Name: Programy rozmnażania zagrożonych motyli w niewoli w celu poszerzenia wiedzy na temat historii życia i skutecznych technik ochrony ex situ (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2020-02-11T13:00:00.000+00:00
Duration: 7 min 10 s
Description: Poznaj protokoły masowej hodowli w laboratorium zagrożonego motyla Miami blue (Cyclargus thomasi bethunebakeri). Metoda dokumentuje liczbę stadiów larwalnych i czas rozwoju, wspierając skuteczną ochronę ex situ.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Ta praca była wspierana przez granty z U.S. Fish and Wildlife Service's Conservation Recovery Initiative (F17AP00467) oraz Disney Conservation Fund. Dodatkowego wsparcia udzieliło Muzeum Historii Naturalnej na Florydzie oraz Wydział Entomologii i Nematologii Uniwersytetu Florydy.

1. Zapewnienie udanych zalotów i krycia dorosłych
<ol>
	<li>Po udanej ekfiltracji wypuść zdolne do życia dorosłe motyle do bezpiecznej, przesianej klatki lotniczej znajdującej się w szklarni o kontrolowanej temperaturze (rysunek uzupełniający 2). 
	UWAGA: Dorosłe osobniki mogą być oznaczane na brzusznej powierzchni skrzydeł trwałymi markerami atramentowymi, jeśli identyfikacja konkretnych osobników jest pożądana w celu rozdzielenia linii genetycznych, pochodzenia bydła lub w celu zebrania określonych danych związanych z długowiecznością organizmu, zachowaniem itp.
	<ol>
		<li>Chociaż dokładne wymiary klatki mogą się różnić, upewnij się, że jest wystarczająco dużo miejsca, aby pomieścić odpowiedni materiał roślinny nektarowy niezbędny do utrzymania zagęszczenia dorosłych motyli w pomieszczeniach i zapewnić człowiekowi miejsce do swobodnego stania i obracania się.</li>
		<li>Poza regulacją temperatury upewnij się, że szklarnia jest bezpieczna, aby mogła zapewnić drugą warstwę izolacji wraz z ochroną przed niekorzystnymi warunkami pogodowymi (np. ulewnym deszczem, wiatrem).</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Podnieś doniczkowy materiał roślinny z nektaru tak, aby nie było więcej niż 30 cm wolnej przestrzeni od wewnętrznej górnej części klatki do najwyżej kwitnących kwiatów (rysunek uzupełniający 2). Zapewnia to optymalny dostęp do dostępnych zasobów nektaru, oferuje dużą ilość dorosłych grzęd i minimalizuje nadmierną aktywność lotniczą.</li>
	<li>Umieść jedną roślinę żywicielską w doniczce w klatce lotu. Gwarantuje to, że nawet w przypadku pominięcia sparowanej pary można zebrać wszelkie złożone jaja.</li>
	<li>Zapewnij stały przepływ powietrza. Zwiększa to aktywność zalotów i sukces godowy. W szklarni najlepiej sprawdzają się dmuchawy i wentylatory cyrkulacyjne montowane na stałe, aby poprawić wentylację i ruch powietrza. Można również zastosować mniejsze przenośne urządzenia wentylacyjne, takie jak wentylatory skrzynkowe lub biurkowe.</li>
	<li>Utrzymuj wewnętrzną temperaturę w szklarni między 27 °C a 32 °C, aby zapewnić optymalną aktywność dorosłego osobnika i sukces godowy. Temperatura wewnątrz klatki jest monitorowana za pomocą termometru monitorującego z pamięcią identyfikowalną.</li>
	<li>Regularnie spryskuj ekranowaną klatkę lotniczą (mniej więcej raz na 2 godziny) wodą za pomocą pompy ręcznej, plastikowego opryskiwacza zbiornika lub węża ogrodowego.</li>
	<li>Delikatnie zebrać poszczególne pary kojarzące się z przesianą klatką lotową za pomocą przezroczystej plastikowej fiolki z zatrzaskiem o pojemności 50 dram (tabela materiałów), umieszczając od jednej do dwóch par w fiolce i przetransportować do pomieszczenia hodowlanego lub laboratorium (rysunek uzupełniający 3).</li>
</ol>
2. Maksymalizacja produkcji jaj
<ol>
	<li>Zmontować komorę do składania jaj.
	<ol>
		<li>Weź zwykły biały papierowy kubek o pojemności 12 uncji i za pomocą noża uniwersalnego z ostrzem zatrzaskowym wykonaj dwa poziome nacięcia po każdej stronie kubka naprzeciwko siebie. Każde cięcie powinno znajdować się około 1 cm poniżej krawędzi.</li>
		<li>Przetnij pojedynczy bawełniany wacik na pół i włóż końcówkę pręta każdego z nich w dwa poziome nacięcia po każdej stronie papierowego kubka, tak aby część bawełnianego wacika wystawała około 2 cm w kierunku wnętrza kubka.</li>
		<li>Za pomocą noża uniwersalnego z ostrzem zatrzaskowym wykonaj dwa nacięcia "X" na dnie papierowego kubka. Każde ukośne cięcie powinno mieć około 1 cm długości.</li>
		<li>Weź plastikowy kubek o pojemności 9 uncji i napełnij dno około 2 cm wodą z kranu.</li>
		<li>Umieść świeży kawałek o długości około 15 cm, przedstawiający końcowy wzrost larwalnej rośliny żywicielskiej w papierowym kubku, wkładając łodygę przez jedno z nacięć "X" w dnie. Przepchnij łodygę przez nacięcie tak, aby około 4-5 cm wystawało z dna.</li>
		<li>Umieść papierowy kubek z materiałem żywicielskim w plastikowym kubku, upewniając się, że łodyga rośliny znajduje się w wodzie.</li>
		<li>Napełnij strzykawkę sub-Q o pojemności 1 ml (0,45 mm x 16 mm) aromatyzowanym napojem sportowym i nasącz oba bawełniane waciki w papierowym kubku. Działają one jak sztuczne kwiaty. 
		UWAGA: Napój sportowy o smaku melona i ponczu owocowego stanowi najlepszą alternatywę dla nektaru.</li>
		<li>Gdy każda para godowa oddzieli się, umieść 2-3 ciężarne samice w zmontowanej konfiguracji kubka (tj. komorze składania jaj</li>).
		<li>Przykryj miseczkę wyciętym kwadratowym fragmentem czarnego tiulu (około 15 cm x 15 cm) i zabezpiecz ją gumką wokół pokrywki (Rysunek uzupełniający 4). tiul zapewnia najlepszą widoczność w miseczce i łatwą identyfikację wszelkich jaj, które mogą czasami zostać złożone na tiulu.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Stymuluj aktywność dorosłych motyli i składanie jaj.
	<ol>
		<li>Umieść każdą komorę do składania jaj na stole laboratoryjnym lub stole około 19 cm poniżej 8.5 cala (21.59 cm) clamp lamp z aluminiowym reflektorem mieszczącym żarówkę o mocy 40 W (rysunek uzupełniający 5). 
		UWAGA: Żarówka zapewnia promieniowanie cieplne niezbędne do stymulowania aktywności osoby dorosłej i składania jaj.</li>
		<li>Umieść termometr monitorujący z pamięcią w pobliżu świateł i uruchom czujnik temperatury tak, aby spoczywał na komorze składania jaj umieszczonej bezpośrednio pod lampą zaciskową. 
		UWAGA: Docelowy zakres temperatur wynosi od 27.5 °C do 29 °C.</li>
		<li>W razie potrzeby dodaj dodatkowe lampy zaciskowe, w zależności od całkowitej liczby rozmieszczonych komór do składania jaj.</li>
		<li>Podłącz lampy zaciskowe do programowalnego wewnętrznego mechanicznego timera wtykowego 15 Amp 24 h z dwoma wyjściami (programowalnymi w 30-minutowych odstępach czasu).</li>
		<li>Ustaw timer, aby włączyć lampę zaciskową na 30 minut interwały (tj. powtarzalny cykl 30 minut włączenia, 30 minut wyłączenia). 
