Name: Indukcja śmierci mózgu u myszy za pomocą monitorowania ciśnienia tętniczego krwi i wentylacji za pomocą tracheostomii (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2020-04-17T14:00:00.000+00:00
Duration: 5 min 3 s
Description: Poznaj metodę indukcji śmierci mózgu u myszy z monitorowaniem ciśnienia tętniczego i wentylacją przez tracheostomię. Model ten umożliwia badanie odpowiedzi zapalnej i wpływu na przeszczepy narządów.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Eksperymenty na zwierzętach zostały przeprowadzone zgodnie z Zasadami Opieki nad Zwierzętami Laboratoryjnymi sformułowanymi przez National Society for Medical Research oraz Przewodnikiem do Opieki i Użytkowania Zwierząt Laboratoryjnych przygotowanym przez National Academy of Science i opublikowanym przez National Institutes of Health (Publikacja NIH nr 86-23, poprawiona w 1985 roku). Wszystkie eksperymenty zostały zatwierdzone przez austriackie Ministerstwo Edukacji, Nauki i Kultury (BMWF-66.011/0071-II/3b/2012).
1. Cewnikowanie tętnicze
<ol>
	<li>Znieczulij mysz dootrzewnowym wstrzyknięciem ketaminy i ksylazyny10 oraz lekiem przeciwbólowym zgodnie z lokalną praktyką (np. buprenorfiną). Uszczypnij tylne kończyny kleszczami, aby potwierdzić prawidłową głębokość znieczulenia. 
	UWAGA: W tym badaniu wykorzystano samce myszy C57BL / 6N w wieku 8-12 tygodni (waga 20-25 g). Autorzy bezskutecznie testowali męskie BALB/c w tym samym wieku, ale nie próbowali innych szczepów (patrz Dyskusja).</li>
	<li>Usuń włosy w obszarach zainteresowania (głowa, szyja) za pomocą elektrycznej maszynki do golenia. Upewnij się, że nie pozostały żadne luźne włosy, aby zapobiec zanieczyszczeniu rany. Następnie zdezynfekuj pole operacyjne 70% etanolem/chlorheksydyną/betadyną i ułóż mysz na wznak z głową skierowaną w stronę chirurga.</li>
	<li>Wykonaj nacięcie linii środkowej szyjki macicy nożyczkami preparacyjnymi.</li>
	<li>Wypreparuj gruczoły podżuchwowe i tkankę mięśniową szyi i oddziel je w celu odsłonięcia wspólnej tętnicy szyjnej. Stosuj głównie rozwarstwianie za pomocą kleszczy.</li>
	<li>Miejsce trzecie 8-0 Ligatury jedwabne poniżej prawej tętnicy szyjnej wspólnej.</li>
	<li>Umieść zacisk na bliższej podwiązaniu i doprowadź napięcie do tętnicy, aby przepływ został zawieszony.</li>
	<li>Zamknij najbardziej dystalną ligaturę.</li>
	<li>Wprowadzić cewnik tętniczy przez mały, wstępnie uformowany otwór skórny po stronie czaszki nacięcia. Ściśnij i odkształc światło cewnika, jeśli wydaje się zbyt duże, aby zmniejszyć cofanie się krwi. Zafiksuj się wszystkimi trzema ligaturami.</li>
	<li>Przymocuj cewnik do skóry, aby uniknąć zwichnięcia. Zrób to za pomocą szwu (np. żyłki 5-0, niewchłanialnej), który łączy cewnik ze skórą w obszarze wstępnie uformowanego otworu skórnego.</li>
</ol>
2. Tracheostomia
<ol>
	<li>Tępo wypreparuj mięśnie przedtchawicze za pomocą kleszczy.</li>
	<li>Miejsce dwa 8-0 jedwabne ligatury pod tchawicą.</li>
	<li>Tracheotomia za pomocą mikronożyczek tak proksymalnie, jak to możliwe, aby uniknąć jednostronnej wentylacji. Użyj poziomej linii cięcia między dwiema chrząstkami tchawicy.</li>
