu laboratoryjnego na każdym szablonie.
Mocno i równomiernie dociśnij szablon, aby uzyskać silny kontakt między szablonem a szkiełkiem nakrywkowym. Umieść szkiełka nakrywkowe z szablonami w naczyniu. Umieść to naczynie w czyszczalni plazmowej i nakładaj plazmę o dużej mocy przez 30 sekund.
Następnie odpipetuj roztwór liganda na powierzchnię każdego szablonu. W przypadku szablonów wykonanych ze stempli kwadratowych o wymiarach 10 na 10 milimetrów nałóż 100 mikrolitrów na szablon. Następnie zawiń naczynie zawierające szkiełka nakrywkowe w folię laboratoryjną i inkubuj przez noc w temperaturze czterech stopni Celsjusza.
Najpierw umyj szkiełko nakrywkowe szablonem, używając kleszczy, aby na krótko zanurzyć je w naczyniu zawierającym sterylny PBS. Zanurz szkiełko nakrywkowe z szablonem w drugim etapie PBS, aby ponownie je umyć. Usuń szablon z powierzchni szkiełka nakrywkowego, uważając, aby nie uszkodzić szkiełka nakrywkowego.
Następnie na krótko zanurz szkiełko nakrywkowe w naczyniu zawierającym ultraczystą wodę, aby usunąć sole z płynów do płukania PBS. Dotknij krawędzi szkiełka nakrywkowego delikatną chusteczką, aby odprowadzić nadmiar wody. Wysuszyć szkiełko nakrywkowe w atmosferze gazu obojętnego, takiego jak azot.
Następnie należy przygotować roztwór poliakrylamidu, aby uzyskać pożądaną elastyczność hydrożelu. Dla każdego wzorzystego szkiełka nakrywkowego przygotuj dolną wargę aktywowaną aldehydem glutarowym z przekładką umieszczoną na górze. Odpipetować od 75 do 150 mikrolitrów roztworu poliakryloamidu do środka każdego szkiełka nakrywkowego aktywowanego aldehydem glutarowym.
Za pomocą kleszczy umieść wzorzystą szkiełko do pokrycia na każdym pokrowcu aktywowanym aldehydem glutarowym z poliakrylamidem i przekładką tak, aby wzorzysty ligand był skierowany w stronę roztworu poliakrylamidu. Ostrożnie umieść każdą kanapkę z poliakryloamidu w uchwycie z gwintem kompatybilnym z 15-mililitrowymi stożkowymi rurkami dolnymi. Wkręć stożkową rurkę dolną o pojemności 15 mililitrów w każdy uchwyt nasadki, aby utrzymać kanapki z poliakrylamidem na miejscu.
Odwirować do kanapek z poliakrylamidem w probówkach w wiadrach wahadłowych 200 razy G przez 10 minut w temperaturze pokojowej. Wyjmij probówki z wirówki i umieść je w stojakach na probówki, aby utrzymać orientację przez dodatkowe 50 minut, aby zapewnić pełną polimeryzację. Następnie wyjmij kanapki z tubek i zanurz je w PBS.
Zawiń naczynie w folię laboratoryjną i inkubuj w temperaturze pokojowej przez trzy godziny lub w czterech stopniach Celsjusza przez noc. Następnie użyj skalpela i kleszczyków, aby ostrożnie usunąć wzór zakrywający szkiełka i przekładkę z kanapki z poliakrylamidu, gdy pozostaje ona zanurzona w PBS. Umieść każde szkiełko nakrywkowe z wzorzystym poliakrylamidem w uchwycie na nakrętki.
Miejsce uszczelki na wierzchu szkiełka nakrywkowego i wokół poliakrylamidu, w którym znajdowała się przekładka. Wkręć odpiłowaną stożkową rurkę dolną o średnicy 15 milimetrów w uchwyt nasadki, tworząc zagłębienie z wzorzystym poliakrylamidem na dole. Zespoły te pasują do studzienek standardowej płyty 12-dołkowej, co ułatwia obsługę.
Wykonując tę technikę, należy użyć liganda fluorescencyjnego, aby upewnić się, że na powierzchni szkiełka nakrywkowego powstaje pożądany wzór, który podczas polimeryzacji jest skutecznie przenoszony na powierzchnię hydrożelu poliakrylamidowego. Ostateczną miarą sukcesu tej metody jest zdolność do hodowli hESC w pożądanych geometriach na wzorzystych hydrożelach. Podczas hodowli zgodnie z opisem w protokole tekstowym, hESC zwykle namnażają się, aby ukończyć wzorzystą geometrię w ciągu 48 do 72 godzin po całkowitym usunięciu Y27632 z pożywki.
Hodowla kolonii hESC w ograniczonych geometriach na hydrożelach poliakrylamidowych umożliwia pomiar sił trakcyjnych generowanych przez komórki za pomocą mikroskopii sił trakcyjnych. Pomiary te wykonuje się poprzez zatopienie mikrosfer fluorescencyjnych w hydrożelu i obrazowanie pozycji tych kulek przed i po wysiewie hESC. Obrazy pozycji ściegu można wykorzystać do wygenerowania map przemieszczeń ściegu, które można następnie wykorzystać do obliczenia podstawowych naprężeń trakcyjnych.
W okrągłych koloniach hESC największe naprężenia trakcyjne występują w pobliżu obwodowej krawędzi kolonii, podczas gdy środek kolonii wykazuje jednolicie niskie naprężenia trakcyjne. Pomimo obserwowanych niejednorodnych rozkładów naprężeń trakcyjnych, hESC hodowane jako wzorzyste okręgi w warunkach utrzymania wykazują jednolitą ekspresję markera pluripotencji Oct 3/4 i cząsteczki adhezji komórkowej E-kadheryny. Technika ta pozwoli naukowcom na lepsze modelowanie ludzkich embrionów przy użyciu ludzkich embrionalnych komórek macierzystych, co ostatecznie doprowadzi do uzyskania ważnych informacji na temat tego, jak rozwijają się ludzie.
Procedura ta może być dostosowana do każdego zastosowania, w którym badacz dąży do hodowli komórek w określonych geometriach na miękkich hydrożelach. Procedura ta jest kompatybilna z większością kwasów biochemicznych, co pozwala naukowcom odpowiedzieć na pytania dotyczące tego, w jaki sposób geometria tkanek i siły generowane przez komórkę wpływają na ekspresję białek i sygnalizację komórkową. Wielu badaczy wykorzystuje obecnie ludzkie embrionalne komórki macierzyste do modelowania wczesnego rozwoju człowieka.
Technika ta pozwoli naukowcom odpowiedzieć na te ważne pytania w warunkach, które lepiej naśladują środowisko fizjologiczne.
View the full transcript and gain access to thousands of scientific videos
Ten protokół pozwala badaczom na hodowlę ludzkich kolonii komórek macierzystych embrionalnych na żelach poliakrylamide, zapewniając kontrolę nad sztywnością żelu i geometrią kolonii. Ta metoda lepiej naśladuje środowiska fizjologiczne niż tradycyjna kultura tkankowa na plastiku.
This method enables precise control over stem cell colony geometry and substrate mechanics, providing a physiologically relevant system to study early human development. By decoupling biochemical and mechanical cues, it supports mechanistic de-risking in target validation and phenotypic screening workflows. The approach enhances predictive confidence in stem cell-based models used for drug discovery and developmental toxicology.
The method fits within early discovery workflows where geometric and mechanical control is needed to de-risk stem cell models prior to lead identification.