Name: Przeszczep inżynierii tkankowej do obwodowej rekonstrukcji przełyku u szczurów (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2020-02-10T12:00:00.000+00:00
Duration: 8 min 56 s
Description: Poznaj technikę przeszczepu inżynierii tkankowej przełyku u szczurów z wykorzystaniem dwuwarstwowego rusztowania nanofiberowego i mikroanastomozy naczyniowej. Ta metoda minimalizuje przeciekanie śliny i wspiera regenerację tkanek przełyku.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

To badanie było wspierane przez Projekt Badawczo-Rozwojowy Koreańskiej Technologii Zdrowotnej za pośrednictwem Koreańskiego Instytutu Rozwoju Przemysłu Medycznego (KHIDI), finansowany przez Ministerstwo Zdrowia i Opieki Społecznej Republiki Korei (numer grantu: HI16C0362) oraz Program Badań Podstawowych przez Narodową Fundację Badawczą Korei (NRF) finansowany przez Ministerstwo Edukacji (2017R1C1B2011132). Próbki biologiczne i dane wykorzystane w tym badaniu zostały dostarczone przez Biobank Narodowego Szpitala Uniwersyteckiego w Seulu, członka Korea Biobank Network.

Wszystkie opisane tutaj metody zostały zatwierdzone przez Instytucjonalny Komitet ds. Opieki i Użytkowania Zwierząt (IACUC nr 17-0164-S1A0) Narodowego Szpitala Uniwersyteckiego w Seulu.
1. Produkcja rusztowań
UWAGA: Dwuwarstwowe rusztowania przełyku są produkowane przez połączenie elektroprzędzenia i druku 3D. Wewnętrzna membrana rusztowania rurowego została wykonana z elektroprzędzalnego poliuretanu (PU) z obracającymi się trzpieniami ze stali nierdzewnej, jak kolektory9.
<ol>
	<li>Do przygotowania rurkowych nanowłókien PU należy przygotować 20% (w/v) roztwór polimeru PU, mieszając z N,N-dimetyloformamidem (DMF) przez 8 godzin w temperaturze pokojowej.</li>
	<li>Umieścić roztwór PU na strzykawce za pomocą metalowej igły (22 G) i elektrowirować na obracających się trzpieniach ze stali nierdzewnej (średnica = 2 mm) w odległości 30 cm między końcówką igły a obracającym się kolektorem. 
	UWAGA: Zasilacz jest ustawiony na prąd stały wysokiego napięcia o potencjale 15 kV. Szybkość podawania roztworu ustala się na 0,5 ml/h za pomocą pompy strzykawkowej.</li>
	<li>Wykonaj rurową warstwę nanowłókien na powierzchni trzpienia obracającego się z prędkością 3,14 m/s.</li>
	<li>Wysuszyć nanowłókno PU w piecu próżniowym w temperaturze 40 °C przez noc, aby całkowicie usunąć resztki rozpuszczalnika. 
	UWAGA: Wydrukowana w 3D zewnętrzna ściana rusztowania przełyku jest przygotowywana przy użyciu systemu szybkiego prototypowania. Sprzęt do drukowania 3D składa się z dozownika, dyszy, regulatora kompresji/ciepła, 3-osiowego stopnia konwersji i systemu oprogramowania.</li>
	<li>Granulki PCL rozpuszcza się w temperaturze 100 °C w cylindrze grzewczym, a następnie drukuje na powierzchni nanowłókien pod wysokim ciśnieniem (7 barów) pod kontrolą systemu bioplottingu. Rozmiar dyszy wynosi 300 μm, a odległość pasm wynosi 700 μm.</li>
	<li>Po zdjęciu dwuwarstwowego rusztowania z trzpienia sterylizować, mocząc w 70% etanolu w świetle ultrafioletowym. 
	UWAGA: Bardziej szczegółowa charakterystyka rusztowania została opisana w poprzednich badaniach10.</li>
</ol>
2. Wysiewanie komórek na szczepach i uprawa w bioreaktorze
UWAGA: Mezenchymalne komórki macierzyste (hMSC) pochodzące z ludzkiej tkanki tłuszczowej zakupione od firmy zostały użyte bez modyfikacji.
<ol>
	<li>Przed przeszczepem komórek wysterylizuj wydrukowane w 3D rusztowanie przełyku przez 1 godzinę w świetle ultrafioletowym, zwilż je przez 10 minut etanolem i umyj 3x solą fizjologiczną buforowaną fosforanami (PBS).</li>
	<li>Hodowla i namnażanie hMSC w pożywce wzrostowej (podłoże podstawowe/suplement wzrostu). Dwuwarstwowe rusztowania rurowe przeniesiono na nieprzylegające 24-dołkowe płytki do hodowli tkankowych.</li>
	<li>Aby przymocować komórki do wewnętrznej powierzchni rusztowania, delikatnie dodaj zawiesinę hMSC o gęstości 1 x 106 komórek/ml w macierzy błony podstawnej zawierającej pożywkę wzrostową.</li>
	<li>Zawiesinę matrycy błony podstawnej równomiernie osadzić na wewnętrznej powierzchni dwuwarstwowego rusztowania rurowego.</li>
	<li>Mocno przymocuj rusztowanie rurowe z nasionami hMSC do akrylowego uchwytu w komorze hodowlanej bioreaktora za pomocą systemu bioreaktora z przepływem pulsacyjnym. 
	UWAGA: Specjalnie zaprojektowany system bioreaktora składa się z pompy, pułapki bąbelkowej, komory przepływowej, manometru, zaworu sterującego i zbiornika medium. Stosując naprężenie ścinające w komorze hodowlanej, należy pozostawić czas odpoczynku 1-2 min11.</li>