	<li>Włóż rurkę wentylacyjną i zamocuj za pomocą obu przygotowanych ligatur. 
	UWAGA: Proksymalny koniec tchawicy nie musi być podwiązany.</li>
	<li>Zamknij skórę szwem biegnącym (np. żyłka 6-0, niewchłanialna).</li>
	<li>Przewietrzyć mysz z częstotliwością 150/min i objętością oddechową 200 μl.</li>
</ol>
3. Indukcja śmierci mózgu
<ol>
	<li>Ustaw mysz w pozycji leżącej.</li>
	<li>Usuń skórę z czaszki za pomocą nożyczek chirurgicznych i kleszczy, aby przytrzymać skórę.</li>
	<li>Wywierć otwór o kalibrze 1 mm przyśrodkowo nad lewą korą ciemieniową. Przerwij wiercenie przed naruszeniem wewnętrznej zwartej kości i opony twardej.</li>
	<li>Przeniknij do końcowego mostu tkankowego czaszki za pomocą kleszczy, usuwając ostre krawędzie.</li>
	<li>Wprowadzić cewnik balonowy tak, aby znajdował się całkowicie w jamie czaszki. Upewnij się, że balon jest wstępnie napełniony solą fizjologiczną i całe powietrze zostało usunięte.</li>
	<li>Rozpocznij napełnianie od ~0,1 ml/min przez okres 10-15 min (całkowita objętość 0,8-1,2 ml) za pomocą pompy strzykawkowej. 
	UWAGA: Mysz będzie wykazywać mioklonie, rozszerzenie źrenic, dalszą aktywność napadową i agonalne westchnienia.</li>
	<li>Ogłoś śmierć mózgu myszy, gdy ogon myszy zesztywnieje i wyprostuje się. 
	UWAGA: ChAD potwierdza charakterystyczny początkowy szczyt ciśnienia krwi (odruch Cushinga), brak odruchów pnia mózgu i spontaniczny oddech. Podczas eksperymentów należy unikać regularnych testów bezdechu, ponieważ myszy mogą stać się niestabilne w krążeniu z powodu braku tlenu.</li>
	<li>Zatrzymaj nadmuchiwanie cewnika balonowego.</li>
	<li>Połóż koc grzewczy na myszy, aby uniknąć hipotermii.</li>
</ol>
4. Podczas okresu BD
<ol>
	<li>Regularnie monitoruj i dokumentuj ciśnienie krwi. Wyklucz myszy z przedłużoną fazą hipotensyjną (średnie ciśnienie tętnicze [MAP] < 50 mmHg przez >30 min).</li>
	<li>Podawaj 0,1 ml soli fizjologicznej co 30 minut, aby ustabilizować ciśnienie krwi myszy. 
	UWAGA: W sumie 0,8 ml soli fizjologicznej podano każdej myszy w tym badaniu.</li>
	<li>Po 4 godzinach trwania BD należy pobrać narządy/tkanki myszy. Wyklucz mysz z eksperymentu, jeśli serce myszy nie bije pod koniec eksperymentu.</li>
</ol>
5. Procedura pozorna
<ol>
	<li>Wykonaj kroki 1.1−3.3. 
	UWAGA: Nie otwieraj wewnętrznej kości zbitej. Nie wkładaj ani nie napełniaj cewnika balonowego.</li>
	<li>Trzymaj się blisko myszy i stale obserwuj zwierzę. Kilkakrotnie szczypnij tylne kończyny kleszczami, aby potwierdzić prawidłową głębokość znieczulenia. Zastosuj dodatkowe znieczulenie podskórnie (około 1/2 dawki początkowej), jeśli mysz wykazuje oznaki przebudzenia, co według naszego doświadczenia następuje po około 2-3 godzinach od znieczulenia. </li>
	<li>Zastosuj taką samą ilość soli fizjologicznej dożylnie, jak u myszy BD. 
	UWAGA: Mysz pozorowana odzyska spontaniczne oddychanie po zaprzestaniu wentylacji. Mysz BD nie będzie. Badanie bezdechu powinno być wykonywane podczas tworzenia modelu, ale podczas eksperymentów należy go unikać ze względu na niepotrzebny stres fizjologiczny.</li>
</ol>

