18 lutego 2020
Prezentujemy dwuczęściowy protokół, który łączy fluorescencyjne obrazowanie wapnia z hybrydyzacją in situ, pozwalając eksperymentatorowi skorelować wzorce aktywności wapnia z profilami ekspresji genów na poziomie pojedynczej komórki.
Protokół ten może być wykorzystany do skorelowania wzorców aktywności wapnia z ekspresją genów na poziomie pojedynczej komórki, umożliwiając naukowcom zbadanie nowych pytań dotyczących relacji między tymi dwiema cechami. W przeciwieństwie do poprzednich podejść, które zazwyczaj badają całe tkanki, nasza technika skupia się na poziomie pojedynczej komórki, umożliwiając nam ocenę autonomicznych zależności między aktywnością wapnia a ekspresją genów. Zacznij od sterylizacji UV dwóch 35-milimetrowych plastikowych szalek Petriego i jednej 35-milimetrowej płytki do hodowli komórkowych przez około 30 minut.
Pracując w okapie z przepływem laminarnym, dodaj 10 mililitrów dwóch milimolowych roztworów wapnia do każdej z dwóch 50-mililitrowych plastikowych probówek stożkowych, jednej wysterylizowanej promieniami UV szalki Petriego i naczynia do hodowli komórkowych wysterylizowanej promieniami UV. Dodaj dwa mililitry roztworu wolnego od wapnia i magnezu do drugiej wysterylizowanej promieniami UV szalki Petriego i napełnij dwie 100-milimetrowe plastikowe szalki Petriego i jedną 35-milimetrową plastikową szalkę Petriego 0,1X MMR uzupełnioną gentamycyną. Następnie napełnij 60-milimetrową plastikową szalkę Petriego 70% etanolem.
Bezpośrednio przed sekcją dokładnie wymieszaj 0,01 grama kolagenu B w jednej probówce roztworu wapnia. Dodaj roztwór do nowej 60-milimetrowej plastikowej szalki Petriego i użyj mikroskopu preparacyjnego, aby zidentyfikować zarodki o pożądanym stadium rozwoju. Za pomocą sterylnej pipety transferowej umieścić co najmniej sześć odpowiednich zarodków na jednej 100-milimetrowej płytce zawierającej MMR i gentamycynę.
Następnie przenieś jeden zarodek z płytki podtrzymującej na drugą 100-milimetrową płytkę MMR z gentamycyną i umieść tę płytkę preparacyjną pod mikroskopem. Używając pary kleszczy do ustabilizowania zarodka, ostrożnie oderwij błonę witelinową otaczającą zarodek parą cienkich kleszczy. Po usunięciu całej błony użyj cienkich kleszczy, aby uszczypnąć zarodek wzdłuż przedniej tylnej osi, aby oddzielić obszar grzbietowy i brzuszny.
Użyj nowej sterylnej pipety do przenoszenia, aby przenieść część grzbietową na 60-milimetrową płytkę roztworu kolagenowego na jedną do dwóch minut, a następnie ostrożnie przenieś próbkę z powrotem na płytkę separacyjną. Aby zakończyć sekcję, ostrożnie usuń wszystkie resztki zanieczyszczenia endodermalnego i mezodermalnego z przypuszczalnej tkanki nerwowej ektodermy i delikatnie przenieś eksplant na 35-milimetrową płytkę roztworu wapnia. Po zebraniu trzech kolejnych eksplantatów użyj mikropipety P1000, aby przenieść wszystkie cztery eksplantaty na 35-milimetrową płytkę z roztworem wolnym od wapnia i magnezu, uważając, aby uniknąć kontaktu między eksplantatami a interfejsem powietrze-woda.
Następnie delikatnie zakręć naczyniem, tak aby wszystkie eksplantaty skupiły się na środku płytki i inkubuj próbki przez godzinę w temperaturze pokojowej, aby umożliwić dysocjację tkanek. Podczas tej inkubacji należy przenieść dwa ostatnie zarodki do drugiej szalki MMR z gentamycyną i przykryć szalkę, aby umożliwić tym próbkom niezakłócony rozwój. Pod koniec inkubacji użyj super kleju, aby przymocować szkiełko nakrywkowe z mikroliniaturą do dna 35-milimetrowej naczynia do hodowli komórkowej i użyj mikropipety P100, aby zebrać zdysocjowane eksplantaty.
Trzymając pipetę pod płytkim kątem blisko powierzchni naczynia do hodowli komórkowej, umieść końcówkę pipety w rogu siatki skierowaną do wewnątrz i mocno wypchnij zawiesinę komórek w poprzek obszaru z siatką. Idealnie byłoby, gdyby komórki osiadły w ciasnym, gęstym klastrze. Pozwól komórkom przylegać do płytki przez godzinę w temperaturze pokojowej.
Podczas osiadania komórek określ i zapisz etap rozwoju zarodków kontrolnych rodzeństwa. Pod koniec inkubacji przenieść naczynie na próbkę w miejsce chronione przed światłem i odessać 100 mikrolitrów roztworu od krawędzi naczynia. Wymieszać ten roztwór z siedmioma mikrolitrami świeżo przygotowanego roztworu kwasu Fluo-4 AM Pluronic F127 z pipetowaniem w górę i w dół, a następnie włożyć pełną objętość do naczynia na próbkę.