	<li>Dodaj pożywkę wzrostową do komory hodowlanej i zastosuj naprężenie ścinające 0,1 dyn/cm2 wywołane przepływem w wilgotnej atmosferze zawierającej 5% CO210. 
	UWAGA: Wartość naprężenia ścinającego wywołanego przepływem została obliczona poprzez symulację perystaltyki tkanki przełyku pochodzącej z ludzkiego ciała z poprzednich badań10.</li>
	<li>Określ odpowiedzi komórek na wewnętrznych powierzchniach dwuwarstwowych rusztowań rurowych bez hodowli w bioreaktorze po 5 dniach za pomocą zestawu do oznaczania żywotności ALIVE/DEAD zgodnie z instrukcjami producenta. Uzyskuj obrazy za pomocą mikroskopii konfokalnej za pomocą narzędzia Z-stack.</li>
	<li>Trzeciego dnia obserwuj morfologię powierzchni rusztowania rurowego wysiewanego przez hMSC za pomocą skaningowego mikroskopu elektronowego (SEM).
	<ol>
		<li>Namocuj rusztowanie, które było inkubowane z hMSC z 2,5% aldehydem glutarowym i OsO4 przez 24 godziny i odwodnić etanolem.</li>
		<li>Pokryj utrwalone hMSC platyną za pomocą napylarki w warunkach atmosferycznych argonu i uzyskaj obrazy SEM przy napięciu przyspieszającym 25 kV.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
3. Przygotowanie chirurgiczne do chirurgii zwierząt
UWAGA: Preparaty chirurgiczne są stosowane zarówno przed gastrostomią, jak i przeszczepem przełyku.
<ol>
	<li>Ustaw sterylne narzędzia chirurgiczne: ostrze skalpela, retraktor Weitlanera, uchwyt na mikroigły, kleszczyki do mikroszwów, kleszczyki do mikrotkanek, mikronożyczki, uchwyt igły Mayo-Hegar, nożyczki operacyjne, nożyczki do tęczówki, kleszcze opatrunkowe, kleszczyki do tkanek, kleszcze do odłamków, kleszcze do tęczówki, strzykawka 5 ml (igła 21 G), strzykawka 10 ml (igła 22 G), szew poliamidowy 9-0, szew poliglaktynowy 4-0.</li>
	<li>Znieczulić zwierzę za pomocą domięśniowego wstrzyknięcia tiletaminy/zolazepamu (dawka 50 mg/g) i 2% chlorowodorku ksylazyny (dawka 2 mg/kg). 
	UWAGA: Dorosłe szczury Sprague-Dawley (SD) o wadze 398-420 g wykorzystano do przeszczepu przełyku.</li>
	<li>Przed przeniesieniem na obłożnik chirurgiczny należy sprawdzić odpowiedni stan znieczulenia zwierzęcia, szczypiąc ogon kleszczami.</li>
	<li>Umieść zwierzę w pozycji leżącej na sterylnej serwicie i za pomocą maszynki do strzyżenia usuń włosy z szyi (w przypadku przeszczepu przełyku) lub brzucha (w przypadku gastrostomii). Następnie wyszoruj miejsce operowane betadyną i 70% etanolem.</li>
	<li>Przed nacięciem wstrzyknąć podskórnie środek przeciwbólowy, taki jak buprenorfina (0,05-0,1 mg/kg) w celu złagodzenia bólu.</li>
</ol>
4. Operacja gastrostomii z użyciem rurki T u szczurów
UWAGA: Zmodyfikowana gastrostomia została przeprowadzona u wszystkich zwierząt doświadczalnych, aby umożliwić tymczasowe obejście niedoustnego karmienia przez sondę (n = 5).
<ol>
	<li>Niech szczury poszczą dzień przed operacją. Przygotować operację jak w punkcie 3.</li>
	<li>Odsłoń żołądek przez nacięcie w linii środkowej skóry i mięśni brzucha znieczulonych szczurów.</li>
	<li>Za pomocą ostrza skalpela wykonać otwór o średnicy 3 mm w przedniej ścianie żołądka.</li>
	<li>Włóż końcówkę silikonowej rurki T do miejsca uszkodzenia, aby przymocować ją do ściany żołądka.</li>
	<li>Zszyj prawidłowo, aby rurka T nie odczepiła się od ściany żołądka.</li>
	<li>Wyjmij dystalny koniec wszczepionej rurki T przez tunel podskórny do tylnej części szyi.</li>
	<li>Włożyć nasadkę heparyny do końca rurki T, aby zapobiec cofaniu się treści żołądka. 
	UWAGA: Użyj angiocewnika, aby połączyć koniec rurki T z nasadką heparyny.</li>
	<li>Zszyj wszystkie warstwy powłoki brzusznej i skóry za pomocą szwów poliglaktynowych 4-0.</li>
	<li>Trzymaj wszystkie szczury doświadczalne oddzielnie w klatce metabolicznej po zakończeniu gastrostomii.</li>
</ol>
5. Przeszczep przełyku
UWAGA: Przeszczep przełyku dwuwarstwowego rusztowania rurowego jest wykonywany 1 tydzień po gastrostomii (n = 5). Przed przeszczepem należy zaszczepić hMSC (gęstość komórek: 1 x 106 komórek/ml w macierzy błony podstawnej) w wewnętrznej ścianie każdego rusztowania i inkubować przez 3 dni w systemie bioreaktora. Procedura chirurgiczna jest następująca.
<ol>
	<li>Usuń włosy na szyi zwierząt modelowych i wykonaj standardowe obłożenie pola operacyjnego w celu przeprowadzenia operacji aseptycznej. 
	UWAGA: Zaleca się stworzenie dużego obszaru golenia, aby utrzymać operację asceptyczną u zwierzęcia.</li>
	<li>Po przednim środkowym nacięciu szyi należy oddzielić mięśnie paska i odsłonić strukturę tchawiczo-przełykową.</li>