<ol><li>Hart, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((OPTN%2FSRTR+2017+Annual+Data+Report%3A+Kidney%5BTitle%5D)+AND+%22American+Journal+of+Transplantation%22%5BJournal%5D)">OPTN/SRTR 2017 Annual Data Report: Kidney.</a> American Journal of Transplantation. 19 (Suppl 2), 19(2019).</li>
<li>The Quality Standards Subcommittee of the American Academy of Neurology. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Practice+parameters+for+determining+brain+death+in+adults+%28summary+statement%29%5BTitle%5D)+AND+%22Neurology%22%5BJournal%5D)">Practice parameters for determining brain death in adults (summary statement).</a> Neurology. 45 (5), 1012-1014 (1995).</li>
<li>Terasaki, P. I., Cecka, J. M., Gjertson, D. W., Takemoto, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((High+survival+rates+of+kidney+transplants+from+spousal+and+living+unrelated+donors%5BTitle%5D)+AND+%22New+England+Journal+Medicine%22%5BJournal%5D)">High survival rates of kidney transplants from spousal and living unrelated donors.</a> New England Journal Medicine. 333 (6), 333-336 (1995).</li>
<li>Pratschke, J., Neuhaus, P., Tullius, S. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((What+can+be+learned+from+brain-death+models%3F%5BTitle%5D)+AND+%22Transplant+International%22%5BJournal%5D)">What can be learned from brain-death models?</a> Transplant International. 18 (1), 15-21 (2005).</li>
<li>Wilhelm, M. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Activation+of+the+heart+by+donor+brain+death+accelerates+acute+rejection+after+transplantation%5BTitle%5D)+AND+%22Circulation%22%5BJournal%5D)">Activation of the heart by donor brain death accelerates acute rejection after transplantation.</a> Circulation. 102 (19), 2426-2433 (2000).</li>
<li>Pomper, G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Introducing+a+mouse+model+of+brain+death%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Neuroscience+Methods%22%5BJournal%5D)">Introducing a mouse model of brain death.</a> Journal of Neuroscience Methods. 192 (1), 70-74 (2010).</li>
<li>Ritschl, P. V., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Donor+brain+death+leads+to+differential+immune+activation+in+solid+organs+but+does+not+accelerate+ischaemia-reperfusion+injury%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Pathology%22%5BJournal%5D)">Donor brain death leads to differential immune activation in solid organs but does not accelerate ischaemia-reperfusion injury.</a> Journal of Pathology. 239 (1), 84-96 (2016).</li>
<li>Atkinson, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Donor+brain+death+exacerbates+complement-dependent+ischemia%2Freperfusion+injury+in+transplanted+hearts%5BTitle%5D)+AND+%22Circulation%22%5BJournal%5D)">Donor brain death exacerbates complement-dependent ischemia/reperfusion injury in transplanted hearts.</a> Circulation. 127 (12), 1290-1299 (2013).</li>
<li>Oberhuber, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Treatment+with+tetrahydrobiopterin+overcomes+brain+death-associated+injury+in+a+murine+model+of+pancreas+transplantation%5BTitle%5D)+AND+%22American+Journal+of+Transplantation%22%5BJournal%5D)">Treatment with tetrahydrobiopterin overcomes brain death-associated injury in a murine model of pancreas transplantation.</a> American Journal of Transplantation. 15 (11), 2865-2876 (2015).</li>
<li>Floerchinger, B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Inflammatory+immune+responses+in+a+reproducible+mouse+brain+death+model%5BTitle%5D)+AND+%22Transplant+Immunology%22%5BJournal%5D)">Inflammatory immune responses in a reproducible mouse brain death model.</a> Transplant Immunology. 27 (1), 25-29 (2012).</li>
<li>Steen, P. A., Milde, J. H., Michenfelder, J. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((No+barbiturate+protection+in+a+dog+model+of+complete+cerebral+ischemia%5BTitle%5D)+AND+%22Annals+of+Neurology%22%5BJournal%5D)">No barbiturate protection in a dog model of complete cerebral ischemia.</a> Annals of Neurology. 5 (4), 343-349 (1979).</li>
<li>Cooper, D. K., Novitzky, D., Wicomb, W. N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+pathophysiological+effects+of+brain+death+on+potential+donor+organs%2C+with+particular+reference+to+the+heart%5BTitle%5D)+AND+%22Annals+of+the+Royal+College+of+Surgeons+of+England%22%5BJournal%5D)">The pathophysiological effects of brain death on potential donor organs, with particular reference to the heart.</a> Annals of the Royal College of Surgeons of England. 71 (4), 261-266 (1989).</li>
<li>Herijgers, P., Leunens, V., Tjandra-Maga, T. B., Mubagwa, K., Flameng, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Changes+in+organ+perfusion+after+brain+death+in+the+rat+and+its+relation+to+circulating+catecholamines%5BTitle%5D)+AND+%22Transplantation%22%5BJournal%5D)">Changes in organ perfusion after brain death in the rat and its relation to circulating catecholamines.</a> Transplantation. 62 (3), 330-335 (1996).</li>
</ol>