		UWAGA: Ten cykl świetlny pomaga zmaksymalizować produkcję jaj, zapewniając powtarzalne okresy oświetlenia w celu stymulowania aktywności dorosłych motyli i składania jaj, po których następują krótkie ciemne okresy odpoczynku.</li>
		<li>Odświeżaj bawełniane waciki w każdej filiżance aromatyzowanym napojem sportowym za pomocą strzykawki sub-Q i regularnie spryskuj wodą za pomocą plastikowej butelki z rozpylaczem mniej więcej co 2-3 godziny lub w razie potrzeby. 
		UWAGA: Zapewnia to odpowiednią ilość sztucznego nektaru i wilgoci, aby motyle mogły swobodnie żerować zgodnie z życzeniem. W ten sposób zwiększa zarówno długowieczność dorosłych osobników, jak i produktywność składania jaj w warunkach laboratoryjnych, w których żywy, kwitnący materiał roślinny nie może być łatwo wykorzystany.</li>
		<li>Regularnie monitoruj kubki i w razie potrzeby zastępuj roślinę żywicielską świeżymi sadzonkami.</li>
		<li>Kiedy jaja zaczną się wykluwać lub gęstość jaj stanie się wysoka, przenieś samicę (samice) do nowego kubka ze świeżym żywicielem i rozpocznij protokół larwalny z noworodkami.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
3. Pielęgnacja i utrzymanie larw
<ol>
	<li>Powtórz kroki 2.3-2.6, aby złożyć kubki na larwy.</li>
	<li>Kiedy jaja zaczną się wykluwać, przenieś materiał roślinny żywiciela z jajami i larwami noworodków do nowo złożonego kubka, umieszczając łodygę przez drugi "X" na dnie, upewniając się, że łodyga rośliny znajduje się w wodzie, a liście dotykają sąsiedniego świeżego cięcia żywiciela.</li>
	<li>Gdy larwy są młode (noworodek-2 w stadium), codziennie sprawdzaj kubki larwalne pod kątem świeżości materiału roślinnego żywiciela i obecności pleśni lub nadmiernego frass. 
	UWAGA: Nie zaleca się codziennego usuwania materiału żywicielskiego, gdy larwy są młode, ponieważ może to spowodować uszkodzenie organizmu w wyniku obchodzenia się z nim i/lub niepotrzebnego marnowania świeżego materiału żywicielskiego.</li>
	<li>Jeśli materiał żywiciela jest zwiędły lub w innym złym stanie, umieść kolejny kawałek świeżego materiału żywicielskiego w kubku tak, aby dotykał istniejących liści i pozwól larwom samodzielnie przenieść się do nowego żywiciela.</li>
	<li>Gdy larwy osiągną 3. stadium rozwojowe, wymień papierowy kubek i codziennie dodawaj świeży materiał żywicielski.</li>
	<li>Użyj małego pędzla do malowania akwarelami z włosia wielbłąda, aby delikatnie przesunąć larwy ze starego materiału żywiciela lub powierzchni kubka na świeży materiał żywiciela w nowym kubku.</li>
	<li>Umieść stary materiał hosta w pustym prostokątnym plastikowym pojemniku do przechowywania żywności.</li>
	<li>Powtarzaj kroki 3,5-3,7 codziennie, aż wszystkie kubki z larwami zostaną przetworzone.</li>
	<li>Po zakończeniu dodaj niewielką ilość świeżego materiału żywicielskiego na odpady roślinne w pojemniku do przechowywania żywności i luźno przykryj pokrywką na wierzchu. 
	UWAGA: Służy to jako zabezpieczenie na wypadek, gdyby jakiekolwiek larwy zostały przeoczone podczas codziennego przetwarzania, ponieważ będą one pełzać po nowym materiale żywicielskim na wierzchu odpadów roślinnych i mogą zostać usunięte następnego dnia.</li>
	<li>Utrzymuj bańki w temperaturze laboratoryjnej między 25 °C a 28 °C w celu uzyskania optymalnej aktywności larwalnej i rozwoju (rysunek uzupełniający 6). 
	UWAGA: Aby osiągnąć optymalne temperatury chowu w warunkach wewnętrznych, często konieczne jest umieszczenie kubków pod lampami zaciskowymi z aluminiowymi reflektorami mieszczącymi żarówki o mocy 40 W. Temperatury mogą być następnie aktywnie monitorowane za pomocą termometru monitorującego z pamięcią identyfikowaną, a wysokość światła dostosowana do optymalnych warunków chowu.</li>
</ol>
4. Budowa komory przepoczwarzania
<ol>
	<li>Pokrój pojedynczą rolkę papieru falistego na kwadraty o równych wymiarach 3,8 cm x 3,8 cm.</li>
	<li>Umieść jeden kwadrat w przezroczystym plastikowym kubku na porcje o pojemności 2 uncji.</li>
	<li>Umieść kubek na przezroczystej plastikowej tacce na kubki (Rysunek uzupełniający 7).</li>
</ol>
5. Przygotowanie larw do przepoczwarzenia
<ol>
	<li>Identyfikacja dojrzałych larw gotowych do przepoczwarzenia podczas codziennego przetwarzania kolonii. 
	UWAGA: Takie larwy zmienią kolor na jednolity, matowy zielonkawo-brązowy, stracą szewrony i często odejdą od żywiciela.</li>
	<li>Delikatnie usuń każdą dojrzałą larwę za pomocą małego pędzla do malowania akwarelą z włosia wielbłąda lub kleszczy i umieść po jednej w każdej komorze przepoczwarzalniczej.</li>
	<li>Mocno zatrzaśnij przezroczystą plastikową pokrywę na komorze przepoczwarzalniczej.</li>
	<li>Powtarzać kroki 5.1-5.3 do momentu, gdy wszystkie larwy gotowe do przepoczwarzenia zostaną przeniesione do komór przepoczwarzających, dodając w razie potrzeby nowe plastikowe tacki (rysunek uzupełniający 8).</li>
</ol>
6. Utrzymywanie poczwarek
<ol>
	<li>Dla każdej tacki z komorami przepoczwarzalniczymi należy zapisać datę pierwszego przepoczwarzenia oraz wszelkie inne potrzebne istotne informacje (np. linię genetyczną, próbę doświadczalną itp.).</li>
	<li>Uporządkuj tace według daty i umieść w bezpiecznym miejscu w laboratorium (rysunek uzupełniający 8).</li>
	<li>Codziennie monitoruj tace do oglądania dorosłych. 
	UWAGA: Warunki laboratoryjne, takie jak temperatura, będą miały duży wpływ na czas rozwoju.</li>
	<li>Przed eklosją osobnika dorosłego (zwykle w ciągu 10 dni od pierwszego przepoczwarzenia) zdejmij pokrywki z poszczególnych komór przepoczwarzalniczych i umieść tacę w składanej siatkowej klatce hodowlanej o wymiarach 34,29 cm x 34,29 cm x 60,96 cm (rysunek uzupełniający 9). 
	UWAGA: Poczwarki bezpiecznie przymocowane w rowkach kwadratów z tektury falistej ułatwiają udaną eklozję dorosłego osobnika (rysunek uzupełniający 10).</li>
	<li>Powtórz cały protokół od kroku 1.1 dla kolejnego generowania na więź.</li>
</ol>
7. Ocena czasu rozwoju niedojrzałych etapów i liczby stadionów
<ol>
	<li>Umieść pojedynczą larwę pod mikroskopem preparacyjnym. Użyj małego pędzla do malowania akwarelami z włosia wielbłąda, aby ostrożnie przesunąć i odizolować larwy, aby uniknąć uszkodzenia organizmu.</li>
	<li>Zanurz pojedynczy włos pędzla w nietoksycznej świecącej farbie (Tabela materiałów) i ostrożnie nałóż jedną małą kroplę farby na grzbiet (grzbiet) larwy. Użyj koloru farby, który wyróżnia się na tle koloru i koloru wzoru larwy (rysunek uzupełniający 11). Pamiętaj, aby unikać nakładania farby na głowę larwy.</li>
	<li>Gdy farba wyschnie (około 30 s), umieść każdą pojedynczą larwę we własnym przezroczystym plastikowym kubku o pojemności 2 uncji, zawierającym około 1-3 małych liści świeżego końcowego materiału żywicielskiego i napisz unikalny identyfikator na kubku i pokrywce (rysunek uzupełniający 12).</li>
	
