Name: Wielokrotna intubacja jamy ustnej i tchawicy u myszy (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2020-03-27T14:00:00.000+00:00
Duration: 6 min 26 s
Description: Poznaj nieinwazyjną metodę intubacji myszy do wielokrotnych pomiarów funkcji oddechowej. Ta technika umożliwia badanie przewlekłych chorób płuc bez traumatycznej dissekcji szyi.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Autorzy dziękują Lucii Rosas, Lauren Doolittle, Lisie Joseph i Lindsey Ferguson za pomoc techniczną oraz Uniwersyteckiemu Laboratorium Zasobów Zwierząt za wsparcie w opiece nad zwierzętami. Ta praca jest finansowana przez NIH T35OD010977 i R01-HL102469.

Wszystkie opisane tutaj działania związane ze zwierzętami zostały zatwierdzone przez Instytucjonalny Komitet ds. Opieki i Użytkowania Zwierząt (IACUC) Uniwersytetu Stanowego Ohio i zostały przeprowadzone w obiektach akredytowanych przez AAALAC.
1. Przygotowanie do zabiegu
<ol>
	<li>Zbuduj platformę do intubacji. Aby uzyskać odpowiednie nachylenie platformy, użyj trzycalowego (7,6 cm) segregatora z 3 pierścieniami. Złóż na pół jedwab 3-0 o długości 15−20 cm lub inny materiał z nici i przyklej końce nici do górnej części pochyłej platformy za pomocą taśmy, aby utworzyć pętlę do zawieszenia (<silna klasa = "xfig">Rysunek 1).</li>
	<li>Wybierz kaniulę o odpowiednim rozmiarze i długości. 
	nuta: W przypadku myszy o wadze 20−30 g można użyć cewnika o długości 1−1,5 cala (2,5−3,8 cm) o długości do 18 g. W tym badaniu wykorzystano 18-tygodniową samicę BALB/c i 10-tygodniową mysz C57BL/6 (n = 3 z każdego szczepu). Nieprzezroczysta biała osłonka cewnika zapewnia najlepszą wizualizację przezskórną.</li>
	<li>Wytnij skos na dystalnej końcówce cewnika i wygładź ciętą powierzchnię papierem ściernym, aby uzyskać zaokrągloną końcówkę skośną. Delikatnie utwórz lekkie zgięcie w kaniuli około 1 cm od skosu (<silna klasa="xfig">Rysunek 2). 
	nuta: Dla każdej myszy należy użyć nowego cewnika.</li>
	<li>Znieczulić mysz ketaminą (5,4 mg/g masy ciała) i ksylazyną (16 μg/g masy ciała) podawanymi dootrzewnowo. Nałóż sterylną maść okulistyczną na oczy. 
	nuta: Właściwą głębokość znieczulenia uzyskuje się poprzez brak reakcji myszy na mocne uszczypnięcie palca.</li>
	<li>Zawieś mysz w pozycji leżącej na platformie intubacyjnej, zaczepiając górne siekacze o jedwabną nić w górnej części pochylonej powierzchni (<silna klasa = "xfig">Rysunek 3). Gdy mysz znajdzie się prostopadle w pozycji grzbietowej, delikatnie chwyć podstawę ogona i cofnij ogon w kierunku stołu. Umieść kawałek taśmy u podstawy ogona, aby zabezpieczyć mysz.</li>
	<li>Nałóż krem do depilacji (tabela materiałów) na brzuszną część szyjki macicy przez 30−45 s, a następnie usuń cały krem do depilacji z okolicy szyjki macicy za pomocą suchej gazy. W razie potrzeby powtórz proces aplikacji. Dokładnie spłucz skórę solą fizjologiczną lub wodą destylowaną, aby usunąć wszelkie pozostałości, a następnie wytrzyj do sucha.</li>