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

ChAD, czynnik ryzyka dla jakości przeszczepu allogenicznego u dawców wielonarządowych, pociąga za sobą mnóstwo zmian patofizjologicznych, które można wystarczająco ocenić tylko za pomocą modeli in vivo. Zmiany hemodynamiczne, burza cytokinowa, zmiany hormonalne i ich ostateczny wpływ na jakość i przeżywalność narządów nie mogą być analizowane in vitro4. Większość podstawowych badań transplantacyjnych, a także immunologicznych opiera się na zaawansowanych narzędziach diagnostycznych, które są powsz...

Transplantacja jest obecnie jedynym sposobem leczenia końcowej niewydolności narządów. Do tej pory pacjenci ze śmiercią mózgu (ChAD) byli głównym źródłem dawstwa narządów, chociaż dawstwo od żywych dawców i dawstwo po śmierci krążeniowej są cennymi alternatywami1. ChAD definiuje się jako nieodwracalną śpiączkę (o znanej przyczynie), brak odruchów pnia mózgu i bezdech2. Niestety, narządy ChAD wykazują gorsze wyniki w długoterminowym przeżyciu przeszczepu, niezależnie od niedopasowania ludzkiego antygenu leukocytarnego (HLA) i czasu niedokrwienia zimna3. W międzyczasie przeprowadzono intensywne badania nad tym niezależnym od antygenu czynnikiem ryzyka, w wyniku którego stwierdzono trzy główne aspekty zmian patofizjologicznych, w których pośredniczy konsekwencja ChAD: hemodynamiczny, hormonalny i zapalny4.
Do tej pory, eksperymentalne modele BD u gryzoni były głównie wykonywane na szczurach. Aby uzyskać lepszy wgląd w konsekwencje immunologiczne dla narządów litych po ChAD, naszym celem było ustalenie mysiego modelu ChAD, ponieważ obecnie tylko modele mysie pozwalają na kompleksowe badania czynników genetycznych lub immunologicznych. W tym kontekście system myszy zapewnia większą różnorodność narzędzi analitycznych.
Zasada indukcji BD, opisana tutaj, opiera się na wzroście ciśnienia śródczaszkowego wywołanym napompowaniem cewnika balonowego umieszczonego pod czaszką. Zwiększone ciśnienie śródczaszkowe naśladuje fizjologiczny mechanizm ChAD poprzez blokowanie perfuzji mózgu, móżdżku i pnia mózgu5,6. Aby zagwarantować odpowiednią perfuzję narządów obwodowych, podczas zabiegu obowiązkowy jest pomiar ciśnienia krwi. Cewnik używany w tym celu służy jednocześnie do podawania soli fizjologicznej w celu ustabilizowania ciśnienia krwi poprzez substytucję płynów. Ponieważ ChAD towarzyszy ustanie oddychania spontanicznego, należy zapewnić odpowiednią wentylację. Koc elektryczny utrzymuje fizjologiczną temperaturę ciała.
Podsumowując, ten model umożliwi dogłębne badania wpływu uszkodzenia wywołanego przez BD, na migrację leukocytów7, komplement aktywacji8, niedokrwienne uszkodzenie reperfuzyjne9, oraz inne czynniki.

