Name: Bezprzewodowa elektrofizjologiczna rejestracja neuronów przez ruchome tetrody u swobodnie pływających ryb (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2019-11-26T15:00:00.000+00:00
Duration: 10 min 14 s
Description: Poznaj bezprzewodową metodę rejestracji sygnałów neuronowych u swobodnie pływających ryb za pomocą tetrod i mikrodrive'u. To podejście umożliwia badanie mechanizmów neuronalnych podczas naturalnych zachowań.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Jesteśmy wdzięczni Nachumowi Ulanovsky'emu i członkom laboratorium Ulanovsky za wszelką pomoc. Ponadto jesteśmy wdzięczni firmie Tal Novoplansky-Tzur za pomocną pomoc techniczną. Wyrażamy wdzięczność za wsparcie finansowe ze strony programu THE ISRAEL SCIENCE FOUNDATION - FIRST (GRANT NR 281/15) oraz Helmsley Charitable Trust za pośrednictwem Inicjatywy Robotyki Rolniczej, Biologicznej i Kognitywnej Uniwersytetu Ben-Guriona w Negev.

Wszystkie procedury chirurgiczne muszą być zatwierdzone przez lokalne komisje etyczne ds. dobrostanu zwierząt (np. IACUC).
1. Budowa obudowy mikrodysku
<ol>
	<li>Aby skonstruować obudowę, należy przeciąć mosiężną płytkę o szerokości 1 mm na płytkę o wymiarach 19 mm x 29 mm x 1 mm za pomocą piły. Wytnij dwie szczeliny o średnicy 5,5 mm na każdym z dłuższych boków prostopadłych do krawędzi, tak aby każda szczelina była oddalona o 6,5 mm od wąskich boków (<silna klasa="xfig">Rysunek 2A).</li>
	<li>Za pomocą szczypiec zagnij obszar między szczelinami na dłuższych bokach do wewnątrz, a następnie złóż dolną część do środka, a górną stronę na zewnątrz, aby uzyskać obudowę (<silna klasa = "xfig" >Rysunek 2B,C).</li>
	<li>Za pomocą wiertła 3 mm wykonaj otwory na w obudowie microdrive. 
	nuta: Otwory te zostaną później wykorzystane do przymocowania obudowy do skrzynki rejestratora (<silna klasa="xfig">Rysunek 2D).</li>
	<li>boki obudowy.</li>
	<li>Używając drobnego okrągłego pilnika, wygeneruj małą półkolistą szczelinę o promieniu 1,5 mm w dolnej części obudowy (<silna klasa="xfig">Rysunek 2E). 
	nuta: Zostanie to później wykorzystane do włożenia rurki ze stali nierdzewnej do prowadzenia elektrod.</li>
	<li>Za pomocą wiertła o średnicy 1 mm wykonaj otwór w tylnej części obudowy dla tetrod (<silna klasa="xfig">Rysunek 2F). 
	nuta: Model 3D obudowy znajduje się w pliku Supplementary housing.stl.</li>
</ol>
2. Budowa Microdrive
<ol>
	<li>Za pomocą noża oderwij trzypinowy kawałek z jednorzędowego męskiego listwy nagłówka kołka (<silna klasa="xfig">Rysunek 1H). Za pomocą szczypiec wyciągnij środkowy kołek.</li>
	<li>Za pomocą noża przytnij pozostałe kołki na długość 10 mm (2 mm mniej niż długość). Inną możliwością jest użycie dłuższej (patrz krok 2.4).</li>
	<li>Wywierć otwór za pomocą wiertła #65 przez środkowy otwór na kołek. Wywierć gwint za pomocą gwintownika 00−99.</li>
	<li>Zamontuj mikronapęd i mosiężne płytki (7.5 mm x 2.5 mm x 0.6 mm, patrz Rysunek Uzupełniający 4) tak, aby mosiężne płytki stykały się ze stykami. Włóż (#00-90 okrągły, 12 mm, mosiądz) przez pierwszą mosiężną płytkę, a następnie przez gwint kołka głównego i drugą mosiężną płytkę. Na koniec umieść nakrętkę na i delikatnie dokręć zmontowany mikronapęd.</li>
	<li>kołki razem z mosiężnymi płytkami, a nakrętkę z końcówką.</li>
	<li>napęd microdrive do obudowy dysku microdrive w czterech punktach po bokach mosiężnych płytek napędu microdrive.</li>
	<li>Wytnij jedną rurkę ze stali nierdzewnej o długości 6 mm i średnicy wewnętrznej 1,5 mm, a drugą rurkę ze stali nierdzewnej o długości 3 mm i średnicy wewnętrznej 1,2 mm. Wypoleruj końce rurek, aby uniknąć ostrych końców.</li>
	<li>Przyklej rurkę o długości 6 mm do małej półokrągłej szczeliny w dolnej części obudowy microdrive za pomocą żywicy epoksydowej. Przyklej stal nierdzewną o długości 3 mm do listwy kołkowej, wyrównanej z rurką o długości 6 mm na obudowie.</li>
	<li>Wytnij dwa segmenty rurki silikonowej o długości 5 cm i średnicy 0,64 mm oraz jedną rurkę poliamidową o długości 5 cm i średnicy 0,250 mm.</li>
	<li>Włóż trzy rurki do dwóch rurek ze stali nierdzewnej. Przyklej rurki do rurki ze stali nierdzewnej przymocowanej do listwy kołkowej za pomocą kleju cyjanoakrylowego. Przykręć mikronapęd do końca i odetnij nadmiar rurki od góry i od dołu dwóch stalowych rur. 
	nuta: Mikronapęd wraz z obudową jest teraz gotowy do użycia (<silna klasa="xfig">Rysunek 1C).</li>
</ol>
3. Przygotowanie tablicy tetrodowej
<ol>
	<li>Aby wyprodukować implant z dwoma tetrodami z czterema elektrodami na każdej tetrodzie, przygotuj osiem drutów, każdy o długości 12 cm, izolowanych Formvar, z drutu wolframowego o średnicy 25 μm. 
	nuta: Ta sama konstrukcja może pomieścić cztery tetrody.</li>
