Name: Celowanie w jelito cienkie szczura: długotrwała infuzja do tętnicy krezkowej górnej (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2021-04-08T13:00:00.000+00:00
Duration: 7 min 12 s
Description: Poznaj technikę długotrwałej kanulacji tętnicy krezkowej górnej u szczurów. Metoda umożliwia badanie efektów pierwszego przejścia leków w jelitach bez krwawienia i zakrzepicy.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Autorzy pragną podziękować Cen.Ri.S. (Centro di ricerche sperimentali) Università Cattolica del Sacro Cuore w Rzymie o zezwolenia.

Badania opisane w tym manuskrypcie zostały zatwierdzone przez lokalną Komisję Etyki Zwierząt (Università Cattolica del Sacro Cuore, Roma) i zostały przeprowadzone zgodnie z włoskim Ministerstwem Zdrowia.
1. Przygotowanie kaniuli do wprowadzenia do bliższej gałęzi SMA
<ol>
	<li>Przytnij większą kaniulę o średnicy zewnętrznej 0,93 mm, średnicy wewnętrznej 0,5 mm na wymaganą długość (około 30 cm).</li>
	<li>Przytnij mniejszą kaniulę (0,4 mm średnicy zewnętrznej, 0,25 mm średnicy) do około 5 cm długości i włóż ją 1 cm do większej kaniuli.</li>
	<li>Przymocuj dwie kaniule razem za pomocą kleju cyjanoakrylowego, unikając niedrożności światła.</li>
	<li>Podłącz wolny koniec większej kaniuli do adaptera Luer Stub (23 G) zamontowanego na strzykawce o pojemności 1 ml wypełnionej roztworem soli fizjologicznej.</li>
	<li>Naostrz wolną końcówkę mniejszej kaniuli nożyczkami, aby ułatwić wprowadzenie cewnika w gałąź SMA.</li>
	<li>Sprawdź drożność kaniuli, przepłukując ją roztworem soli fizjologicznej. 
	UWAGA: Ostry koniec kaniuli nie uszkodzi tętnicy podczas ruchu zwierzęcia, ponieważ będzie ona nieruchoma i nie będzie przesuwać się po naczyniu.</li>
</ol>
2. Przygotowanie szczura do zabiegu chirurgicznego
<ol>
	<li>Wykonać znieczulenie domięśniowe ketaminą/ksylazyną (100/10 mg/kg). 
	UWAGA: Wystarczająca głębokość znieczulenia jest oceniana na podstawie braku lub prawie braku odruchu szczypania łapy.</li>
	<li>Ogol sierść z obszarów chirurgicznych: brzucha w przypadku gałęzi kaniulacji SMA i tyłu szyi w przypadku wyjścia kaniuli.</li>
	<li>Oczyść obszary operacyjne aseptycznie za pomocą chirurgicznego odruchu szczypania łapy. 
	UWAGA: Wszystkie przygotowania powinny być wykonywane w sposób aseptyczny.</li>
	<li>Peeling lub roztwór nakłada się okrężnymi ruchami, a następnie sterylną sól fizjologiczną lub 70% etanol, 3 razy.</li>
	<li>Ułóż zwierzę w pozycji leżącej, unieruchamiając cztery kończyny.</li>
</ol>
3. Kaniulacja bliższej gałęzi SMA
<ol>
	<li>Upewnij się, że głębokość znieczulenia jest odpowiednia, testując odruch szczypania łapy przed nacięciem.</li>
	<li>Nałóż sterylną, chirurgiczną, wodoodporną obłogę.</li>
	<li>Za pomocą ostrza skalpela otwórz ścianę brzucha prostym 3 cm nacięciem na linii środkowej okolicy mezogastrycznej przez wszystkie płaszczyzny brzucha do otrzewnej.</li>
	<li>Umieść gazy nasączone roztworem soli fizjologicznej wokół nacięcia laparotomii na wierzchu serwety chirurgicznej. Użyj szwów, aby utrzymać otwarte nacięcie chirurgiczne. 
	UWAGA: Wszystkie waciki i narzędzia chirurgiczne muszą być sterylne.</li>
	<li>Użyj bawełnianych wacików, aby zidentyfikować i odsłonić jelito cienkie. Podążaj za jego naturalną dyspozycją, aby zidentyfikować krezkę. Wyjmij krezkę z laparotomicznego nacięcia i połóż ją w dół na gazach (<silna klasa="xfig">Ryc. 1A).</li>
	<li>Zidentyfikuj SMA, wyczuwając pulsację.</li>
	<li>Użyj bawełnianych wacików, aby "zrobić drogę" między tłuszczem krezkowym i odsłonić SMA i 2-3 jego bliższe gałęzie.</li>
	<li>Wybierz proksymalną gałąź SMA wystarczająco dużą, aby umożliwić chirurgiczne manewry kaniulacji. Zawiąż tę gałąź (jedwabnym szwem 4-0) 3-4 cm w dół od jej początku, aby umożliwić jej ekspansję, utrzymując końce szwu wystarczająco długie, aby można było nimi później manipulować.</li>
	<li>Umieść sztywną podporę pod gałęzią SMA. Uchwyt kleszczy chirurgicznych jest tutaj wystarczający</li>.
	<li>Przytrzymaj koniec mniejszej kaniuli (połączony z większą kaniulą na przeciwległym końcu) dominującą ręką za pomocą kleszczy i pociągnij końce szwu drugą ręką, aby napiąć naczynie i ułatwić wprowadzenie cewnika (<silna klasa = "xfig">Rysunek 1B).</li>
	<li>Trzymaj końcówkę kaniuli pod kątem 20° od płaszczyzny naczynia w kierunku przeciwnym do przepływu krwi.</li>
	<li>Lekko naciśnij końcówkę, aby przeniknąć do ściany tętnicy i włóż kaniulę. 
	UWAGA: Kaniulacja jest wykonywana bez przecinania tętnicy; Końcówka cewnika złamie ścianę naczynia i ułatwi wejście. Krew płynąca z powrotem do kaniuli potwierdza prawidłowe wprowadzenie.</li>
	<li>Kontynuuj wprowadzanie kaniuli przez kolejny 1 cm w gałęzi tętniczej w pobliżu początku SMA.</li>
	<li>Przymocuj kaniulę do tętnicy za pomocą węzła chirurgicznego (jedwab 4-0) i sprawdź jej prawidłowe działanie, przepłukując 1 ml sterylnego roztworu soli fizjologicznej lub pobierając próbki krwi.</li>
</ol>
4. Tunelowanie kaniuli i umieszczenie w systemie wspomagającym infuzję
<ol>
	<li>Umieść sterylną serwetę chirurgiczną na nacięciu przed zmianą pozycji zwierzęcia. 
	UWAGA: Tunel od pleców do brzucha powstaje poprzez wywieranie nacisku w przestrzeni podskórnej za pomocą spiczastego narzędzia chirurgicznego. Należy użyć sterylnej serwety chirurgicznej na brzuchu i nacięciach na plecach.</li>
	<li>Wykonaj 1 cm nacięcie tylnej części szyi i umieść kulistą zastawkę.</li>
	<li>Przeprowadź kaniulę z dostępu do laparotomii do zastawki umieszczonej w szyi przez tkanki podskórne (<silna klasa = "xfig">Rysunek 2A). Zamknij dystalną kończynę kaniuli zatyczką cewnika, aby uniknąć napływu powietrza.</li>
	<li>Wymień jelito cienkie w jamie brzusznej. Zamknij ścianę brzucha i zamknij nacięcia skóry ciągłym szwem jedwabnym 3-0.</li>
	<li>Przymocuj zastawkę do skóry szyi za pomocą szwów. Zamknij nacięcia skóry ciągłym jedwabnym szwem 3-0.</li>
</ol>
5. Postępowanie pooperacyjne
<ol>
	<li>Ubierz szczura w kurtkę, aby chronić zawór guzikowy. Zabezpiecz odsłoniętą część kaniuli stalowym prętem podczas infuzji i przymocuj ją do zaworu (<klasa silna = "xfig" >Rysunek 2B). 
	UWAGA: Ponieważ zabieg chirurgiczny jest wykonywany w technice aseptycznej, antybiotyki nie są wskazane. NLPZ należy podawać przedoperacyjnie w celu kontroli bólu (5 mg/ml meloksykamu do wstrzykiwań, 1 mg/kg mc. raz na dobę przez okres do 3 dni). Po operacji ustabilizować szczura w klatce metabolicznej na czas infuzji (24h). Następnie należy ponownie znieczulić szczura inhalacją izofluranu na czas niezbędny do rozebrania systemu infuzyjnego. Następnie możliwe jest trzymanie szczura w normalnej klatce z 12-godzinnym cyklem światła/ciemności i swobodnym dostępem do jedzenia i wody.</li>
	<li>Ustabilizuj szczura w klatce metabolicznej na czas infuzji. Szczur jest teraz przytomny i może się swobodnie poruszać i jeść w klatce.</li>
	<li>Podłącz dystalny koniec kaniuli do pompy elastomerowej (maksymalna objętość 100 ml, przepływ 5,0 ml/h) wypełnionej 50 ml sterylnego roztworu soli fizjologicznej. Kontynuuj infuzję przez 24 godziny (<silna klasa = "xfig" >Rycina 2C).</li>
	<li>Pierwszego dnia należy podać domięśniowo antybiotyki (enrofloksacyna 10 mg/kg przez pierwsze 24 godziny), a następnie przejść do podania doustnego (enrofloksacyna 100 mg w 500 ml w wodzie do picia). Dozować lek przeciwbólowy domięśniowo po przebudzeniu (ketoprofen 5,0 mg/kg) oraz w kolejnych dniach doustnie (paracetamol 200 mg w wodzie do picia). 
	UWAGA: Rozcieńczyć terapię doustną podawaną w wodzie pitnej w celu uzyskania znośnego smaku. Monitoruj pomiar masy ciała i nawodnienie.</li>
	<li>Pod koniec czasu infuzji (24 godziny) zdemontuj zewnętrzny system infuzyjny zwierzęcia, wyjmując pompę, płaszcz, stalowy pręt i zawór ze szczura. Zamknij i odetnij kaniulę tak, jak wychodzi z szyi, pozostawiając tę kończynę pod skórą szyi po założeniu szwu na ranę. 
	UWAGA: W tej fazie może być konieczne znieczulenie szczurów przez kilka minut poprzez inhalację izofluoranu.</li>
	<li>Trzymaj szczura indywidualnie w normalnej klatce z 12-godzinnym cyklem światła/ciemności i swobodnym dostępem do jedzenia i wody. 
	UWAGA: Wyjściowe spożycie pokarmu po operacji wynosi około 30 g./dzień Podstawowe spożycie wody wynosi około 50 ml/dzień. Średnia waga powinna wynosić około 400 mg.</li>
</ol>