<table><tbody><tr><td>Cewnik tętniczy (BD Neoflon 26G)</td><td></td><td>Przetworniki</td> ciśnienia krwi 391349 <td></td>BD</tr><tr><td>(APT300)</td><td>Harvard Apparatus Inc.</td><td>73-3862</td><td></td></tr><tr><td>Cewnik do embolektomii tętniczej Fogarty N&deg; 3</td><td>Edwards Lifesciences Corporation</td><td>120403F</td><td></td></tr><tr><td>Kleszcze</td><td>FST</td><td>11271-30</td><td></td></tr><tr><td>Homeotermiczne systemy z elastyczną sondą</td><td>Harvard Apparatus Inc.</td><td>55-7020</td><td></td></tr><tr><td>Ketansol</td><td>Graeub 6680110</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Mikronożyczki</td><td>FST</td><td>15018-10</td><td></td></tr><tr><td>Uchwyt na igły</td><td>FST</td><td>12060-02</td><td></td></tr><tr><td>Prolene 5-0</td><td>Ethicon</td><td>8698H</td><td></td></tr><tr><td>Pump 11 Elite Infusion Tylko jeden</td><td>Harvard Apparatus Inc.</td><td>70-4500</td><td></td></tr><tr><td>Nożyce</td><td>FST</td><td>14075-11</td><td></td></tr><tr><td>Mikroskop stereotaktyczny</td><td>Olympus</td><td>SZX7</td><td></td></tr><tr><td>Transpore Tape</td><td>3M</td><td>1527-1</td><td></td></tr><tr><td>Podkłady</td><td>Molinea.A</td><td>274301</td><td></td></tr><tr><td>Wentylator dla myszy (MiniVent Model 845)</td><td>Harvard Apparatus Inc.</td><td>73-0043</td><td></td></tr><tr><td>Xylasol</td><td>Graeub</td><td>7630109</td><td></td></tr></tbody></table>

indukcja śmierci mózgu u myszy za pomocą monitorowania ciśnienia tętniczego krwi i wentylacji za pomocą tracheostomii

Brain Death Induction in Mice Using Intra-Arterial Blood Pressure Monitoring and Ventilation via Tracheostomy

Chociaż zarówno dawstwo od żywych dawców, jak i dawstwo po śmierci krążeniowej dostarczają alternatywnych możliwości przeszczepu narządów, dawstwo po śmierci mózgu dawcy (BD) nadal stanowi główne źródło przeszczepów litych. Niestety, wiadomo, że nieodwracalna utrata funkcji mózgu wywołuje wiele zmian patofizjologicznych, w tym modyfikacje hemodynamiczne i hormonalne, co ostatecznie prowadzi do ogólnoustrojowej odpowiedzi zapalnej. Nieliczne są modele, które pozwalają na systematyczne badanie tych efektów in vivo. Przedstawiamy mysi model indukcji ChAD, który może pomóc w badaniach nad niszczycielskim wpływem ChAD na jakość przeszczepu allogenicznego. Po wdrożeniu wewnątrztętniczego pomiaru ciśnienia krwi przez tętnicę szyjną wspólną i niezawodnej wentylacji za pomocą tracheostomii, ChAD jest indukowany przez stały wzrost ciśnienia śródczaszkowego za pomocą cewnika balonowego. Cztery godziny po indukcji ChAD można pobrać narządy do analizy lub do dalszych procedur transplantacyjnych. Nasza strategia umożliwia kompleksową analizę ChAD dawcy w modelu mysim, umożliwiając w ten sposób dogłębne zrozumienie skutków związanych z ChAD w transplantacji narządów litych i potencjalnie torując drogę do zoptymalizowanego kondycjonowania narządów.