</ol>
2. Procedura intubacji
<ol>
	<li>Użyj prostych, płaskich kleszczy w niedominującej ręce, aby delikatnie cofnąć język w taki sposób, aby wystarczająco otworzyły usta do wprowadzenia kaniuli. 
	nuta: Nie należy używać kleszczyków do zębów szczurów, ponieważ może to uszkodzić język.</li>
	<li>Ręką dominującą wsuń kaniulę do ust tak, aby koniec dystalny do lekkiego zgięcia przylegał do podniebienia badanego.</li>
	<li>Zwolnij język i przesuń płaską krawędź zamkniętych kleszczy doogonowo wzdłuż szyi brzusznej, aż dojdziesz do rękojeści. Ruch ten bocznie przemieszcza gruczoły ślinowe i spłaszcza mięsień pokrywający tchawicę. Tchawica pojawia się przezskórnie jako biała linia (<silna klasa="xfig">Ryc. 3A). W razie potrzeby obróć kleszcze w kierunku czaszkoczaszkowym, utrzymując napięcie na skórze w kierunku doogonowym, aby spowodować szczyt przemieszczonych bocznie gruczołów ślinowych. Ten manewr tworzy większy kontrast wokół tchawicy (<silna klasa="xfig">Rysunek 3B). 
	nuta: Unikaj nadmiernej siły działającej na brzuszną szyję, ponieważ może to spowodować zapadnięcie się tchawicy i upośledzenie oddychania.</li>
	<li>Przesuwaj kaniulę, jednocześnie ustawiając dystalną końcówkę kaniuli pod kątem brzusznym, supinując dominującą rękę z jednoczesnym zgięciem nadgarstka.</li>
	<li>Prawidłowe umieszczenie kaniuli jest wskazane przez wizualizację nieprzezroczystej kaniuli w tchawicy (<silna klasa="xfig">Rysunek 4B,D). Jeśli kaniula została wysunięta poza poziom początku mięśnia żwaczego, a wizualizacja kaniuli w tchawicy nie została potwierdzona, wycofaj kaniulę i spróbuj ponownie wykonać manewr.</li>
	<li>Potwierdź prawidłowe umieszczenie kaniuli, podłączając bańkę do pompowania płuc do kaniuli i obserwując rozszerzanie się klatki piersiowej przy jednoczesnym wciśnięciu urządzenia.</li>
	<li>Nie przesuwając kaniuli, ostrożnie odczep siekacze myszy od platformy intubacyjnej. Przesuń mysz na poziomą platformę (Tabela materiałów) i włóż kaniulę do adaptera na respiratorze. Po głębokim napompowaniu wietrz mysz przez 60 sekund, a następnie zmierz opór oddechowy.</li>
</ol>
3. Odzyskiwanie
<ol>
	<li>Po zakończeniu procedury przenieś mysz na rozgrzaną platformę. Zapewnij ciągłą stymulację poprzez lekkie szczypanie palców u nóg lub ogona, aby zachęcić do spontanicznego oddychania.</li>
	<li>Ekstubacja może nastąpić, gdy mysz dopiero zaczyna żuć. Chwyć kaniulę na poziomie piasty i delikatnie pociągnij rurkę czaszkowo i odsuń od myszy, aż kaniula zostanie całkowicie usunięta z ust badanego. 
	nuta: Zaleca się zapewnienie wsparcia dróg oddechowych za pomocą sztywnej kaniuli tak długo, jak to możliwe podczas procesu rekonwalescencji.</li>
	<li>Po ekstubacji przenieś mysz do czystej klatki regeneracyjnej ze wsparciem termicznym. Stale monitoruj mysz, aż będzie w pełni zdolna do chodzenia, a odzyskiwanie zostanie zakończone.</li>
</ol>

