Name: Protokoły biodruku 3D biotuszy na bazie żelatyny i hydrożelu metakryloylowego (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2019-12-21T13:00:00.000+00:00
Duration: 10 min 25 s
Description: Poznaj strategie druku 3D biotuszy na bazie żelatyny metakryloylowej (GelMA) dla zastosowań biomedycznych. Metoda umożliwia tworzenie struktur do terapii uszkodzeń narządów.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Ta praca była sponsorowana przez Narodowy Kluczowy Program Badawczo-Rozwojowy Chin (2018YFA0703000), Narodową Fundację Nauk o Przyrodzie Chin (nr U1609207, 81827804), Fundusz Naukowy dla Kreatywnych Grup Badawczych Narodowej Fundacji Nauk Przyrodniczych Chin (nr 51821093).

1. Hodowla komórek
<ol>
	<li>Przygotuj zmodyfikowaną pożywkę Eagle (DMEM) firmy Dulbecco, uzupełnioną 10% płodową surowicą bydlęcą (FBS) i 1% penicyliną/streptomycyną, używaną do hodowli linii ludzkich komórek raka piersi (MDA-MB-231) i linii ludzkich komórek śródbłonka żyły pępowinowej (HUVEC).</li>
	<li>Przygotuj DMEM z L-glutaminą (DMEM/F-12), uzupełnioną 10% FBS i 1% penicyliny/streptomycyny, używaną do hodowli linii mezenchymalnych komórek macierzystych szpiku kostnego (BMSC).</li>
	<li>Ustawić środowisko hodowli na 37 °C i 5 % CO2 . Hodowla MDA-MB-231, HUVEC i BMSC i przejście komórek w stosunku 1:2 po osiągnięciu 90% zbiegu.</li>
</ol>
2. Wytwarzanie mikrosfer GelMA
<ol>
	<li>Wydrukuj urządzenie jako Rysunek 1A z kwasem polimlekowym (PLA) na drukarce do modelowania osadzania topionego (FDM). Umieść dwie metalowe elektrody pierścieniowe w oprawie.</li>
	<li>Połącz dwie metalowe elektrody pierścieniowe odpowiednio z biegunami uziemiającymi i dodatnimi. Umieść metalową płytkę podłączoną do wysokiego napięcia poniżej elektrody pierścieniowej i umieść szalkę Petriego z olejem silikonowym na metalowej płytce jako odbiornik kropel.</li>
	<li>Rozpuścić liofilizowany GelMA (5% w/v) i fenylo-2,4,6-trimetylobenzoilofosfinian litu (LAP, 0,5% w/v) w buforowanym fosforanem soli fizjologicznej (DPBS) firmy Dulbecco jako biotusz (10 ml). Przefiltruj biotusz przez filtr 0,22 μm w celu uzyskania sterylności i podgrzewaj go w łaźni wodnej o temperaturze 37 °C przez 15 minut.</li>
	<li>Odłączyć komórki MDA-MB-231 z 3 ml 0,25% roztworu trypsyny-0,02% EDTA na 3 minuty w temperaturze 37 °C. Odwirować komórki w 15 ml probówce odśrodkowej o sile 100 x g przez 5 minut, aby uzyskać osad komórkowy.</li>
	<li>Usunąć supernatant. Wymieszaj osad komórkowy z 1 ml przygotowanego biotuszu, powoli pipetując, aby zapobiec tworzeniu się pęcherzyków.</li>
	<li>Umieść 1 ml biotuszu (MDA-MB-231) w sterylnej strzykawce o pojemności 3 ml. Podawanie biotuszu za pomocą siły sprężonego powietrza (~0,5 kPa). Umieścić strzykawkę na urządzeniu. 
	UWAGA: Środowisko drukowania powinno być ściśle kontrolowane w temperaturze 30 °C i wilgotności 50%.</li>
	<li>Włącz zasilanie wysokiego napięcia i ustaw napięcie na 0−4 kV. Jednocześnie włącz światło o długości fali 405 nm, aby usieciować kropelki GelMA w 5 ml oleju silikonowego.</li>
	<li>Odlej większość oleju silikonowego, dekantując szalkę Petriego. Za pomocą łyżki przenieś pozostały olej silikonowy i mikrosfery GelMA do probówki odśrodkowej o pojemności 15 ml.</li>
	<li>Dodać 5 ml DPBS i równomiernie wstrząsnąć mieszaniną. Odwirować probówkę o sile 100 x g przez 5 minut i usunąć płyn szwadnowany.</li>
	<li>Powtórz krok 2.9 3x.</li>
	<li>Wyjąć mikrosfery GelMA łyżką i hodować je w DMEM na szalce Petriego w temperaturze 37 °C i 5% CO2 przez 3 dni.</li>
	<li>Wyrzuć pożywkę i umyj mikrosfery DPBS. Utrwal 2 ml 4% paraformaldehydu (PFA) przez 30 minut w temperaturze pokojowej (RT).</li>
	<li>Wyrzuć PFA i umyj mikrosfery DPBS. Przepuszczać z 2 ml 0,5% niejonowego środka powierzchniowo czynnego (tj. Triton X-100) przez 5 minut w temperaturze pokojowej.</li>
	<li>Wyrzuć niejonowy środek powierzchniowo czynny i umyj mikrosfery DPBS. Zabarwić je 2 ml falloidyny tetrametylorodaminy (TRITC) przez 30 minut w ciemności w temperaturze pokojowej.</li>
	<li>Wyrzuć TRITC i umyj mikrosfery DPBS. Zabarwić je 2 ml 4–,6-diamidino-2-fenyloindolu (DAPI) przez 10 minut w ciemności w temperaturze pokojowej.</li>
	<li>Wyrzuć DAPI i umyj mikrosfery DPBS. Uchwyć morfologię za pomocą konfokalnego mikroskopu fluorescencyjnego.</li>
</ol>
3. Produkcja włókien GelMA
<ol>
	<li>Przygotuj dyszę współosiową, jak pokazano na <silna klasa="xfig">Rysunek 2A. Zamocuj dyszę wewnętrzną (25 G, OD = 510 μm, ID = 250 μm) i dyszę zewnętrzną (18 G, OD = 1200 μm, ID = 900 μm) za pomocą. Podłącz szklaną rurkę (długość = 50 mm, średnica wewnętrzna = 1,2 mm) do końca dyszy koncentrycznej.</li>
	<li>Rozpuść proszek alginianu sodu (Na-Alg), który jest sterylizowany w świetle ultrafioletowym (UV) przez 30 minut w wodzie dejonizowanej o stężeniu 2% (w/v).</li>
	<li>Przygotować sterylny roztwór biotuszu, postępując zgodnie z krokiem 2.3. Podgrzewać biotusz GelMA i roztwór Na-Alg w łaźni wodnej o temperaturze 37 °C przez 15 minut.</li>