	<li>Tępo wypreparuj nerw błędny z przełyku przed wycięciem segmentu, w przeciwnym razie oddychanie zwierzęcia jest upośledzone.</li>
	<li>W powiększeniu odizoluj lewą stronę przełyku od tchawicy i ostrożnie oddziel górną część od tarczycy.</li>
	<li>Stworzyć ubytek o długości 5 mm na pełnym obwodzie zawierający wszystkie warstwy przełyku za pomocą nożyczek chirurgicznych. 
	UWAGA: Przed przeszczepem przełyku należy przeciąć przygotowane rusztowania za pomocą nożyczek chirurgicznych, aby dopasować je do długości miejsca przeszczepu.</li>
	<li>Pod mikroskopem wykonać mikrozespolenia na obu końcach dystalnego ubytku przełyku za pomocą nici do szwów 9-0. Umieść pierwszy szew między prawym dolno-tylnym brzegiem górnej resztki przełyku a rusztowaniem. Kontynuuj szycie od prawej do lewej między pozostałością górnego przełyku a rusztowaniem. Zespolenie rusztowania należy wykonać w taki sam sposób, jak górny brzeg pozostałości dolnego przełyku. 
	UWAGA: Wykonaj zespolenie mikronaczyniowe stosowane w chirurgii klinicznej do przeszczepu przełyku. Praca z mikroskopem w celu precyzyjnego, wodoszczelnego zszycia miejsca implantu.</li>
	<li>Następnie należy położyć otaczający płat tarczycy na miejscu przeszczepu, aby zapewnić stabilne utrzymanie i naczyniowe zaopatrzenie przeszczepów.</li>
	<li>Po przeszczepie zszyj podskórnie mięśnie i tkankę skórną szwem 4-0 vicryl.</li>
	<li>Trzymaj wszystkie szczury doświadczalne pojedynczo w klatkach metabolicznych.</li>
</ol>
6. Zabiegi pooperacyjne
UWAGA: Zabiegi pooperacyjne są wykonywane zarówno po przeszczepie gastrostomii, jak i przełyku.
<ol>
	<li>Po zamknięciu rany brzusznej umieść szczury w indywidualnych klatkach metabolicznych i umieść klatki na urządzeniach grzewczych na podczerwień, aby zapobiec hipotermii.</li>
	<li>Monitoruj zwierzęta, dopóki nie osiągną i nie utrzymają pozycji leżącej mostka (tj. leżenia wyprostowanego na klatce piersiowej).</li>
	<li>Aby zminimalizować stan zapalny w miejscu operacji, należy podawać szczurom antybiotyk gentamycynę (20 mg/kg) dziennie.</li>
	<li>Karmienie doustne płynem należy rozpocząć w trzeciej dobie po operacji, aż do punktu końcowego badania. Podawaj całą formułę odżywczą (20,6 g/100 ml [g%] węglowodanów, 3,8 g białka, 0,2 g tłuszczu) przez nasadkę z heparyną 3 razy dziennie, począwszy od następnego dnia po zabiegu.</li>
	<li>Codziennie sprawdzaj wygląd i masę ciała zwierząt. Sprawdź, aby poradzić sobie z zachowaniem, takim jak samookaleczające się miejsce nacięcia lub opór przed wlotem rurki, a także różne powikłania chirurgiczne. Gdy masa ciała modeli szczurzych gwałtownie spada o 20% lub więcej, należy przeprowadzić eutanazję przez wdychanie CO2 .</li>
</ol>
7. Histologia i immunohistochemia
UWAGA: Do analizy histologicznej, cała tkanka przełyku zwierząt poddanych eutanazji jest pobierana za pomocą nożyczek chirurgicznych. Barwienie hematoksyliną i eozyną oraz barwienie trichromem Massona przeprowadzono przy użyciu standardowych technik histologicznych. Immunohistochemię przeprowadzono zgodnie z następującym protokołem.
<ol>
	<li>Napraw cały przełyk zawierający przeszczepione miejsca w 4% paraformaldehydzie. Utwórz blok parafinowy i wytnij odcinki o grubości 4 μm.</li>
	<li>Odparafinować skrawki tkanek i odwodnić je w serii etanolowej. Zanurz szkiełka tkankowe w buforze cytrynianowym i podgrzewaj przez 10 minut w kuchence mikrofalowej. Schłodzić komórki zimnym PBS przez 20 min. Zanurz w 3% nadtlenku wodoru na 6 min i myj PBS przez 10 min.</li>
	<li>Inkubować w 3% albuminie surowicy bydlęcej (BSA) przez 1 godzinę w temperaturze pokojowej w celu zablokowania niespecyficznych reakcji skrawków tkanki.</li>
	<li>Przemyć 3x PBS przez 5 min. Inkubować z pierwszorzędowymi przeciwciałami przeciwko Desminie (rozcieńczonej do 1:200), keratynie 13 (rozcieńczonej do 1:100) i czynnikowi von Willebranda (vWF; rozcieńczonym do 1:100) przez noc w temperaturze 4 °C.</li>
	<li>Myć 3x PBS przez 15 min. Inkubować z odpowiednim przeciwciałem drugorzędowym w stężeniu 1:500 dla Desminy i Keratyny 13 w temperaturze pokojowej. Następnie umyj szkiełka dwukrotnie PBS przez 10 min. 
	UWAGA: Wycinki tkanek dla vWF inkubowano przy użyciu zestawu sprzężonego z peroksydazą chrzanową (patrz Tabela materiałów), a następnie wizualizowano za pomocą 3,3'-diaminobenzydyny (DAB).</li>
	<li>Mocować za pomocą szklanego szkiełka nakrywkowego i 4',6-diamidyno-2-fenolindolu (DAPI) zawierającego podłoże montażowe.</li>
</ol>