Mysi model BD został pomyślnie przeprowadzony ponad 100 razy, przy stopniu powodzenia przekraczającym 90%. Ponadto bezpiecznie wykonano pointerwencyjną transplantację organów serca i nerek7.
BD wywołuje szereg zmian patofizjologicznych, które mogą być dalej badane z wykorzystaniem tego modelu. Jak pokazano na Rycynie 1, ciśnienie krwi wykazuje początkowy szczyt nadciśnieniowy...

Prezentujemy mysi model indukcji śmierci mózgu, aby ocenić wpływ jego patofizjologicznych skutków na organy, jak również na kolejne przeszczepy w kontekście przeszczepu narządów litych.

Indukcja śmierci mózgu u myszy za pomocą monitorowania ciśnienia tętniczego krwi i wentylacji za pomocą tracheostomii

While both living donation and donation after circulatory death provide alternative opportunities for organ transplantation, donation after donor brain ...

Chociaż dawstwo po śmierci mózgu dawcy jest głównym źródłem przeszczepów narządów litych, nieodwracalna utrata funkcji mózgu wywołuje zmiany patofizjologiczne, które prowadzą do ogólnoustrojowej odpowiedzi zapalnej. Ten mysi model indukcji śmierci mózgowej pozwala na wykorzystanie szerokiej gamy narzędzi analitycznych i modeli nokautu do badania ścieżek regulacji śmierci mózgu. W celu cewnikowania tętniczego po potwierdzeniu braku reakcji na odruch pedałowania i usunięciu włosów w górnej części brzucha, należy zdezynfekować odsłoniętą skórę 70% etanolem i użyć nożyczek preparujących, aby wykonać nacięcie w linii środkowej skóry.Za pomocą kleszczy tępo wypreparuj gruczoły podżuchwowe i tkankę mięśniową szyi i oddziel tkanki, aby odsłonić wspólną tętnicę szyjną. Miejsce trzecie 8-0 Jedwabne ligatury poniżej prawej tętnicy szyjnej wspólnej i umieść zacisk na bliższej ligaturze. Doprowadź napięcie do tętnicy, aby przepływ został zawieszony i zamknij najbardziej dystalną ligaturę.Wprowadzić cewnik tętniczy o rozmiarze 26 przez mały wstępnie uformowany otwór skórny po stronie czaszki nacięcia. Ściśnij cewnik kleszczami, jeśli światło jest zbyt duże, aby zmniejszyć przepływ wsteczny i zabezpiecz cewnik wszystkimi trzema szwami, a następnie użyj pojedynczej niewchłanialnej żyłki 5-0, aby przymocować cewnik do skóry w pobliżu wstępnie uformowanego otworu skórnego. Aby wykonać tracheostomię, użyj kleszczy, aby stępić mięśnie przedtchawicze i umieścić dwa 8-0 jedwabne ligatury pod tchawicą.Włóż rurkę wentylacyjną między dwie chrząstki tchawicy, aby uniknąć jednostronnej wentylacji i zabezpiecz rurkę obiema przygotowanymi ligaturami, a następnie zamknij skórę niewchłanialnym szwem biegowym z monofilamentu 6-0 i wentyluj mysz z częstotliwością 150 na minutę i objętością oddechową 200 mikrolitrów. Aby wywołać śmierć mózgu u zwierzęcia doświadczalnego, ułóż mysz w pozycji leżącej i trzymając skórę kleszczami, użyj nożyczek chirurgicznych, aby usunąć skórę z czaszki. Wywierć jednomilimetrowy otwór w suwmiarce okołoprzyśrodkowo nad lewą korą ciemieniową i użyj kleszczy, aby przebić ostatni mostek tkankowy czaszki.Po usunięciu wszelkich ostrych krawędzi włóż cewnik balonowy wstępnie napełniony solą fizjologiczną z całym powietrzem usuniętym. Gdy cewnik znajduje się całkowicie w jamie czaszki, użyj pompy strzykawkowej, aby rozpocząć napełnianie cewnika z prędkością około 0,1 milimetra na minutę przez okres od 10 do 15 minut. Kiedy nastąpi śmierć mózgu, zatrzymaj nadmuchiwanie cewnika balonowego i połóż koc grzewczy na myszy, aby uniknąć hipotermii.Po potwierdzeniu śmierci mózgu należy regularnie monitorować i dokumentować ciśnienie krwi, podając 100 mikrolitrów soli fizjologicznej co 30 minut, aby ustabilizować ciśnienie krwi zwierzęcia. Po czterech godzinach od śmierci mózgu należy wykluczyć wszystkie zwierzęta bez bicia serca i pobrać interesujące nas narządy i tkanki myszy zgodnie ze standardowymi protokołami. Po indukcji śmierci mózgu ciśnienie krwi wykazuje początkowy szczyt nadciśnienia, po którym następuje przedłużona faza hipotensyjna.Inną dobrze ugruntowaną obserwacją jest to, że indukcja śmierci mózgu prowadzi do aktywacji układu odpornościowego. Rzeczywiście, po czterech godzinach od śmierci mózgu w tym modelu obserwuje się specyficzną dla narządu regulację w górę markerów immunologicznych na poziomie mRNA. Po upływie określonego okresu śmierci mózgu narządy mogą zostać pobrane w celu ich bezpośredniej analizy lub późniejszego przeszczepienia narządów.Model ten umożliwi dogłębne badania wpływu uszkodzeń spowodowanych śmiercią mózgu i już ujawnił nowe informacje na temat aktywacji dopełniacza i migracji leukocytów.