<ol><li>Zhang, Z., Chen, X., Zhu, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Percutaneous+mechanical+thrombectomy+treatment+of+acute+superior+mesenteric+artery+embolism%5BTitle%5D)+AND+%22European+Journal+of+Vascular+and+Endovascular+Surgery+Short+Reports%22%5BJournal%5D)">Percutaneous mechanical thrombectomy treatment of acute superior mesenteric artery embolism.</a> European Journal of Vascular and Endovascular Surgery Short Reports. 34, 17-20 (2017).</li>
<li>Wang, M. Q., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Transradial+approach+for+transcatheter+selective+superior+mesenteric+artery+urokinase+infusion+therapy+in+patients+with+acute+extensive+portal+and+superior+mesenteric+vein+thrombosis%5BTitle%5D)+AND+%22Cardiovascular+and+Interventional+Radiology%22%5BJournal%5D)">Transradial approach for transcatheter selective superior mesenteric artery urokinase infusion therapy in patients with acute extensive portal and superior mesenteric vein thrombosis.</a> Cardiovascular and Interventional Radiology. 33 (1), 80-89 (2010).</li>
<li>Zammit, M., Toledo-Pereyra, L. H., Malcom, S., Konde, W. N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Long-term+cranial+mesenteric+vein+cannulation+in+the+rat%5BTitle%5D)+AND+%22Laboratory+Animal+Science%22%5BJournal%5D)">Long-term cranial mesenteric vein cannulation in the rat.</a> Laboratory Animal Science. 29 (3), 364-366 (1979).</li>
<li>Aguiar, J. L. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Technique+for+long-term+infusion+into+the+inferior+mesenteric+artery+of+unrestrained+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Laboratory+Animals%22%5BJournal%5D)">Technique for long-term infusion into the inferior mesenteric artery of unrestrained rats.</a> Laboratory Animals. 22 (2), 173-176 (1988).</li>
<li>Trevaskis, N. L., Hu, L., Caliph, S. M., Han, S., Porter, C. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+mesenteric+lymph+duct+cannulated+rat+model%3A+application+to+the+assessment+of+intestinal+lymphatic+drug+transport%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%22%5BJournal%5D)">The mesenteric lymph duct cannulated rat model: application to the assessment of intestinal lymphatic drug transport.</a> Journal of Visualized Experiments. (97), e52389(2015).</li>
<li>Leivestad, O., Malt, R. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Continuous+infusion+into+the+hepatic+artery+and+vena+cava+of+the+rat%5BTitle%5D)+AND+%22Surgery%22%5BJournal%5D)">Continuous infusion into the hepatic artery and vena cava of the rat.</a> Surgery. 74 (3), 401-404 (1973).</li>
<li>Eloy, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Ex+vivo+vascular+perfusion+of+the+isolated+rat+small+bowel.+Importance+of+the+intestinal+brush+border+enzyme-release+in+basal+conditions%5BTitle%5D)+AND+%22European+Surgical+Research%22%5BJournal%5D)">Ex vivo vascular perfusion of the isolated rat small bowel. Importance of the intestinal brush border enzyme-release in basal conditions.</a> European Surgical Research. 9 (2), 96-112 (1977).</li>
<li>Liu, R. N., Wei, X. J., Li, S. P., Jiang, C., Zhao, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Comparison+of+invasive+dynamic+blood+pressure+between+superior+mesenteric+artery+and+common+carotid+artery+in+rats%5BTitle%5D)+AND+%22World+Journal+of+Emergency+Medicine%22%5BJournal%5D)">Comparison of invasive dynamic blood pressure between superior mesenteric artery and common carotid artery in rats.</a> World Journal of Emergency Medicine. 11 (2), 102-108 (2020).</li>
<li>Leung, F. W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Superior+mesenteric+artery+is+more+important+than+inferior+mesenteric+artery+in+maintaining+colonic+mucosal+perfusion+and+integrity+in+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Digestive+Diseases+and+Sciences%22%5BJournal%5D)">Superior mesenteric artery is more important than inferior mesenteric artery in maintaining colonic mucosal perfusion and integrity in rats.</a> Digestive Diseases and Sciences. 37 (9), 1329-1335 (1992).</li>
<li>Gui, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mesenteric+artery+botulinum+toxin+%28BoNT%2FA1%29+infusion+selectively+blocks+bowel+peristalsis+in+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+the+American+Chemical+Society%22%5BJournal%5D)">Mesenteric artery botulinum toxin (BoNT/A1) infusion selectively blocks bowel peristalsis in rats.</a> Journal of the American Chemical Society. 231 (4), 19-20 (2020).</li>
<li>Lecomte, V., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Changes+in+gut+microbiota+in+rats+fed+a+high+fat+diet+correlate+with+obesity-associated+metabolic+parameters%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+One%22%5BJournal%5D)">Changes in gut microbiota in rats fed a high fat diet correlate with obesity-associated metabolic parameters.</a> PLoS One. 10 (5), 0126931(2015).</li>
<li>Hajj Hussein, I. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Inflammatory+bowel+disease+in+rats%3A+bacterial+and+chemical+interaction%5BTitle%5D)+AND+%22World+Journal+of+Gastroenterology%22%5BJournal%5D)">Inflammatory bowel disease in rats: bacterial and chemical interaction.</a> World Journal of Gastroenterology. 14 (25), 4028-4039 (2008).</li>
</ol>