<ol><li>Irino, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Long-term+functional+outcomes+after+replacement+of+the+esophagus+with+gastric%2C+colonic%2C+or+jejunal+conduits%3A+a+systematic+literature+review%5BTitle%5D)+AND+%22Diseases+of+the+Esophagus%22%5BJournal%5D)">Long-term functional outcomes after replacement of the esophagus with gastric, colonic, or jejunal conduits: a systematic literature review.</a> Diseases of the Esophagus. 30 (12), 1-11 (2017).</li>
<li>Flanagan, J. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Esophagectomy+and+Gastric+Pull-through+Procedures%3A+Surgical+Techniques%2C+Imaging+Features%2C+and+Potential+Complications%5BTitle%5D)+AND+%22Radiographics%22%5BJournal%5D)">Esophagectomy and Gastric Pull-through Procedures: Surgical Techniques, Imaging Features, and Potential Complications.</a> Radiographics. 36 (1), 107-121 (2016).</li>
<li>Liu, J., Yang, Y., Zheng, C., Dong, R., Zheng, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Surgical+outcomes+of+different+approaches+to+esophageal+replacement+in+long-gap+esophageal+atresia%3A+A+systematic+review%5BTitle%5D)+AND+%22Medicine.+%28Baltimore%29%22%5BJournal%5D)">Surgical outcomes of different approaches to esophageal replacement in long-gap esophageal atresia: A systematic review.</a> Medicine. (Baltimore). 96 (21), e6942(2017).</li>
<li>Luc, G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Decellularized+and+matured+esophageal+scaffold+for+circumferential+esophagus+replacement%3A+Proof+of+concept+in+a+pig+model%5BTitle%5D)+AND+%22Biomaterials%22%5BJournal%5D)">Decellularized and matured esophageal scaffold for circumferential esophagus replacement: Proof of concept in a pig model.</a> Biomaterials. 175, 1-18 (2018).</li>
<li>Wang, F., Maeda, Y., Zachar, V., Ansari, T., Emmersen, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Regeneration+of+the+oesophageal+muscle+layer+from+oesophagus+acellular+matrix+scaffold+using+adipose-derived+stem+cells%5BTitle%5D)+AND+%22Biochemical+and+Biophysical+Research+Communications%22%5BJournal%5D)">Regeneration of the oesophageal muscle layer from oesophagus acellular matrix scaffold using adipose-derived stem cells.</a> Biochemical and Biophysical Research Communications. 503 (1), 271-277 (2018).</li>
<li>La Francesca, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Long-term+regeneration+and+remodeling+of+the+pig+esophagus+after+circumferential+resection+using+a+retrievable+synthetic+scaffold+carrying+autologous+cells%5BTitle%5D)+AND+%22Scientific+Reports%22%5BJournal%5D)">Long-term regeneration and remodeling of the pig esophagus after circumferential resection using a retrievable synthetic scaffold carrying autologous cells.</a> Scientific Reports. 8 (1), 4123(2018).</li>
<li>Ponten, J. E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Early+severe+mediastinal+bleeding+after+esophagectomy%3A+a+potentially+lethal+complication%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Thoracic+Disease%22%5BJournal%5D)">Early severe mediastinal bleeding after esophagectomy: a potentially lethal complication.</a> Journal of Thoracic Disease. 5 (2), E58-E60 (2013).</li>
<li>Catry, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Circumferential+Esophageal+Replacement+by+a+Tissue-engineered+Substitute+Using+Mesenchymal+Stem+Cells%3A+An+Experimental+Study+in+Mini+Pigs%5BTitle%5D)+AND+%22Cell+Transplant%22%5BJournal%5D)">Circumferential Esophageal Replacement by a Tissue-engineered Substitute Using Mesenchymal Stem Cells: An Experimental Study in Mini Pigs.</a> Cell Transplant. 26 (12), 1831-1839 (2017).</li>
<li>Lee, S. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Characterization+and+preparation+of+bio-tubular+scaffolds+for+fabricating+artificial+vascular+grafts+by+combining+electrospinning+and+a+3D+printing+system%5BTitle%5D)+AND+%22Physical+Chemistry+Chemical+Physics%22%5BJournal%5D)">Characterization and preparation of bio-tubular scaffolds for fabricating artificial vascular grafts by combining electrospinning and a 3D printing system.</a> Physical Chemistry Chemical Physics. 17 (5), 2996-2999 (2015).</li>
<li>Kim, I. G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Tissue-Engineered+Esophagus+via+Bioreactor+Cultivation+for+Circumferential+Esophageal+Reconstruction%5BTitle%5D)+AND+%22Tissue+Engineering+Part+A%22%5BJournal%5D)">Tissue-Engineered Esophagus via Bioreactor Cultivation for Circumferential Esophageal Reconstruction.</a> Tissue Engineering Part A. , (2019).</li>
<li>Wu, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Combinational+effects+of+mechanical+forces+and+substrate+surface+characteristics+on+esophageal+epithelial+differentiation%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Biomedical+Materials+Research+A%22%5BJournal%5D)">Combinational effects of mechanical forces and substrate surface characteristics on esophageal epithelial differentiation.</a> Journal of Biomedical Materials Research A. 107, 552-560 (2019).</li>
<li>Jensen, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Polyurethane+scaffolds+seeded+with+autologous+cells+can+regenerate+long+esophageal+gaps%3A+An+esophageal+atresia+treatment+model%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Pediatric+Surgery%22%5BJournal%5D)">Polyurethane scaffolds seeded with autologous cells can regenerate long esophageal gaps: An esophageal atresia treatment model.</a> Journal of Pediatric Surgery. 3468 (18), 30685-30687 (2018).</li>
<li>Nakase, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Intrathoracic+esophageal+replacement+by+in+situ+tissue-engineered+esophagus%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Thoracic+and+Cardiovascular+Surgery%22%5BJournal%5D)">Intrathoracic esophageal replacement by in situ tissue-engineered esophagus.</a> Journal of Thoracic and Cardiovascular Surgery. 136 (4), 850-859 (2008).</li>
<li>Kwiatek, M. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mechanical+properties+of+the+esophagus+in+eosinophilic+esophagitis%5BTitle%5D)+AND+%22Gastroenterology%22%5BJournal%5D)">Mechanical properties of the esophagus in eosinophilic esophagitis.</a> Gastroenterology. 140 (1), 82-90 (2011).</li>
<li>Anjum, F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Biocomposite+nanofiber+matrices+to+support+ECM+remodeling+by+human+dermal+progenitors+and+enhanced+wound+closure%5BTitle%5D)+AND+%22Scientific+Reports%22%5BJournal%5D)">Biocomposite nanofiber matrices to support ECM remodeling by human dermal progenitors and enhanced wound closure.</a> Scientific Reports. 7 (1), 10291(2017).</li>
<li>Kuppan, P., Sethuraman, S., Krishnan, U. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((PCL+and+PCL-gelatin+nanofibers+as+esophageal+tissue+scaffolds%3A+optimization%2C+characterization+and+cell-matrix+interactions%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Biomedical+Nanotechnology%22%5BJournal%5D)">PCL and PCL-gelatin nanofibers as esophageal tissue scaffolds: optimization, characterization and cell-matrix interactions.</a> Journal of Biomedical Nanotechnology. 9 (9), 1540-1555 (2013).</li>
</ol>