brain-death-induction-mice-using-intra-arterial-blood-pressure

Research

JoVE Journal

Neuroscience

Neuronauka

Mysi model uszkodzenia płuc indukowanego przez respirator jest ważnym narzędziem do badania ostrego uszkodzenia płuc in vivo. W niniejszej pracy przedstawiamy łatwy w zastosowaniu model in situ ostrego uszkodzenia płuc, w którym do wywołania ostrej niewydolności płuc wykorzystano mechaniczną wentylację wysokociśnieniową.

Wentylacja z kontrolowanym ciśnieniem w celu wywołania ostrego uszkodzenia płuc u myszy

Mysi model niedokrwienia mięśnia sercowego i prekondycjonowania niedokrwiennego jest ważnym narzędziem do badania mechanizmów kardioprotekcyjnych in vivo. W niniejszej pracy przedstawiamy łatwy w zastosowaniu model in situ dla IP serca, wykorzystujący system obciążników wiszących do okluzji tętnicy wieńcowej.

Zastosowanie systemu obciążników wiszących do okluzji tętnicy wieńcowej u myszy

Przedstawiono wydajny model ostrej niewydolności nerek związanej z okresem okołoperacyjnym i opieką krytyczną. Wykorzystując hipoperfuzję całego organizmu wywołaną zatrzymaniem krążenia, możliwe jest niemal całkowite odtworzenie zmian histologicznych i funkcjonalnych charakterystycznych dla klinicznego AKI.