<ol><li>Spoelstra, E. N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+novel+and+simple+method+for+endotracheal+intubation+of+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Laboratory+Animals%22%5BJournal%5D)">A novel and simple method for endotracheal intubation of mice.</a> Laboratory Animals. 41 (1), 128-135 (2007).</li>
<li>Rivera, B., Miller, S. R., Brown, E. M., Price, R. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+Novel+Method+for+Endotracheal+Intubation+of+Mice+and+Rats+Used+in+Imaging+Studies%5BTitle%5D)+AND+%22Contemporary+Topics+in+Laboratory+Animal+Science%22%5BJournal%5D)">A Novel Method for Endotracheal Intubation of Mice and Rats Used in Imaging Studies.</a> Contemporary Topics in Laboratory Animal Science. 44 (2), 52-55 (2005).</li>
<li>Sparrowe, J., Jimenez, M., Rullas, J., Martinez, A. E., Ferrer, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Refined+Intratracheal+Intubation+Technique+in+the+Mouse%2C+Complete+Protocol+Description+for+Lower+Airway+Models%5BTitle%5D)+AND+%22Global+Journal+of+Animal+Scientific+Research%22%5BJournal%5D)">Refined Intratracheal Intubation Technique in the Mouse, Complete Protocol Description for Lower Airway Models.</a> Global Journal of Animal Scientific Research. 3 (2), 363-369 (2015).</li>
<li>Deyo, D. J., Wei, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+Novel+Method+of+Intubation+and+Ventilation+in+Mice%5BTitle%5D)+AND+%22Anesthesia+%26+Analgesia%22%5BJournal%5D)">A Novel Method of Intubation and Ventilation in Mice.</a> Anesthesia & Analgesia. 88 (2), 179(1999).</li>
<li>Vergari, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+new+method+of+orotracheal+intubation+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22European+Review+for+Medical+and+Pharmacological+Sciences%22%5BJournal%5D)">A new method of orotracheal intubation in mice.</a> European Review for Medical and Pharmacological Sciences. 8 (3), 103-106 (2004).</li>
<li>Brown, R. H., Walters, D. M., Greenberg, R. S., Mitzner, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+method+of+endotracheal+intubation+and+pulmonary+functional+assessment+for+repeated+studies+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Applied+Physiology%22%5BJournal%5D)">A method of endotracheal intubation and pulmonary functional assessment for repeated studies in mice.</a> Journal of Applied Physiology. 87 (6), 2362-2365 (1999).</li>
<li>Das, S., MacDonald, K., Chang, H. S., Mitzner, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+Simple+Method+of+Mouse+Lung+Intubation%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%22%5BJournal%5D)">A Simple Method of Mouse Lung Intubation.</a> Journal of Visualized Experiments. (73), e50318(2013).</li>
<li>Limjunyawong, N., Mock, J., Mitzner, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Instillation+and+Fixation+Methods+Useful+in+Mouse+Lung+Cancer+Research%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%22%5BJournal%5D)">Instillation and Fixation Methods Useful in Mouse Lung Cancer Research.</a> Journal of Visualized Experiments. (102), e52964(2015).</li>
<li>Qin, W., Baran, U., Wang, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Lymphatic+response+to+depilation-induced+inflammation+assessed+with+label-free+optical+lymphangiography%5BTitle%5D)+AND+%22Lasers+in+Surgery+and+Medicine%22%5BJournal%5D)">Lymphatic response to depilation-induced inflammation assessed with label-free optical lymphangiography.</a> Lasers in Surgery and Medicine. 47 (8), 669-676 (2015).</li>
<li>McGovern, T. K., Robichaud, A., Fereydoonzad, L., Schuessler, T. F., Martin, J. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Evaluation+of+Respiratory+System+Mechanics+in+Mice+using+the+Forced+Oscillation+Technique%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%22%5BJournal%5D)">Evaluation of Respiratory System Mechanics in Mice using the Forced Oscillation Technique.</a> Journal of Visualized Experiments. (75), e50107(2013).</li>
</ol>

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Intubacja z wykorzystaniem techniki przezskórnej wizualizacji tchawicy oferuje wyrafinowane podejście do standardowej metody nacinania skóry. Zwracając szczególną uwagę na kilka kluczowych kroków, intubacja może być łatwo i szybko przeprowadzona. Zwierzę musi być umieszczone prostopadle grzbietowo na platformie intubacyjnej z myszą zabezpieczoną w delikatnym wycofaniu. Spowoduje to wydłużenie zwierzęcia do pionowego wyrównania i właściwej pozycji do intubacji. Ponadto krem do depilacji nie powinien pozostawać w kontakcie...