	<li>Umieść uchwyt na 16-kanałową płytkę PCB interfejsu elektrody (EIB-16) (patrz Tabela materiałów) pod mikroskopem.</li>
	<li>Za pomocą pęsety z miękką końcówką i zapalniczki usuń powłokę z każdego z ośmiu drutów z jednej strony za pomocą płomienia. 
	nuta: Ma to na celu zapewnienie, że przewód zostanie później prawidłowo podłączony do złącza PCB.</li>
	<li>Wciśnij drut do jednego z otworów w EIB-16 powlekaną stroną w otworze. Umieść szpilkę i dociśnij ją szczypcami. Sprawdź połączenie, mierząc rezystancję między sworzniem a niepowlekaną stroną drutu. 
	nuta: Rezystancja jest rzędu kilkudziesięciu omów.</li>
	<li>Powtórz krok 3.4 ze wszystkimi ośmioma przewodami.</li>
	<li>Sklej ze sobą dwie grupy czterech przewodów za pomocą taśmy klejącej na końcu każdego drutu. 
	nuta: Każda grupa zostanie później sklejona razem, aby utworzyć tetrodę.</li>
	<li>Wytnij jeden kawałek drutu wolframowego o długości 12 cm i średnicy 50 μm. Podłącz go do jednego z połączeń EIB-16. 
	nuta: Drut ten będzie służył jako elektroda odniesienia.</li>
	<li>Wytnij dwa gołe srebrne druty o długości 12 cm i średnicy 75 μm, które posłużą jako podstawa dla rejestratora nagrywającego. dwa przewody do uziemienia w EIB-16.</li>
	<li>Przytrzymaj EIB-16 nad zmotoryzowanym urządzeniem obrotowym i umieść koniec taśmy klejącej jednej grupy czterech przewodów na zmotoryzowanym urządzeniu strojeniowym. Wykonaj 130 rund zgodnie z ruchem wskazówek zegara, a następnie 20 obrotów w kierunku przeciwnym do ruchu wskazówek zegara. Nałóż klej cyjanoakrylowy, aby pokryć tetrodę.</li>
	<li>Poczekaj, aż klej się utwardzi . Przetnij tetrodę blisko taśmy klejącej.</li>
	<li>Powtórz kroki 3.9 i 3.10 z drugą tetrodą. 
	nuta: W ten sposób powstaje gotowa tablica z dwoma tetrodami (<silna klasa="xfig">Rysunek 1D).</li>
</ol>
4. Montaż implantu
<ol>
	<li>Przykręć mikronapęd do końca.</li>
	<li>Za pomocą 1 x z okrągłym 3M Phillips przymocuj EIB-16 do płyty PVC.</li>
	<li>Za pomocą pęsety z miękkim końcem przeciągnij wszystkie tetrody i druty przez otwór z przodu pokrywy loggera.</li>
	<li>Za pomocą z płaskim Phillips 2 x 6M przymocuj płytę PCV do pokrywy skrzynki rejestratora. Utrzymuj złącze EIB-16 we właściwej orientacji, aby rejestrator można było zamontować na EIB-16. Upewnij się, że EIB-16 jest zamocowany na miejscu, aby uniknąć artefaktów ruchu w nagranym sygnale.</li>
	<li>Uszczelnij przewody do skrzynki za pomocą żywicy epoksydowej. Nakładaj jak najmniej, ponieważ pierwotne uszczelnienie zostanie wykonane później przez wulkanizację w temperaturze pokojowej (RTV).</li>
	<li>Przymocuj obudowę mikrodysku do pokrywy rejestratora za pomocą 2 mm.</li>
	<li>Przeciągnij tetrody i wszystkie przewody przez otwór z tyłu obudowy mikronapędu. Przeciągnij tetrody przez dwie silikonowe rurki w mikronapędzie. Przeciągnij drut wolframowy 50 μm przez rurkę poliimidową w mikronapędzie.</li>
	<li>Przyklej tetrody i druty do ich rurek, nakładając klej cyjanoakrylowy na górny koniec rurek, aby upewnić się, że ruch jest zgodny z mikronapędem. Przykręć mikronapęd do samej góry.</li>
	<li>Nałóż miękką ropę naftową (patrz Tabela materiałów) na odsłoniętą tetrodę i przewody wewnątrz obudowy mikronapędu, aby zapobiec ruchom.</li>
	<li>Wytnij dolne okienko szalki Petriego o wymiarach 12 mm x 14,5 mm za pomocą rozgrzanej żyletki. Przymocuj okienko z przodu obudowy mikrodysku za pomocą żywicy epoksydowej. Przewody uziemiające należy trzymać na zewnątrz okna.</li>
	<li>Nałóż powłokę RTV na odsłonięte tetrody i przewody między pokrywą rejestratora a obudową mikronapędu.</li>
	<li>Po utwardzeniu RTV zamknij pudełko z niewielkim ciężarkiem w środku i zanurz je w wodzie na noc, aby upewnić się, że nie ma wycieku wody do pudełka.</li>
	<li>Przytnij tetrody i drut odniesienia na żądaną długość za pomocą ostrych nożyczek.</li>
	<li>Przymocuj oznaczoną ekstrudowaną piankę polistyrenową (patrz Tabela materiałów) do pudełka. Dostosuj jego rozmiar, aby jego wyporność była zrównoważona po zanurzeniu w kąpieli wodnej.</li>
	<li>Zanurz końcówki tetrody w roztworze platynowej czerni i użyj prądu stałego (-0,2 μA), aby pokryć elektrody i ustawić impedancję elektrod zgodnie z potrzebami. Użyj wieloelektrodowego testera impedancji (patrz Tabela materiałów) do pomiarów powłoki i impedancji. 
	nuta: W paliuszu złotej rybki najlepsza jest wartość 40 kOhm. W zależności od zastosowania, impedancję elektrody można regulować, modyfikując powłokę w kolorze platynowej czerni10,11.</li>
</ol>
5. Preparat anestezjologiczny — 1% roztwór podstawowy MS-222
UWAGA: Przygotowanie znieczulenia obejmuje użycie sproszkowanego MS-222, czynnika rakotwórczego. W związku z tym kroki 5.2 i 5.3 należy wykonać w kapturze chemicznym w rękawicach.