Normotermiczne zatrzymanie krążenia i reanimacja krążeniowo-oddechowa: mysi model uszkodzenia reperfuzyjnego wynikającego z niedokrwienia

Ten film demonstruje procedurę wywoływania śmierci mózgu w modelu mysim poprzez zwiększanie kontrolowanego ciśnienia śródczaszkowego przez cewnik balonowy, naśladując naturalną śmierć mózgu.

Wywoływanie śmierci mózgu w modelu mysim za pomocą cewnika balonowego

Ten film przedstawia procedurę replikacji udaru zakrzepowego w modelu mysim poprzez zablokowanie prawej tętnicy szyjnej wspólnej i wystawienie myszy na działanie środowiska o niskiej zawartości tlenu. Proces ten zmniejsza przepływ krwi i tlenu do mózgu, powodując tworzenie się skrzepów krwi i uszkodzenie mózgu.

Wywoływanie udaru zakrzepowego poprzez niedotlenienie i niedokrwienie w modelu mysim

Opisano standaryzowany mysi model krwotoku podpajęczynówkowego za pomocą wewnątrzświetlnego koła perforacji Willisa. Perforacja naczynia i krwawienie podpajęczynówkowe są monitorowane za pomocą monitorowania ciśnienia śródczaszkowego. Ponadto rejestrowane i kontrolowane są różne parametry życiowe w celu utrzymania warunków fizjologicznych.

Mysi model krwotoku podpajęczynówkowego

Ten artykuł opisuje, jak przeprowadzić obejście krążeniowo-oddechowe u myszy. Ten nowatorski model ułatwi badanie mechanizmów molekularnych związanych z uszkodzeniem narządów.

Obejście krążeniowo-oddechowe w modelu mysim: nowatorskie podejście

Prezentowany tutaj jest protokół oceny dwukomorowej funkcji serca u myszy poprzez generowanie pętli ciśnienie-objętość (PV) z prawej i lewej komory u tego samego zwierzęcia za pomocą zamkniętego cewnikowania klatki piersiowej. Nacisk kładziony jest na techniczny aspekt chirurgii i pozyskiwania danych.

Dwukomorowa ocena czynności serca i pętli ciśnienie-objętość za pomocą cewnikowania w zamkniętej klatce piersiowej u myszy

Obecne badanie pokazuje ustanowienie trzech różnych modeli dawstwa płuc (dawstwo po śmierci mózgu, dawstwo po śmierci krążeniowej i dawstwo po wstrząsie krwotocznym). Porównuje procesy zapalne i zaburzenia patologiczne związane z tymi zdarzeniami.

Badanie eksperymentalnych modeli dawstwa narządów do przeszczepu płuc

Ten protokół demonstruje unikalny mysi model zatrzymania krążenia w asfiksji, który nie wymaga ucisku klatki piersiowej do resuscytacji. Model ten jest przydatny do monitorowania i obrazowania dynamiki fizjologii mózgu podczas zatrzymania krążenia i resuscytacji.

Mysi model zatrzymania krążenia do obrazowania mózgu i monitorowania fizjologii mózgu podczas niedokrwienia i resuscytacji

Proponowana konfiguracja umożliwia kontrolowaną wentylację mechaniczną i obrazowanie metodą rezonansu magnetycznego ruchu klatki piersiowej 3D u myszy i szczurów. Wykorzystaliśmy tę konfigurację do zbadania patofizjologii leżącej u podstaw dysfunkcji mięśni oddechowych wywołanej wentylacją mechaniczną.

Obrazowanie 3D Cine Magnetic Resonance ruchu oddechowego u myszy i szczurów wentylowanych mechanicznie

Poznaj metodę indukcji śmierci mózgu u myszy z monitorowaniem ciśnienia tętniczego i wentylacją przez tracheostomię. Model ten umożliwia badanie odpowiedzi zapalnej i wpływu na przeszczepy narządów.

Indukcja śmierci mózgu u myszy za pomocą monitorowania ciśnienia tętniczego krwi i wentylacji za pomocą tracheostomii

Przeglądaj więcej filmów