Delikatnie zamieszaj i przykryj talerz folią aluminiową. Po jednej godzinie w temperaturze pokojowej zastąp jeden mililitr supernatantu z naczynia do hodowli eksplantatów trzema mililitrami świeżego dwumilimolowego roztworu wapnia. Następnie zastąp trzy mililitry supernatantu trzema mililitrami świeżego roztworu wapnia jeszcze dwa razy.
W celu obrazowania aktywności wapnia w eksplantatach należy umieścić płytkę z próbką na stoliku odwróconego mikroskopu konfokalnego chronionego przed ekspozycją na światło otoczenia i użyć markera do oznaczenia przedniego punktu płytki, tak aby można było znaleźć to samo pole widzenia podczas kolejnych sesji obrazowania. Użyj obiektywów 10 i 20 razy, aby zlokalizować próbkę pod mikroskopem i wybrać odpowiednie pole widzenia, które jest gęste w komórkach, ale nie tak gęste, aby komórki były zbite lub trudne do odróżnienia pojedynczo. Dostosuj ostrość mikroskopu tak, aby szkiełko nakrywkowe w kształcie siatki było widoczne, zmieniając pierwotne pole widzenia, aż w razie potrzeby w kadrze pojawi się możliwa do zidentyfikowania liczba.
Uzyskaj obraz w jasnym polu wybranego pola widzenia z wyostrzonym szkiełkiem nakrywkowym w siatce oraz obraz w jasnym polu wybranego pola widzenia z ostrymi komórkami. Bez wyraźnego obrazu szkiełka nakrywkowego w kratkę i pola widzenia nie będziesz w stanie zarejestrować swoich komórek z tymi na obrazach ryb, które wygenerujesz później. Następnie oświetl próbki laserem o długości fali 488 nanometrów.
W przypadku obrazu dwugodzinnego zmodyfikuj konfigurację obrazowania, aby zarejestrować 901 klatek z czasem skanowania 3,93 sekundy w odstępie ośmiu sekund przed uruchomieniem konfiguracji w celu uzyskania obrazu. Po zakończeniu obrazowania wyjmij płytkę ze stolika mikroskopowego i zastąp supernatant hodowli jednym mililitrem 1X MEMFA na dwugodzinną inkubację w temperaturze pokojowej, zwracając uwagę na zarejestrowanie etapu rozwojowego zarodków kontrolnych rodzeństwa na początku inkubacji. Wizualizacja wykresu złożonego zawierającego ślady dla wszystkich komórek zarejestrowanych w eksperymencie ujawnia stopień, w jakim pomiary masowe lub populacji mogą przesłonić bardziej zniuansowane wzorce zachowań związanych z pikowaniem.
Po wyizolowaniu zarejestrowanych profili poszczególnych komórek można wyraźnie zidentyfikować przykłady nieregularnej aktywności impulsowej charakterystycznej dla nerwowych komórek progenitorowych. Aby określić ilościowo tę złożoność, można zastosować różne metody analizy danych, w tym różne parametry, w celu zdefiniowania skoku. Jeśli płytki są traktowane z grubsza lub płukanie jest wykonywane zbyt mocno podczas fluorescencyjnej hybrydyzacji in situ, komórki mogą zostać usunięte z powierzchni płytki, co uniemożliwi dopasowanie komórek na obrazach.
Jeśli to zakłócenie dotyczy tylko niektórych komórek w polu widzenia, nadal może być możliwe wykrycie i przypisanie niektórych komórek na obrazie. Jednak maksymalna ilość danych jest uzyskiwana z eksperymentu, w którym hybrydyzacja jest przeprowadzana ostrożnie, a niewiele komórek jest traconych lub przenoszonych między obrazami. Wyniki eksperymentów zestawiających aktywność wapnia z ekspresją neuronalnych genów markerowych mogą ujawnić liczne powiązania między określonymi wzorcami aktywności wapnia a fenotypami neuroprzekaźników.
Dzięki tym danym naukowcy mogą badać bardziej złożone cechy tych dynamicznych wzorców wapnia i ich związki z ekspresją genów, zamiast ograniczać się do prostego liczenia impulsów.
Niniejszy protokół łączy fluorescencyjne obrazowanie wapnia z hybrydyzacją in situ, aby skorelować wzorce aktywności wapniowej z ekspresją genów na poziomie pojedynczych komórek. To innowacyjne podejście pozwala badaczom na bardziej szczegółową analizę zależności między tymi dwiema cechami niż w przypadku tradycyjnych badań całych tkanek.
Rozdzielczość pojedynczych komórek w analizie aktywności wapniowej i ekspresji genów umożliwia mechanistyczną redukcję ryzyka podczas wczesnej walidacji celów neurorozwojowych. Ten schemat pracy zwiększa pewność prognostyczną poprzez bezpośrednie korelacje dynamicznych zdarzeń sygnalizacyjnych z fenotypami molekularnymi, co wspomaga segregację i priorytetyzację portfela badawczego. Podejście to wypełnia krytyczną lukę w powiązaniu aktywności funkcjonalnej z ekspresją genów w dysocjowanych układach neuronalnych.
Metoda ta integruje się z continuum odkryć – od wczesnego testowania hipotez, przez identyfikację związków wiodących, aż po walidację przedkliniczną, w szczególności w odniesieniu do celów neurorozwojowych.