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Główną zaletą tego modelu infuzji SMA dla szczurów jest jego niezłomność i trwałość przez co najmniej 24 godziny u zdecydowanej większości zwierząt. Wlew antykoagulantu może wydłużyć ten odstęp czasu. Model umożliwia niezawodną selektywną infuzję leków w okolicy krezki, ukierunkowaną na jelito cienkie i bliższą część jelita grubego.
Kluczowe znaczenie dla powodzenia tej techniki ma kilka kroków. Aby uzyskać kaniulację w bardzo małym naczyniu, ważne jest, aby wybrać szczury o wadze co najmniej 400 g; Płeć i wiek nie mają znaczenia. Ważne jest również, aby wybrać odpowiednie narzędzia chirurgiczne i rodzaj kaniuli. W tym przypadku mniejsza kaniula poliuretanowa (0,4 mm średnicy zewnętrznej, średnica wewnętrzna 0,25 mm) jest wprowadzana na 1 cm do większej kaniuli (średnica zewnętrzna 0,93 mm, średnica wewnętrzna 0,5 mm), aby uzyskać funkcjonalny i użyteczny cewnik, który umożliwia zarówno połączenia z małą tętnicą, jak i z większym systemem infuzyjnym.
Pierwszym krytycznym krokiem chirurgicznym jest oczyszczenie SMA i gałęzi zidentyfikowanej do kaniulacji z otaczającej tkanki tłuszczowej (krok 3.5). Pomaga to uniknąć wprowadzenia kaniuli między tkankę a tętnicę, co jest częstym błędem. Jednak ten etap czyszczenia jest trudny, ponieważ mała gałąź SMA jest delikatna i łatwa do uszkodzenia. Jeśli gałąź jest uszkodzona, można zatamować krwawienie za pomocą podwiązania i wybrać inną bliższą gałąź, aby nie marnować zwierzęcia.
Aby zapobiec tworzeniu się pęcherzyków powietrza w kaniuli i uniknąć zatoru gazowego, kaniulę należy napełnić solą fizjologiczną aż do końcówki przed włożeniem do gałęzi. Aby zamocować kaniulę na miejscu, nałożenie nici chirurgicznej (jedwabiu 4-0) musi odbywać się między punktem wprowadzenia do tętnicy a końcówką kaniuli, bezpośrednio na górze naczynia wokół cewnika. Węzeł chirurgiczny musi być wystarczająco ciasny, aby zamocować kaniulę, ale nie za ciasny, aby ją zatkać (krok 3.12).
Najlepszym sposobem na zapewnienie prawidłowej kaniulacji jest obserwowanie przepływu krwi z powrotem przez kaniulę (krok 3.10). Jeśli chodzi o rozwiązywanie problemów, jeśli tak się nie stanie, może to być spowodowane następującymi przyczynami:
kaniula nie została prawidłowo wprowadzona do tętnicy;
kaniula znajduje się wewnątrz tętnicy, ale jest niedrożna przez węzeł w nieprawidłowej pozycji;
kaniula znajduje się wewnątrz tętnicy, a pęcherzyk powietrza w kaniuli spowalnia przepływ;
W kaniuli utworzył się skrzep.
Nieprawidłowe wprowadzenie może być spowodowane ułożeniem kaniuli w przestrzeni między tętnicą a tkanką tłuszczową. W takim przypadku konieczne jest ponowne włożenie. Gdy węzeł nad naczyniem zatka kaniulę, można ją bardzo ostrożnie rozwiązać i przerobić. Małe pęcherzyki powietrza w cewniku na ogół nie zagrażają kaniulacji i nie zagrażają życiu; Ale jeśli w kaniuli znajduje się duży pęcherzyk powietrza, konieczne jest cofnięcie kaniuli za pomocą strzykawki lub ponowne umieszczenie cewnika w innej gałęzi. Zwykle można uniknąć tworzenia się skrzepów i zachować patent na kaniulę, podając 0,2 ml bolusów soli fizjologicznej raz na jakiś czas podczas operacji.
Ograniczeniem tego badania jest niedoszacowanie drożności kaniuli w dłuższym czasie infuzji: w tym przypadku przeprowadzono 24-godzinną infuzję, podczas gdy szczury były trzymane w klatce metabolicznej. Aby uzyskać dłuższy okres infuzji, przydatne może być zastosowanie terapii przeciwzakrzepowej, która nie jest stosowana w tym badaniu. Jednak podczas infuzji szczur musi być trzymany w klatce metabolicznej, ponieważ jest to jedyna osoba, która wspomaga układ infuzyjny. To miejsce jest niewygodne dla zwierzęcia, które może być zestresowane, jeśli jest leczone przez dłuższy czas. Ponadto do infuzji używano tylko roztworu soli fizjologicznej, więc nie ma wyników dotyczących podawania konkretnych leków. Jednym z ograniczeń metody jest niemożność podania w gałęziach tętniczych (jeśli występują) powyżej tych, które są używane do cewnika. Z tego powodu zaleca się kaniulację najbliższej gałęzi od aorty.
W literaturze nie jest dostępny żaden inny model długotrwałej infuzji SMA u szczurów u nieskrępowanych zwierząt. W porównaniu z modelem kaniulacji IMA opisanym wiele lat temu4, opisana tutaj technika ma szerszy cel eksperymentalny, ponieważ umożliwia infuzję leku w obszarze perfuzji SMA i nie jest ograniczona do jelita grubego. Niedawno, po raz pierwszy, selektywna kaniulacja gałęzi SMA została zastosowana do infuzji toksyny botulinowej bezpośrednio w tętniczą okolicę krezkową w celu zbadania wpływu na mięśnie gładkie jelit10, ale w przyszłości można przetestować wiele innych leków. Na przykład leki przeciwzakrzepowe mogą być podawane w infuzji w celu zbadania zakrzepicy krezki lub leki o działaniu na mikrobiotęjelitową 11 , a nawet leki na choroby zapalne jelit12. Wlew dotętniczy jest przydatny w szczególności w badaniach metabolizmu jelitowego, ponieważ działanie leku jest oceniane, zanim krew przejdzie przez krążenie wrotne, gdzie podlega metabolizmowi wątrobowemu.

