Programy rozmnażania zagrożonych motyli w niewoli w celu poszerzenia wiedzy na temat historii życia i skutecznych technik ochrony ex situ

Metoda ta stanowi część większego protokołu hodowli konserwującej ex situ, stosowanego do masowej laboratoryjnej produkcji zagrożonych motyli. Pokazuje, w jaki sposób podstawowe metody hodowli można zaadaptować do badań naukowych, aby pomóc w rozwiązaniu kluczowych luk w danych behawioralnych, historii życia lub danych ekologicznych. Przedstawione szczegółowe metody oceny czasu rozwoju larw i liczby stadiów larwalnych mają szerokie zastosowanie w innych programach hodowlanych lub badawczych dotyczących ochrony motyli.

Technika ta jest skutecznym podejściem do dokumentowania wskaźników historii życia zagrożonego motyla, takich jak liczba stadiów larwalnych, czas trwania etapów rozwojowych i wielkość wszystkich etapów życia. Uprościliśmy nasz protokół, aby można było zwiększyć produktywność i efektywność w laboratorium, co jest szczególnie ważne w przypadku gromadzenia danych w krótkim czasie. Ta metoda wymaga zręczności i dbałości o szczegóły, aby uniknąć uszkodzenia organizmu, ponieważ larwy motyli są bardzo małe, zwłaszcza jako noworodki.

Procedurę zademonstruje Jacob Hornfeldt, student z naszego laboratorium. Na początek użyj małego pędzla akwarelowego z włosia wielbłąda, aby ostrożnie przesunąć i wyizolować pojedynczą larwę i umieścić ją pod mikroskopem preparacyjnym na szalce Petriego. Zanurz pojedynczy włos pióra owada w nietoksycznej świecącej farbie o kolorze kontrastującym z kolorem larwy i ostrożnie nałóż jedną małą kroplę farby na grzbiet larwy.

Po 30 sekundach farba wysycha. Za pomocą małego pędzla akwarelowego z włosia wielbłąda umieść każdą pojedynczą larwę we własnym, przezroczystym plastikowym kubku na porcje o pojemności dwóch uncji, zawierającym około jednego do trzech małych liści świeżego końcowego materiału gospodarza i napisz unikalny identyfikator na kubku i pokrywce. Mocno dokręć pokrywę.

Dokładnie sprawdzaj każdą larwę codziennie. Za pomocą kleszczy usuń liście i połóż je na białej powierzchni. Sprawdź kubek i przezroczystą pokrywkę.

Zbadaj liście pod mikroskopem preparacyjnym pod kątem obecności wysięków larwalnych i kapsułek głowy. Po zaobserwowaniu wysięku larwalnego wyjmij go z kubka i umieść w fiolce wypełnionej 0,2 mikrolitra gliceryny. Oznacz górną część wieczka i bok numerem larwy, datą linienia i kapsułką główną.

Umieść wysięk larwalny i powiązaną z nim kapsułkę na głowę w przezroczystej plastikowej pokrywce kubka na porcje i wlej do niej kilka kropli etanolu. Obserwuj wysięk larwalny pod mikroskopem preparacyjnym. Jeśli torebka z głową larwy jest już oddzielona od wysięku, umieść kroplę gliceryny na czubku spiczastych kleszczy entymologicznych i delikatnie przyłóż torebkę głowy do gliceryny.

Umieść kapsułkę na głowę w odpowiedniej probówce do mikrowirówki. Jeśli torebka na głowę jest nadal przyczepiona do wysięku larwy, użyj spiczastych kleszczy i szpilki do owadów, aby oddzielić torebkę głowy od wysięku larwy. Po oddzieleniu użyj techniki gliceryny, aby podnieść kapsułkę na głowę.

Po każdym linieniu przemaluj larwy i zapisz daty linienia. Każdego dnia używaj suwmiarki cyfrowej do pomiaru całkowitej długości ciała od głowy do ostatniego segmentu brzusznego każdej larwy. Wykonaj trzy pomiary i zapisz średnią z trzech wraz z datą i godziną.

Sprawdź odpowiedni plastikowy kubek, aby upewnić się, że nie ma w nim pleśni. Usuń wszystkie zanieczyszczenia i stare resztki hosta i w razie potrzeby dodaj świeży materiał hosta. Włóż larwę z powrotem do kubka.

Utrzymuj bańki w temperaturze laboratoryjnej między 27 a 32 stopniami Celsjusza, aby zapewnić optymalną aktywność i rozwój larw. Utrzymuj ten stan do momentu, gdy wszystkie larwy osiągną swój końcowy stadium rozwojowe i rozpoczną stadium przedsłupkowe. Kiedy larwy przestają żerować, zmieniają jednolity matowy zielonkawo-brązowy kolor, tracą szewrony i często oddalają się od żywiciela, umieść w kubku mały kawałek tektury falistej.

Gdy każda larwa w pełni się przepoczwarzy, zmierz jej całkowitą długość i zapisz datę przepoczwarzenia. Jest to ostatnie linienie każdego osobnika. Sprawdzaj poczwarki codziennie.

Kiedy wyrosną na motyle, użyj kleszczy, aby przytrzymać dorosłego motyla i delikatnie dmuchnij w skrzydła, aby odsłonić kolor górnej powierzchni skrzydła. Samce wydają się mieć niebieskie skrzydła na całym skrzydle, a samice mają zredukowaną niebieską i pomarańczową plamkę oczną na tylnym skrzydle. Zapisz datę eklozji i płeć każdego powstałego dorosłego motyla.

Aby zmierzyć długość cięciwy skrzydła każdego motyla, delikatnie przytrzymaj motyla kleszczami i użyj suwmiarki cyfrowej. W przypadku, gdy motyl jest zbyt aktywny, aby można go było zmierzyć, umieść go w lodówce na 30 sekund lub krócej i spróbuj ponownie. Protokół ten umożliwił ukierunkowane badania i obszerne gromadzenie danych na temat wielu kluczowych luk w danych, ważnych dla poprawy najlepszych praktyk hodowlanych i laboratoryjnych.

Oto cztery kapsułki na głowę zebrane dla jednej osoby. Większość larw miała cztery linienia, a każde niedojrzałe stadium życia trwało krócej niż pięć dni. Samice zazwyczaj rozwijały się szybciej we wszystkich niedojrzałych stadiach w porównaniu z samcami.

Chociaż nie był to znaczący efekt przy wartości p na poziomie 0,625. Ten krok jest bardzo skrupulatny, zwłaszcza gdy larwy są świeżo wyklutymi noworodkami. Ważne jest, aby pamiętać o użyciu mikroskopu na tym etapie, aby upewnić się, że farba została nałożona w odpowiednie miejsce z tyłu gąsienicy.

Metody te można rozszerzyć, aby pomóc w ocenie wskaźników przeżycia w stadium rozwojowym, zróżnicowanej wydajności na wielu żywicielach larwalnych, a także pomóc naukowcom w lepszej interpretacji danych z terenu. Ta prosta metoda pokazuje, w jaki sposób przy odrobinie planowania podstawowe praktyki hodowli organizmów można łatwo zaadaptować do badań naukowych. Wyniki mogą być następnie wykorzystane do pomocy w informowaniu i potencjalnym dostosowaniu metod ex situ w celu zwiększenia sukcesu.