Mysz laboratoryjna jest powszechnym zwierzęcym modelem ludzkiej choroby układu oddechowego. W związku z tym istnieje kilka opublikowanych metod intubacji myszy w celu zarówno wkraplania leków, jak i pomiaru mechaniki oddechowej. Większość opisanych procedur wymaga wizualizacji głośni w jamie ustnej za pomocą specjalistycznego sprzętu, takiego jak laryngoskop lub światłowodowe źródło światła1,2,3,4,5,6,7. Może to być jednak trudne, gdy wymagana jest stosunkowo duża kaniula, ponieważ może ona zasłaniać widok badacza. Limjunyawong i wsp.8 rozwiązali ten problem za pomocą metody intubacji, w której wykonuje się małe nacięcie skórne wzdłuż linii środkowej brzusznej szyi, co pozwala na wizualizację tchawicy. Po zabiegu nacięcie zamyka się klejem tkankowym.
Dla badań wymagających częstych powtarzających się intubacji, kolejne nacięcia i zamknięcie tego miejsca wymaga oczyszczenia brzegów skóry i uszkodzenia tkanek brzusznej szyi. Celem przezskórnej wizualizacji tchawicy do intubacji doustnej jest zapewnienie wyrafinowanej, nieinwazyjnej techniki szczególnie odpowiedniej do wielokrotnych badań intubacji, a także pojedynczych przypadków intubacji u myszy.

<table><tbody><tr><td>Cewnik dożylny 18 G x 1 1/4", Safelet</td><td>Fisher Scientific</td><td>#14-841-14</td><td>Kaniula do intubacji</td></tr><tr><td>70% etanolu, 10 L</td><td>Fisher Scientific</td><td>25467025</td><td>Kaniula czyszcząca Papier</td></tr><tr><td>ścierny (papier ścierny)</td><td>Porter-Cable</td><td>74001201</td><td>Przygotowanie kaniuli</td></tr><tr><td>AnaSed (sterylny roztwór ksylazyny) do wstrzykiwań (100 mg/mL)</td><td>Akorn Animal Health</td><td>NDC# 59399-111-50</td> Niebieska taśma do <td>etykietowania anestezjologicznego</td></tr><tr><td>(0,5 cala x 14 jardów)</td><td>Fisher Scientific</td><td>15966</td><td>Ograniczenie na platformie intubacyjnej</td></tr><tr><td>Pleciony jedwabny szew bez igły, niesterylny, (3-0)</td><td>Henry Schein</td><td>Pozycja #1007842</td><td>Platforma do intubacji</td></tr><tr><td>Podkładka izotermiczna Deltaphase</td><td>Braintree Scientific</td><td>39DP</td><td>Termoregulacja i odzyskiwanie myszy</td></tr><tr><td>Deltaphase Działanie Płyta</td><td>Braintree Scientific</td><td>39OP</td><td>Odzyskiwanie myszy (przed ekstubacją)</td></tr><tr><td>Woda destylowana</td><td>ThermoFisher</td><td>15230253</td><td>Czyszczenie myszy po depilacji</td></tr><tr><td>Nożyczki do oczu, kątowe, ostre/ostre</td><td>Aparat Harvard</td><td>72-8437</td><td>Przygotowanie kaniuli</td></tr><tr><td>FlexiVent (FX Module 2)</td><td>Scireq</td><td>N/A</td><td>Rejestruj dane dotyczące czynności płuc (niewymagane do wykonania procedury, wykorzystane w tym badaniu do walidacji procedury)</td></tr><tr><td>Gąbki z gazy</td><td>Fisher scientific</td><td>13-761-52</td><td>Depilacja</td></tr><tr><td>Wytrzymałe 3-calowe 3-pierścieniowe segregatory</td><td>Zszywki</td><td>24690CT</td><td>Platforma do intubacji</td></tr><tr><td>Oprogramowanie</td><td>Instat Graphpad</td><td>N/A</td><td>Oprogramowanie do analizy statystycznej</td></tr><tr><td>Strzykawka insulinowa (0,5 cm3, U100)</td><td>Fisher Naukowe</td><td>329461</td><td>Podawanie znieczulenia</td></tr><tr><td>Ketamina HCl Wstrzyknięcie, USP (100 mg / mL)</td> <td>Llyod Laoratories</td><td>Nr listy 4871</td><td>Znieczulenie</td></tr><tr><td>Żarówka do napełniania płuc</td><td>Aparat Harvarda</td><td>72-9083</td><td>Potwierdź umieszczenie kaniuli</td></tr><tr><td>Mikro kleszcze, zakrzywione, gładkie</td><td>Aparat Harvard</td><td>72-0445</td><td>Cofnij język i wytwórz napięcie na szyi w celu wizualizacji</td></tr> <tr><td>kaniuliNair (balsam do depilacji), butelka 9 uncji</td><td>Church & Dwight</td><td>42010440</td><td>Depilacja</td></tr><tr><td>Sterylna sól fizjologiczna (0,9%), 10 ml</td><td>Fisher Scientific NC9054335</td><td></td><td>Anestezjologia, oczyszczanie skóry po depilacji</td></tr></tbody></table>