System bioreaktora zaprojektowany na potrzeby tego badania został skomercjalizowany (numer modelu: ACBF-100).

Istniejące badania na zwierzętach nad sztucznym przełykiem są nadal ograniczone przez kilka krytycznych czynników. Idealne sztuczne rusztowanie przełyku powinno być biokompatybilne i mieć doskonałe właściwości fizyczne. Powinien być w stanie zregenerować nabłonek błony śluzowej we wczesnym okresie pooperacyjnym, aby zapobiec nieszczelności zespolenia. Regeneracja wewnętrznych okrężnych i zewnętrznych podłużnych warstw mięśniowych jest również ważna dla perystaltyki funkcjonalnej12,13<su...

Leczenie zaburzeń przełyku, takich jak wrodzone wady rozwojowe i raki przełyku, może prowadzić do utraty segmentu strukturalnego przełyku. W większości przypadków wykonano autologiczne przeszczepy zastępcze, takie jak przewody podciągające żołądek lub wstawki jelita grubego1,2. Jednak te wymiany przełyku wiążą się z różnymi powikłaniami chirurgicznymi i ryzykiem reoperacji3. W związku z tym zastosowanie rusztowań przełyku wykorzystujących inżynierię tkankową, naśladujących natywny przełyk, może być obiecującą alternatywną strategią regeneracji utraconych tkanek4,5,6.
Chociaż przełyk stworzony w oparciu o inżynierię tkankową potencjalnie stanowi alternatywę dla obecnego leczenia wad przełyku, istnieją znaczne bariery dla jego zastosowania in vivo. Pooperacyjny nieszczelność zespolenia i martwica wszczepionego rusztowania przełyku nieuchronnie prowadzą do śmiertelnego zakażenia otaczającej przestrzeni aseptycznej, takiej jak śródpiersie7. Dlatego niezwykle ważne jest, aby nie dopuścić do zanieczyszczenia raną i nosowo-żołądkową pokarmem lub śliną. Należy rozważyć zastosowanie gastrostomii lub żywienia dożylnego do momentu zakończenia pierwotnego gojenia się rany. Do tej pory inżynieria tkankowa przełyku była przeprowadzana na dużych modelach zwierzęcych, ponieważ duże zwierzęta mogą być karmione tylko przez dożylne hiperalimentacje przez 2-4 tygodnie po wszczepieniu rusztowania8. Jednak taki niedoustny model żywienia nie został ustalony dla wczesnego przeżycia po przeszczepieniu przełyku u małych zwierząt. Dzieje się tak, ponieważ zwierzęta były niezwykle aktywne i niekontrolowane, więc nie mogły utrzymać rurki do karmienia w żołądku przez dłuższy czas. Z tego powodu odnotowano niewiele przypadków udanego przeszczepu przełyku u małych zwierząt.
Ze względu na warunki inżynierii tkankowej przełyku, zaprojektowaliśmy dwuwarstwowe rusztowanie rurowe składające się z elektroprzędzonych nanowłókien (warstwa wewnętrzna; Rysunek 1A) i pasmo wydrukowane w 3D (warstwa zewnętrzna; Ryc. 1B) w tym zmodyfikowana technika gastrostomii. Wewnętrzne nanowłókno wykonane jest z PU, niedegradowalnego polimeru i zapobiega wyciekaniu jedzenia i śliny. Zewnętrzne nici drukowane w 3D są wykonane z biodegradowalnego polikaprolaktonu (PCL), który może zapewnić elastyczność mechaniczną i dostosować się do ruchu perystaltycznego. Ludzkie mezenchymalne komórki macierzyste pochodzące z tkanki tłuszczowej (hAD-MSC) zostały wysiane na wewnętrznej warstwie rusztowania, aby ułatwić ponowną epitelizację. Struktura nanowłókien może ułatwić początkową regenerację błony śluzowej, zapewniając strukturalne środowisko macierzy zewnątrzkomórkowej (ECM) do migracji komórek.
Zwiększyliśmy również przeżywalność i bioaktywność zaszczepionych komórek poprzez hodowlę w bioreaktorze. Wszczepione rusztowanie zostało pokryte płatkiem tarczycy, aby umożliwić bardziej stabilną regenerację błony śluzowej przełyku i warstwy mięśniowej. W tym raporcie opisujemy protokoły technik inżynierii tkanek przełyku, w tym produkcję rusztowań, hodowlę bioreaktorów opartych na mezenchymalnych komórkach macierzystych, technikę żywienia bypassowego ze zmodyfikowaną gastrostomią oraz zmodyfikowaną technikę zespolenia chirurgicznego do obwodowej rekonstrukcji przełyku w modelu szczurzym.