	<li>Odłączyć komórki BMSC z 3 ml 0,25% roztworu trypsyny-0,02% EDTA na 3 minuty w temperaturze 37 °C. Odwirować komórki w 15 ml probówce odśrodkowej o sile 100 x g przez 5 minut, aby uzyskać osad komórkowy.</li>
	<li>Usunąć sklarowany nad osadem płyn. Wymieszaj osad komórkowy z 2 ml przygotowanego biotuszu GelMA, powoli pipetując, aby zapobiec tworzeniu się pęcherzyków.</li>
	<li>Umieść 2 ml biotuszu (BMSC) w strzykawce o pojemności 10 ml. Umieścić 2 ml roztworu Na-Alg w innej strzykawce (10 ml). Nakarm je odpowiednio dwiema pompami strzykawkowymi (tutaj biotusz o prędkości 50 μm/min i roztwór Na-Alg o prędkości 350 μm/min). 
	UWAGA: Środowisko drukowania powinno być ściśle kontrolowane w temperaturze 30 °C i wilgotności 50%.</li>
	<li>Włącz światło o długości fali 405 nm, aby napromieniować przezroczystą rurkę w celu usieciowania włókien GelMA. Użyj szalki Petriego z DPBS, aby otrzymać włókna.</li>
	<li>Włókna GelMA wyjąć łyżką z DPBS i hodować je przez 3 dni w przygotowanym DMEM/F-12 w temperaturze 37 °C i 5% CO2 .</li>
	<li>Wykonaj kroki 2.12−2.16, aby przygotować włókna GelMA do obserwacji morfologicznej za pomocą konfokalnego mikroskopu fluorescencyjnego.</li>
</ol>
4. Wytwarzanie złożonych struktur 3D GelMA
UWAGA: Rysunek 3A pokazuje szkic produkcyjny złożonych struktur 3D GelMA.
<ol>
	<li>Przetrzyj biodrukarkę DLP (<klasa silna = "xfig" >Rysunek 3E) 75% alkoholem i wystawij ją na działanie promieniowania UV przez 30 minut w celu uzyskania sterylności.</li>
	<li>Rozpuścić liofilizowane GelMA (10% w/v) i LAP (0,5% w/v) w DPBS. Dodaj purpurowy pigment jadalny do roztworu (3% v/v), aby poprawić dokładność drukowania.</li>
	<li>Przefiltrować roztwór przez filtr 0,22 μm w celu zapewnienia sterylności i podgrzewać go w łaźni wodnej o temperaturze 37 °C przez 15 minut.</li>
	<li>Buduj modele 3D za pomocą oprogramowania do projektowania wspomaganego komputerowo (CAD). Zaimportuj dokumenty wzorcowe do oprogramowania nadrzędnego (EFL) zastosowanej biodrukarki DLP.</li>
	<li>Dodaj 10 ml przygotowanego biotuszu do koryta biodrukarki DLP.</li>
	<li>Ustaw parametry drukowania w górnym oprogramowaniu w następujący sposób: natężenie światła = 12 mW/cm2, czas naświetlania = 30 s i wysokość warstwy = 100 μm. Rozpocznij drukowanie.</li>
	<li>Usuń wydrukowaną strukturę z biodrukarki i zanurz ją w DPBS na szalce Petriego.</li>
	<li>Odłączyć komórki MDA-MB-231s z 3 ml 0,25% roztworu trypsyny-0,02% EDTA na 3 minuty w temperaturze 37 °C. Odwirować komórki przy 100 x g przez 5 minut w probówce o pojemności 15 ml, aby uzyskać osad komórek.</li>
	<li>Usunąć płyn sklarowany nad osadem i wymieszać osad komórkowy z 2 ml DMEM.</li>
	<li>Dodać 100 μl zawiesiny komórek na wydrukowane struktury. Hodować je przez 3 dni w przygotowanym DMEM w temperaturze 37 °C i 5% CO2 .</li>
	<li>Wykonaj kroki 2.12−2.16, aby przygotować złożone struktury 3D do obserwacji morfologicznej za pomocą konfokalnego mikroskopu fluorescencyjnego.</li>
</ol>
5. Produkcja mikroprzepływowych chipów opartych na GelMA
UWAGA: Rysunek 4A pokazuje szkic produkcyjny mikroprzepływowego chipa opartego na GelMA.
<ol>
	<li>Rozpuścić liofilizowany GelMA 10% (w/v) i LAP (0,5% w/v) w DPBS. Przefiltruj roztwór GelMA przez filtr 0,22 μm w celu uzyskania sterylności.</li>
	<li>Sterylizować żelatynę w proszku w świetle UV przez 30 minut i dodać ją do roztworu GelMA-LAP przygotowanego w kroku 5.1 do końcowego stężenia żelatyny 5% (w/v). Podgrzewać mieszaninę w łaźni wodnej o temperaturze 37 °C przez 15 minut.</li>
	<li>Zaprojektuj grupę form (<silna klasa="xfig">Rysunek 4B,C) za pomocą oprogramowania CAD i wyprodukuj je z żywicy fotopolimerowej na drukarce DLP.</li>
	<li>Wypełnij formy całkowicie przygotowanym biotuszem.</li>
	<li>Wstaw foremki do lodówki o temperaturze 4 °C, aby usieciować żelatynę przez 30 min.</li>
	<li>Wyjmij formy i wyjmij z formy ostrzem częściowo (fizycznie) usieciowane arkusze hydrożelu z form.</li>
	<li>Połączyć dwa wyjęte z formy arkusze hydrożelu i połączyć je za pomocą GelMA, naświetlając go promieniowaniem o długości fali 405 nm przez 1 minutę.</li>
	<li>Odłączyć komórki HUVEC z 3 ml 0,25% roztworu trypsyny-0,02% EDTA na 3 minuty w temperaturze 37 °C. Odwirować komórki w probówce odśrodkowej o pojemności 15 ml, aby uzyskać osad komórek o sile 100 x g przez 5 minut.</li>
	<li>Usunąć płyn sklarowany nad osadem i wymieszać osad komórkowy z 2 ml DMEM.</li>
	<li>Całkowicie napełnić mikrokanalik, wstrzykując zawiesinę komórek za pomocą dyszy i strzykawki.</li>
	<li>Odwracaj wiór do góry nogami co 15 minut przez następne 3 godziny, aby uzyskać równomierny i pełny wysiew komórek. Hodować frytki na szalce Petriego przez 3 dni w przygotowanym DMEM w temperaturze 37 °C i 5% CO2 .</li>
	<li>Wykonaj kroki 2.12−2.16, aby przygotować chipy mikroprzepływowe do obserwacji morfologicznej za pomocą konfokalnego mikroskopu fluorescencyjnego.</li>
</ol>