wielokrotna intubacja jamy ustnej i tchawicy u myszy

Repeated Orotracheal Intubation in Mice

Literatura opisuje kilka metod intubacji myszy, które wymagają albo wizualizacji głośni przez jamę ustną, albo nacięcia w brzusznej szyi w celu bezpośredniego potwierdzenia umieszczenia kaniuli w tchawicy. Względna trudność lub uraz tkanki wywołany u pacjenta przez takie procedury może stanowić przeszkodę dla zdolności badacza do przeprowadzenia badań podłużnych. W artykule przedstawiono technikę, w której fizyczna manipulacja myszą po użyciu depilatora w celu usunięcia włosów z brzusznej szyi pozwala na przezskórną wizualizację tchawicy w celu intubacji ustno-tchawiczej niezależnie od stopnia pigmentacji skóry. Ta metoda jest nieszkodliwa dla tematu i łatwa do osiągnięcia przy ograniczonym zrozumieniu anatomii mysów. To wyrafinowane podejście ułatwia wielokrotną intubację, która może być konieczna do monitorowania postępu choroby lub wkraplania leczenia. Zastosowanie tej metody może skutkować zmniejszeniem liczby zwierząt i umiejętności technicznych wymaganych do pomiaru czynności płuc w mysich modelach chorób układu oddechowego.

Seryjne monitorowanie podstawowej funkcji płuc 
Osiemnastotygodniowe samice myszy BALB/c oraz dziesięciotygodniowe myszy C57BL/6 (n = 3 dla każdego szczepu) poddano intubacji przy użyciu opisanej metody w dniach 0, 3, 10 i 17. Po intubacji w każdym z tych dni zwierzę podłączono do respiratora mechanicznego zasilanego 100% tlenem (Tabela materiałów). Opór dróg oddechowych (Rrs) mierzono metodą wymuszonych oscylacji przez 60 s po głębokiej inflacji do 25 cm H2O utrzymanej prz...

Celem tego artykułu jest opisanie wyrafinowanej metody intubacji myszy laboratoryjnej. Metoda jest nieinwazyjna i dlatego idealnie nadaje się do badań, które wymagają seryjnego monitorowania funkcji oddechowych i/lub wkraplania leków do płuc.