<table><tbody><tr><td>Klatka metaboliczna</td><td>TEUNGDO BIO & PLANT</td><td>JD-C-66</td><td></td></tr><tr><td>Zoletil (dawka 50 mg/g)</td><td>Virbac</td><td>1000000188</td><td></td></tr><tr><td>0,25% Trypsyna-EDTA</td><td>Gibco</td><td>25200-056</td><td></td></tr><tr><td>1 ml Strzykawka</td><td>BD</td><td>309659</td><td></td></tr><tr><td>2% chlorowodorek ksylazyny (Rumpun)</td><td>Byely</td><td>Q-0615-035</td><td></td></tr><tr><td>4% paraformaldehyd</td><td>BIOSOLUTION</td><td>BP031</td><td></td></tr><tr><td>4-0 Vicryl</td><td>ETHICON</td><td>W9443</td><td></td></tr><tr><td>9-0 Vicryl</td><td>ETHICON</td><td>W2813</td><td></td></tr><tr><td>Antybiotyk gentamycyna (Septopal).</td><td>Septopal</td><td>0409-1207-03</td><td></td></tr><tr><td>Albumina surowicy bydlęcej (BSA)</td><td>Sigma</td><td>5470</td><td></td></tr><tr><td>Bufor cytrynianowy, ph6.0, 10X</td><td>Sigma</td><td>C9999</td><td></td></tr><tr><td>ZESTAW SUBSTRATÓW PEROKSYDAZY DO DAB</td><td>VECTOR</td><td>SK4100</td><td></td></tr><tr><td>Desmin</td><td>Santa Cruz</td><td>sc-23879</td><td></td></tr><tr><td>Elastyczny zestaw do barwienia</td><td>ScyTeK</td><td>ETS-1</td><td></td></tr><tr><td>Etanol</td><td>Merck</td><td>100983</td><td></td></tr><tr><td>Etanol</td><td>Merck</td><td>64-17-5</td><td></td></tr><tr><td>Serun bydlęcy płodu (FBS)</td> <td>Gibco</td><td>16000-044</td><td></td></tr><tr><td>Aldehyd glutarowy</td><td>Sigma</td><td>354400</td><td></td></tr><tr><td>Kozie przeciwciało anty-mysie IgG (H + L) ThermoFisher</td><td></td><td>A-11001</td><td></td></tr><tr><td>Czapka heparyny</td><td>Hyupsung Medical</td><td>HS-T-05</td><td></td></tr><tr><td>hMSC (STEMPRO) / pożywka wzrostowa (MesenPRO RSTM)</td><td>Invitrogen</td><td>R7788-110</td><td></td></tr><tr><td>Zestaw sprzężony z peroksydazą chrzanową (Vectastain)</td><td>VECTOR</td><td>PK7800</td><td></td></tr><tr><td>Nadtlenek wodoru</td><td>JUNSEI</td><td>7722-84-1</td><td></td></tr><tr><td>Keratyna13</td><td>Novus</td><td>NBP1-97797</td><td></td></tr><tr><td>ŻYWY/MARTWY Zestaw do oznaczania żywotności</td><td>Sondy molekularne</td><td>L3224</td><td></td></tr><tr><td>Matrigel</td><td>Corning</td><td>354262</td><td></td></tr><tr><td>N,N-dimetyloformamid (DMF)</td><td>Sigma</td><td>227056</td><td></td></tr><tr><td>24-dołkowe płytki do hodowli tkankowych Noadherent .</td><td>Corning</td><td>3738</td><td></td></tr><tr><td>OsO4</td><td>Sigma</td><td>O5500</td><td></td></tr><tr><td>szalka Petriego</td><td>Eppendorf</td><td>3072115</td><td></td></tr><tr><td>Sól fizjologiczna buforowana fosforanami (PBS)</td><td>Gibco</td><td>10010-023</td><td></td></tr><tr><td>Solanka fizjologiczna buforowana fosforanami (PBS), 10X</td><td>BIOSOLUTION</td><td>BP007a</td> Polimer polikaprolaktonu <td></td></tr><tr><td>(PCL)</td><td>Sigma</td><td>440744</td><td></td></tr><tr><td>Polimer poliuretanowy (PU+A2:A24)</td><td>Lubrizol</td><td>2363-80AE</td><td></td></tr><tr><td>Zasilacz</td><td>NanoNC</td><td>HV100</td><td></td></tr><tr><td>ProLong Gold odczynnik zapobiegający blaknięciu z DAPI</td><td>Invitrogen</td><td>P36931</td><td></td></tr><tr><td>Rumpun</td><td>Bayer</td><td>Q-0615-035</td><td></td></tr><tr><td>Silikonowa rurka T</td><td>Sewoon Medical</td><td>2206-005</td><td></td></tr><tr><td>Maść do oczu Terramycin</td><td>Pfizer Pharmaceutical Korea</td><td>W01890011</td><td></td></tr><tr><td>Tiletamine/Zolazepam (Zoletil)</td><td>Virbac Laboratories</td><td>Q-0042-058</td><td></td></tr><tr><td>Zestaw bejc trichromowych</td><td>ScyTeK</td><td>TRM-1</td><td></td></tr><tr><td>von Willebrand Factor (vWF)</td><td>Santa Cruz</td><td>sc 14014</td><td></td></tr></tbody></table>

przeszczep inżynierii tkankowej do obwodowej rekonstrukcji przełyku u szczurów

Tissue-Engineered Graft for Circumferential Esophageal Reconstruction in Rats

Użycie biokompatybilnych materiałów do obwodowej rekonstrukcji przełyku jest technicznie trudnym zadaniem u szczurów i wymaga optymalnej techniki implantacji ze wsparciem żywieniowym. W ostatnim czasie podjęto wiele prób inżynierii tkankowej przełyku, ale wskaźnik sukcesu był ograniczony ze względu na trudności we wczesnej epitelizacji w szczególnym środowisku perystaltyki. W tym miejscu opracowaliśmy sztuczny przełyk, który może poprawić regenerację błony śluzowej przełyku i warstw mięśniowych dzięki dwuwarstwowemu rusztowaniu rurowemu, systemowi bioreaktora opartemu na mezenchymalnych komórkach macierzystych oraz technice karmienia bypassami ze zmodyfikowaną gastrostomią. Rusztowanie wykonane jest z nanowłókien poliuretanowych (PU) w kształcie cylindrycznym z trójwymiarową (3D) drukowaną nicią polikaprolaktonu owiniętą wokół zewnętrznej ściany. Przed przeszczepem mezenchymalne komórki macierzyste pochodzenia ludzkiego zostały wysiane w świetle rusztowania, a następnie przeprowadzono hodowlę w bioreaktorze w celu zwiększenia reaktywności komórkowej. Poprawiliśmy przeżywalność przeszczepu, stosując zespolenie chirurgiczne i pokrywając wszczepioną protezę płatem tarczycy, a następnie tymczasowe żywienie gastrostomii nieustnej. Przeszczepy te były w stanie podsumować wyniki początkowej epitelializacji i regeneracji mięśni wokół wszczepionych miejsc, jak wykazano w analizie histologicznej. Ponadto zaobserwowano zwiększenie włókien elastyny i neowaskularyzację na obrzeżach przeszczepu. W związku z tym model ten stanowi potencjalną nową technikę rekonstrukcji obwodowej przełyku.

Rycina 1 przedstawia schemat procesu wytwarzania dwuwarstwowego rusztowania rurkowego z PU-PCL. Roztwór PU poddano elektroprzędzeniu z igły 18 G, aby utworzyć cylindryczną strukturę wewnętrzną o grubości 200 µm. Następnie stopiony PCL został nadrukowany na ścianie zewnętrznej nanowłókien PU w regularnych odstępach. Morfologię powierzchni wewnętrznej i zewnętrznej gotowego rusztowania rurkowego można zobaczyć na obrazach z mikroskopii elektronowej skaningowej....

Rekonstrukcja przełyku jest wymagającą procedurą, a opracowanie inżynierii tkankowej przełyku, która umożliwia regenerację błony śluzowej i mięśni przełyku i która może być wszczepiona jako sztuczny przeszczep, jest konieczna. Tutaj przedstawiamy nasz protokół generowania sztucznego przełyku, w tym produkcję rusztowań, hodowlę bioreaktorów i różne techniki chirurgiczne.

Przeszczep inżynierii tkankowej do obwodowej rekonstrukcji przełyku u szczurów

The use of biocompatible materials for circumferential esophageal reconstruction is a technically challenging task in rats and requires an optimal implant ...