<ol><li>Ahmed, E. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Hydrogel%3A+Preparation%2C+characterization%2C+and+applications%3A+A+review%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Advanced+Research%22%5BJournal%5D)">Hydrogel: Preparation, characterization, and applications: A review.</a> Journal of Advanced Research. 6 (2), 105-121 (2015).</li>
<li>Ashton, R. S., Banerjee, A., Punyani, S., Schaffer, D. V., Kane, R. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Scaffolds+based+on+degradable+alginate+hydrogels+and+poly%28lactide-co-glycolide%29+microspheres+for+stem+cell+culture%5BTitle%5D)+AND+%22Biomaterials%22%5BJournal%5D)">Scaffolds based on degradable alginate hydrogels and poly(lactide-co-glycolide) microspheres for stem cell culture.</a> Biomaterials. 28 (36), 5518-5525 (2007).</li>
<li>Billiet, T., Vandenhaute, M., Schelfhout, J., Van Vlierberghe, S., Dubruel, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+review+of+trends+and+limitations+in+hydrogel-rapid+prototyping+for+tissue+engineering%5BTitle%5D)+AND+%22Biomaterials%22%5BJournal%5D)">A review of trends and limitations in hydrogel-rapid prototyping for tissue engineering.</a> Biomaterials. 33 (26), 6020-6041 (2012).</li>
<li>Saroia, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+review+on+biocompatibility+nature+of+hydrogels+with+3D+printing+techniques%2C+tissue+engineering+application+and+its+future+prospective%5BTitle%5D)+AND+%22Bio-Design+and+Manufacturing%22%5BJournal%5D)">A review on biocompatibility nature of hydrogels with 3D printing techniques, tissue engineering application and its future prospective.</a> Bio-Design and Manufacturing. 1 (4), 265-279 (2018).</li>
<li>Van Den Bulcke, A. I., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Structural+and+Rheological+Properties+of+Methacrylamide+Modified+Gelatin+Hydrogels%5BTitle%5D)+AND+%22Biomacromolecules%22%5BJournal%5D)">Structural and Rheological Properties of Methacrylamide Modified Gelatin Hydrogels.</a> Biomacromolecules. 1 (1), 31-38 (2000).</li>
<li>Sun, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Synthesis+and+Properties+of+Gelatin+Methacryloyl+%28GelMA%29+Hydrogels+and+Their+Recent+Applications+in+Load-Bearing+Tissue%5BTitle%5D)+AND+%22Polymers%22%5BJournal%5D)">Synthesis and Properties of Gelatin Methacryloyl (GelMA) Hydrogels and Their Recent Applications in Load-Bearing Tissue.</a> Polymers. 10 (11), 1290(2018).</li>
<li>Gao, Q., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((3D+printing+of+complex+GelMA-based+scaffolds+with+nanoclay%5BTitle%5D)+AND+%22Biofabrication%22%5BJournal%5D)">3D printing of complex GelMA-based scaffolds with nanoclay.</a> Biofabrication. 11 (3), 035006(2019).</li>
<li>Hassanzadeh, P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Ultrastrong+and+flexible+hybrid+hydrogels+based+on+solution+self-assembly+of+chitin+nanofibers+in+gelatin+methacryloyl+%28GelMA%29%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Materials+Chemistry+B%22%5BJournal%5D)">Ultrastrong and flexible hybrid hydrogels based on solution self-assembly of chitin nanofibers in gelatin methacryloyl (GelMA).</a> Journal of Materials Chemistry B. 4 (15), 2539-2543 (2016).</li>
<li>McBeth, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((3D+bioprinting+of+GelMA+scaffolds+triggers+mineral+deposition+by+primary+human+osteoblasts%5BTitle%5D)+AND+%22Biofabrication%22%5BJournal%5D)">3D bioprinting of GelMA scaffolds triggers mineral deposition by primary human osteoblasts.</a> Biofabrication. 9 (1), 015009(2017).</li>
<li>Nie, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Vessel-on-a-chip+with+Hydrogel-based+Microfluidics%5BTitle%5D)+AND+%22Small%22%5BJournal%5D)">Vessel-on-a-chip with Hydrogel-based Microfluidics.</a> Small. 14 (45), 1802368(2018).</li>
<li>Shao, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Bioprinting+of+Cell-Laden+Microfiber%3A+Can+It+Become+a+Standard+Product%5BTitle%5D)+AND+%22Advanced+Healthcare+Materials%22%5BJournal%5D)">Bioprinting of Cell-Laden Microfiber: Can It Become a Standard Product.</a> Advanced Healthcare Materials. 8 (9), 1900014(2019).</li>
<li>Shao, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Fiber-Based+Mini+Tissue+with+Morphology-Controllable+GelMA+Microfibers%5BTitle%5D)+AND+%22Small%22%5BJournal%5D)">Fiber-Based Mini Tissue with Morphology-Controllable GelMA Microfibers.</a> Small. 14 (44), 1802187(2018).</li>
<li>Xie, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Electro-Assisted+Bioprinting+of+Low-Concentration+GelMA+Microdroplets%5BTitle%5D)+AND+%22Small%22%5BJournal%5D)">Electro-Assisted Bioprinting of Low-Concentration GelMA Microdroplets.</a> Small. 15 (4), 1804216(2019).</li>
<li>Yue, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Synthesis%2C+properties%2C+and+biomedical+applications+of+gelatin+methacryloyl+%28GelMA%29+hydrogels%5BTitle%5D)+AND+%22Biomaterials%22%5BJournal%5D)">Synthesis, properties, and biomedical applications of gelatin methacryloyl (GelMA) hydrogels.</a> Biomaterials. 73, 254-271 (2015).</li>
<li>Schuurman, W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Gelatin-Methacrylamide+Hydrogels+as+Potential+Biomaterials+for+Fabrication+of+Tissue-Engineered+Cartilage+Constructs%5BTitle%5D)+AND+%22Macromolecular+Bioscience%22%5BJournal%5D)">Gelatin-Methacrylamide Hydrogels as Potential Biomaterials for Fabrication of Tissue-Engineered Cartilage Constructs.</a> Macromolecular Bioscience. 13 (5), 551-561 (2013).</li>
<li>Barbot, A., Decanini, D., Hwang, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((On-chip+Microfluidic+Multimodal+Swimmer+toward+3D+Navigation%5BTitle%5D)+AND+%22Scientific+Reports%22%5BJournal%5D)">On-chip Microfluidic Multimodal Swimmer toward 3D Navigation.</a> Scientific Reports. 6, 19041(2016).</li>
<li>Esmaeilsabzali, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((An+integrated+microfluidic+chip+for+immunomagnetic+detection+and+isolation+of+rare+prostate+cancer+cells+from+blood%5BTitle%5D)+AND+%22Biomedical+Microdevices%22%5BJournal%5D)">An integrated microfluidic chip for immunomagnetic detection and isolation of rare prostate cancer cells from blood.</a> Biomedical Microdevices. 18 (1), 22(2016).</li>