<ol>
	<li>Dodaj 100 ml wody do probówki, która może zawierać więcej niż 100 ml.</li>
	<li>W kapturze chemicznym umieść jednorazową płytkę obciążeniową na wadze. Dodać 1 g proszku MS-222 za pomocą szpatułki, a następnie dodać proszek do probówki.</li>
	<li>Dobrze wstrząśnij probówką. 
	nuta: W postaci płynnej MS-222 może być używany na zewnątrz kaptura chemicznego w rękawiczkach, ale nie wymaga maski.</li>
	<li>Umieść jednorazową płytkę ważącą na wadze. Za pomocą szpatułki dodać 2 g wodorowęglanu sodu, a następnie dodać proszek do probówki. Dobrze wstrząśnij rurką.</li>
</ol>
6. Przygotowanie czaszki ryby
UWAGA: Na tym etapie ryba jest gotowa do operacji wszczepienia implantu. Przed zabiegiem upewnij się, że wszystkie elementy i materiały eksploatacyjne zostały wysterylizowane zgodnie z odpowiednimi procedurami. Na tym etapie potrzebny jest wyjęty z wody uchwyt na ryby w kształcie litery U. W tym protokole używany jest aluminiowy uchwyt, który pasuje do złotej rybki o długości 15 cm od głowy do ogona. System ten utrzymuje rybę z dala od wody, jednocześnie przenikając skrzela natlenioną wodą. Aby uzyskać szczegółowe informacje, zobacz Vinepinsky et al.8.
<ol>
	<li>Umieść rybę w 0,02% kąpieli wodnej MS-222 na 20 minut, aż ryba zaśnie.</li>
	<li>Używając sterylnych rękawiczek, wyjmij rybę z wody i umieść ją w uchwycie. 
	nuta: Natleniona woda perfundująca rybę zawiera MS-222 w stężeniu 0,02%, dzięki czemu ryba pozostaje znieczulona podczas operacji.</li>
	<li>Za pomocą sterylnej szpatułki nałóż pastę z lidokainą 5% na skórę powyżej wyznaczonego miejsca do zabiegu na 10 minut, a następnie usuń lidokainę. 
	nuta: Skonsultuj się z odpowiednim atlasem mózgu, aby celować w określony obszar mózgu.</li>
	<li>Za pomocą sterylnego skalpela z 15 ostrzami usuń skórę nad czaszką w okolicy implantu.</li>
	<li>Za pomocą wiertła dentystycznego z wiertłami 0,7 mm wywierć 4 otwory w czaszce. Włóż 1 mm (o długości 3 mm) do każdego otworu i nałóż klej cyjanoakrylowy na otwory tuż przed włożeniem.</li>
	<li>Za pomocą wypalacza zębów nałóż cement dentystyczny na i na obrzeża odsłoniętej czaszki.</li>
	<li>Za pomocą wiertła dentystycznego wykonaj otwór w czaszce o średnicy 5 mm nad interesującym obszarem mózgu. Usuń tkankę tłuszczową między czaszką a mózgiem i odsłoń docelowy obszar mózgu za pomocą cienkiej pęsety i miękkiej bibuły. Uważaj, aby nie uszkodzić dużych naczyń krwionośnych pod czaszką. 
	nuta: Pod koniec tego etapu ryba jest przygotowana do wszczepienia sondy. W tym miejscu opisano tylko główne kroki specyficzne dla tego protokołu. Niektóre procedury pooperacyjne (takie jak szczegółowa dokumentacja dotycząca zdrowia zwierzęcia oraz sterylizacja narzędzi i obszaru chirurgicznego) nie są prezentowane ani omawiane, ponieważ mają one zastosowanie do wszystkich operacji z udziałem ryb lub małych zwierząt.</li>
</ol>
7. Wszczepianie sondy
UWAGA: Aby zakończyć ostatni krok w protokole, potrzebny jest manipulator, który może utrzymać implant w miejscu podczas jego wprowadzania do mózgu.
<ol>
	<li>Użyj manipulatora, aby przytrzymać pokrywę skrzyni rejestratora z tetrodami skierowanymi w dół w kierunku mózgu ryby.</li>
	<li>Zegnij elektrodę referencyjną w taki sposób, aby gdy tetrody są opuszczane do mózgu, odniesienie pozostało na zewnątrz mózgu.</li>
	<li>Pokrój fusy tak, aby pasowały do czaszki. Opcjonalnie podłącz jeden przewód uziemiający do jednej ze czaszki.</li>
	<li>Obniż implant tak, aby elektrody zostały wprowadzone do mózgu, podczas gdy dolna część obudowy mikrodysku znajduje się w pobliżu czaszki.</li>
	<li>Rozpocznij mocowanie implantu do czaszki, nakładając niewielką ilość cementu dentystycznego między obudowę a najbliższą czaszki.</li>
	<li>Po utwardzeniu pierwszej części cementu dentystycznego nałóż cement dentystyczny i zamknij otwór nad czaszką i całą odsłoniętą czaszką. 
	nuta: Zwykle potrzeba kilku rund aplikacji cementu dentystycznego, aby pokryć całą odsłoniętą czaszkę.</li>
	<li>Zainstaluj rejestrator i baterię w pudełku i uszczelnij pudełko wszystkimi.</li>
	<li>Stosuj antybiotyki i miejscowe środki przeciwbólowe w zależności od rodzaju ryb użytych do eksperymentów.</li>
	<li>Przepłucz skrzela ryby świeżą wodą, aż ryba zacznie się budzić. Wyjmij rybę z uchwytu i umieść ją z powrotem w zbiorniku domowym. 
	nuta: Ryba jest w pełni wyleczona w ciągu 60 minut po zabiegu.</li>
	<li>Upewnij się, że ryba jest w stanie swobodnie pływać z implantem (<silna klasa="xfig">Rysunek 3, Dodatkowe wideo 1). W razie potrzeby dostosuj rozmiar ekstrudowanej pianki polistyrenowej nad skrzynką loggera, aby ryby mogły łatwo się zrównoważyć.</li>
</ol>