	<li>Dokładnie sprawdzaj każdą larwę codziennie. Usuń liście i ustaw na białej powierzchni. Sprawdzić kubek, przezroczystą pokrywkę i zbadać liście pod mikroskopem preparacyjnym pod kątem obecności wysięków larwalnych (odlanych skórek) i/lub kapsułek głowy.</li>
	<li>W przypadku znalezienia wysięku larwalnego, należy wyjąć go z kubka i umieścić w probówce do mikrowirówki oznaczonej odpowiednim numerem kubka i datą (patrz kroki 8.1-8.6 poniżej).</li>
	<li>Przemaluj larwy po każdym linieniu i zapisz daty linienia.</li>
	<li>Codziennie mierz całkowitą długość ciała (od głowy do ostatniego segmentu brzucha) każdej larwy za pomocą suwmiarki cyfrowej. Wykonaj trzy pomiary i zapisz średnią z tych trzech wraz z datą i godziną. W przypadku larw we wczesnym stadium rozwoju podczas pomiaru należy użyć szkła powiększającego lub lunety sekcyjnej, aby zapewnić dokładne pomiary.</li>
	<li>Włóż larwę z powrotem do odpowiedniego plastikowego kubka na porcje.</li>
	<li>W razie potrzeby dodaj świeży materiał hosta i usuń wszystkie wióry i stare resztki hosta. Jeśli w kubku zostanie znaleziona pleśń, wyrzuć i użyj nowego kubka. Wpisz prawidłowy unikalny numer identyfikacyjny na nowym kubku.</li>
	<li>Powtarzaj kroki 7.5-7.9, aż wszystkie larwy osiągną swój ostatni stadium rozwojowy i rozpoczną fazę przedmiedniczą. Kiedy larwy przestają żerować, zmieniają jednolity matowy zielonkawo-brązowy kolor, tracą szewrony i często oddalają się od żywiciela, minimalizując ich przeszkadzanie.</li>
	<li>Umieść mały kawałek tektury falistej w kubku (patrz krok 4.1).</li>
	<li>Gdy każda larwa w pełni się przepoczwarzy, zmierz jej całkowitą długość, jak w kroku 7.8 powyżej, i zapisz datę przepoczwarzenia. Będzie to ostatnie linienie każdego osobnika.</li>
	<li>Codziennie sprawdzaj poczwarki i zapisuj datę wylęgu oraz płeć każdego dorosłego motyla.</li>
	<li>Zmierz długość cięciwy skrzydła każdego motyla za pomocą suwmiarki cyfrowej. Motyle można delikatnie trzymać kleszczami do pomiaru. Jeśli motyl jest zbyt aktywny, aby można go było łatwo zmierzyć, tymczasowo umieść go w lodówce na 30 s lub krócej i spróbuj ponownie.</li>
</ol>
8. Zbieranie wysięków larwalnych
<ol>
	<li>W przypadku zaobserwowania wysięku larwalnego napełnij probówkę mikrowirówkową 0,2 μl gliceryny. Oznacz górną część wieczka i bok numerem larwy, datą linienia i kapsułką na głowę (H.C.). 
	UWAGA: Larwy niektórych larw lepidoptera regularnie zjadają wysięki, ale torebka głowa powinna pozostać.</li>
	<li>Umieść wysięk larwalny i powiązaną z nim kapsułkę na głowę w przezroczystej plastikowej pokrywce kubka na porcje i wlej do niej kilka kropli etanolu.</li>
	<li>Zbadaj wysięk larwalny pod mikroskopem preparacyjnym, umieszczając go w przezroczystej plastikowej pokrywce kubka na porcje i nakładając na nią kilka kropli etanolu. Jeśli torebka z głową larwy jest już oddzielona od wysięku, umieść kroplę gliceryny na końcówce spiczastych kleszczy entomologicznych i delikatnie przyłóż torebkę głowy do gliceryny. Umieść kapsułkę na głowę w odpowiedniej probówce do mikrowirówki.</li>
	<li>Jeśli torebka na głowę jest nadal przyczepiona do wysięku larwy, użyj spiczastych kleszczy i szpilki do owadów, aby oddzielić torebkę głowy od wysięku larwy.</li>
	<li>Po oddzieleniu użyj techniki gliceryny, aby podnieść kapsułkę na głowę. Jeśli jest za dużo etanolu, możesz użyć małego ręcznika papierowego, aby go usunąć, ale uważaj, aby przypadkowo nie wyjąć kapsułki na głowę.</li>
	<li>Umieścić kapsułkę na głowę w oznaczonej fiolce wypełnionej gliceryną i szczelnie zamknąć pokrywkę.</li>
</ol>