Tętnica krezkowa górna (SMA) u ludzi, podobnie jak u szczurów, wywodzi się z aorty brzusznej i zaopatruje jelito w krew tętniczą od dwunastnicy do bliższej części poprzecznej. SMA daje początek licznym gałęziom.
Po perfuzji kapilarnej, krążenie krezkowe jest odprowadzane przez żyłę wrotną do wątroby, gdzie przechodzi metabolizm wątrobowy przed ponownym przyjęciem do krążenia ogólnoustrojowego. Kaniulacja SMA jest przydatna do celów diagnostycznych, embolizacji terapeutycznej i infuzji leków w sposób selektywny lub ciągły w celu oceny wpływu na jelita lub, co najważniejsze, metabolizm wątroby i klirens chemiczny. U ludzi minimalnie inwazyjne cewnikowanie radiologiczne SMA wykonuje się w leczeniu wewnątrznaczyniowym1 lub selektywnym wlewie leku2 przy użyciu kilku metod przezskórnych, takich jak nakłucie i kaniulacja przezudowa lub przezpachowa.
Istnieją doniesienia literaturowe na temat różnych technik kaniulacji małych naczyń brzusznych: żyła krezkowa górna (SMV)3, tętnica krezkowa dolna (IMA)4, krezkowy przewód chłonny5, tętnica wątrobowa6 lub badania ex vivo nad perfuzją jelit7 u szczurów. W porównaniu ze stroną żylną, kaniulacja SMA u szczurów jest znacznie bardziej wymagająca ze względu na jednoczesne ryzyko zakrzepicy i krwawienia, pod warunkiem wysokiego ciśnienia. W szczególności problemy pojawiają się w przypadku, gdy kaniulacja działa, gdy szczur budzi się ze znieczulenia na łóżku operacyjnym i więcej, jeśli eksperyment wymaga wolnego zwierzęcia w klatce po operacji.
Niedawny artykuł opisał kaniulację SMA jako część eksperymentu (pomiar ciśnienia krwi) u zwierzęcia pod narkozą8. Nie opisano jednak żadnej techniki chirurgicznej kaniulacji SMA do długotrwałej infuzji u zwierzęcia bez ograniczeń. Celem niniejszej pracy jest opisanie krok po kroku techniki chirurgicznej długotrwałej kaniulacji SMA przez gałąź proksymalną, która pozwala na selektywną infuzję leków do łożyska krezkowego przez co najmniej 24 godziny (i dłużej). Ponieważ stabilna i wytrzymała kaniulacja wymaga stałego podwiązania i zamknięcia naczynia, w którym wprowadzany jest cewnik, technika ta zamiast tego pozwala uniknąć wprowadzania cewnika bezpośrednio do SMA9 i zbliża się do naczynia poprzez kaniulację bliższej gałęzi, jak to tylko możliwe do samego początku SMA z aorty. Wlew proksymalny pozwala podanemu lekowi dotrzeć do najszerszego możliwego podłoża anatomicznego, bez zamykania przepływu krwi przez główne naczynie.
Technika kaniulacji SMA u szczurów ma wiele zastosowań. Możliwe byłoby selektywne podawanie leków w przedziale tętniczym krezki w celu uzyskania miejscowego działania na poziomie żołądkowo-jelitowym oraz uniknięcia skutków ogólnoustrojowych i metabolizmu leków w wątrobie. Model szczura z kaniulacją SMA ma przewagę nad większymi modelami zwierzęcymi: jest tańszy, jest etycznie akceptowalny i łatwiejszy do wykonania i nauczenia. Operacja kaniulacji SMA jest również łatwiejsza do wykonania w modelu szczurzym w porównaniu z modelem mysim.