<ol><li>Jacobson, M., Gaze, R. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Types+of+visual+response+from+single+units+in+the+optic+tectum+and+optic+nerve+of+the+goldfish%5BTitle%5D)+AND+%22Quarterly+Journal+of+Experimental+Physiology+and+Cognate+Medical+Sciences%22%5BJournal%5D)">Types of visual response from single units in the optic tectum and optic nerve of the goldfish.</a> Quarterly Journal of Experimental Physiology and Cognate Medical Sciences. 49 (2), 199-209 (1964).</li>
<li>Ben-Tov, M., Donchin, O., Ben-Shahar, O., Segev, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Pop-out+in+visual+search+of+moving+targets+in+the+archer+fish%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Communications%22%5BJournal%5D)">Pop-out in visual search of moving targets in the archer fish.</a> Nature Communications. 6, 6476(2015).</li>
<li>Zottoli, S. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Correlation+of+the+startle+reflex+and+Mauthner+cell+auditory+responses+in+unrestrained+goldfish%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Experimental+Biology%22%5BJournal%5D)">Correlation of the startle reflex and Mauthner cell auditory responses in unrestrained goldfish.</a> Journal of Experimental Biology. 66 (1), 243-254 (1977).</li>
<li>Canfield, J. G., Rose, G. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Activation+of+Mauthner+neurons+during+prey+capture%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Comparative+Physiology+A%22%5BJournal%5D)">Activation of Mauthner neurons during prey capture.</a> Journal of Comparative Physiology A. 172 (5), 611-618 (1993).</li>
<li>Canfield, J. G., Mizumori, S. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Methods+for+chronic+neural+recording+in+the+telencephalon+of+freely+behaving+fish%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Neuroscience+Methods%22%5BJournal%5D)">Methods for chronic neural recording in the telencephalon of freely behaving fish.</a> Journal of Neuroscience Methods. 133 (1-2), 127-134 (2004).</li>
<li>Orger, M. B., de Polavieja, G. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Zebrafish+behavior%3A+opportunities+and+challenges%5BTitle%5D)+AND+%22Annual+Review+of+Neuroscience%22%5BJournal%5D)">Zebrafish behavior: opportunities and challenges.</a> Annual Review of Neuroscience. 40, 125-147 (2017).</li>
<li>Vanwalleghem, G. C., Ahrens, M. B., Scott, E. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Integrative+whole-brain+neuroscience+in+larval+zebrafish%5BTitle%5D)+AND+%22Current+Opinion+in+Neurobiology%22%5BJournal%5D)">Integrative whole-brain neuroscience in larval zebrafish.</a> Current Opinion in Neurobiology. 50, 136-145 (2018).</li>
<li>Vinepinsky, E., Donchin, O., Segev, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Wireless+electrophysiology+of+the+brain+of+freely+swimming+goldfish%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Neuroscience+Methods%22%5BJournal%5D)">Wireless electrophysiology of the brain of freely swimming goldfish.</a> Journal of Neuroscience Methods. 278, 76-86 (2017).</li>
<li>Vandecasteele, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Large-scale+recording+of+neurons+by+movable+silicon+probes+in+behaving+rodents%5BTitle%5D)+AND+%22JoVE+%28Journal+of+Visualized+Experiments%29%22%5BJournal%5D)">Large-scale recording of neurons by movable silicon probes in behaving rodents.</a> JoVE (Journal of Visualized Experiments). (61), e3568(2012).</li>
<li>Ferguson, J. E., Boldt, C., Redish, A. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Creating+low-impedance+tetrodes+by+electroplating+with+additives%5BTitle%5D)+AND+%22Sensors+and+Actuators+A%3A+Physical%22%5BJournal%5D)">Creating low-impedance tetrodes by electroplating with additives.</a> Sensors and Actuators A: Physical. 156 (2), 388-393 (2009).</li>
<li>Arcot Desai, S., Rolston, J. D., Guo, L., Potter, S. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Improving+impedance+of+implantable+microwire+multi-electrode+arrays+by+ultrasonic+electroplating+of+durable+platinum+black%5BTitle%5D)+AND+%22Frontiers+in+Neuroengineering%22%5BJournal%5D)">Improving impedance of implantable microwire multi-electrode arrays by ultrasonic electroplating of durable platinum black.</a> Frontiers in Neuroengineering. 3, 5(2010).</li>
<li>Lewicki, M. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+review+of+methods+for+spike+sorting%3A+the+detection+and+classification+of+neural+action+potentials%5BTitle%5D)+AND+%22Network%3A+Computation+in+Neural+Systems%22%5BJournal%5D)">A review of methods for spike sorting: the detection and classification of neural action potentials.</a> Network: Computation in Neural Systems. 9 (4), R53-R78 (1998).</li>
<li>Teixeira, F. B., Freitas, P., Pessoa, L. M., Campos, R. L., Ricardo, M. Evaluation of IEEE 802.11 underwater networks operating at 700 MHz, 2.4 GHz and 5 GHz. Proceedings of the 10th International Conference on Underwater Networks & Systems. , Arlington, VA. (2015).</li>
<li>Sendra, S., Lloret, J., Rodrigues, J. J., Aguiar, J. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Underwater+wireless+communications+in+freshwater+at+2.4+GHz%5BTitle%5D)+AND+%22IEEE+Communications+Letters%22%5BJournal%5D)">Underwater wireless communications in freshwater at 2.4 GHz.</a> IEEE Communications Letters. 17 (9), 1794-1797 (2013).</li>
<li>Lloret, J., Sendra, S., Ardid, M., Rodrigues, J. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Underwater+wireless+sensor+communications+in+the+2.4+GHz+ISM+frequency+band%5BTitle%5D)+AND+%22Sensors%22%5BJournal%5D)">Underwater wireless sensor communications in the 2.4 GHz ISM frequency band.</a> Sensors. 12 (4), 4237-4264 (2012).</li>
<li>Hoogerwerf, A. C., Wise, K. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+three-dimensional+microelectrode+array+for+chronic+neural+recording%5BTitle%5D)+AND+%22IEEE+Transactions+on+Biomedical+Engineering%22%5BJournal%5D)">A three-dimensional microelectrode array for chronic neural recording.</a> IEEE Transactions on Biomedical Engineering. 41 (12), 1136-1146 (1994).</li>
<li>Harris, K. D., Quiroga, R. Q., Freeman, J., Smith, S. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Improving+data+quality+in+neuronal+population+recordings%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Neuroscience%22%5BJournal%5D)">Improving data quality in neuronal population recordings.</a> Nature Neuroscience. 19 (9), 1165(2016).</li>
</ol>