<ol><li>Thomas, J. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Butterfly+communities+under+threat%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">Butterfly communities under threat.</a> Science. 352 (6296), 216-218 (2016).</li>
<li>Swengel, S. R., Schlicht, D., Olsen, F., Swengel, A. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Declines+of+prairie+butterflies+in+the+Midwestern+USA%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Insect+Conservation%22%5BJournal%5D)">Declines of prairie butterflies in the Midwestern USA.</a> Journal of Insect Conservation. 15 (1-2), 327-339 (2011).</li>
<li>Habel, J. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Butterfly+community+shifts+over+two+centuries%5BTitle%5D)+AND+%22Conservation+Biology%22%5BJournal%5D)">Butterfly community shifts over two centuries.</a> Conservation Biology. 30 (4), 754-762 (2016).</li>
<li>Gilburn, A. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Are+neonicotinoid+insecticides+driving+declines+of+widespread+butterflies%3F%5BTitle%5D)+AND+%22Peer+J%22%5BJournal%5D)">Are neonicotinoid insecticides driving declines of widespread butterflies?</a> Peer J. 3, e1402(2015).</li>
<li>Sánchez-Bayo, F., Wyckhuys, K. A. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Worldwide+decline+of+the+entomofauna%3A+A+review+of+its+drivers%5BTitle%5D)+AND+%22Biological+Conservation%22%5BJournal%5D)">Worldwide decline of the entomofauna: A review of its drivers.</a> Biological Conservation. 232, 8-27 (2019).</li>
<li>Daniels, J. C., Magdich, M., Tolson, P. Butterfly recovery planning: Determining how to contribute. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aDaniels%2C+JC+%22Butterfly+Conservation+in+North+America%3A+Efforts+to+Help+Save+Our+Charismatic+Microfauna%22">Butterfly Conservation in North America: Efforts to Help Save Our Charismatic Microfauna</a>. Daniels, J. C. , Springer Science+Business Media B.V. New York. 1-21 (2015).</li>
<li>U.S. Fish and Wildlife Service. Environmental Conservation Online System. Listed Animals. , https://ecos.fws.gov/ecp (2019).</li>
<li>Schultz, C. B., Russell, C., Wynn, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Restoration%2C+reintroduction+and+captive+propagation+efforts+for+at-risk+butterflies%3A+a+review%5BTitle%5D)+AND+%22Israel+Journal+of+Ecology+and+Evolution%22%5BJournal%5D)">Restoration, reintroduction and captive propagation efforts for at-risk butterflies: a review.</a> Israel Journal of Ecology and Evolution. 54, 41-61 (2008).</li>
<li>Grow, S., Allard, R., Luke, D. The role of AZA-accredited zoos and aquariums in butterfly conservation. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aGrow%2C+S+%22Butterfly+Conservation+in+North+America%3A+Efforts+to+Help+Save+Our+Charismatic+Microfauna%22">Butterfly Conservation in North America: Efforts to Help Save Our Charismatic Microfauna</a>. Daniels, J. C. , Springer Science+Business Media B.V. New York. 23-34 (2015).</li>
<li>Crone, E. E., Pickering, D., Schultz, C. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Can+captive+rearing+promote+recovery+of+endangered+butterflies%3F+An+assessment+in+the+face+of+uncertainty%5BTitle%5D)+AND+%22Biological+Conservation%22%5BJournal%5D)">Can captive rearing promote recovery of endangered butterflies? An assessment in the face of uncertainty.</a> Biological Conservation. 139, 103-112 (2007).</li>
<li>Sanchez, S. J., Daniels, J. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+butterfly+conservation+initiative%3A+Developing+a+new+conservation+vision+through+compound+eyes%5BTitle%5D)+AND+%22News+of+the+Lepidopterists%27+Society%22%5BJournal%5D)">The butterfly conservation initiative: Developing a new conservation vision through compound eyes.</a> News of the Lepidopterists' Society. 49 (3), 75-77 (2007).</li>
<li>Wardlaw, J. C., Elmes, G. W., Thomas, J. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Techniques+for+studying+Maculinea+butterflies%3A+I.+Rearing+Maculinea+caterpillars+with+Myrmica+ants+in+the+laboratory%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Insect+Conservation%22%5BJournal%5D)">Techniques for studying Maculinea butterflies: I. Rearing Maculinea caterpillars with Myrmica ants in the laboratory.</a> Journal of Insect Conservation. 2 (1), 79-84 (1998).</li>
<li>Mattooni, R., Longcore, T., Krenova, Z., Lipman, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mass+rearing+the+endangered+Palos+Verdes+blue+butterfly+%28Glaucopsyche+lygdamus+palosverdesensis%3ALycaenidae%29%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Research+on+the+Lepidoptera%22%5BJournal%5D)">Mass rearing the endangered Palos Verdes blue butterfly (Glaucopsyche lygdamus palosverdesensis:Lycaenidae).</a> Journal of Research on the Lepidoptera. 37, 55-67 (1998).</li>
<li>Pearce-Kelly, P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+captive+rearing+of+threatened+Orthoptera%3A+a+comparison+of+the+conservation+potential+and+practical+considerations+of+two+species%27+breeding+programmes+at+the+Zoological+Society+of+London%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Insect+Conservation%22%5BJournal%5D)">The captive rearing of threatened Orthoptera: a comparison of the conservation potential and practical considerations of two species' breeding programmes at the Zoological Society of London.</a> Journal of Insect Conservation. 2 (3-4), 201-210 (1998).</li>
<li>Wells, C. N., Edwards, L., Hawkins, R., Smith, L., Tonkyn, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+rearing+method+for+Agrynnis+%28Speyeria%29+diana+%28Lepidoptera%3A+Nymphalidae%29+that+avoids+diapause%5BTitle%5D)+AND+%22Psyche%22%5BJournal%5D)">A rearing method for Agrynnis (Speyeria) diana (Lepidoptera: Nymphalidae) that avoids diapause.</a> Psyche. , 1-6 (2011).</li>
<li>Grosboll, D. N. Captive Rearing the Endangered Mardon Skipper (Polites mardon) and Taylor's Checkerspot (Euphydryas editha taylori) Butterflies: Initial Results (Lepidoptera, Nymphalidae). Proceedings of the species at risk, pathways to recovery conference. , Species at Risk Pathways to Recovery Conference Organizing Committee. Victoria. 1-6 (2004).</li>
<li>Barclay, E., Arnold, M., Andersen, M., Shepherdson, D. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aBarclay%2C+E+%22Husbandry+manual%3A+Taylor%27s+checkerspot+%28Euphydryas+editha+taylori%29%22">Husbandry manual: Taylor's checkerspot (Euphydryas editha taylori)</a>. , 1st edition, Oregon Zoo. Portland, Oregon. (2009).</li>
<li>Johnson, J., et al. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aJohnson%2C+J+%22Captive+Rearing+of+the+Laguna+Mountains+Skipper+%28Pyrgus+ruralis+laguanae%29%3A+Final+Report%22">Captive Rearing of the Laguna Mountains Skipper (Pyrgus ruralis laguanae): Final Report</a>. , (2010).</li>
<li>Linders, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Captive+rearing+and+translocation+of+Taylor%27s+checkerspot+in+South+Puget+Sound%3A+2011-2012%5BTitle%5D)+AND+%222012+Annual+Progress+Report+to+the+ACUB+Technical+Review+Committee%22%5BJournal%5D)">Captive rearing and translocation of Taylor's checkerspot in South Puget Sound: 2011-2012.</a> 2012 Annual Progress Report to the ACUB Technical Review Committee. , (2012).</li>
<li>Linders, M., Lewis, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Captive+rearing+and+translocation+of+Taylor%27s+checkerspot+butterfly+%28Euphydryas+editha+taylori.%29%3A+South+Puget+Sound%2C+Washington%2C+2012%E2%80%932013%5BTitle%5D)+AND+%222013+Annual+Report+to+the+US+Fish+and+Wildlife+Service+%28Cooperative+Agreement+F12ACI00835%29%2C+Joint+Base+Lewis-McChord+Fish+and+Wildlife+Program+and+JBLM-ACUB+Technical+Review+Committee%22%5BJournal%5D)">Captive rearing and translocation of Taylor's checkerspot butterfly (Euphydryas editha taylori.): South Puget Sound, Washington, 2012–2013.</a> 2013 Annual Report to the US Fish and Wildlife Service (Cooperative Agreement F12ACI00835), Joint Base Lewis-McChord Fish and Wildlife Program and JBLM-ACUB Technical Review Committee. , (2013).</li>
<li>Department of Conservation and Research, Toledo Zoo. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=%22Propagation+Handbook+for+the+Karner+Blue+Butterfly+Lycaeides+melissa+samuelis%22">Propagation Handbook for the Karner Blue Butterfly Lycaeides melissa samuelis</a>. , Fourth edition, (2006).</li>
<li>Johnson, J. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Captive+Rearing+of+Lange%27s+Metalmark+Butterfly%2C+2011-2015%5BTitle%5D)+AND+%22United+States+Fish+and+Wildlife+Service%2C+CVPIA+Habitat+Restoration+Program+%28F11AP00168%29%22%5BJournal%5D)">Captive Rearing of Lange's Metalmark Butterfly, 2011-2015.</a> United States Fish and Wildlife Service, CVPIA Habitat Restoration Program (F11AP00168). , (2016).</li>
<li>Andersen, M. J., et al. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aAndersen%2C+MJ+%22Oregon+Silverspot+Butterfly+Husbandry+Manual%22">Oregon Silverspot Butterfly Husbandry Manual</a>. , Oregon Zoo. Portland, Oregon. (2010).</li>
<li>Washington Department of Fish and Wildlife. Threatened and Endangered Wildlife in Washington: 2012 Annual Report. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=%22Listing+and+Recovery+Section%2C+Wildlife+Program%2C+Washington+Department+of+Fish+and+Wildlife%22">Listing and Recovery Section, Wildlife Program, Washington Department of Fish and Wildlife</a>. , Olympia. (2013).</li>
<li>McGowan, P. J. K., Traylor-Holzer, K., Leus, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((IUCN+guidelines+for+determining+how+ex+situ+management+should+be+used+in+species+conservation%5BTitle%5D)+AND+%22Conservation+Letters%22%5BJournal%5D)">IUCN guidelines for determining how ex situ management should be used in species conservation.</a> Conservation Letters. 10 (3), 361-366 (2017).</li>
<li>Pearce-Kelly, P., et al. The conservation value of insect breeding programmes: Rationale, evaluation tools and example programme case studies. Insect Conservation Biology: Proceedings of the Royal Entomological Society's 23nd Symposium. Stuart, A. J. A., New, T. R., Lewis, O. T., et al. , 57-75 (2007).</li>
<li>U.S. Fish and Wildlife Service. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Policy+Regarding+Controlled+Propagation+of+Species+Listed+Under+the+Endangered+Species+Act%5BTitle%5D)+AND+%22United+States+Federal+Register%22%5BJournal%5D)">Policy Regarding Controlled Propagation of Species Listed Under the Endangered Species Act.</a> United States Federal Register. 65 (183), 56916-56922 (2000).</li>
<li>IUCN/SSC. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Guidelines+on+the+use+of+ex+situ+management+for+species+conservation.+Version+2.0%5BTitle%5D)+AND+%22IUCN+Species+Survival+Commission%22%5BJournal%5D)">Guidelines on the use of ex situ management for species conservation. Version 2.0.</a> IUCN Species Survival Commission. , Gland, Switzerland. (2014).</li>
<li>Sutherland, W. J., Pullin, A. S., Dolman, P. M., Knight, T. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+need+for+evidence-based+conservation%5BTitle%5D)+AND+%22Trends+in+Ecology+%26+Evolution%22%5BJournal%5D)">The need for evidence-based conservation.</a> Trends in Ecology & Evolution. 19 (6), 305-308 (2004).</li>
<li>Daniels, J. C., Nordmeyer, C., Runquist, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Improving+standards+for+at-risk+butterfly+translocations%5BTitle%5D)+AND+%22Diversity%22%5BJournal%5D)">Improving standards for at-risk butterfly translocations.</a> Diversity. 10, 67(2018).</li>
<li>Saarinen, E. V. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=%22Population+genetics+of+the+endangered+Miami+blue+butterfly+Cyclargus+thomasi+bethunebakeri.%3A+implications+for+conservation%22">Population genetics of the endangered Miami blue butterfly Cyclargus thomasi bethunebakeri.: implications for conservation</a>. , University of Florida. Gainesville. (2009).</li>
<li>Becker, T. Propagation and repatriation of the regal fritillary butterfly. , http://titag.org/2016/2016papers/beckerregal.pdf (2019).</li>
<li>R Core Team. R A Language and Environment for Statistical Computing. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=%22R+Foundation+for+Statistical+Computing%22">R Foundation for Statistical Computing</a>. , Vienna, Austria. (2016).</li>
<li>Schultz, C. B., Dzurisin, J. D., Russell, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Captive+rearing+of+Puget+blue+butterflies+%28Icaricia+icarioides+blackmorei%29+and+implications+for+conservation%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Insect+Conservation%22%5BJournal%5D)">Captive rearing of Puget blue butterflies (Icaricia icarioides blackmorei) and implications for conservation.</a> Journal of Insect Conservation. 13 (3), 309-313 (2009).</li>
<li>Frankham, R., Loebel, D. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Modeling+problems+in+conservation+genetics+using+captive+Drosophila+populations%3A+Rapid+genetic+adaptation+to+captivity%5BTitle%5D)+AND+%22Zoo+Biology%22%5BJournal%5D)">Modeling problems in conservation genetics using captive Drosophila populations: Rapid genetic adaptation to captivity.</a> Zoo Biology. 11 (5), 333-342 (1992).</li>
</ol>