<li>Lee, J. M., Zhang, M., Yeong, W. Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Characterization+and+evaluation+of+3D+printed+microfluidic+chip+for+cell+processing%5BTitle%5D)+AND+%22Microfluidics+and+Nanofluidics%22%5BJournal%5D)">Characterization and evaluation of 3D printed microfluidic chip for cell processing.</a> Microfluidics and Nanofluidics. 20 (1), 5(2016).</li>
<li>Picot, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+biomimetic+microfluidic+chip+to+study+the+circulation+and+mechanical+retention+of+red+blood+cells+in+the+spleen%5BTitle%5D)+AND+%22American+Journal+of+Hematology%22%5BJournal%5D)">A biomimetic microfluidic chip to study the circulation and mechanical retention of red blood cells in the spleen.</a> American Journal of Hematology. 90 (4), 339-345 (2015).</li>
<li>Ren, K., Zhou, J., Wu, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Materials+for+Microfluidic+Chip+Fabrication%5BTitle%5D)+AND+%22Accounts+of+Chemical+Research%22%5BJournal%5D)">Materials for Microfluidic Chip Fabrication.</a> Accounts of Chemical Research. 46 (11), 2396-2406 (2013).</li>
<li>Chen, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Covalently+antibacterial+alginate-chitosan+hydrogel+dressing+integrated+gelatin+microspheres+containing+tetracycline+hydrochloride+for+wound+healing%5BTitle%5D)+AND+%22Materials+Science+and+Engineering%3A+C%22%5BJournal%5D)">Covalently antibacterial alginate-chitosan hydrogel dressing integrated gelatin microspheres containing tetracycline hydrochloride for wound healing.</a> Materials Science and Engineering: C. 70, 287-295 (2017).</li>
<li>Fan, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Covalent+and+injectable+chitosan-chondroitin+sulfate+hydrogels+embedded+with+chitosan+microspheres+for+drug+delivery+and+tissue+engineering%5BTitle%5D)+AND+%22Materials+Science+and+Engineering%3A+C%22%5BJournal%5D)">Covalent and injectable chitosan-chondroitin sulfate hydrogels embedded with chitosan microspheres for drug delivery and tissue engineering.</a> Materials Science and Engineering: C. 71, 67-74 (2017).</li>
<li>Feng, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Preparation+of+black-pearl+reduced+graphene+oxide-sodium+alginate+hydrogel+microspheres+for+adsorbing+organic+pollutants%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Colloid+and+Interface+Science%22%5BJournal%5D)">Preparation of black-pearl reduced graphene oxide-sodium alginate hydrogel microspheres for adsorbing organic pollutants.</a> Journal of Colloid and Interface Science. 508, 387-395 (2017).</li>
<li>Park, K. S., Kim, C., Nam, J. O., Kang, S. M., Lee, C. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Synthesis+and+characterization+of+thermosensitive+gelatin+hydrogel+microspheres+in+a+microfluidic+system%5BTitle%5D)+AND+%22Macromolecular+Research%22%5BJournal%5D)">Synthesis and characterization of thermosensitive gelatin hydrogel microspheres in a microfluidic system.</a> Macromolecular Research. 24 (6), 529-536 (2016).</li>
<li>Zheng, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Injectable+Hydrogel-Microsphere+Construct+with+Sequential+Degradation+for+Locally+Synergistic+Chemotherapy%5BTitle%5D)+AND+%22ACS+Applied+Materials%2C+Interfaces%22%5BJournal%5D)">Injectable Hydrogel-Microsphere Construct with Sequential Degradation for Locally Synergistic Chemotherapy.</a> ACS Applied Materials, Interfaces. 9 (4), 3487-3496 (2017).</li>
<li>Fernández de la Mora, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+Fluid+Dynamics+of+Taylor+Cones%5BTitle%5D)+AND+%22Annual+Review+of+Fluid+Mechanics%22%5BJournal%5D)">The Fluid Dynamics of Taylor Cones.</a> Annual Review of Fluid Mechanics. 39 (1), 217-243 (2006).</li>
<li>Hsiao, A. Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Smooth+muscle-like+tissue+constructs+with+circumferentially+oriented+cells+formed+by+the+cell+fiber+technology%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+ONE%22%5BJournal%5D)">Smooth muscle-like tissue constructs with circumferentially oriented cells formed by the cell fiber technology.</a> PLoS ONE. 10, 0119010(2015).</li>
<li>Meng, Z. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Microfluidic+generation+of+hollow+Ca-alginate+microfibers%5BTitle%5D)+AND+%22Lab+on+a+Chip%22%5BJournal%5D)">Microfluidic generation of hollow Ca-alginate microfibers.</a> Lab on a Chip. 16 (14), 2673-2681 (2016).</li>
<li>Peng, L., Liu, Y., Gong, J., Zhang, K., Ma, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Continuous+fabrication+of+multi-stimuli+responsive+graphene+oxide+composite+hydrogel+fibres+by+microfluidics%5BTitle%5D)+AND+%22RSC+Advances%22%5BJournal%5D)">Continuous fabrication of multi-stimuli responsive graphene oxide composite hydrogel fibres by microfluidics.</a> RSC Advances. 7 (31), 19243-19249 (2017).</li>
<li>Sugimoto, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Micropassage-embedding+composite+hydrogel+fibers+enable+quantitative+evaluation+of+cancer+cell+invasion+under+3D+coculture+conditions%5BTitle%5D)+AND+%22Lab+on+a+Chip%22%5BJournal%5D)">Micropassage-embedding composite hydrogel fibers enable quantitative evaluation of cancer cell invasion under 3D coculture conditions.</a> Lab on a Chip. 18 (9), 1378-1387 (2018).</li>
<li>Yamada, M., Sugaya, S., Naganuma, Y., Seki, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Microfluidic+synthesis+of+chemically+and+physically+anisotropic+hydrogel+microfibers+for+guided+cell+growth+and+networking%5BTitle%5D)+AND+%22Soft+Matter%22%5BJournal%5D)">Microfluidic synthesis of chemically and physically anisotropic hydrogel microfibers for guided cell growth and networking.</a> Soft Matter. 8 (11), 3122-3130 (2012).</li>
<li>Gao, G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Tissue+engineered+bio-blood-vessels+constructed+using+a+tissue-specific+bioink+and+3D+coaxial+cell+printing+technique%3A+a+novel+therapy+for+ischemic+disease%5BTitle%5D)+AND+%22Advanced+Functional+Materials%22%5BJournal%5D)">Tissue engineered bio-blood-vessels constructed using a tissue-specific bioink and 3D coaxial cell printing technique: a novel therapy for ischemic disease.</a> Advanced Functional Materials. 27 (33), 1700798(2017).</li>
</ol>