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Protokół ten szczegółowo opisuje kroki związane z wszczepieniem tetrody do kresomózgowia swobodnie pływającej złotej rybki. Technika ta wykorzystuje rejestrator neuronowy, który wzmacnia i rejestruje sygnały uzyskane z maksymalnie 16 kanałów, wraz z mikronapędem, który może dostosować pozycję tetrody w mózgu. Mikronapęd umożliwia regulację pozycji w mózgu w celu optymalizacji zapisu.
Protokół ten może być łatwo zmodyfikowany w celu rejestracji z innych obszarów mózgu (patrz Vinepinsky et <sup ...

Ryby to największa i najbardziej zróżnicowana grupa kręgowców, i podobnie jak inne kręgowce wykazują złożone zdolności poznawcze, takie jak nawigacja, kontakty towarzyskie, spanie, polowanie itp. Niemniej jednak mechanizmy neuronalne rządzące zachowaniem ryb pozostają w większości nieznane.
W ciągu ostatnich kilku dekad, nagrania zewnątrzkomórkowe od unieruchomionych ryb były przede wszystkim wykorzystywane do badania różnych aspektów neuronalnych podstaw zachowania1,2. Chociaż technika ta jest odpowiednia dla niektórych systemów sensorycznych, badanie pełnego spektrum neuronalnych podstaw zachowania jest trudne, jeśli nie niemożliwe u zwierząt unieruchomionych. Pierwsze postępy polegały na rejestrowaniu z komórek Mauthnera ryb pływających na uwięzi3,4. Jednak ogniwa Mauthnera są nieproporcjonalnie duże, a zarejestrowane amplitudy potencjału czynnościowego, które mogą sięgać nawet kilku mV, ułatwiają rejestrację. Później Canfield i in. opisali dowód słuszności koncepcji polegający na użyciu zwierzęcia na uwięzi do nagrywania z kresomózgowia ryb5. Inną niedawną techniką rejestrowania aktywności neuronalnej ryb jest obrazowanie wapnia (zobacz recenzje Orgera i de Polavieja6 oraz Vanwalleghem et al.7). Technika ta została opracowana do stosowania z larwami danio pręgowanego, ponieważ skóra i czaszka są przezroczyste w stadium larwalnym. Jednak ta technika nie może być używana do badania złożonych zachowań na późniejszych etapach rozwoju.
Tutaj prezentujemy nowatorską technikę rejestrowania zewnątrzkomórkowej aktywności neuronalnej z mózgów swobodnie pływających ryb. Jest to zmodyfikowana wersja protokołu opisanego w Vinepinsky et al.8. Główną innowacją jest dodanie mikronapędu, który umożliwia kontrolę położenia elektrod po operacji. Technika ta jest przeznaczona do nagrywania z kresomózgowia złotej rybki za pomocą zestawu tetrod, które są połączone z rejestratorem danych neuronowych za pomocą mikronapędu. Cały zestaw jest bezprzewodowy i zakotwiczony w czaszce ryby. Ciężar właściwy systemu jest wyrównywany z ciężarem właściwym dla wody poprzez dodanie małego pływaka, który pozwala rybom swobodnie pływać.
Technika opiera się na użyciu rejestratora danych neuronowych, który wzmacnia, digitalizuje i przechowuje sygnał w urządzeniu pamięci pokładowej. System telemetrii rejestratora służy do uruchamiania i zatrzymywania nagrań oraz do synchronizacji z kamerą wideo. W tym protokole używany jest 16-kanałowy rejestrator neuronowy, osadzony w wodoodpornej obudowie wraz z mikronapędem.
Zespół mikronapędu składa się z dwóch głównych komponentów: samego mikronapędu i obudowy mikrodysku (Rysunek 1A,B). W obudowie znajduje się mikronapęd i tetrody, a także działa jako kotwica między czaszką a skrzynką rejestratora (rysunek 1C). Skrzynka rejestratora z PVC jest wytwarzana w procesie maszynowym i jest uszczelniana za pomocą pierścienia uszczelniającego o przekroju okrągłym (Rysunek 1E-G, patrz również Rysunek uzupełniający 1, Rysunek uzupełniający 2 i Rysunek uzupełniający 3 dla trójwymiarowego schematu [3D]). Na jednym końcu do skrzyni loggera przymocowany jest kawałek pianki polistyrenowej, aby skompensować ciężar implantu i zapewnić rybie implant neutralny pod względem pływalności. Konstrukcja mikronapędu opisana w protokole jest zgodna z procedurą przedstawioną przez Vandecasteele et al.9 z modyfikacją polegającą na przymocowaniu mikrodysku do obudowy (Rysunek 1A). Przedstawione są wszystkie główne kroki.
Procedura opisana w protokole przygotowania czaszki ryby jest podobna do tej przedstawionej w Vinepinsky et al.8 i jest krótko opisana w protokole. Jednego dnia po operacji ryby są zwykle w pełni wyleczone po znieczuleniu i są gotowe do eksperymentów behawioralnych. Zwróć uwagę, że położenie tetrody można regulować, obracając microdrive. Śruba ma rozstaw 300 μm na pełny obrót, przy czym zalecany jest postęp 75 μm, aż do osiągnięcia docelowej lokalizacji mózgu. Należy zapoznać się z odpowiednim atlasem mózgu, aby skupić się na konkretnym obszarze mózgu będącym przedmiotem zainteresowania. Zaleca się testowanie impedancji elektrody za każdym razem, gdy ryba jest znieczulana w celu wymiany baterii lub karty pamięci.

<table><tbody><tr>Wiertła <td></td><td></td><td>okrągłe 0,7 mm</td><td>Kompatybilne z wiertarką.</td></tr><tr><td>15-ostrzowy skalpel</td><td>Sigma-Aldrich</td><td></td><td></td></tr><tr><td>16-kanałowa płytka PCB</td><td>Neurlynx</td><td>EIB-16</td><td></td></tr><tr><td>1x3M z</td><td></td><td></td> płaskim krzyżakowym <td>Stal nierdzewna. Dowolny typ.</td></tr><tr><td></td><td></td><td>z okrągłym krzyżakowym 1x3M</td><td>ze stali nierdzewnej. Dowolny typ.</td></tr><tr>Płyta <td></td><td></td><td>mosiężna 27 cm x 19 cm x 1 mm</td><td>Zobacz rysunek 2</td></tr><tr><td>z płaskim krzyżakowym</td><td></td><td></td> 2x6M <td>ze stali nierdzewnej. Dowolny typ.</td></tr><tr><td>3140 Powłoka RTV</td><td>Dow Crowning</td><td>2767996</td><td></td></tr><tr><td>75 &micro; m Drut srebrny</td><td>A-M Systems</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Mosiężne maszynowe #00-90</td><td></td><td>947-1006</td><td></td></tr><tr><td>Płytki mosiężne 7,5 mm x 2,5 mm x 0,6 mm</td><td></td><td></td><td>Dostarczony jest rysunek 3D. Patrz uzupełnienie 1</td></tr><tr><td>Powlekany drut wolframowy 25&micro; m</td><td>Kalifornijska firma zajmująca się drutem cienkim 5000160</td><td></td><td>W zależności od zastosowania, tetrody mogą być wykonane z dowolnego rodzaju drutu. Popularnymi drutami są druty nikromowe, które można znaleźć o mniejszych średnicach (np. Systemy AM, 762000)</td></tr><tr><td>Drut wolframowy powlekany 50 &micro; m</td><td>A-M Systems</td><td>795500</td><td>Można zastąpić dowolnym innym drutem o niskiej impedancji</td></tr><tr><td>Klej</td><td></td><td></td><td></td>cyjanoakrylowy</tr><tr><td>Dental Burnisher</td><td>ComDent UK</td><td></td><td>Wystarczy każde małe sterylne narzędzie ze stali nierdzewnej.</td></tr><tr><td>Cement dentystyczny - GCFujiPLUS</td><td>GC</td><td>431011</td><td>Inne cementy dentystyczne prawdopodobnie również by się sprawdziły, chociaż nigdy nie próbowaliśmy żadnego innego.</td></tr><tr><td>Wiertło dentystyczne lub wiertło</td><td></td><td></td> do paznokci <td>Wiertła dentystyczne są drogie, wiertło do paznokci może być tanim zamiennikiem.</td></tr><tr><td>Wiertło #65</td><td></td><td>947-65</td><td></td></tr><tr><td>Szybkoutwardzalna żywica epoksydowa</td><td></td><td></td><td>Można tu użyć dowolnej 5-minutowej żywicy epoksydowej.</td></tr><tr><td>Skrzynka rejestratora z uszczelką</td><td></td><td></td> O-ring <td>Dostarczany jest rysunek 3D. Patrz uzupełnienie 1-3. Pudełko powinno być wyprodukowane maszynowo (nie używaj drukarek 3D). Użyj przezroczystego materiału, aby móc zobaczyć diody LED sygnalizujące na rejestratorze.</td></tr><tr><td>Zmotoryzowane urządzenie</td><td></td><td></td> tokarskie <td>wykonane na zamówienie zgodnie z opisem na stronie internetowej "open ephys". Można go również zakupić od neurolynx ("Tetrode Spinner 2.0") lub w inny sposób.</td></tr><tr><td>Mouselog-16 Rejestrator neuronowy</td><td>Deuteron Technologies Ltd</td><td></td><td>Na rynku dostępnych jest kilka rejestratorów neuronowych, w tym: SpikeGadget (UH32 32 kanały) oraz Neurologger 2/2A/2B Aleksieja Wyssockiego. Należy zauważyć, że waga nie jest głównym ograniczeniem, ponieważ można ją zrównoważyć pływającym styropianem</td></tr><tr><td>MS-222</td><td>Sigma Aldrich</td><td>E10521</td><td>Ethtl 3-aminobenzoesan metanosulfonianu 98%</td></tr> <tr><td>Nano-Z posiewanie</td><td>White Matter LLC</td><td></td><td>Nano-Z można kupić w kilku dostawcach. Można zastosować dowolny miernik impedancji, np. IMP-1 / 6662 / 2788, BAK Electronics.</td></tr><tr><td>Piny do PCB</td><td>Neurlynx</td><td>Neuralynx EIB Piny</td><td></td></tr><tr><td>Rurki polimidowe 250 &micro; m</td><td>A-M Systems</td><td>822000</td><td></td></tr><tr><td>Akumulator</td><td></td><td></td><td>3.7 Akumulator Lipo, 370 mAh. Mieści około 6 godzin nagrywania. Mniejsze lub większe baterie mogą być używane w celu zmniejszenia wagi lub wydłużenia czasu nagrywania.</td></tr><tr><td>Rurka silikonowa 0,64 mm</td><td>A-M Systems</td><td>806100</td><td></td></tr><tr><td>Stal nierdzewna 1,5 mm</td><td>A-M Systems</td><td>846000</td><td></td></tr><tr><td>Sudium Bicarbonate</td><td>Sigma Aldrich</td><td>S9625</td><td></td></tr><tr><td>Tap #00-90</td><td></td><td>947-1301</td><td></td></tr><tr><td>Wazelina</td><td></td><td></td><td>Można tu zastosować każdy rodzaj miękkiego środka do ochrony skóry z ropy naftowej.</td></tr></tbody></table>