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

W tym miejscu ilustrujemy skuteczność tego sprawdzonego protokołu hodowli konserwującej ex situ w masowej produkcji zagrożonych motyli oraz to, jak można go zaadaptować do badań naukowych, aby pomóc w rozwiązaniu kluczowych luk w danych behawioralnych, historii życia lub ekologicznych. Na przykład lepsze zrozumienie średniego całkowitego czasu rozwoju (od jaja do dorosłego osobnika), średniego czasu trwania na każdym etapie życia oraz optymalnej temperatury do krycia pomogło udoskonalić protokół i zwiększyć ogólny sukces programu. Zdecydowana większość istniejących protokołów szczegółowo opisuje jedynie metody hodowli organizmów i nie omawia gromadzenia danych, badań naukowych ani wykorzystania takich wyników w celu pomocy w informowaniu i potencjalnym dostosowaniu metod ex situ.
Protokół ten wymaga codziennej hodowli organizmów. Zdrowie i produktywność organizmów są maksymalizowane dzięki czystym warunkom hodowli, brakowi przeludnienia organizmów i dostępności wysokiej jakości materiału roślinnego żywiciela larwnego. W większości używamy jednorazowych materiałów i pojemników hodowlanych (np. papierowych i plastikowych kubków) i zazwyczaj wymieniamy je regularnie, często codziennie, i nigdy nie używamy ponownie materiału. Jest to zarówno opłacalne, jak i minimalizuje potrzebę bardziej pracochłonnej dezynfekcji materiałów. Jednak powszechnie używane narzędzia, takie jak kleszcze entomologiczne, pędzle do malowania akwarelami i małe wysuwane klatki do ćwiczeń, a także wszystkie powierzchnie hodowlane, takie jak blaty i blaty stołów laboratoryjnych, są regularnie odkażane przy użyciu 5% roztworu wybielacza. Dokładny harmonogram dezynfekcji jest w dużym stopniu zależny od częstotliwości użytkowania, fenologii organizmu i innych zmiennych i powinien być dostosowany do konkretnych potrzeb każdego programu ex situ. Dodatkowo dowiadujemy się, że biały papier rzeźniczy jest przydatny do pokrycia wszystkich powierzchni hodowlanych. Zapewnia niedrogie, łatwe do rozmieszczenia czyste podłoże, a biały kolor tła ułatwia obserwację wszelkich zabłąkanych organizmów. Podczas codziennej hodowli cały personel laboratoryjny powinien zawsze nosić jednorazowe rękawice do badań laboratoryjnych, aby zminimalizować zanieczyszczenie i chronić personel przed potencjalnym podrażnieniem skóry wynikającym z obchodzenia się z roślinami lub organizmami. Jest to szczególnie ważne, jeśli personel laboratoryjny ma zwierzęta domowe, które wymagają miejscowego leczenia pcheł. Nawet niewielka ilość pozostałości substancji czynnej może być niebezpieczna dla zwierząt gospodarskich żyjących w niewoli.
Dodatkowo należy zadbać o zminimalizowanie przeludnienia organizmu. Przeludnienie larw może szybko doprowadzić do pogorszenia stanu zdrowia organizmu, a nawet kanibalizmu u niektórych taksonów, zwłaszcza Lycaenidae. Konieczne może być regularne oddzielanie larw w celu zmniejszenia ich liczebności w pojemnikach hodowlanych i/lub nawet izolowanie pojedynczych larw, jak opisano w części protokołu dotyczącej historii życia. Idealna liczba osób przypadających na kontener może się znacznie różnić w zależności od konkretnego taksonu i różnych ograniczeń programu ex situ, takich jak dostępny budżet, zaplecze laboratoryjne i całkowita liczba personelu hodowlanego. Podobnie zalecamy pozostawienie odpowiedniej przestrzeni między kubkami, w których znajdują się larwy, aby zminimalizować możliwość przemieszczania się organizmu między pojemnikami. Wreszcie, w przypadku większych populacji żyjących w niewoli, zdecydowanie zaleca się oddzielenie stada między jednym lub kilkoma obiektami laboratoryjnymi. Ta strategia ochronna może pomóc zminimalizować katastrofalne straty całej populacji z powodu choroby lub innych nieprzewidzianych skutków.
Jakość i dostępność roślin żywicielskich larw napędza produkcję zwierzęcą i silnie wpływa zarówno na tempo rozwoju larw, jak i ogólny stan zdrowia populacji. Niemniej jednak niewiele opublikowanych raportów lub badań podkreśla ten zakulisowy wymóg lub omawia najlepsze praktyki szkółkarskie. Skuteczne planowanie programu ex situ musi uwzględniać odpowiednią ilość roślin, produkcję i konserwację. Ponieważ wiele larw wymaga lub preferuje również pewne części roślin (np. końcowy nowy wzrost, pąki kwiatowe i kwiatostany, owoce itp.), wymagana jest skuteczna inscenizacja, aby zapewnić odpowiednią fenologię rośliny.
Dodatkowe względy obejmują odpowiednie zarządzanie demograficzne i genetyczne oraz minimalizację wszelkich potencjalnych negatywnych skutków niewoli. Zalecamy opracowanie planu zarządzania genetycznego. Może to obejmować strategie regularnego wprowadzania nowego materiału genetycznego, maksymalizacji różnorodności i zapobiegania bliskiemu chowowi wsobnemu, okresowej oceny kluczowych zmiennych przystosowania organizmów oraz monitorowania genetyki na pewnym poziomie, aby umożliwić porównanie z istniejącymi populacjami i sprawdzić stan zdrowia stad żyjących w niewoli. Uzasadnione jest również okresowe porównywanie cech osobników żyjących w niewoli z osobnikami z populacji założycielskich34,35.
Protokoły te reprezentują sprawdzone najlepsze praktyki. Powinny one przynieść korzyści wielu badaczom i praktykom zajmującym się ochroną przyrody, którzy mogą bezpośrednio zastosować lub dostosować nasze metody do własnych badań i programów ochrony i odbudowy zagrożonych motyli lub owadów ex situ. Specyficznie zarysowany protokół hodowli w niewoli jest prawdopodobnie najbardziej odpowiedni dla programów skoncentrowanych na innych Lycaenidae, pokrewnych taksonach lub taksonach o mniejszych rozmiarach. Niemniej jednak wiele elementów, takich jak te związane z zapewnieniem udanych zalotów i kopulacji, utrzymywaniem dorosłych osobników za pomocą sztucznego nektaru, maksymalizacją składania jaj i ogólną opieką nad larwami, można prawdopodobnie szerzej zastosować lub dostosować do szerszego zakresu taksonów. Jak wspomniano wcześniej, chociaż należy położyć nacisk na elastyczność protokołu, dostęp do innych uznanych metodologii może pomóc w dostarczeniu cennych informacji i realnym punktem wyjścia dla adaptacji i innowacji. Przedstawione metody oceny różnych cech historii życia, takich jak czas rozwoju larw i liczba stadiów larwalnych, mają prawdopodobnie szerokie zastosowanie w innych programach hodowli zachowawczej i zagrożonych taksonach. Zachęcamy innych do pomocy w wypełnianiu kluczowych luk w danych ekologicznych, gdy tylko jest to możliwe, oraz do publikowania zweryfikowanych protokołów i wyników programów.