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

W tym artykule opisano kilka strategii wytwarzania struktur GelMA 3D, a mianowicie mikrosfery GelMA, włókna GelMA, struktury złożone GelMA i chipy mikroprzepływowe oparte na GelMA. GelMA ma obiecującą biokompatybilność i zdolność tworzenia i jest szeroko stosowany w dziedzinie biofabrykacji. Struktury mikrosferyczne nadają się do kontrolowanego uwalniania leków, hodowli tkanek i wstrzykiwania do organizmów w celu dalszej terapii 21,22,23,24,25.<sup cla...

Hydrożele są uważane za odpowiedni materiał w dziedzinie biofabrykacji1,2,3,4. Wśród nich żelatyna metakryloyl (GelMA) stała się jednym z najbardziej wszechstronnych biomateriałów, po raz pierwszy zaproponowanym w 2000 roku przez Van Den Bulcke i wsp.5. GelMA jest syntetyzowany w bezpośredniej reakcji żelatyny z bezwodnikiem metakrylowym (MA). Żelatyna, która jest hydrolizowana przez kolagen ssaków, składa się z docelowych motywów metaloproteinazy macierzy (MMP). W ten sposób trójwymiarowe (3D) modele tkanek in vitro opracowane przez GelMA mogą idealnie naśladować interakcje między komórkami a macierzą zewnątrzkomórkową (ECM) in vivo. Ponadto sekwencje arginina-glicyna-kwas asparaginowy (RGD), których nie ma w niektórych innych hydrożelach, takich jak alginiany, pozostają w łańcuchach molekularnych GelMA. Umożliwia to realizację przyłączania zamkniętych komórek wewnątrz sieci hydrożelowych6. Dodatkowo, zdolność do tworzenia GelMA jest obiecująca. Grupy metakryloamidowe w łańcuchach molekularnych GelMA reagują z fotoinicjatorem w łagodnych warunkach reakcji i tworzą wiązania kowalencyjne pod wpływem promieniowania świetlnego. Dzięki temu drukowane struktury mogą być szybko sieciowane, aby w prosty sposób zachować zaprojektowane kształty.
Bazując na tych właściwościach, szereg dziedzin wykorzystuje GelMA do różnych zastosowań, takich jak inżynieria tkankowa, podstawowa analiza cytologiczna, badania przesiewowe leków i biosensoryka. W związku z tym zademonstrowano również różne strategie produkcji7,8,9,10,11,12,13,14. Jednak nadal wyzwaniem jest przeprowadzenie biodruku 3D na bazie GelMA, co wynika z jego fundamentalnych właściwości. GelMA jest materiałem wrażliwym na temperaturę. Podczas procesu drukowania temperatura atmosfery drukowania musi być ściśle kontrolowana w celu utrzymania stanu fizycznego biotuszu. Poza tym lepkość GelMA jest na ogół niższa niż w przypadku innych popularnych hydrożeli (tj. alginianu, chitozanu, kwasu hialuronowego itp.). Jednak inne przeszkody napotyka się podczas budowania architektur 3D za pomocą tego materiału15.
Ten artykuł podsumowuje kilka podejść do biodruku 3D GelMA zaproponowanych przez nasze laboratorium i opisuje drukowane próbki (tj. syntezę mikrosfer GelMA, włókien GelMA, struktur kompleksów GelMA i chipów mikroprzepływowych opartych na GelMA). Każda metoda ma wyspecjalizowane funkcje i może być stosowana w różnych sytuacjach o różnych wymaganiach. Mikrosfery GelMA są generowane przez moduł wspomagany elektrycznie, który wytwarza dodatkową zewnętrzną siłę elektryczną w celu zmniejszenia wielkości kropli. Jeśli chodzi o włókna GelMA, są one wytłaczane przez współosiową dyszę biodrukującą za pomocą lepkiego alginianu sodu. Ponadto tworzenie złożonych struktur 3D odbywa się za pomocą biodrukarki do cyfrowego przetwarzania światła (DLP). Wreszcie, zaproponowano strategię dwukrotnego sieciowania w celu zbudowania chipów mikroprzepływowych opartych na GelMA, łączących hydrożel GelMA i tradycyjne chipy mikroprzepływowe. Uważa się, że protokół ten jest znaczącym podsumowaniem strategii biodruku GelMA stosowanych w naszym laboratorium i może zainspirować innych badaczy w pokrewnych dziedzinach.