bezprzewodowa elektrofizjologiczna rejestracja neuronów przez ruchome tetrody u swobodnie pływających ryb

Wireless Electrophysiological Recording of Neurons by Movable Tetrodes in Freely Swimming Fish

Mechanizmy neuronalne rządzące zachowaniem ryb pozostają w większości nieznane, chociaż ryby stanowią większość wszystkich kręgowców. Możliwość rejestrowania aktywności mózgu swobodnie poruszających się ryb znacznie przyczyniłaby się do postępu w badaniach nad neuronalnymi podstawami zachowania ryb. Co więcej, precyzyjna kontrola miejsca zapisu w mózgu ma kluczowe znaczenie dla badania skoordynowanej aktywności neuronalnej w różnych regionach mózgu ryb. Tutaj przedstawiamy technikę, która nagrywa bezprzewodowo z mózgu swobodnie pływających ryb, jednocześnie kontrolując głębokość miejsca nagrywania. System oparty jest na rejestratorze neuronowym powiązanym z nowatorskim implantem kompatybilnym z wodą, który może dostosować lokalizację nagrywania za pomocą tetrod sterowanych przez mikronapęd. Możliwości systemu obrazują nagrania z kresomózgowia złotej rybki.

Podczas sesji rejestracyjnej złota rybka pływała swobodnie w kwadratowym zbiorniku z wodą, podczas gdy rejestrowana była aktywność neuronalna w jej telencefalonie. Celem tych eksperymentów było zbadanie, w jaki sposób aktywność neuronalna pojedynczych komórek determinuje zachowanie ryby. Aby to osiągnąć, w zarejestrowanych danych należało zidentyfikować aktywność impulsową (spiking activity). Aktywność mózgu podczas rejestracji była digitalizowana z częstotliwością 31 250 Hz i filtrowana ...

Prezentowana jest nowatorska technika bezprzewodowa do rejestrowania zewnątrzkomórkowych sygnałów nerwowych z mózgu swobodnie pływających złotych rybek. Urządzenie rejestrujące składa się z dwóch tetrod, mikronapędu, rejestratora danych neuronowych i wodoodpornej obudowy. Wszystkie części są wykonywane na zamówienie, z wyjątkiem rejestratora danych i jego złącza.

Bezprzewodowa elektrofizjologiczna rejestracja neuronów przez ruchome tetrody u swobodnie pływających ryb

The neural mechanisms governing fish behavior remain mostly unknown, although fish constitute the majority of all vertebrates. The ability to record brain ...