Wielokrotna intubacja jamy ustnej i tchawicy u myszy

The literature describes several methods for mouse intubation that either require visualization of the glottis through the oral cavity or incision in the ...

Protokół ten pozwoli naukowcom na wykonywanie powtarzających się pomiarów czynności płuc u poszczególnych myszy, zmniejszając zmienność eksperymentalną i zmniejszając liczbę myszy potrzebnych do każdego eksperymentu. Główną zaletą tego protokołu jest to, że nie wymaga on wizualizacji tchawicy przez jamę ustną ani traumatycznego rozwarstwienia szyi w celu intubacji. Metoda ta będzie szczególnie cenna dla naukowców zajmujących się przewlekłymi i postępującymi chorobami płuc, takimi jak astma, POChP, rozedma płuc i zwłóknienie płuc.Wizualna demonstracja tego protokołu ma kluczowe znaczenie, ponieważ zrozumienie, jak zidentyfikować tchawicę przez skórę brzusznej szyi, ma kluczowe znaczenie dla tej metody. Technikę zademonstruje z Andrew Nelsonem Kate Nolan, weterynarz z mojego laboratorium. Aby stworzyć platformę do intubacji, złóż na pół jedwab 3-0 o długości od 15 do 20 centymetrów i przyklej końce nici do górnej części trzycalowego segregatora z trzema pierścieniami.Wybierz kaniulę o odpowiednim rozmiarze i długości i wytnij skos na dystalnej końcówce cewnika. Wygładź ciętą powierzchnię papierem ściernym, aby uzyskać zaokrągloną końcówkę i delikatnie wykonaj lekkie zagięcie kaniuli około jednego centymetra od skosu. Gdy materiały są gotowe, potwierdź brak reakcji na uszczypnięcie palca u znieczulonej myszy i zaczep górne siekacze wokół jedwabnej nici w górnej części pochylonej powierzchni platformy, aby zawiesić mysz w pozycji leżącej.Gdy mysz znajdzie się prostopadle w pozycji grzbietowej, delikatnie chwyć podstawę ogona i cofnij ogon w kierunku stołu. Umieść kawałek taśmy u podstawy ogona, aby zabezpieczyć mysz i nałóż krem do depilacji na brzuszno-szyjną okolicę. Po 30 do 45 sekundach użyj suchej gazy, aby usunąć krem i dokładnie spłucz skórę solą fizjologiczną lub wodą destylowaną.Używając kleszczy w ręce niedominującej, delikatnie cofnij język w taki sposób, aby wystarczająco otworzył usta do wprowadzenia kaniuli. Ręką dominującą wsuń kaniulę do jamy ustnej tak, aby koniec dystalny do lekkiego zgięcia przylegał do podniebienia zwierzęcia. Zwolnij język i przesuń płaską krawędź zamkniętych kleszczy doogonowo wzdłuż szyi brzusznej, aż do osiągnięcia manubry, aby bocznie przemieścić gruczoły ślinowe i spłaszczyć mięsień pokrywający tchawicę.Tchawica pojawi się przezskórnie jako biała linia. W razie potrzeby obróć kleszcze w kierunku czaszkoczaszkowym, utrzymując napięcie na skórze w kierunku ogonowym, aby spowodować szczyt przemieszczonych bocznie gruczołów ślinowych i stworzyć większy kontrast wokół tchawicy. Sugerując dominującą rękę przy jednoczesnym zgięciu nadgarstka, przesuwaj kaniulę, jednocześnie ustawiając dystalną końcówkę kaniuli pod kątem brzusznym.Jeśli kaniula została prawidłowo umieszczona, będzie obserwowana w tchawicy. Aby potwierdzić prawidłowe umieszczenie, podłącz bańkę do pompowania płuc do kaniuli i obserwuj rozszerzanie się klatki piersiowej przy jednoczesnym obniżeniu urządzenia. Nie przesuwając kaniuli, ostrożnie odczep siekacze myszy od platformy intubacyjnej i przenieś mysz na platformę poziomą, a następnie przymocuj kaniulę do adaptera na respiratorze i po głębokim napompowaniu przewietrz mysz przez 60 sekund przed pomiarem oporu oddechowego.Po zakończeniu procedury przenieś mysz na rozgrzaną platformę i zapewnij ciągłą stymulację poprzez lekkie szczypanie palców u nóg lub ogona, aby zachęcić do spontanicznego oddychania. Po zaobserwowaniu spontanicznego oddychania kontynuuj wizualne monitorowanie zwierzęcia. Gdy częstość oddechów powróci do normy, chwyć kaniulę na poziomie piasty i delikatnie pociągnij rurkę czaszkowo i odsuń od myszy, aż kaniula zostanie całkowicie usunięta z pyska zwierzęcia.Po ektubacji przenieś mysz do czystej klatki rekonwalescencji ze wsparciem cieplnym z monitorowaniem do momentu pełnego rozpoczęcia chodzenia. W tym reprezentatywnym eksperymencie opór oddechowy mierzono w dniach 0, 3, 10 i 17, przy użyciu techniki wymuszonej oscylacji po głębokim napompowaniu do 25 centymetrów wody utrzymywanej przez pięć i 60 sekund wentylacji mechanicznej. Nie zaobserwowano istotnych różnic w mierzonym oporze oddechowym między którymkolwiek z punktów czasowych w każdym szczepie, co sugeruje, że brak wzrostu oporu oddechowego w czasie wskazuje na brak funkcjonalnie istotnego stanu zapalnego związanego z urazem intubacyjnym w układzie oddechowym w czterech kolejnych punktach czasowych.Ta procedura intubacji może być stosowana w celu zapewnienia dostępu do tchawicy w celu zainstalowania substancji eksperymentalnych i seryjnego monitorowania funkcji oddechowych. Technika ta umożliwia ocenę czynności płuc bez inwazyjnej tracheostomii, ułatwiając monitorowanie w wielu punktach czasowych w chorobach przewlekłych i postępujących u tej samej myszy.