<table><tbody><tr><td>0,22 &m; m membrana filtracyjna</td><td>Milipore</td><td></td><td></td></tr><tr><td>2-(4-amidinofenylo)-6-indolokarbamidyny dichlorowodorek (DAPI)</td><td>Yeasen Biological Technology Co., Ltd., Szanghaj, Chiny</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Biodrukarka 3D</td><td>Instytut Badawczy Inteligentnej Produkcji SuZhou, SuZhou, Chiny</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Światło o długości fali 405 nm</td><td>Instytut Badawczy Inteligentnej Produkcji SuZhou, SuZhou, Chiny</td><td></td><td></td></tr><tr><td>dysza współosiowa</td><td>Instytut Badawczy Inteligentnej Produkcji SuZhou, SuZhou, Chiny</td><td></td><td></td></tr><tr><td>konfokalny mikroskop fluorescencyjny</td><td>OLYMPUS FV3000</td><td></td><td></td></tr><tr><td>biodrukarka do cyfrowego przetwarzania światła (DLP)</td><td>Instytut Badawczy Inteligentnej Produkcji SuZhou, SuZhou, Chiny</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Drukarka DLP</td><td>Instytut Badawczy Inteligentnej Produkcji SuZhou, SuZhou, Chiny</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Sól fizjologiczna buforowana fosforanami Dulbecco (DPBS)</td><td>Tangpu Biological Technology Co., Ltd., Hangzhou, Chiny</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Zmodyfikowane podłoże Eagle firmy Dulbecco (DMEM)</td><td>Tangpu Biological Technology Co., Ltd., Hangzhou, Chiny</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Zmodyfikowane podłoże Eagle firmy Dulbecco z L-glutaminą (DMEM/F-12)</td><td>Tangpu Biological Technology Co., Ltd., Hangzhou, Chiny</td><td></td><td></td></tr><tr><td>EFL Software</td><td>SuZhou Intelligent Manufacturing Research Institute, SuZhou, Chiny</td><td></td><td></td></tr><tr><td>płodowa surowica bydlęca (FBS)</td><td>Tangpu Biological Technology Co., Ltd., Hangzhou, Chiny</td><td></td><td></td></tr><tr><td>żelatyna</td><td>Sigma-Aldrich, Szanghaj, Chiny</td><td></td><td></td></tr><tr><td>żelatyna metakryloyl (GelMA)</td><td>Instytut Badawczy Inteligentnej Produkcji SuZhou, SuZhou, Chiny</td><td></td><td></td></tr><tr><td>moc wysokiego napięcia</td><td>Instytut Badawczy Inteligentnej Produkcji SuZhou, SuZhou, Chiny</td><td></td><td></td></tr><tr><td>fenylo-2, 4, 6-trimetylobenzoilofosforynian litu (LAP)</td><td>Instytut Badawczy Inteligentnej Produkcji SuZhou, SuZhou, Chiny</td><td></td><td></td></tr><tr><td>paraformaldehyd</td><td>Tangpu Biological Technology Co., Ltd., Hangzhou, Chiny</td><td></td><td></td></tr><tr><td>penicylina/streptomycyna</td><td>Tangpu Biological Technology Co., Ltd., Hangzhou, Chiny</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Alginian sodu (Na-Alg)</td><td>Sigma-Aldrich, Szanghaj, Chiny</td><td></td><td></td></tr><tr><td>TRITC phalloidin</td><td>Yeasen Biological Technology Co., Ltd., Szanghaj, Chiny</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Triton X-100</td><td>Solarbio Co., Ltd., Szanghaj, Chiny</td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

protokoły biodruku 3d biotuszy na bazie żelatyny i hydrożelu metakryloylowego

Protocols of 3D Bioprinting of Gelatin Methacryloyl Hydrogel Based Bioinks

Żelatyna metakryloylowa (GelMA) stała się popularnym biomateriałem w dziedzinie biodruku. Pochodną tego materiału jest żelatyna, która jest hydrolizowana z kolagenu ssaków. W ten sposób sekwencje arginina-glicyna-kwas asparaginowy (RGD) i docelowe motywy metaloproteinazy macierzy (MMP) pozostają w łańcuchach molekularnych, co pomaga osiągnąć przyczepienie i degradację komórek. Co więcej, właściwości formacyjne GelMA są wszechstronne. Grupy metakryloamidowe pozwalają na szybkie usieciowanie materiału pod wpływem promieniowania świetlnego w obecności fotoinicjatora. Dlatego bardzo sensowne jest opracowanie odpowiednich metod syntezy struktur trójwymiarowych (3D) z tym obiecującym materiałem. Jednak jego niska lepkość ogranicza drukowność GelMA. Przedstawiono tutaj metody przeprowadzania biodruku 3D hydrożeli GelMA, a mianowicie wytwarzania mikrosfer GelMA, włókien GelMA, złożonych struktur GelMA i chipów mikroprzepływowych na bazie GelMA. Omówiono powstałe struktury i biokompatybilność materiałów oraz metody druku. Uważa się, że protokół ten może służyć jako pomost między wcześniej stosowanymi biomateriałami a GelMA, a także przyczynić się do ustanowienia architektur 3D opartych na GelMA do zastosowań biomedycznych.

Podczas wytwarzania mikrosfer GelMA kropelki GelMA były rozdzielane przez zewnętrzną siłę pola elektrycznego. Po wpadnięciu do odbierającego oleju silikonowego zachowały one standardowy kształt sferoidalny bez ogonków. Wynika to z faktu, że kropelki GelMA znajdowały się w fazie wodnej, podczas gdy olej silikonowy stanowił fazę olejową. Napięcie powierzchniowe powstałe między dwiema fazami spowodowało, że kropelki GelMA zachowały standardowy kształt sferoidalny. W przypadku mikrosfer z zawieszonymi komórkami, komórki były...

Przedstawiona tutaj jest metoda biodruku 3D żelatyny metakryloilo.

Protokoły biodruku 3D biotuszy na bazie żelatyny i hydrożelu metakryloylowego

Gelatin methacryloyl (GelMA) has become a popular biomaterial in the field of bioprinting. The derivation of this material is gelatin, which is hydrolyzed ...