Naprawa obwodowa przełyku jest technicznie trudna w modelu szczurzym, co wymaga opracowania przełyku według inżynierii tkankowej, która umożliwia regenerację błony śluzowej i mięśni przełyku bez wycieku zespolenia przełyku. Jako model pilotażowy wdrożyliśmy dwuwarstwowe rusztowanie rurowe, składające się z wewnętrznego nanowłókna i zewnętrznej nici druku 3D w połączeniu z zespoleniem mikronaczyniowym w celu zminimalizowania wycieku śliny po przeszczepie. Konwencjonalna standardowa rekonstrukcja przełyku wiąże się z szerokim zakresem powikłań i zachorowalności.W związku z tym inżynieria tkankowa przełyku może być obiecującą alternatywą dla rozwoju modeli przełyku natywnego pacjenta. Połączenie rusztowania hybrydowego, uprawy w bioreaktorze i doustnego systemu żywienia można zastosować do każdego systemu, który ma podobnie zanieczyszczone środowisko z ciągłym ciśnieniem mechanicznym. Zacznij od wysterylizowania rusztowania przełyku wydrukowanego w 3D z godzinną ekspozycją na światło ultrafioletowe, 10-minutowym moczeniem w etanolu i trzema praniami PBS.Po ostatnim płukaniu umieścić dwuwarstwowe rusztowanie rurowe na nieprzylegającej 24-dołkowej płytce do hodowli tkankowej i delikatnie, ale równomiernie dodać jeden razy 10 do sześciu ludzkich mezenchymalnych komórek macierzystych pochodzących z tkanki tłuszczowej na mililitr macierzy błony podstawnej uzupełnionej pożywką wzrostową do wewnętrznej powierzchni rusztowania. Użyj systemu bioreaktora z przepływem pulsacyjnym, aby mocno przymocować rusztowanie rurowe z nasionami komórek do akrylowego uchwytu w komorze hodowlanej bioreaktora i dodaj 500 mililitrów pożywki wzrostowej do komory. Następnie nałóż 1 dyn na centymetr kwadratowy naprężenia ścinającego wywołanego przepływem w wilgotnej atmosferze zawierającej 5% dwutlenku węgla.Po pięciu dniach użyj zestawu do oznaczania żywotności LIVE/DEAD, aby określić odpowiedzi komórek na wewnętrznej powierzchni rusztowania zgodnie ze standardowymi protokołami i zobrazować komórki za pomocą mikroskopii konfokalnej. Przed rozpoczęciem zabiegu chirurgicznego należy potwierdzić brak reakcji na odruch pedałowania u znieczulonego szczura i umieścić zwierzę w pozycji leżącej na sterylnym serwecie. Użyj maszynki do strzyżenia, aby usunąć włosy z miejsca operowanego i zdezynfekuj odsłoniętą skórę sekwencyjnymi peelingami BETADINE i 70% etanolem.W celu umieszczenia rurki T wykonaj nacięcie skóry i mięśni w linii środkowej brzucha szczura i użyj ostrza skalpela, aby utworzyć trzymilimetrowy otwór w przedniej ścianie żołądka. Włóż końcówkę silikonowej rurki T do miejsca ubytku, aby przymocować ją do ściany żołądka i ostrożnie przymocuj rurkę do tkanki mięśniowej żołądka. Zszyj ścianę brzucha szwem VICRYL 4-0.Ostrożnie włóż dystalny koniec wszczepionej rurki T przez tunel podskórny do tylnej części szyi i użyj angiocewnika, aby połączyć nasadkę heparyny z końcem rurki T, aby zapobiec cofaniu się treści żołądka. Gdy czepek jest na miejscu, użyj szwów poliglaktynowych 4-0, aby zamknąć wszystkie warstwy skóry brzucha i umieść szczura w klatce metabolicznej z monitorowaniem aż do pełnego leżenia. Tydzień po założeniu rurki T przygotuj szczura do operacji, jak pokazano.Umieść szczura pod mikroskopem i wykonaj przednie środkowe nacięcie szyi w odsłoniętej zdezynfekowanej skórze. Oddziel mięśnie paska, aby odsłonić strukturę tchawiczo-przełykową. Odizoluj lewą stronę przełyku od tchawicy.Ostrożnie oddziel górną część przełyku od tarczycy i za pomocą nożyczek chirurgicznych stwórz pięciomilimetrowy ubytek o pełnym obwodzie zawierający wszystkie warstwy przełyku. Następnie włóż szew 9-0 między prawy dolno-tylny brzeg pozostałości górnego przełyku i rusztowania i kontynuuj szycie od prawej do lewej między pozostałością górnego przełyku a rusztowaniem, aby utworzyć mikrozespolenie na górnym końcu dystalnego ubytku przełyku. Następnie zespolej rusztowanie w taki sam sposób, jak górny brzeg pozostałości dolnego przełyku.Po zakończeniu zespolenia należy położyć otaczający płat tarczycy na miejscu przeszczepu, aby zapewnić zaopatrzenie naczyniowe i stabilne utrzymanie przeszczepu. Następnie zszyj podskórną tkankę mięśniową i skórną szwem 4-0 VICRYL i umieść szczura w klatce metabolicznej na urządzeniu grzewczym na podczerwień z monitorowaniem aż do pełnego leżenia. Po równomiernym nałożeniu na wewnętrzną ścianę rusztowania za pomocą wstrzyknięcia, macierz błony podstawnej osadzonej w ludzkich mezenchymalnych komórkach macierzystych wykazuje oczekiwaną morfologię mezenchymalnych komórek macierzystych, ocenianą za pomocą skaningowej mikroskopii elektronowej.Po przeszczepieniu przełyku szczurom z pełnoobwodowymi wadami przełyku, jak pokazano, przeszczep jest pokryty płatem tarczycy w celu stabilnego mocowania i zaopatrzenia naczyniowego w miejsce implantacji. Szczury, którym przeszczepiono przełyk, pozostają na poziomie 340 gramów do około dziewięciu dni po zabiegu, w którym to momencie zwierzęta gwałtownie tracą na wadze z różnych przyczyn, co prowadzi do śmierci do 15 dnia. Chociaż u większości szczurów rozwija się niedrożność przełyku spowodowana przez kule włosowe, ogólnie rzecz biorąc, nie ma poważnych dowodów na perforację, nieszczelność zespolenia z przetoką, nagromadzenie surowiczaka, tworzenie ropnia lub martwicę otaczających tkanek miękkich u żadnego zwierzęcia doświadczalnego.Ponowny nabłonek miejsca przeszczepu można potwierdzić barwieniem immunofluorescencyjnym na keratynę, a zregenerowaną warstwę kolagenu i włókna elastyny można wyraźnie zaobserwować za pomocą barwienia trichromowego Massona. O regeneracji warstwy mięśniowej przełyku świadczy również obfita neowaskularyzacja, oceniana za pomocą analizy immunohistochemicznej desminy. Powodzenie tej procedury opiera się na stabilnym utrzymaniu rurki T poprzez zamocowanie za szyją w celu zapewnienia odżywiania podczas rekonstrukcji przełyku.Aby przezwyciężyć wczesną śmiertelność typową dla tej procedury, po implantacji przełyku można zastosować technologię organoidów lub wczesnego unaczynienia, aby wspomóc funkcjonalną rekonstrukcję przełyku.