<table><tbody><tr><td>Uchwyt igły z drewna crile-2Instrumenty</td><td></td><td>biologiczne</td><td>Kształt końcówki: Prosty; Szerokość końcówki: 2 mm; Długość mocowania: 14 mm; Zamek: Tak; Nożyczki: Nie; Stop / materiał: Stal nierdzewna; Długość: 15 cm; Ząbkowana: Tak</td></tr><tr><td>Bardzo cienkie kleszcze Graefe</td><td>2Instrumenty</td><td></td> biologiczne <td>Szerokość końcówki: 0,5 mm; Wymiary końcówki: 0,5 x 0,5 mm; Stop / materiał: Stal nierdzewna; Długość: 10 cm</td></tr><tr><td>Luer Stub Adapter</td><td>BD Intramedic</td><td></td><td>23 gauge do użytku z rurką 427410</td></tr><tr><td>Zawór membranowy</td><td>Biomed</td><td>Mod 617</td><td></td></tr><tr><td>Cewnik poliuretanowy</td><td>ENKI</td><td></td><td>średnica zewnętrzna: 0,4 mm, średnica wewnętrzna: 0,25 mm</td></tr><tr><td>Cewnik silastyczny Rurki laboratoryjne</td><td>Branża opieki zdrowotnej</td><td>508-002</td><td></td></tr><tr><td>Nożyczki sprężynowe</td><td>2Instrumenty</td><td></td> biologiczne <td>Kształt końcówki: kątowa; Wskazówki: Ostre; Stop / Materiał:</td></tr><tr><td>Nożyczki chirurgiczne dla studentów</td> ze stali nierdzewnej <td>2Instrumenty</td><td></td> biologiczne <td>Kształt końcówki: prosty; Stop / Materiał: Studencka stal nierdzewna; Ząbkowany: Nie; Funkcja: Jakość studenta</td></tr></tbody></table>

celowanie w jelito cienkie szczura: długotrwała infuzja do tętnicy krezkowej górnej

Targeting the Rat's Small Bowel: Long-Term Infusion into the Superior Mesenteric Artery

Tętnica krezkowa górna może być kaniulowana u ludzi poprzez minimalnie inwazyjne cewnikowanie radiologiczne tętnicy udowej lub pachowej. Kaniulacja SMA jest trudniejsza u szczurów ze względu na małe wymiary anatomiczne. Celem pracy jest opisanie techniki chirurgicznej kaniulacji SMA u szczurów w celu przeprowadzenia długotrwałej infuzji leków do łożyska naczyniowego SMA u zwierząt bez ograniczeń, co spowoduje wysoki wskaźnik drożności cewnika po rekonwalescencji pooperacyjnej przez 24 godziny. 
Aby uniknąć ryzyka zakrzepicy SMA lub krwawienia z bezpośredniego dostępu, bliższa gałąź SMA jest izolowana, podwiązana dystalnie i kaniulowana za pomocą poliuretanowej rurki kapilarnej o średnicy 0,25 mm, której końcówka jest wysunięta blisko początku SMA z aorty. Kaniula jest następnie wprowadzana podskórnie do tylnej części szyi zwierzęcia i przez skórę przez sztuczną zastawkę. Zewnętrzna część kaniuli jest umieszczana w półsztywnym systemie nośnym i podłączona do ciągłej pompy infuzyjnej na zewnątrz klatki, gdzie szczur może się swobodnie poruszać. 
Prawidłowe ustawienie kaniuli zostało wykazane przez wyniki angiografii pooperacyjnej i autopsji. Drożność cewnika po 24 godzinach infuzji soli fizjologicznej w okolicę SMA była zapewniona u większości szczurów dzięki całkowitemu rozładowaniu pompy i rozpoznaniu funkcjonalnej kaniuli do pobierania próbek krwi lub infuzji soli fizjologicznej.