Bionika na bazie hydrożelu GelMA staje się bardzo popularna w biodruku 3D. Jednak niska lepkość ogranicza jego drukowność. Tutaj dzielimy się strategiami drukowania GelMA w naszym laboratorium z innymi badaczami.W tym filmie w pełni wykorzystujemy specjalne właściwości tego biomateriału i proponujemy kilka metod drukowania dla różnych struktur 3D, które mogą przyczynić się do dalszych zastosowań biomedycznych. Na przykład w przypadku uszkodzenia narządów, implikacje mogą być wykorzystane w odpowiedniej terapii poprzez wstrzykiwanie, osadzanie lub śledzenie wydrukowanych struktur GelMA. Nie jest łatwo całkowicie rozpuścić liofilizowany GelMA w krótkim czasie.Aby przyspieszyć proces rozpuszczania, można użyć mieszalnika wirowego. Każdy biomateriał będzie wykorzystywał specjalne właściwości charakterystyczne dla GelMA. Zasugerowałem, że nowy chemer powinien odpowiednio zastanowić się nad tym, co jest krytyczne podczas drukowania.Szczegóły operacji decydują o powodzeniu procedur drukowania. Dlatego wybieramy demonstrację wizualną, aby podzielić się nią z innymi badaczami. Aby wytworzyć mikrosfery, zacznij od połączenia dwóch metalowych elektrod pierścieniowych z biegunami uziemiającymi i dodatnimi.Umieść metalową płytkę połączoną z wysokim napięciem poniżej elektrody pierścieniowej, a szalkę Petriego z olejem silikonowym na metalowej płytce jako odbiornik kropel. Przygotuj biotusz, rozpuszczając liofilizowane GelMA i LAP i DPBS, przefiltruj go przez filtr 0,22 mikrometra dla sterylności, a następnie podgrzej w łaźni wodnej o temperaturze 37 stopni Celsjusza przez 15 minut. Odłącz komórki MDA-MB-231 z trzema mililitrami 0,25% trypsyny i 0,02% roztworu EDTA na trzy minuty w temperaturze 37 stopni Celsjusza.Przenieś komórki do 15-mililitrowej probówki i odwiruj je w temperaturze 100 razy G przez pięć minut. Usuń supernatant i wymieszaj komórki z jednym mililitrem przygotowanego biotuszu, powoli pipetując w górę iw dół, upewniając się, że nie ma pęcherzyków powietrza. Odessać jeden mililitr mieszaniny biotuszu i komórek do sterylnej strzykawki o pojemności trzech mililitrów.Nałóż biotusz siłą sprężonego powietrza i umieść strzykawkę na uchwycie. Włącz zasilanie wysokiego napięcia i ustaw napięcie na zero do czterech kilowoltów. Jednocześnie włącz światło o długości fali 405 nanometrów, aby usieciować kropelki GelMA w pięciu mililitrach oleju silikonowego.Zdekantuj szalkę Petriego, aby pozbyć się większości oleju silikonowego i użyj łyżki, aby przenieść pozostały olej i mikrosfery do 15-mililitrowej probówki wirówkowej. Dodać pięć mililitrów DPBS i wstrząsnąć mieszaniną, odwirować probówkę pod ciśnieniem 100 razy G i usunąć supernatant. Przenieś mikrosfery na szalkę Petriego z DMEM i hoduj je w temperaturze 37 stopni Celsjusza i pięcioprocentowego dwutlenku węgla przez trzy dni.Po trzech dniach wyrzuć pożywkę i przemyj mikrosfery DPBS. Napraw je dwoma mililitrami czteroprocentowego PFA przez 30 minut w temperaturze pokojowej, a następnie wyrzuć PFA i powtórz pranie. Przeniknij komórki dwoma mililitrami 0,5% niejonowego środka powierzchniowo czynnego przez pięć minut w temperaturze pokojowej, wyrzuć środek powierzchniowo czynny i przemyj mikrosfery DPBS.Następnie barwić komórki TRITC-falloidyną przez 30 minut, a następnie DAPI przez 10 minut w ciemności, odrzucając barwniki i myjąc kulki DPBS po każdym barwieniu. Zobrazuj mikrosfery za pomocą konfokalnego mikroskopu fluorescencyjnego. Rozpuść wysterylizowany proszek alginianu sodu w wodzie dejonizowanej w dwuprocentowym stosunku masy do objętości.Przygotuj sterylny roztwór biotuszu, jak opisano powyżej, a następnie podgrzej biotusz i alginian sodu w łaźni wodnej o temperaturze 37 stopni Celsjusza przez 15 minut. Trypsynizować i odwirować bMSC zgodnie z wcześniej opisaną procedurą dla komórek MDA-MB 231, a następnie usunąć płyn supernatant i ponownie zawiesić osad komórkowy za pomocą 2 mililitrów biotuszu GelMA. Zassać dwa mililitry mieszaniny komórek bio-atramentu do 10-mililitrowej strzykawki i dwa mililitry mieszaniny alginianu sodu do innej strzykawki.Nadawać roztwory za pomocą dwóch pomp strzykawkowych: biotuszu o szybkości 50 mikrometrów na minutę i alginianu sodu o szybkości 350 mikrometrów na minutę. Włącz światło o długości fali 405 nanometrów, aby napromieniować przezroczystą rurkę i usieciować włókna GelMA. Użyj szalki Petriego, aby otrzymać włókna i zbierz je łyżką.Przenieś włókna do naczynia z DMEM/F12 i hoduj je przez trzy dni w temperaturze 37 stopni Celsjusza i pięciu procentach dwutlenku węgla. Po wyhodowaniu komórek postępuj zgodnie z opisanymi wcześniej wskazówkami dotyczącymi obserwacji włókien pod konfokalnym mikroskopem fluorescencyjnym. Rozpuść liofilizowane GelMA i LAP oraz DPBS i dodaj do roztworu jadalny pigment magenta, aby poprawić dokładność drukowania.Przefiltruj roztwór przez filtr 0,22 mikrometra w celu uzyskania sterylności i podgrzewaj go w łaźni wodnej o temperaturze 37 stopni Celsjusza przez 15 minut. Zbuduj modele 3D za pomocą oprogramowania CAD i zaimportuj dokumenty modelu do górnego oprogramowania zastosowanej biodrukarki DLP. Dodaj dziesięć mililitrów przygotowanego biotuszu do koryta biodrukarki.Ustaw parametry drukowania zgodnie ze wskazówkami rękopisu, a następnie rozpocznij drukowanie. Po zakończeniu usuń wydrukowaną strukturę z biodrukarki i zanurz ją w DPBS na szalce Petriego. Odłączyć i zatopić ogniwa MDA-MB 231 zgodnie z wcześniejszym opisem.Ponownie zawiesić je dwoma mililitrami DMEM i dodać zawiesinę do wydrukowanej struktury. Hoduj komórki w temperaturze 37 stopni Celsjusza i pięciu procent dwutlenku węgla przez trzy dni, a następnie przygotuj struktury do obserwacji za pomocą konfokalnego mikroskopu fluorescencyjnego, jak opisano wcześniej. Przygotuj 10-procentowy roztwór GelMA do objętości i 0,5% masy do objętości, a następnie przefiltruj go przez filtr 0,22 mikrometra.Sterylizuj żelatynę w proszku w świetle UV przez 30 minut i dodaj ją do roztworu GelMA LAP w pięcioprocentowym stosunku masy do objętości. Podgrzej mieszaninę w łaźni wodnej o temperaturze 37 stopni Celsjusza przez 15 minut. Napełnij foremki przygotowanym biotuszem i umieść je w lodówce o czterech stopniach Celsjusza na 30 minut.Za pomocą ostrza usuń częściowo usieciowane arkusze hydrożelu z form. Połącz formowane arkusze hydrożelu 2D i połącz je za pomocą GelMA, naświetlając go promieniowaniem o długości 405 nanometrów przez jedną minutę. Odłącz i peletuj HUVEC, wymieszaj komórki z dwoma mililitrami DMEM i wstrzyknij zawiesinę do mikrokanalika za pomocą dyszy i strzykawki.Przez następne trzy godziny odwracaj chip do góry nogami co 15 minut, aby uzyskać równomierne i pełne osadzenie komórki. Hoduj chipsy na szalce Petriego przez trzy dni w DMEM w temperaturze 37 stopni Celsjusza i pięcioprocentowego dwutlenku węgla, a następnie przygotuj je do obserwacji morfologicznej. Kiedy kropelki GelMA wpadały do odbierającego oleju silikonowego, zachowywały standardowy kształt sferoidalny bez ogonków.Zamknięte ogniwa, które poddały się działaniu pola elektrycznego o wysokim napięciu, zachowały zdolność rozprzestrzeniania się, co zweryfikowało biokompatybilność metody wytwarzania wspomaganego elektrycznie. Do wytwarzania struktur GelMA o bardziej złożonych kształtach, takich jak nos, ucho i wielokomorowa, wybrano drukarkę biologiczną DLP. Zasiewane HUVEC przyczepione do materiałów GelMA i rozprowadzane na powierzchni usieciowanych struktur GelMA, co pokazuje, że to zastosowanie ma potencjał dla inżynierii tkankowej.Do wytworzenia mikroprzepływowych chipów mikroprzepływowych na bazie GelMA wykorzystano strategię dwukrotnego sieciowania. Chipy z różnymi mikrokanalikami zostały zbudowane poprzez zaprojektowanie różnych form na żądanie, a HUVEC zostały zasiane w kanałach i przymocowane do ścianki kanału, tworząc makroskopowy kształt naczynia. Źródło wysokiego napięcia jest stosowane podczas wytwarzania mikrosfer.Naukowcy muszą wcześniej zbadać obwód i nie dotykać odsłoniętych milibarów, które chronią operatorów lub sprawiają, że ogniwa są uszkodzone przez zwarcie. Ultradźwiękowa baza wodna może być kolejnym wyborem, aby przyspieszyć zasłużoną prędkość. Zdecydowanie ten wkład podsumował metody biodruku 3D GelMA w naszym laboratorium.Naukowcy mogą zapoznać się z filmem i ulepszyć lub rozszerzyć strategie drukowania, aby sprostać dalszym wymaganiom biomedycznym.