tissue-engineered-graft-for-circumferential-esophageal-reconstruction

Research

JoVE Journal

Bioengineering

Bioinżynieria

W niniejszej pracy opisujemy procedurę chirurgii serca mającą na celu implantację inżynierowanej tkanki w bruzdę przedsionkowo-komorową (AV) dorosłego szczura szczepu Lewis.

Implantacja inżynieryjnej tkanki w sercu szczura

Niniejszy artykuł oraz towarzyszący mu film przedstawiają nasz protokół generowania inżynierowanych tkankowo jelit u myszy, z wykorzystaniem podejścia polegającego na rozmieszczeniu jednostek organoidalnych na rusztowaniu.

Inżynieria tkankowa jelita w modelu mysim

W tym filmie pokazujemy przygotowanie bezkomórkowego rusztowania przełyku świni, z zachowaną jego biochemiczną architekturą i składem, do zastosowań w inżynierii tkankowej.

Bezkomórkowe przygotowanie rusztowania przełyku świni: technika generowania rusztowania bezkomórkowego z przełyku świni

Tutaj prezentujemy protokół do generowania przeszczepów naczyń krwionośnych z inżynierii tkankowej, które są funkcjonalne do szczepienia myszom poprzez podwójne wysiewanie częściowo indukowanych pluripotencjalnych komórek macierzystych (PiPSC) - pochodzących komórek mięśni gładkich i PiPSC - pochodzących komórek śródbłonka na bezkomórkowym bioreaktorze rusztowania naczyń krwionośnych.

Wytwarzanie i przeszczepianie naczyń krwionośnych metodą inżynierii tkankowej w modelu mysim

Ten manuskrypt opisuje produkcję, charakterystykę i potencjalne zastosowania konstruktu przełyku 3D wykonanego z normalnego pierwotnego ludzkiego fibroblastu przełyku i płaskonabłonkowych komórek nabłonkowych umieszczonych w pozbawionym komórek rusztowaniu wieprzowym. Wyniki wskazują na tworzenie się dojrzałego nabłonka warstwowego podobnego do normalnego ludzkiego przełyku.

Produkcja, charakterystyka i potencjalne zastosowania 3D modelu błony śluzowej przełyku dla człowieka opartego na inżynierii tkankowej

Do tej pory, grube ubytki tkanek są zazwyczaj rekonstruowane za pomocą autologicznych płatów tkankowych lub tkanek zmodyfikowanych. W niniejszym protokole przedstawiamy nową metodę inżynierii unaczynionego płata tkankowego z autologiczną szypułką, która ma służyć jako substytut płatów autologicznych.

Zaprojektowana unaczyniona płat mięśniowa

Tutaj prezentujemy zmodyfikowaną metodę elektroprzędzenia do wytwarzania przeszczepów naczyniowych PCL z grubymi włóknami i dużymi porami, oraz opisujemy protokół oceny wydajności in vivo w szczurzym modelu wymiany aorty brzusznej.

Implantacja elektroprzędzonych przeszczepów naczyniowych o zoptymalizowanej strukturze w modelu szczurzym

Zwężenie przeszczepu stanowi krytyczną przeszkodę w wymianie dróg oddechowych za pomocą inżynierii tkankowej. Aby zbadać mechanizmy komórkowe leżące u podstaw zwężenia, wykorzystujemy mysi model wymiany tchawicy za pomocą inżynierii tkankowej z wysiewanymi komórkami jednojądrzastymi szpiku kostnego (BM-MNC). Tutaj szczegółowo opisujemy nasz protokół, w tym produkcję rusztowań, izolację BM-MNC, siew przeszczepu i implantację.

Wysiew i implantacja biosyntetycznego przeszczepu tchawicy zmodyfikowanego tkankowo w modelu mysim

W obecnym protokole opracowano indukcję zwężenia cewki moczowej u szczurów Wistar, a następnie rekonstrukcję cewki moczowej za pomocą przeszczepu błony śluzowej policzkowej. Wykonano retrogradację cewki i laserową ocenę Dopplera, potwierdzając rekonstrukcję cewki moczowej (po utworzeniu zwężenia) oraz umieszczenie przeszczepu.

Indukcja zwężenia cewki moczowej, a następnie przeszczep cewki policzkowej w modelu szczura

Ta praca przedstawia zwierzęcy model zwłóknienia wywołanego przejściem śródbłonka do mezenchymalnego, obserwowanego w wrodzonych wadach serca, takich jak krytyczne zwężenie zastawki aortalnej lub zespół niedorozwoju lewego serca, co pozwala na szczegółową ocenę tkanki histologicznej, identyfikację regulacyjnych szlaków sygnałowych i testowanie opcji leczenia.

Noworodkowy heterotopowy model przeszczepu serca szczura do badania przejścia ze śródbłonka do mezenchymów

Protokół ten opisuje model przeszczepu jelita na szczurach z ileostomią w celu oceny w czasie interwencji lekowej w przypadku odrzucenia przeszczepu.

Model odrzucenia przeszczepu przeszczepu jelita szczura z zewnętrzną ileostomią do oceny rokowania podłużnego

Poznaj technikę przeszczepu inżynierii tkankowej przełyku u szczurów z wykorzystaniem dwuwarstwowego rusztowania nanofiberowego i mikroanastomozy naczyniowej. Ta metoda minimalizuje przeciekanie śliny i wspiera regenerację tkanek przełyku.

Przeszczep inżynierii tkankowej do obwodowej rekonstrukcji przełyku u szczurów

Przeglądaj więcej filmów