Rosnąca lista badań wskazuje na powszechne i poważne globalne spadki populacji motyli1,2,3,4,5. Dotyczy to zdecydowanej większości zagrożonych gatunków. Programy ochrony mające na celu złagodzenie takich spadków często wykorzystują mieszankę strategii, w tym monitorowanie populacji, zarządzanie siedliskami i odbudowę, badania naukowe, rozmnażanie w niewoli i translokację organizmów6. W samych Stanach Zjednoczonych i na ich terytoriach łącznie 30 taksonów motyli jest wymienionych w ustawie o gatunkach zagrożonych wyginięciem (ESA) jako zagrożone lub zagrożone, a 21 z nich ma zatwierdzone projekty lub ostateczne plany odbudowy. W przypadku takich taksonów ponad połowa zidentyfikowanych strategii odbudowy zaleca rozmnażanie w niewoli lub stwierdza, że należy ocenić rozmnażanie w niewoli7. Wykorzystanie działań na rzecz ochrony motyli ex situ znacznie wzrosło w ostatnich latach8,9 i ma potencjał, aby stać się kluczowym narzędziem wspomagającym wysiłki na rzecz odbudowy10. Liczne instytucje, organizacje i agencje są obecnie zaangażowane w działania ex situ dla co najmniej 11 taksonów motyli wymienionych na liście ESA (tj. Cyclargus thomasi bethunebakeri, Euphydryas editha quino, Euphydryas editha taylori, Heraclides aristodemus, Hesperia dacotae, Lycaeides melissa samuelis, Oarisma poweshiek, Pyrgus ruralis lagunae i Speryeria zerene hippolyta) oraz kilku innych zagrożonych taksonów (np. Callophrys irus, Euphydryas phaeton, Speyeria idalia, oraz Eumaeus atala)11. Pomimo wielu solidnych i udanych wysiłków, nadal brakuje regularnej komunikacji między programami i między praktykami zajmującymi się ochroną przyrody, obejmującej wymianę pomysłów, danych, skutecznych metodologii i wyników. Takie dzielenie się wiedzą jest niezbędne, ponieważ pomaga zminimalizować powielanie wysiłków, poprawia ogólne najlepsze praktyki i zwiększa wpływ na ochronę przyrody. Niewiele opublikowanych protokołów hodowli, hodowli lub hodowli w niewoli jest łatwo dostępnych dla zagrożonych taksonów motyli, a te, które są, często nie mają wystarczających szczegółów narracyjnych i/lub ilustracji. Często zawierają one głównie streszczenia szczegółów z ograniczonymi instrukcjami krok po kroku i towarzyszącymi obrazami, co utrudnia replikację lub zastosowanie do innych taksonów utrudnia ocenę12,13,14,15. Wiele z dostępnych protokołów jest w jakiś sposób ograniczonych: istnieją one tylko w szarej literaturze lub na różnych poziomach szczegółowości, w zależności od wieku publikacji, lub jako części składowe w materiałach z sympozjów, raportach agencji/fundatorów lub wewnętrznych podręcznikach16,17,18,19,20,21,22,23,24.
Dla większości programów ochrony przyrody, rozmnażanie w niewoli jest przede wszystkim prowadzone w celu wsparcia translokacji ochronnej, która obejmuje reintrodukcję, wzmocnienie (tj. rozszerzenie) i introdukcję25,26. Takie działania mają być realizowane strategicznie jako element ogólnej strategii odbudowy, aby pomóc w zapobieganiu wyginięciu gatunków, podgatunków lub populacji umieszczonych w wykazie. Należy jednak zauważyć, że jest to jedna z kilku innych potencjalnych ról, jakie mogą pełnić takie programy ex situ. Mogą one również obejmować utrzymanie populacji ubezpieczonej (tj. refugia), tymczasowe ratowanie organizmów, wspieranie badań i/lub szkoleń związanych z rekonwalescencją oraz promowanie edukacji i działań uświadamiających związanych z ochroną przyrody27,28. Niezależnie od tego, czy programy ex situ mają jeden zdefiniowany cel, czy też połączenie kilku, praktycy zajmujący się ochroną przyrody powinni maksymalizować możliwości gromadzenia danych, aby w miarę możliwości wypełnić kluczowe luki informacyjne. Jest to szczególnie ważne, ponieważ zdecydowana większość zagrożonych taksonów była na ogół słabo zbadana przed znacznym spadkiem populacji dzikich zwierząt. Uzyskana w ten sposób poszerzona wiedza na temat różnych aspektów behawioralnych, ekologicznych lub historii życia taksonu centralnego może pomóc w rozwoju skutecznej ochrony i zarządzania gatunkami29.
Tutaj szczegółowo opisujemy protokół rozmnażania w niewoli, który został opracowany dla zagrożonego federalnie niebieskiego motyla z Miami (Cyclargus thomasi bethunebakeri) (Rysunek uzupełniający 1) jako część większego programu ochrony i odbudowy. W tym przypadku program rozmnażania w niewoli pełni trzy konkretne, określone role: 1) populacja ubezpieczeniowa na wypadek utraty istniejącej dzikiej populacji, 2) populacja badawcza zaprojektowana w celu wypełnienia zidentyfikowanych luk w wiedzy ekologicznej i historii życia, które mogą pomóc w odbudowie i/lub zarządzaniu, oraz 3) produkcja organizmów zdolnych do życia, translokacja ochronna na tereny w historycznym zasięgu taksonu. Powstały protokół został dobrze sprawdzony i sprawdzony, jest używany i ulepszany od ponad dekady. W związku z tym uważamy, że opisane techniki i metodologie stanowią realny model, który może być zastosowany lub łatwo zaadaptowany do innych programów ex situ zagrożonych motyli, szczególnie tych obejmujących Lycaenidae lub pokrewne taksony. Chociaż nie sugerujemy, że opisany protokół jest lepszy od innych, uważamy, że istnieją możliwości szerszego zastosowania niektórych metod w celu zwiększenia produktywności, opieki lub wydajności. Jest to szczególnie prawdziwe, ponieważ większość naszej hodowli odbywa się w warunkach laboratoryjnych z ograniczoną przestrzenią, podobnie jak w programach ochrony z udziałem Euphydryas editha taylori i Speryeria zerene hippolyta17,23. Wiele innych protokołów często wykorzystuje materiał doniczkowy do składania jaj lub hodowli larw, co czasami może prowadzić do zwiększonej złożoności związanej z kontrolą drapieżników, kontrolą środowiska (tj. wilgotnością, temperaturą), monitorowaniem zwierząt gospodarskich, gromadzeniem danych, problemami ze szkodnikami roślin i przestrzenią, aby wymienić tylko kilka21,22. Wreszcie, w przedstawionym protokole przedstawiono metody hodowli w niewoli. Wiele innych zagrożonych programów ochrony motyli obejmuje hodowlę w niewoli lub hodowlę w niewoli, a reprezentatywne protokoły odzwierciedlają te różnice. Chociaż często jest to niewielkie, uważamy, że pomaga to poszerzyć istniejącą pulę dostępnych informacji, które mogą być przeglądane przez inne programy. Ma to zasadnicze znaczenie, ponieważ większość programów ex situ stanowi pionierskie wysiłki mające na celu ułatwienie odtworzenia rzadkich i często słabo zbadanych taksonów. Dostępne protokoły mogą służyć jako doskonały punkt wyjścia, który pomoże dostarczyć cennych informacji, ograniczyć powielanie wysiłków i promować innowacje. Ze względu na "rozległą międzygatunkową różnorodność zachowań motyli, cech historii życia i wymagań ekologicznych w połączeniu z często wyraźnymi różnicami w obiektach programowych, budżetach, wiedzy specjalistycznej praktyków" i innymi nieodłącznymi różnicami, poleganie na jednej metodologii, nawet w przypadku blisko spokrewnionych taksonów, jest często ograniczające i nieuzasadnione30. Elastyczność w zakresie udoskonalania lub opracowywania nowych protokołów dostosowanych do potrzeb konkretnych taksonów lub programów ma zasadnicze znaczenie dla osiągnięcia sukcesu i dlatego należy na nią kłaść nacisk. Dodatkowo opisujemy techniki laboratoryjne służące do zbierania wskaźników dotyczących rozwoju organizmów w warunkach niewoli, w tym liczby stadiów larwalnych, czasu trwania poszczególnych etapów rozwojowych, całkowitego czasu rozwoju oraz długości larw i poczwarek. Techniki te mają szerokie zastosowanie w badaniach historii życia Lepidoptera, które mogą być wykorzystane do udoskonalenia protokołów ex situ lub dostarczenia danych terenowych.