protocols-3d-bioprinting-gelatin-methacryloyl-hydrogel-based

Research

JoVE Journal

Bioengineering

Bioinżynieria

Wideo pokazuje proces tworzenia biodrukowanego konstruktu 3D przy użyciu astrocytów zawieszonych w roztworze biotuszu. Biodrukowany konstrukt, po usieciowaniu, ułatwia adhezję astrocytów i ich rozprzestrzenianie się, tworząc tkankę nerwowo-podobną.

Metoda biodruku 3D mysich astrocytów korowych

Opisujemy zestaw protokołów, które razem dostarczają biotusz naśladujący tkankę, za pomocą którego można biodrukować funkcjonalne i żywotne konstrukcje tkanek 3D do wykorzystania w badaniach przesiewowych in vitro.

Bioprinting Cellularized Constructs przy użyciu specyficznego tkankowo biotuszu hydrożelowego

Opracowaliśmy heterogeniczny model raka piersi składający się z unieśmiertelnionych komórek guza i fibroblastów osadzonych w biodrukowalnym biotuszu alginian/żelatyna. Model podsumowuje mikrośrodowisko guza in vivo i ułatwia tworzenie wielokomórkowych sferoid guza, dostarczając informacji na temat mechanizmów napędzających nowotworzenie nowotworów.

Biodrukowalny hydrożel alginianowo-żelatynowy 3D Systemy modelowe in vitro indukują tworzenie sferoidów komórkowych

Tutaj opracowaliśmy nową, wielowarstwową, zmodyfikowaną strategię dla płynnych biotuszy (żelatyna metakryloyl o niskiej lepkości), aby zapobiec sedymentacji zamkniętych komórek.

Zastosowanie wielowarstwowego biotuszu hydrożelowego w trójwymiarowym biodruku w celu jednorodnego rozmieszczenia komórek

Tutaj przedstawiamy metodę biodruku 3D mysich astrocytów korowych do biofabrykacji tkanek podobnych do neuronów w celu zbadania funkcjonalności astrocytów w ośrodkowym układzie nerwowym i mechanizmów obejmujących komórki glejowe w chorobach neurologicznych i leczeniu.

Biodrukowanie 3D mysich astrocytów korowych do inżynierii tkanki neuronalnej

Ten protokół opisuje technikę druku 3D polegającą na wytwarzaniu struktur przypominających kości poprzez umieszczanie tuszu fosforanu wapnia w granulowanym podłożu na bazie żelatyny. Wydrukowane analogi kości są osadzane w dowolnym kształcie, z elastycznością umożliwiającą bezpośrednie zbieranie odcisku lub sieciowanie w żywej macierzy komórkowej w celu uzyskania konstruktów wielofazowych.

Ceramiczny biodruk dookólny w zawiesinach komórkowych do wytwarzania analogów kostnych

Przetwarzanie ścinaniem podczas tworzenia hydrożelu powoduje produkcję zawiesin mikrożelowych, które są cienkie jak ścinanie, ale szybko się restrukturyzują po usunięciu sił ścinających. Materiały te zostały wykorzystane jako matryca nośna do biodruku złożonych, obciążonych komórkami struktur. W tym miejscu opisano metody stosowane do produkcji łoża nośnego oraz kompatybilne biotusze.

Płynne żele agarozowe utworzone przez obróbkę ścinającą podczas żelowania do zawieszonego biodruku 3D

Ten artykuł opisuje protokoły wysokoprzepustowej produkcji mikrożelu żelowego z żelatyny metakryloylowej za pomocą urządzeń mikroprzepływowych, przekształcania mikrożeli w proszek do resuspensable (mikroaerożele), chemicznego łączenia mikrożeli w celu utworzenia granulowanych rusztowań hydrożelowych oraz opracowywania granulowanych biotuszy hydrożelowych o zachowanej mikroporowatości do biodruku 3D.

Rusztowania hydrożelowe żelatynowo-metakryloilowe granulowane: wysokoprzepustowa produkcja mikrożeli, liofilizacja, montaż chemiczny i biodruk 3D

Ten artykuł opisuje, jak drukować biożele 3D fototostrajalne hydrożele do badania usztywnienia macierzy zewnątrzkomórkowej i aktywacji fibroblastów.

Biodruk 3D fotoprzestrajalnych hydrożeli do badania aktywacji fibroblastów

To badanie wprowadza nowatorską sub-mikrożelową kąpiel zawiesinową κ-karagenową, wykazującą niezwykłe właściwości odwracalnego przejścia między zakleszczeniem a odblokowaniem. Atrybuty te przyczyniają się do budowy biomimetycznych tkanek i narządów w osadzonym biodruku 3D. Udane drukowanie tkanek przypominających serce/przełyk o wysokiej rozdzielczości i wzroście komórek świadczy o wysokiej jakości biodruku i zastosowaniach inżynierii tkankowej.

Osadzony biodruk struktur tkankopodobnych przy użyciu submikrożelowej pożywki κ-karagenowej

Poznaj strategie druku 3D biotuszy na bazie żelatyny metakryloylowej (GelMA) dla zastosowań biomedycznych. Metoda umożliwia tworzenie struktur do terapii uszkodzeń narządów.

Protokoły biodruku 3D biotuszy na bazie żelatyny i hydrożelu metakryloylowego

Przeglądaj więcej filmów