Research

JoVE Journal

Medicine

Medycyna

Wielokrotne pomiary fizjologii układu oddechowego gryzoni oraz pobieranie próbek komórek zapalnych dróg oddechowych są pożądane, lecz zazwyczaj niewykonalne. W niniejszym materiale opisujemy powtarzalną metodę intubacji doustnej myszy, która umożliwia wielokrotne pomiary nadreaktywności dróg oddechowych oraz pobieranie próbek komórek zapalnych dróg oddechowych.

Odwracalna, nieinwazyjna metoda pomiaru oporu dróg oddechowych i pobierania płynu z płukania pęcherzykowo-oskrzelowego u myszy

Opracowaliśmy prostą, niezawodną i stosunkowo tanią metodę intubacji dotchawiczej u myszy za pomocą bezpośredniej laryngoskopii przy użyciu otoskopu z wziernikiem 2,0 mm. Technika ta jest atraumatyczna i może być stosowana do powtarzania pomiarów w przewlekłych eksperymentach. Uważamy, że jest lepsza od tracheostomii lub wcześniej opisanych technik niechirurgicznych.

Intubacja dotchawicza u myszy za pomocą laryngoskopii bezpośredniej przy użyciu otoskopu

Ten artykuł opisuje szybką i efektywną metodę intubacji myszy do pomiarów funkcji płuc lub wkraplania płuc, która pozwala myszom na regenerację i badanie w późniejszym czasie.  Zabieg polega na niedrogim światłowodowym źródle światła, które bezpośrednio oświetla tchawicę.