<table><tbody><tr><td>12 uncji zwykłych białych kubków papierowych (karat)</td><td>Lollicup</td><td>C-KC16</td><td></td></tr><tr><td>15-Amp 2-wylotowy mechaniczny mieszkaniowy wtyk odliczający minutnik Zegar oświetleniowy</td><td>Lowes</td><td>UTTNI2423</td><td></td></tr><tr><td>strzykawki sub-Q o pojemności 1 ml (0,45 mm x 16 mm)</td> <td>Fisher Scientific</td><td>14-829-10F</td><td></td></tr><tr><td>2 uncje przezroczystych plastikowych pokrywek na kubki Party</td><td>City</td><td>#791091</td><td></td></tr><tr><td>2 uncje przezroczystych plastikowych kubków na porcje</td><td>Party City</td><td>#791088</td><td></td></tr><tr><td>34,29 cm x 34,29 cm x 60,96 cm składana siatka popup chowu</td><td>Bioquip</td><td>1466BV</td><td></td></tr><tr><td>8,5 "1-watowa żarówka zaciskana lampa robocza</td><td>Lowes</td><td>PTC301L</td><td></td></tr><tr><td>Adoric Elektroniczna suwmiarka cyfrowa</td><td>Amazon.com</td><td>B07QX2SK2F</td><td></td></tr><tr><td>Big Kid's Choice Arts & Zestaw szczotek rzemieślniczych-12/opakowanie, różne rozmiary</td><td>Walmart</td><td>#10965135</td><td></td></tr><tr><td>Przezroczysta plastikowa taca na kubki</td><td>Frontier Scientific Services</td><td>AG_9040</td><td></td></tr><tr><td>Fisher Scientific Termometr monitorujący pamięć</td><td>Fisher Scientific</td><td>15-077-8D Kleszcze Fisher Scientific 15-077-8D</td><td></td></tr><tr><td>, Proste punkty, Szwajcarski #4, Nierdzewny</td><td>BioQuip</td><td>4531</td><td></td></tr><tr><td>Gliceryna Humco 6 uncji</td><td>Walmart</td><td>#303951037966</td><td></td></tr><tr><td>Zestaw farb świetlnych, niebieski, czerwony, żółty, 4 Dram</td><td>Bioquip</td><td>1166A</td><td></td></tr><tr><td>Gatorade Fierce Thirst Quencher o smaku melonowym lub napój sportowy Gatorade Thirst Quencher o smaku ponczu owocowego</td><td>Walmart</td><td>#568456137</td><td></td></tr><tr><td>Neoteck Digital 2 w 1 higrometr-termometr</td><td>Amazon.com</td><td>NTK026</td><td></td></tr><tr><td>Olympus 0,6 ml mikroprobówki, przezroczyste, polipropylenowe, Niesterylny</td> plastikowy opryskiwacz <td>zbiornikowy Amazon.com</td><td>24-272C</td><td></td></tr><tr><td></td><td>Lowes</td><td>#5318</td><td></td></tr><tr><td>Q-tips Waciki bawełniane</td><td>Walmart</td><td>#551398298</td><td></td></tr><tr><td>Prostokątny plastikowy pojemnik na tupperware z pokrywką (Rubbermaid)</td><td>Walmart</td><td>#554320171</td><td></td></tr><tr><td>Showgard 903 Szczypce do stempli, końcówka łopatkowa 4 5/8 cala</td><td>Amazon.com</td><td>#787793151378</td><td></td></tr><tr><td>Jednostronna rolka papieru falistego</td><td>Amazon.com</td><td>BXSF12</td><td></td></tr><tr><td>Nóż uniwersalny z ostrzem zatrzaskowym</td><td>OLFA</td><td>#5023</td><td></td></tr><tr><td>Plastikowe kubki Solo 9 uncji</td><td>Solo</td><td>SQ950</td><td></td></tr><tr><td>Thorton Plastics 50 dram przezroczysta plastikowa fiolka z zatrzaskiem (6.25 uncji)</td><td>Thorton Plastics</td><td>#50</td><td></td></tr><tr><td>Tiulowa szpula 9 cali x 150 stóp - Czarne</td><td>tkaniny Jo Ann</td> <td>#16029696</td><td></td></tr><tr><td>Zep 32 uncje Plastikowa butelka z rozpylaczem</td><td>Lowes</td><td>HDPRO36</td><td></td></tr></tbody></table>

programy rozmnażania zagrożonych motyli w niewoli w celu poszerzenia wiedzy na temat historii życia i skutecznych technik ochrony ex situ

At-Risk Butterfly Captive Propagation Programs to Enhance Life History Knowledge and Effective Ex Situ Conservation Techniques

Poprawa wiedzy na temat najlepszych praktyk ex situ dla zagrożonych motyli jest ważna dla generowania udanych wyników programu ochrony i odbudowy. Badania nad takimi populacjami w niewoli mogą również dostarczyć cennych danych, które pozwolą wypełnić kluczowe luki informacyjne na temat zachowania, historii życia i ekologii docelowych taksonów. Opisujemy protokół rozmnażania w niewoli zagrożonego wyginięciem Cyclargus thomasi bethunebakeri, który może być wykorzystany jako model dla innych zagrożonych programów ex situ dla motyli, zwłaszcza tych z rodziny Lycaenidae. Ponadto udostępniamy prosty i nieskomplikowany protokół rejestrowania różnych wskaźników historii życia, który może być przydatny do informowania o metodologiach ex situ, a także dostosowany do badań laboratoryjnych innych lepidoptera.

Tutaj prezentujemy protokoły dotyczące 1) laboratoryjnego rozmnażania zagrożonego wyginięciem motyla niebieskiego motyla z Miami (Cyclargus thomasi bethunebakeri) oraz 2) oceny podstawowych informacji o historii życia, takich jak czas niedojrzałego rozwoju i liczba stadiów larwalnych. Obie metody mogą być dostosowane do stosowania z innymi programami ochrony ex situ.

Programy rozmnażania zagrożonych motyli w niewoli w celu poszerzenia wiedzy na temat historii życia i skutecznych technik ochrony ex situ

Improving knowledge of ex situ best practices for at-risk butterflies is important for generating successful conservation and recovery program outcomes. ...

Metoda ta stanowi część większego protokołu hodowli konserwującej ex situ, stosowanego do masowej laboratoryjnej produkcji zagrożonych motyli. Pokazuje, w jaki sposób podstawowe metody hodowli można zaadaptować do badań naukowych, aby pomóc w rozwiązaniu kluczowych luk w danych behawioralnych, historii życia lub danych ekologicznych. Przedstawione szczegółowe metody oceny czasu rozwoju larw i liczby stadiów larwalnych mają szerokie zastosowanie w innych programach hodowlanych lub badawczych dotyczących ochrony motyli.Technika ta jest skutecznym podejściem do dokumentowania wskaźników historii życia zagrożonego motyla, takich jak liczba stadiów larwalnych, czas trwania etapów rozwojowych i wielkość wszystkich etapów życia. Uprościliśmy nasz protokół, aby można było zwiększyć produktywność i efektywność w laboratorium, co jest szczególnie ważne w przypadku gromadzenia danych w krótkim czasie. Ta metoda wymaga zręczności i dbałości o szczegóły, aby uniknąć uszkodzenia organizmu, ponieważ larwy motyli są bardzo małe, zwłaszcza jako noworodki.Procedurę zademonstruje Jacob Hornfeldt, student z naszego laboratorium. Na początek użyj małego pędzla akwarelowego z włosia wielbłąda, aby ostrożnie przesunąć i wyizolować pojedynczą larwę i umieścić ją pod mikroskopem preparacyjnym na szalce Petriego. Zanurz pojedynczy włos pióra owada w nietoksycznej świecącej farbie o kolorze kontrastującym z kolorem larwy i ostrożnie nałóż jedną małą kroplę farby na grzbiet larwy.Po 30 sekundach farba wysycha. Za pomocą małego pędzla akwarelowego z włosia wielbłąda umieść każdą pojedynczą larwę we własnym, przezroczystym plastikowym kubku na porcje o pojemności dwóch uncji, zawierającym około jednego do trzech małych liści świeżego końcowego materiału gospodarza i napisz unikalny identyfikator na kubku i pokrywce. Mocno dokręć pokrywę.Dokładnie sprawdzaj każdą larwę codziennie. Za pomocą kleszczy usuń liście i połóż je na białej powierzchni. Sprawdź kubek i przezroczystą pokrywkę.Zbadaj liście pod mikroskopem preparacyjnym pod kątem obecności wysięków larwalnych i kapsułek głowy. Po zaobserwowaniu wysięku larwalnego wyjmij go z kubka i umieść w fiolce wypełnionej 0,2 mikrolitra gliceryny. Oznacz górną część wieczka i bok numerem larwy, datą linienia i kapsułką główną.Umieść wysięk larwalny i powiązaną z nim kapsułkę na głowę w przezroczystej plastikowej pokrywce kubka na porcje i wlej do niej kilka kropli etanolu. Obserwuj wysięk larwalny pod mikroskopem preparacyjnym. Jeśli torebka z głową larwy jest już oddzielona od wysięku, umieść kroplę gliceryny na czubku spiczastych kleszczy entymologicznych i delikatnie przyłóż torebkę głowy do gliceryny.Umieść kapsułkę na głowę w odpowiedniej probówce do mikrowirówki. Jeśli torebka na głowę jest nadal przyczepiona do wysięku larwy, użyj spiczastych kleszczy i szpilki do owadów, aby oddzielić torebkę głowy od wysięku larwy. Po oddzieleniu użyj techniki gliceryny, aby podnieść kapsułkę na głowę.Po każdym linieniu przemaluj larwy i zapisz daty linienia. Każdego dnia używaj suwmiarki cyfrowej do pomiaru całkowitej długości ciała od głowy do ostatniego segmentu brzusznego każdej larwy. Wykonaj trzy pomiary i zapisz średnią z trzech wraz z datą i godziną.Sprawdź odpowiedni plastikowy kubek, aby upewnić się, że nie ma w nim pleśni. Usuń wszystkie zanieczyszczenia i stare resztki hosta i w razie potrzeby dodaj świeży materiał hosta. Włóż larwę z powrotem do kubka.Utrzymuj bańki w temperaturze laboratoryjnej między 27 a 32 stopniami Celsjusza, aby zapewnić optymalną aktywność i rozwój larw. Utrzymuj ten stan do momentu, gdy wszystkie larwy osiągną swój końcowy stadium rozwojowe i rozpoczną stadium przedsłupkowe. Kiedy larwy przestają żerować, zmieniają jednolity matowy zielonkawo-brązowy kolor, tracą szewrony i często oddalają się od żywiciela, umieść w kubku mały kawałek tektury falistej.Gdy każda larwa w pełni się przepoczwarzy, zmierz jej całkowitą długość i zapisz datę przepoczwarzenia. Jest to ostatnie linienie każdego osobnika. Sprawdzaj poczwarki codziennie.Kiedy wyrosną na motyle, użyj kleszczy, aby przytrzymać dorosłego motyla i delikatnie dmuchnij w skrzydła, aby odsłonić kolor górnej powierzchni skrzydła. Samce wydają się mieć niebieskie skrzydła na całym skrzydle, a samice mają zredukowaną niebieską i pomarańczową plamkę oczną na tylnym skrzydle. Zapisz datę eklozji i płeć każdego powstałego dorosłego motyla.Aby zmierzyć długość cięciwy skrzydła każdego motyla, delikatnie przytrzymaj motyla kleszczami i użyj suwmiarki cyfrowej. W przypadku, gdy motyl jest zbyt aktywny, aby można go było zmierzyć, umieść go w lodówce na 30 sekund lub krócej i spróbuj ponownie. Protokół ten umożliwił ukierunkowane badania i obszerne gromadzenie danych na temat wielu kluczowych luk w danych, ważnych dla poprawy najlepszych praktyk hodowlanych i laboratoryjnych.Oto cztery kapsułki na głowę zebrane dla jednej osoby. Większość larw miała cztery linienia, a każde niedojrzałe stadium życia trwało krócej niż pięć dni. Samice zazwyczaj rozwijały się szybciej we wszystkich niedojrzałych stadiach w porównaniu z samcami.Chociaż nie był to znaczący efekt przy wartości p na poziomie 0,625. Ten krok jest bardzo skrupulatny, zwłaszcza gdy larwy są świeżo wyklutymi noworodkami. Ważne jest, aby pamiętać o użyciu mikroskopu na tym etapie, aby upewnić się, że farba została nałożona w odpowiednie miejsce z tyłu gąsienicy.Metody te można rozszerzyć, aby pomóc w ocenie wskaźników przeżycia w stadium rozwojowym, zróżnicowanej wydajności na wielu żywicielach larwalnych, a także pomóc naukowcom w lepszej interpretacji danych z terenu. Ta prosta metoda pokazuje, w jaki sposób przy odrobinie planowania podstawowe praktyki hodowli organizmów można łatwo zaadaptować do badań naukowych. Wyniki mogą być następnie wykorzystane do pomocy w informowaniu i potencjalnym dostosowaniu metod ex situ w celu zwiększenia sukcesu.