Opracowaliśmy nowatorską metodę rejestrowania zewnątrzkomórkowego sygnału neuronalnego z mózgu swobodnie pływających ryb. Otwiera to drzwi do badania mechanizmów neuronalnych w zachowaniu ryb pod koniec dnia. Ta metoda jest ważna i wodoodporna, a zatem umożliwia nagrywanie, gdy ryby swobodnie pływają w zbiorniku wodnym.Dodatkowo miejsce nagrywania może być kontrolowane przez wbudowany napęd micro drive. Tal Zoor-Novoplansky, nasz technik laboratoryjny, pomoże mi zademonstrować tę procedurę. Do budowy obudowy należy użyć mosiężnej płytki o wymiarach 19 milimetrów na 29 milimetrów na jeden milimetr.Z dwoma 5,5 milimetrowymi szczelinami na dłuższych bokach, prostopadłymi do krawędzi. Szczeliny powinny znajdować się w odległości 6,5 milimetra od wąskiego boku. Za pomocą szczypiec złóż obszar między szczelinami na dłuższych bokach do wewnątrz.Następnie złóż dolną część do środka, a górną stronę na zewnątrz, aby uzyskać obudowę. Następnie za pomocą trzymilimetrowego wiertła koperkowego wykonaj otwory w obudowie mikronapędu na i boki obudowy. Użyj cienkiego okrągłego pilnika, aby utworzyć małą półokrągłą szczelinę w dolnej części obudowy o promieniu 1,5 milimetra.Za pomocą wiertła o długości jednego milimetra wykonaj otwór w tylnej części obudowy na tetrody. Najpierw użyj noża, aby odłamać trzypinowy kawałek z jednorzędowego męskiego paska nagłówka kołka. Za pomocą szczypiec wyciągnij środkowy kołek.Następnie za pomocą noża przyciąć pozostałe szpilki do długości 10 milimetrów. Użyj wiertła numer 65, aby wywiercić otwór w środkowym otworze na kołek i użyj gwintownika z podwójnym zerem 99, aby wywiercić gwint. Zamontuj mikronapęd i mosiężne płytki.Włóż przez pierwszą mosiężną płytkę, przez gwint kołka głównego, a następnie przez drugą mosiężną płytkę. Na koniec umieść nakrętkę na i delikatnie dokręć zmontowany mikronapęd. kołki razem z mosiężnymi płytkami i nakrętkę razem z końcówką.Następnie mikronapęd do obudowy mikrodysku w czterech punktach po bokach mosiężnych płytek mikronapędu. Za pomocą kleju epoksydowego przyklej sześciomilimetrową rurkę ze stali nierdzewnej do małej półokrągłej szczeliny w dolnej części obudowy mikronapędu. Przyklej rurkę ze stali nierdzewnej o długości trzech milimetrów do główki sworznia, tak aby była wyrównana z rurką o długości sześciu milimetrów na obudowie.Włóż przygotowane rurki silikonowe i poliimidowe do dwóch rurek ze stali nierdzewnej i użyj kleju cyjanoakrylowego, aby przykleić je do rurki ze stali nierdzewnej przymocowanej do listwy kołkowej. Następnie przykręć mikronapęd do końca i odetnij nadmiar rurki od góry i od dołu dwóch stalowych rur. Następnie przytnij dwa gołe srebrne druty o średnicy 75 mikrometrów na długość 12 centymetrów i je zarówno do połączenia uziemiającego w płytce interfejsu elektrody, jak i do wszystkich nieużywanych kanałów.Wciśnij jeden z przygotowanych drutów wolframowych do jednego z otworów 16-kanałowej płytki interfejsu elektrody. Umieść szpilkę w otworze i dociśnij ją szczypcami. Zmierz rezystancję między stykiem a niekodowaną stroną przewodu, aby sprawdzić połączenie.Powtórz ten proces dla wszystkich przygotowanych drutów, w tym jednego drutu o długości 50 mikrometrów dla elektrody referencyjnej. Następnie zgrupuj druty elektrody w dwie grupy po cztery druty każda i sklej je ze sobą za pomocą taśmy klejącej na końcu każdego drutu, pozostawiając drut odniesienia w spokoju. Przytrzymaj płytkę interfejsu elektrody nad zmotoryzowanym urządzeniem obrotowym i umieść koniec taśmy klejącej z jednej grupy czterech przewodów na urządzeniu.Wykonaj 130 rund zgodnie z ruchem wskazówek zegara, a następnie 20 obrotów w kierunku przeciwnym do ruchu wskazówek zegara. Następnie nałóż klej cyjanoakrylowy, aby pokryć tetrodę. Po utwardzeniu kleju przeciąć tetrodę blisko taśmy klejącej.Powtórz ten proces obracania, klejenia i cięcia do drugiej tetrody. Najpierw przymocuj obudowę mikrodysku do skrzynki rejestratora za pomocą dwóch milimetrowych. Przeciągnij tetrody i elektrodę odniesienia przez otwór z tyłu obudowy mikronapędu.Przeciągnij tetrody przez dwie silikonowe rurki i przeciągnij drut wolframowy o grubości 50 mikrometrów przez rurkę poliimidową. Przykręć mikro nurkowanie do końca i nałóż klej cyjanoakrylowy na górną część rurek, aby przykleić tetrody i druty do ich rurek i upewnić się, że ruch jest zgodny z mikronapędem. Przykręć mikronapęd do samej góry.Nałóż miękką ropę naftową na odsłoniętą tetrodę i przewody wewnątrz obudowy mikronapędu, aby zapobiec ruchowi. Przymocuj wstępnie wycięte dolne okno szalki Petriego z przodu obudowy mikrodysku za pomocą żywicy epoksydowej, upewniając się, że przewody uziemiające znajdują się na zewnątrz okna. Następnie nałóż powłokę wulkanizacyjną w temperaturze pokojowej na odsłonięte tetrody i przewody między pokrywą rejestratora a obudową mikronapędu.Użyj ostrych nożyczek, aby przyciąć tetrody i drut odniesienia do żądanej długości. Następnie przymocuj zaznaczoną, wydzielającą się piankę polistyrenową do pudełka. Dostosuj jego rozmiar tak, aby jego wyporność była zrównoważona po zanurzeniu w kąpieli wodnej.Po znieczuleniu ryby wyjmij rybę z wody i umieść ją w uchwycie. Użyj sterylnej szpatułki, aby nałożyć pięcioprocentową pastę lidokainy na skórę powyżej wyznaczonego miejsca operacji przez 10 minut. Następnie usuń lidokainę.Użyj sterylnego skalpela z ostrzem numer 15, aby usunąć skórę nad czaszką w obszarze przeznaczonym dla implantu. Następnie użyj wiertła dentystycznego z wiertłami o średnicy 0,7 milimetra, aby wywiercić cztery otwory w czaszce. Nałóż klej cyjanoakrylowy na jeden z otworów i natychmiast włóż o długości jednego milimetra.Powtórz ten proces dla pozostałych wywierconych otworów. Następnie użyj wypalarki do zębów, aby nałożyć cement dentystyczny na i na obrzeża odsłoniętej czaszki. Za pomocą wiertła dentystycznego wykonaj otwór o średnicy pięciu milimetrów nad interesującym Cię obszarem mózgu.Użyj cienkiej pęsety i miękkiej bibuły, aby usunąć tkankę tłuszczową między czaszką a mózgiem i odsłonić obszar mózgu, uważając, aby nie uszkodzić dużych naczyń krwionośnych pod czaszką. Najpierw opuść implant tak, aby elektrody zostały wprowadzone do mózgu, podczas gdy dolna część obudowy mikrodysku znajduje się w pobliżu czaszki. Rozpocznij mocowanie implantu do czaszki, nakładając niewielką ilość cementu dentystycznego między obudowę a najbliższą czaszki.Po utwardzeniu pierwszej części cementu dentystycznego nałóż dodatkowy cement dentystyczny i zamknij otwór nad czaszką i całą odsłoniętą czaszkę. Po przepłukaniu skrzeli ryby świeżą wodą, aby ją obudzić, wyjmij rybę z uchwytu i umieść ją z powrotem w zbiorniku domowym. Upewnij się, że ryba jest w stanie swobodnie pływać z implantem.Celem tych eksperymentów jest zbadanie, w jaki sposób aktywność neuronalna pojedynczych komórek koduje zachowanie ryb. Aby to osiągnąć, do kresomózgowia swobodnie pływającej złotej rybki wszczepia się matrycę tetrodową, która pozwala na rejestrację aktywności neuronalnej. Aktywność mózgu podczas rejestrowania jest digitalizowana z częstotliwością 31 250 Hz i filtrowana przez rejestrator danych z częstotliwością górnoprzepustową do 300 Hz.Następnie w trybie offline do sygnałów stosowany jest filtr przejścia zakazu, a wstępnie posortowane surowe dane są rozdzielane na kanał każdej tetrody i kanał odniesienia. Kolejne popularne algorytmy sortowania szczytów są używane do charakteryzowania aktywności pojedynczej komórki. Najpierw każdy kanał jest ręcznie filtrowany według minimalnego progu amplitudy skoku.Kolce, które pojawiły się w więcej niż jednej tetrodzie lub w kanale referencyjnym, są również filtrowane. Wykryte skoki są następnie ręcznie grupowane i filtrowane według kształtu, długości, interwału między spajkami i analizy głównych składowych. Ważne jest, aby przed zabiegiem sprawdzić integralność implantu.Tetrodę można sprawdzić za pomocą standardowego miernika impedancji, a skrzynkę należy sprawdzić pod wodą pod wodą. Ta metoda może być zmodyfikowana tak, aby działała z wieloma zwierzętami wodnymi, o ile są wystarczająco duże, aby utrzymać system. Pozwala to na zbadanie mechanizmu neuronalnego, który leży u podstaw ich zachowania.

wireless-electrophysiological-recording-neurons-movable-tetrodes

Research

JoVE Journal

Neuroscience

Neuronauka

W niniejszym protokole demonstrujemy sposób wykonania i kondycjonowania tetrod do zastosowania w macierzy mikro-napędów, która została zaprojektowana do chronicznych rejestracji elektrofizjologicznych u szczurów. Dodatkowo przedstawiamy końcowe etapy konstrukcji macierzy mikro-napędów, obejmujące instalację przewodów uziemiających oraz stożka ochronnego.