Prosta metoda intubacji płuc myszy

Użycie modelu, który naśladuje stan chorób płuc u ludzi, jest kluczowe dla badania patofizjologii i/lub etiologii danej choroby oraz dla opracowania interwencji terapeutycznej. W artykule przedstawiono nieinwazyjną metodę intubacji dotchawiczej, która może bezpośrednio dostarczać materiały egzogenne do płuc myszy.

Nieinwazyjna intubacja dotchawicza w celu zbadania patologii i fizjologii płuc myszy

Ten artykuł przedstawia szybką i prostą metodę podawania bleomycyny bezpośrednio do tchawicy myszy poprzez intubację. Kluczowymi zaletami tej metody jest to, że jest wysoce powtarzalna, łatwa do opanowania i nie wymaga specjalistycznego sprzętu ani długiego czasu rekonwalescencji.

Ulepszona metoda szybkiej intubacji tchawicy u myszy

Tutaj prezentujemy protokół poprzecznego zwężenia aorty (TAC) za pomocą torakotomii bocznej. Technika ta jest minimalnie inwazyjnym, zamkniętym zabiegiem chirurgicznym klatki piersiowej, mającym na celu symulację przeciążenia ciśnieniem i niewydolności serca u myszy wykorzystujących standardowe warunki laboratoryjne TAC.

Model z zamkniętą klatką piersiową do wywoływania poprzecznego zwężenia aorty u myszy

Mysi model chirurgiczny do tworzenia uszkodzenia reperfuzyjnego niedokrwienia lewego płuca (IR) przy jednoczesnym utrzymaniu wentylacji i unikaniu niedotlenienia.

Mysi model intubacji jamy ustnej i tchawicy i wentylowanej operacji reperfuzji niedokrwienia płuc

Tutaj proponujemy protokół dostarczania lipopolisacharydów dotchawiczych (LPS) poprzez nieinwazyjną intubację dotchawiczą ustno-gardłową. Metoda ta minimalizuje uraz związany z zabiegiem chirurgicznym u zwierzęcia i dokładnie dostarcza LPS do tchawicy, a następnie do płuc.

Nieinwazyjne wkraplanie lipopolisacharydu dotchawiczego u myszy

Tutaj wprowadzamy ustandaryzowaną procedurę intubacji dotchawiczej poprzez tracheotomię, a następnie torakotomię u szczurów, mającą na celu zwiększenie precyzji i powtarzalności aplikacji nieprzeżywalnych, wymagających inwazyjnej wentylacji i ekspozycji narządów klatki piersiowej w modelach szczurów in vivo.

Intubacja dotchawicza przez tracheotomię, a następnie torakotomia u szczurów w zastosowaniach nieprzeżywalnych

Opisujemy mysi model przeciążenia ciśnienia w prawej komorze wywołanego przez opaski na pniu płucnym. Szczegółowe protokoły intubacji, chirurgii i fenotypowania za pomocą echokardiografii znajdują się w artykule. Do intubacji i chirurgii wykorzystywane są instrumenty wykonane na zamówienie, co pozwala na szybkie i niedrogie odtworzenie modelu.

Mysi model przerostu prawej komory serca wywołanego przeciążeniem ciśnieniowym i niewydolności przez opaski pnia płucnego

Ten protokół pokazuje, jak optymalne ustawienie myszy i transoralne wprowadzenie otoskopu opartego na kamerze umożliwia wizualizację głośni, szybką intubację przy minimalnym uszkodzeniu tkanek i stałe dostarczanie płynu do płuc.

Ulepszona metodologia dostarczania płynu do płuc myszy: intubacja przy użyciu otoskopu konsumenckiego

Poznaj nieinwazyjną metodę intubacji myszy do wielokrotnych pomiarów funkcji oddechowej. Ta technika umożliwia badanie przewlekłych chorób płuc bez traumatycznej dissekcji szyi.

Wielokrotna intubacja jamy ustnej i tchawicy u myszy

Przeglądaj więcej filmów