at-risk-butterfly-captive-propagation-programs-to-enhance-life

Research

JoVE Journal

Biology

Biologia

W celu zbadania ekspresji genów w tkance skrzydeł poczwarki Bicyclus anynana przedstawiamy zoptymalizowany protokół hybrydyzacji in situ z wykorzystaniem ryboprobes. Dostarczamy również wytyczne dotyczące dalszej optymalizacji tego protokołu w celu zastosowania go w skrzydłach poczwarek innych gatunków Lepidoptera.

Protokół hybrydyzacji in situ dla skrzydeł poczwarki motyla z użyciem rybop sond

Ogólnym celem tych procedur jest ustanowienie, utrzymanie i odświeżenie populacji Eristalis tenax w warunkach badawczych.

Hodowla i długotrwała hodowla bzygów Eristalis tenax do badań naukowych

Spraye fungicydowe na kwitnące rośliny mogą narażać samotne pszczoły na wysokie stężenia pozostałości fungicydów przenoszonych przez pyłki. Wykorzystując eksperymenty laboratoryjne z udziałem larw pszczół hodowanych in vitro, badanie to bada interaktywne efekty spożywania pyłku poddanego działaniu fungicydów pochodzącego z roślin żywicielskich i niebędących żywicielami.

In vitro Hodowla pszczół samotnic: narzędzie do oceny czynników ryzyka larw

Badania biologii dostarczają cennych informacji na temat procesów reprodukcyjnych, fizjologicznych, embriologicznych i rozwojowych, które napędzają organizmy wielu grup taksonomicznych. W tym miejscu przedstawiamy obszerny przewodnik po różnych metodologiach, które można wykorzystać do badania kontroli i monitorowania jajników u.

Techniki rozrodu do monitorowania i kontroli jajników u

Tutaj prezentujemy prosty protokół nieinwazyjnego pobierania próbek genetycznych populacji motyli na podstawie zbierania w terenie resztek jaj. Może być używany do potwierdzania tożsamości gatunku i ilościowego określania zmienności genetycznej. Protokół ten można łatwo dostosować do szerszych grup w celu zaangażowania społeczności w naukę.

Rozmieszczenie naukowców w celu przeprowadzenia nieniszczących próbek genetycznych rzadkich populacji motyli

Ten artykuł przedstawia szczegółowy protokół hodowli białego motyla kapuścianego w kontrolowanych warunkach laboratoryjnych z zastosowaniem sztucznej diety, co pozwala na precyzyjne manipulacje odżywiania we wczesnym okresie życia i ekspozycji na toksyny. Reprezentatywne wyniki pokazują, w jaki sposób można oznaczyć toksyczność metali ciężkich za pomocą tego protokołu.

Hodowla białego motyla kapuścianego (Pieris rapae) w kontrolowanych warunkach: studium przypadku z tolerancją na metale ciężkie

Przedstawiamy nieinwazyjne podejście do pobierania próbek, umożliwiające efektywne gromadzenie próbek sierści od płochliwych małych ssaków, co zaprezentowano na przykładzie piki amerykańskiej. Wykazujemy użyteczność tej metody poprzez ekstrakcję DNA z pobranej sierści oraz amplifikację kilku typów markerów molekularnych powszechnie stosowanych w badaniach nad ekologią i ochroną dzikiej przyrody.

Nieinwazyjna technika pobierania próbek sierści w celu pozyskania wysokiej jakości DNA od trudnych do uchwycenia małych ssaków

Starzenie się komórek, nieodwracalny stan zatrzymania cyklu komórkowego, może być wywołane przez różne stresy komórkowe. W tym miejscu opisujemy protokoły indukowania starzenia się komórek oraz metody oceny markerów starzenia.

Techniki indukcji i ilościowego oznaczania starzenia się komórek

Ten artykuł demonstruje zasady szybkiego, minimalnie inwazyjnego wstrzykiwania mikrocząsteczek fluorescencyjnych do układu krążenia małych ryb oraz wizualizacji in vivo mikrocząsteczek we krwi ryb.

Proste i skuteczne podawanie i wizualizacja mikrocząstek w układzie krążenia małych ryb za pomocą iniekcji nerki

Genetycznie kodowane wskaźniki Ca2+ (GECI) radykalnie zmieniły sposób wykonywania obrazowania in situ Ca2+. Aby zmaksymalizować odzysk danych z takich nagrań, wymagana jest odpowiednia analiza sygnałów Ca2+. Protokoły przedstawione w tym artykule ułatwiają kwantyfikację sygnałów Ca2+ zarejestrowanych in situ przy użyciu mapowania czasoprzestrzennego i analizy opartej na cząstkach.

Zastosowania technik mapowania czasoprzestrzennego i analizy cząstek do ilościowego określania wewnątrzkomórkowej sygnalizacji Ca2+ in situ

Poznaj protokoły masowej hodowli w laboratorium zagrożonego motyla Miami blue (Cyclargus thomasi bethunebakeri). Metoda dokumentuje liczbę stadiów larwalnych i czas rozwoju, wspierając skuteczną ochronę ex situ.

Programy rozmnażania zagrożonych motyli w niewoli w celu poszerzenia wiedzy na temat historii życia i skutecznych technik ochrony ex situ (Wideo) | JoVE Journal

Programy rozmnażania zagrożonych motyli w niewoli w celu poszerzenia wiedzy na temat historii życia i skutecznych technik ochrony ex situ

Przeglądaj więcej filmów