W niniejszym badaniu procedurę przeprowadzono na 15 szczurach. Po 24 godzinach infuzji soli fizjologicznej nie zaobserwowano w klatkach metabolicznych oznak wycieku soli fizjologicznej ani utraty krwi, a rana brzuszna oraz klatki u wszystkich zwierząt pozostały czyste.
Szczury w zwykłych klatkach obserwowano przez 5 dni, codziennie monitorując ich masę ciała oraz spożycie wody i pokarmu. W tym okresie ogólny stan zwierząt w badaniu makroskopowym był dobry, bez oznak nieprawidłowości behawioralnych. Wszystkie szczury bezpośrednio po operacji zaczęły ponownie przyjmować pokarm. Średnie dzienne spożycie pokarmu i wody stopniowo wzrastało, aż do osiągnięcia poziomu normalnego po 3 dniach, co przedstawiono odpowiednio na Rysunku 3A i 3B. Na Rysunku 3C widać, że przyrost masy ciała był regularny i stopniowo zwiększał się do końca okresu obserwacji. Nie odnotowano zmian w rytmie wypróżnień, a codzienna ilość kału i moczu była prawidłowa.
Po 24 godzinach w zaledwie 2 pompkach wypełnionych 50 mL roztworu soli pozostały pozostałości soli (odpowiednio 40 mL i 20 mL), podczas gdy wszystkie pozostałe (86,7%) były puste. Co więcej, po tym okresie infuzji 12 kaniul (80%) nadal nadawało się zarówno do pobierania krwi, jak i do infuzji soli (5 mL), natomiast 3 kaniule nie były już drożne (2 z nich były kaniulami podłączonymi do pompek z pozostałościami) (Tabela 1).
Podczas sekcji zwłok 100% kaniul (n=15) wciąż znajdowało się w odgałęzieniu SMA i u żadnego z szczurów nie stwierdzono objawów niedokrwienia jelit (Rysunek 4B) ani krwawienia do jamy brzusznej. W przypadku 3 niedrożnych kaniul stwierdzono ich załamania odpowiednio w odległości 0,5 cm, 1 cm i 1,5 cm od miejsca wprowadzenia do odgałęzienia SMA. Zjawisko to wynika prawdopodobnie z ruchów zwierząt w klatkach.
U 5 szczurów, bezpośrednio po zabiegu i przed podłączeniem pompy, do kaniuli krezkowej wstrzyknięto 2 mL jodowego środka kontrastowego, aby wykonać angiografię z użyciem wzmacniacza obrazu (angiografię przeprowadzono śródoperacyjnie). U każdego szczura (n=5) można było zaobserwować krąg tętniczy krezkowy, SMA oraz jej główne odgałęzienia, bez rozprzestrzeniania się środka kontrastowego w jamie brzusznej, co przedstawiono na Rysunku 4A. Potwierdziło to, że kaniula została prawidłowo umieszczona i utrwalona w odgałęzieniu SMA.
<img alt="Procedura chirurgiczna na jelitach; A: układ jelit, B: proces szycia jelit, badanie medyczne." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/60787/60787fig01.jpg" data-altupdatedat="1788250015000" data-alt="Rycina 1"> 
Rycina 1: Fotografie eksperymentalne. (A) Jelito cienkie ułożone zgodnie z naturalnym przebiegiem na gazie (widoczna jest SMA wraz ze wszystkimi odgałęzieniami); (B) Operator wprowadzający kaniulę do odgałęzienia SMA. Niezbędne jest zapewnienie solidnego podparcia pod naczyniem, aby zagwarantować prawidłowe wprowadzenie rurki. Dystalny szew jedwabny zamyka naczynie, a proksymalny mocuje cewnik wewnątrz odgałęzienia. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/60787/60787fig01large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.</a>
<img alt="Układ doświadczalny u szczura do przewlekłej infuzji; obejmuje metodę wprowadzania cewnika i schemat procesu." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/60787/60787fig02.jpg" data-altupdatedat="1788250015000" data-alt="Rysunek 2"> 
Rysunek 2: System wspomagający infuzję. (A) Po przeprowadzeniu tunelizacji podskórnej kaniula wychodzi z tylnego regionu szyi przez biały zawór; (B) Szczur w kamizelce stabilizującej biały zawór. Stalowy pręt chroni cewnik podczas infuzji. (C) Schematyczne przedstawienie szczura umieszczonego w klatce metabolicznej podczas infuzji soli fizjologicznej za pomocą pompy elastomerowej połączonej z kaniulą wychodzącą ze stalowego pręta. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/60787/60787fig02large.jpg" target="_blank">Aby zobaczyć powiększoną wersję tego rysunku, kliknij tutaj.</a>
<img alt="Wykresy wzrostu w czasie: spożycie pokarmu, spożycie wody, przyrost masy ciała; czas w dniach, pomiary w gramach." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/60787/60787fig03.jpg" data-altupdatedat="1788250015000" data-alt="Rysunek 3"> 
Rysunek 3: Reprezentatywne dane dotyczące spożycia pokarmu, spożycia wody oraz przyrostu masy ciała szczurów (n=15) w 5-dniowym okresie obserwacji. Średnie dzienne spożycie pokarmu (A) i wody (B) stopniowo wzrasta, a następnie stabilizuje się na poziomach fizjologicznych po 3 dniach. Średni przyrost masy ciała (C) stopniowo rośnie aż do końca okresu obserwacji. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/60787/60787fig03large.jpg" target="_blank">Kliknij tutaj, aby zobaczyć powiększoną wersję tego rysunku.</a>
<img alt="Obraz fluoroskopowy i przekrój pooperacyjny w badaniu naczyniowym jelita zwierzęcego." class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/60787/60787fig04.jpg" data-altupdatedat="1788250015000" data-alt="Rycina 4"> 
Rycina 4: Zdjęcia (A) angiografii z użyciem kontrastu w obrębie krezki jelita po infuzji kontrastu przez kaniulę (potwierdzenie prawidłowego umiejscowienia kaniuli) oraz (B) kaniuli wciąż prawidłowo umiejscowionej podczas autopsji. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/60787/60787fig04large.jpg" target="_blank">Prosimy kliknąć tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.</a>
<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td></td>
			<td colspan="2">Pompa elastomerowa</td>
			<td colspan="2">Kaniula</td>
		</tr>
		<tr>
			<td></td>
			<td>Puste</td>
			<td>Z pozostałością</td>
			<td>Patent</td>
			<td>Brak patentu</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>n=15</td>
			<td>13</td>
			<td>2</td>
			<td>12</td>
			<td>3</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>%</td>
			<td>86.7</td>
			<td>13.3</td>
			<td>80</td>
			<td>20</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>
Tabela 1: Wyrzut pompy elastomerowej i drożność kaniuli po 24 godzinach infuzji soli fizjologicznej. Drożność sprawdzano poprzez pobranie krwi strzykawką oraz infuzję 5 mL soli fizjologicznej do kaniuli.