Macierz mikronapędów do chronicznych pomiarów in vivo: montaż tetrod

Opisane zostaną zewnątrzkomórkowe rejestracje aktywności neuronalnej z wykorzystaniem sond krzemowych u znieczulonego szczura. Technika ta pozwala na pozyskiwanie informacji z wielu obszarów mózgu od ponad 100 neuronów jednocześnie. Dostarcza ona informacji z rozdzielczością pojedynczych komórek na temat dynamiki zespołów neuronalnych w wielu obwodach lokalnych.

Rejestracja wielkoskalowych zespołów neuronalnych za pomocą sond krzemowych u znieczulonego szczura

Opisana jest prosta metoda rejestrowania potencjałów pola zewnątrzkomórkowego w przodomózgowiu larwy danio pręgowanego. Metoda ta zapewnia solidny odczyt in vivo aktywności podobnej do napadowej. Technika ta może być stosowana w przypadku genetycznie zmodyfikowanych larw danio pręgowanego będących nosicielami genów związanych z padaczką lub napadów wywołanych podawaniem leków przeciwdrgawkowych.

Zapis elektrofizjologiczny przodomózgowia u larw danio pręgowanego

W tym filmie pokażemy, jak rejestrować aktywność elektryczną z zidentyfikowanych pojedynczych neuronów w całym preparacie mózgu, który zachowuje złożone obwody neuronowe. Używamy transgenicznych ryb, u których neurony hormonu uwalniającego gonadotropiny (GnRH) są genetycznie znakowane białkiem fluorescencyjnym w celu identyfikacji w nienaruszonym preparacie mózgu.

Rejestrowanie aktywności elektrycznej ze zidentyfikowanych neuronów w nienaruszonym mózgu ryb transgenicznych

Opisujemy zestaw technik do badania spontanicznego zachowania swobodnie pływających ryb o słabo elektrycznym okresie czasu, poprzez synchroniczny pomiar czasu wyładowania elektrycznego zwierzęcia, pozycji ciała i postawy zarówno dokładnie, jak i niezawodnie w specjalnie zaprojektowanym zbiorniku akwariowym wewnątrz sensorycznej komory izolacyjnej.

Długoterminowe śledzenie behawioralne swobodnie pływających ryb o słabym natężeniu elektryczności

Ten artykuł opisuje, jak dorosły danio pręgowany może zostać unieruchomiony, zaintubowany i wykorzystany do eksperymentów elektrofizjologicznych in vivo, aby umożliwić rejestrację i manipulację aktywnością neuronalną u nienaruszonego zwierzęcia.

Zapis elektrofizjologiczny w mózgu nienaruszonego dorosłego danio pręgowanego

Uczenie się nowych powiązań bodziec-reakcja angażuje szeroki zakres procesów neuronalnych, które ostatecznie znajdują odzwierciedlenie w zmianie wydajności skoków poszczególnych neuronów. Tutaj opisujemy protokół behawioralny pozwalający na ciągłą rejestrację aktywności pojedynczego neuronu, podczas gdy zwierzęta nabywają, wygaszają i ponownie nabywają warunkową reakcję w ciągu jednej sesji eksperymentalnej.

Rejestrowanie potencjałów czynnościowych pojedynczych neuronów od swobodnie poruszających się gołębi na trzech etapach uczenia się

Wcześniej opracowaliśmy technikę wszczepiania drutów tetrodowych do centralnego kompleksu mózgów karaluchów, która pozwala nam monitorować aktywność w poszczególnych jednostkach karaluchów na uwięzi. Tutaj prezentujemy zmodyfikowaną wersję tej techniki, która pozwala nam również rejestrować aktywność mózgu u swobodnie poruszających się owadów.

Zewnątrzkomórkowy zapis tetrody drutowej w mózgu swobodnie chodzących owadów

Wprowadzono bezprzewodowy, dwukierunkowy system do wielokanałowych zapisów neuronowych i stymulacji u swobodnie zachowujących się szczurów. System jest lekki i kompaktowy, dzięki czemu ma minimalny wpływ na repertuar behawioralny zwierzęcia. Co więcej, ten dwukierunkowy system zapewnia wyrafinowane narzędzie do oceny związków przyczynowo-skutkowych między wzorcami aktywacji mózgu a zachowaniem.

Bezprzewodowy, dwukierunkowy interfejs do rejestrowania in vivo i stymulacji aktywności neuronalnej u swobodnie zachowujących się szczurów

Ten protokół opisuje budowę hybrydowego układu mikronapędów, który umożliwia wszczepienie dziewięciu niezależnie regulowanych tetrod i jednej regulowanej sondy opto-krzemowej w dwóch obszarach mózgu u swobodnie poruszających się myszy. Zademonstrowano również metodę bezpiecznego odzyskiwania i ponownego wykorzystania sondy optokrzemowej do wielu celów.

Hybrydowy system mikronapędowy z odzyskiwalną sondą optokrzemową i tetrodą do nagrywania w dwóch lokalizacjach o wysokiej gęstości w swobodnie poruszających się myszach

Tutaj przedstawiamy lekki, opłacalny system implantacji sond dla przewlekłej elektrofizjologii u gryzoni, zoptymalizowany pod kątem łatwości użycia, odzyskiwania sondy, wszechstronności eksperymentalnej oraz zgodności z zachowaniem.

Implant DREAM: lekki, modułowy i opłacalny system implantów do przewlekłej elektrofizjologii u myszy zamocowanych na głowie i swobodnie zachowujących się

Poznaj bezprzewodową metodę rejestracji sygnałów neuronowych u swobodnie pływających ryb za pomocą tetrod i mikrodrive'u. To podejście umożliwia badanie mechanizmów neuronalnych podczas naturalnych zachowań.

Bezprzewodowa elektrofizjologiczna rejestracja neuronów przez ruchome tetrody u swobodnie pływających ryb

Przeglądaj więcej filmów