Dostęp do długotrwałej infuzji w tętnicy krezkowej górnej (SMA) szczurów to zabieg chirurgiczny, który polega na kaniulacji bliższej gałęzi SMA. Kaniula wychodzi z rany brzusznej i jest tunelowana przez przestrzeń podskórną z powrotem do fałdu międzyłopatkowego.

Celowanie w jelito cienkie szczura: długotrwała infuzja do tętnicy krezkowej górnej

The superior mesenteric artery can be cannulated in humans through minimally invasive radiological catheterization of the femoral or axillary artery. SMA ...

Kaniulacja tętnicy krezkowej górnej u szczura jest trudna i nie jest często stosowana jako model eksperymentalny. Technika ta umożliwia wykonanie funkcjonalnej kaniulacji i otwiera pole do eksperymentów z efektami pierwszego pasażu leków dotętniczych. Ta metoda pozwala uniknąć krwawienia i zakrzepicy, jednocześnie wyrażając zgodę na kaniulację tętnicy krezkowej górnej.I pozwala na długotrwałe podawanie leków stosunkowo wolnemu zwierzęciu, które może jeść i poruszać się. Badania farmakologiczne nad lekami działającymi na jelita mogą przynieść znaczne korzyści z tej techniki. Nie ma alternatywy do badania wpływu bezpośredniego pojedynczego pasażu leku.Zacznij od przecięcia większej kaniuli. Następnie odetnij mniejszą kaniulę i włóż ją na jeden centymetr do większej kaniuli. Zamocuj dwie kaniule razem za pomocą kleju cyjanoakrylowego, unikając niedrożności światła.Następnie podłącz wolny koniec większej kaniuli do adaptera luer stub zamontowanego na jednomililitrowej strzykawce wypełnionej roztworem soli fizjologicznej. Naostrz wolną końcówkę mniejszej kaniuli nożyczkami, aby ułatwić wprowadzenie cewnika do gałęzi tętnicy krezkowej górnej. Sprawdź drożność kaniuli, przepłukując ją roztworem soli fizjologicznej.Ogolić sierść z obszarów chirurgicznych znieczulonego szczura, w tym brzucha w przypadku gałęzi tętnicy krezkowej górnej lub kaniulacji SMA oraz tylnej części szyi w przypadku wyjścia kaniuli. Oczyść obszary operacyjne w sposób aseptyczny. I ułóż zwierzę w pozycji leżącej, unieruchamiając cztery kończyny.Użyj ostrza skalpela, aby otworzyć ścianę brzucha z prostym trzycentymetrowym nacięciem na linii środkowej mezożołądka przez wszystkie płaszczyzny brzucha do otrzewnej. Umieść gazy nasączone roztworem soli fizjologicznej wokół nacięcia laparotomii, używając szwów, aby utrzymać otwarte nacięcie chirurgiczne. Użyj bawełnianych wacików, aby zidentyfikować i odsłonić jelito cienkie, a następnie wyjmij krezkę z cięcia laparotomii i połóż ją w dół na gazach.Zidentyfikuj SMA, czując pulsację. Za pomocą wacików bawełnianych oddziel tłuszcz krezkowy i odkryj SMA oraz dwie do trzech jej bliższych gałęzi. Wybierz proksymalną gałąź SMA, która jest wystarczająco duża, aby umożliwić chirurgiczne manewry kaniulacji.Przywiąż tę gałąź trzy do czterech centymetrów w dół rzeki od jej początku, aby umożliwić jej ekspansję, utrzymując końce szwu wystarczająco długo, aby można było nimi później manipulować. Umieść sztywną podporę pod gałęzią SMA i przytrzymaj koniec mniejszej kaniuli za pomocą kleszczy, a następnie drugą ręką pociągnij końce szwu, aby napiąć naczynie i ułatwić wprowadzenie cewnika. Trzymaj końcówkę kaniuli pod kątem 20 stopni od płaszczyzny naczynia w kierunku przeciwnym do przepływu krwi.Następnie lekko naciśnij końcówkę, aby przeniknąć do ściany tętnicy i włóż kaniulę. Kontynuuj wprowadzanie kaniuli na jeden centymetr w gałęzi tętniczej w pobliżu początku SMA. Przymocuj kaniulę do tętnicy za pomocą węzła chirurgicznego i sprawdź jej prawidłowe działanie, przepłukując jeden mililitr sterylnego roztworu soli fizjologicznej lub pobierając próbki krwi.Wykonaj jednocentymetrowe nacięcie w tylnej części szyi i umieść kulistą zastawkę. Następnie przełóż kaniulę z dostępu do laparotomii do zastawki umieszczonej w szyi przez tkanki podskórne i zamknij dystalną końcówkę kaniuli zatyczką cewnika, aby uniknąć napływu powietrza. Wymień małą zastawkę w jamie brzusznej i zamknij ścianę brzucha.Następnie przymocuj zawór do następnej skóry za pomocą szwów. Ubierz szczura w kurtkę, aby chronić zawór guzikowy. Podczas infuzji należy zabezpieczyć odsłoniętą część kaniuli stalowym prętem i przymocować ją do zaworu.Podłącz dystalny koniec kaniuli do pompy elastomerowej wypełnionej 50 mililitrami sterylnego roztworu soli fizjologicznej i kontynuuj infuzję przez 24 godziny. Po infuzji należy zdemontować zewnętrzny system infuzyjny zwierzęcia, wyjmując pompę, płaszcz, stalowy pręt i zawór ze szczura. Zamknij i odetnij kaniulę tak, jak wychodzi z szyi, pozostawiając kończynę pod skórą szyi po założeniu szwu.W tym badaniu 15 szczurów zostało poddanych tej procedurze, a średnie dzienne spożycie pokarmu i wody stopniowo wzrastało, aż do normy po trzech dniach. Przyrost masy ciała był również regularny i stopniowo zwiększał się aż do końca okresu obserwacji. Po 24 godzinach pozostałości soli fizjologicznej pozostały tylko w dwóch pompach balonowych, podczas gdy pozostałe 13 było całkowicie pustych.Co więcej, po okresie infuzji 12 kaniul nadal działało zarówno do pobierania krwi, jak i infuzji soli fizjologicznej, podczas gdy trzy kaniule nie były już opatentowane. Podczas sekcji zwłok 100% kaniul znajdowało się w odgałęzieniu SMA. Żadne szczury nie miały oznak niedokrwienia jelit lub krwawienia śródbrzusznego.Angiografię uzyskano u pięciu szczurów poprzez wstrzyknięcie jodonego środka kontrastowego do kaniuli krezkowej. Krąg tętniczy krezki, szczególnie SMA i jego główne odgałęzienia obserwowano bez środka kontrastowego rozprzestrzeniającego się w jamie brzusznej, co potwierdza, że kaniula była dobrze umieszczona i przymocowana do gałęzi SMA. Patent, skrupulatne opróżnienie gałęzi w celu kaniulacji ligatury naczynia w dół rzeki, przejście szwu pod naczyniem i wybranie najbardziej odpowiedniej pozycji do nakłucia i włożenia kaniuli to najważniejsze aspekty tego protokołu.Błędów nie da się naprawić.

targeting-rat-s-small-bowel-long-term-infusion-into-superior

Research

JoVE Journal

Bioengineering

Bioinżynieria

Normalna unaczyniona tkanka ssaka dorosłego, w której nie zachodzi fizjologiczna angiogeneza i która nie była poddana interwencji chirurgicznej, jest wykorzystywana do badania: (i) inicjacji i rozwoju angiogenezy po podaniu środków testowych do jamy otrzewnej; oraz (ii) modyfikacji angiogenezy po systemowym podaniu wybranych środków testowych.

Test angiogenezy w krezoni szczura

Niniejszy artykuł opisuje prosty model stymulacji angiogenezy w krezce szczura. Model ten powoduje gwałtowny wzrost pączkowania naczyń włosowatych, powierzchni naczyniowej oraz gęstości naczyń w stosunkowo krótkim czasie, w tkance umożliwiającej wizualizację en face całych sieci mikronaczyniowych aż do poziomu pojedynczej komórki.

Eksterioryzacja krezki szczura: model do badania dynamiki komórkowej zaangażowanej w angiogenezę

Przeszczep cienkiego jelita stał się uznaną opcją terapeutyczną dla pacjentów z nieodwracalną niewydolnością jelit. Nasz eksperymentalny model ortotopowego przeszczepu cienkiego jelita u szczurów służy jako niezawodne narzędzie do badania podstawowych procesów immunologicznych i zapalnych, które komplikują transplantację jelita.

Ortotopowe przeszczepianie jelita cienkiego u szczurów

Tutaj opisujemy technikę kannuacji krezkowego przewodu chłonnego u szczurów, która umożliwia ilościowe określenie transportu lipidów i leków przez układ limfatyczny po porodzie jelitowym. Technika ta może być dostosowana do oceny stężenia limfy krezkowej i/lub transportu płynu, komórek odpornościowych, peptydów, białek i cząsteczek lipofilowych.

Model szczura kaniulowanego kaniulowanego w krezkowym przewodzie chłonnym: zastosowanie do oceny transportu leków limfatycznych w jelitach

Powtarzalne eksperymentalne modele zwierzęce są potrzebne do testowania nowych materiałów embolizacyjnych, które zostały zaprojektowane do leczenia wewnątrznaczyniowej niedrożności tętniaków wewnątrzczaszkowych (IA). Niniejsze badanie ma na celu opracowanie bezpiecznej i ustandaryzowanej techniki chirurgicznej embolizacji tętniaków worka w stentach w modelu zwierzęcym szczura.

Biodegradowalny stent magnezowy Leczenie tętniaków worka workowego na modelu szczurzym - wprowadzenie techniki chirurgicznej

Tutaj prezentujemy potężny i fizjologiczny model do badania mechanizmów molekularnych leżących u podstaw wydzielania hormonów jelitowych i wchłaniania jelitowego - izolowane perfundowane jelito cienkie szczura.

Mechanizmy leżące u podstaw wydzielania hormonów jelitowych przy użyciu izolowanego perfuzji jelita cienkiego szczura

Tutaj opisujemy metodę dostarczania leków do ośrodkowego układu nerwowego szczura poprzez wszczepienie cewnika w śródoponową przestrzeń lędźwiową kręgosłupa. Koncentrujemy się na dostarczaniu oligonukleotydów antysensownych, chociaż ta metoda nadaje się również do dostarczania innych metod terapeutycznych.

Dokanałowe dostarczanie oligonukleotydów antysensownych w ośrodkowym układzie nerwowym szczura

Opisujemy, jak wygenerować powszechnie stosowany model chirurgiczny uszkodzenia niedokrwienno-reperfuzyjnego jelit (IRI) u gryzoni. Zabieg polega na zamknięciu tętnicy krezkowej górnej, a następnie przywróceniu przepływu krwi. Model ten jest przydatny w badaniach nad okluzyjnymi przyczynami jelitowego IRI zarówno w medycynie weterynaryjnej, jak i ludzkiej.

Model gryzoni uszkodzenia niedokrwienno-reperfuzyjnego jelit poprzez niedrożność tętnicy krezkowej górnej

Protokół ten opisuje model przeszczepu jelita na szczurach z ileostomią w celu oceny w czasie interwencji lekowej w przypadku odrzucenia przeszczepu.

Model odrzucenia przeszczepu przeszczepu jelita szczura z zewnętrzną ileostomią do oceny rokowania podłużnego

Implanty stentów w zwężonych krzywiznach tętnic są podatne na awarie "typu IV" polegające na całkowitym złamaniu poprzecznym stentów i liniowym przemieszczeniu złamanych części. Przedstawiamy protokół wykrywania struktur przepływu wtórnego (wirowego) w modelu tętnicy zakrzywionej, po klinicznie istotnych awariach stentów "typu IV".

Eksperymentalne badanie wtórnych struktur przepływu za modelowym uszkodzeniem stentu typu IV w odcinku testowym tętnicy zakrzywionej pod kątem 180°

Poznaj technikę długotrwałej kanulacji tętnicy krezkowej górnej u szczurów. Metoda umożliwia badanie efektów pierwszego przejścia leków w jelitach bez krwawienia i zakrzepicy.

Celowanie w jelito cienkie szczura: długotrwała infuzja do tętnicy krezkowej górnej

Przeglądaj więcej filmów