Name: Translaminarny model autonomicznego systemu do modulacji ciśnienia wewnątrzgałkowego i śródczaszkowego w tylnych segmentach dawcy człowieka (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2020-04-24T15:00:00.000+00:00
Duration: 8 min 55 s
Description: Poznaj translaminarny model autonomiczny TAS do niezależnej regulacji ciśnienia wewnątrzgałkowego i śródczaszkowego w tylnych segmentach oka człowieka. Ta metoda umożliwia badanie neuropatii jaskrowej i chorób związanych z ciśnieniem.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Finansowanie tego projektu pochodziło z uznaniowych funduszy dr Colleen M. McDowell. Praca ta była częściowo wspierana przez nieograniczony grant od Research to Prevent Blindness, Inc. dla Wydziału Okulistyki i Nauk Wizualnych UW Madison. Dziękujemy doktorom Abbotowi F. Clarkowi i Weimingowi Mao za ich pomoc techniczną przy modelu hodowli narządów perfuzyjnych. Dziękujemy Lions Eye Institute for Transplant and Research (Tampa, Floryda) za dostarczenie ludzkich oczu dawcy.

Oczy zostały uzyskane zgodnie z postanowieniami Deklaracji Helsińskiej do badań nad tkankami ludzkimi.
UWAGA: Oczy z renomowanych banków oczu (np. Lions Eye Institute for Transplant, Research, Tampa FL) zostały pobrane w ciągu 6-12 godzin od śmierci, a surowica dawcy została przetestowana na obecność wirusowego zapalenia wątroby typu B, zapalenia wątroby typu C oraz ludzkiego wirusa niedoboru odporności 1 i 2. Po ich otrzymaniu, oczy zostały wypreparowane i ustawione w modelu TAS w ciągu 24 godzin. Kryteria wykluczenia obejmowały wszelkie patologie oczu. Oczy nie były wykluczane ze względu na wiek, rasę lub płeć. Aby zapewnić żywotność siatkówki po jej otrzymaniu, eksplantaty siatkówki pobrano od dawców tkanek i hodowano przez 7 i 14 dni (rysunek uzupełniający 1). Te siatkówki zostały również zdysocjowane i rosły zdrowe RGC w hodowli przez 7 dni z dodatnim barwieniem markera RGC, białkiem wiążącym RNA z wielokrotnym splicingiem (RBPMS), a także barwieniem dodatnim łańcuchem lekkim neurofilamentów (NEFL) w ich neurofilamentach (rysunek uzupełniający 2).
1. Przygotowanie i sterylizacja sprzętu i materiałów eksploatacyjnych
<ol>
	<li>Zapoznaj się z tabelą materiałów, aby uzyskać pełną listę wymaganych materiałów eksploatacyjnych, a także numery dostawców i katalogowe.</li>
	<li>Przed użyciem wysterylizuj cały sprzęt i narzędzia w autoklawie lub przy użyciu ampułek z tlenku etylenu.</li>
</ol>
2. Przygotowanie podłoża perfuzyjnego
<ol>
	<li>Dodaj 1% streptomycyny penicyliny (10 000 j/ml penicyliny, 10 000 μg/ml streptomycyny w 0,85% NaCl) i 1% L-glutaminy (200 mM) do 1 000 ml zmodyfikowanej pożywki Eagle's (DMEM) firmy Dulbecco o wysokim poziomie glukozy.</li>
	<li>Wysterylizuj pożywkę perfuzyjną, przechodząc przez filtr 0,22 μm.</li>
</ol>
3. Konfiguracja translaminarnego systemu autonomicznego (TAS)
<ol>
	<li>Skonfigurować strzykawki dopływowe (zbiorniki IOP i ICP).
	<ol>
		<li>Dodać 30 ml pożywki perfuzyjnej (sekcja 2) do strzykawki o pojemności 30 ml. Podłączyć 3-kierunkowy kran do strzykawki o pojemności 30 ml. Podłączyć filtr hydrofilowy 0,22 μm do 3-drogowego kranu. Podłącz adapter króćca Luer 15 G do filtra hydrofilowego 0,22 μm.</li>
		<li>Usunąć pęcherzyki powietrza z zestawu strzykawki. Podłącz rurkę do adaptera króćca Luer 15 G. Zamknij boczny port kranu za pomocą niewentylowanej uniwersalnej nasadki zamka. Powtórz tę czynność dla łącznie dwóch ustawień.</li>
		<li>Oznacz jedną strzykawkę jako ciśnienie śródczaszkowe kanału 1 (CH1 ICP), a drugą strzykawkę jako ciśnienie wewnątrzgałkowe kanału 2 (CH2 IOP).</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Ustawić strzykawki odpływowe (zbiorniki IOP i ICP).
	<ol>
		<li>Podłączyć 3-kierunkowy kran do strzykawki o pojemności 30 ml. Podłączyć króciec Luer 15 G do 3-drogowego krana odcinającego. Podłącz rurkę do adaptera króćca Luer 15 G.</li>
		<li>Zamknij boczny port kranu za pomocą niewentylowanej uniwersalnej nasadki zamka. Powtórz tę czynność dla łącznie dwóch ustawień. Oznaczyć jedną strzykawkę jako CH1 ICP, a drugą strzykawkę jako CH2 IOP.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
4. Przygotowanie całego oka ludzkiego oka
UWAGA: Jeśli odbierane są całe oczy, postępuj zgodnie z poniższą procedurą, aby oddzielić przedni segment od tylnego odcinka oka. Jeśli oczy są podzielone na pół, zacznij od kroku 4.4.
<ol>
	<li>Umieść całe oko w roztworze jodu powidonu na 2 minuty.</li>
	<li>Przepłukać oko jałowym roztworem buforowanym fosforanem (PBS) w celu spłukania jodu powidonu. Powtórz 2 razy.</li>
	<li>Usuń przydatki z całej gałki oka za pomocą kleszczy i nożyczek. Przetnij oko na pół na równiku, aby oddzielić przedni i tylny segment oka.</li>
	<li>Usuń osłonkę nerwu wzrokowego. Usuń ciało szkliste z tylnego segmentu.</li>
	<li>W razie potrzeby przyciąć dodatkową twardówkę z tylnego segmentu, aby zapewnić dobre dopasowanie do okrągłej kopuły komory IOP (dolnej). Za pomocą kleszczy upewnij się, że siatkówka jest równomiernie rozłożona na tylnej części segmentu.</li>
	<li>Konfiguracja komory IOP (dolnej)
	<ol>
		<li>Umieść ludzki tylny segment w komorze IOP (dolnej) TAS nad okrągłą kopułą z nerwem wzrokowym skierowanym do góry.</li>
		<li>Uszczelnij tylny segment za pomocą O-ringu z żywicy epoksydowej z czterema, zapewniając szczelne uszczelnienie.</li>
		<li>Włóż rurkę do portów IN i OUT komory IOP (na dole). Strzykawka wlotowa IOP z rurką zawierającą medium jest wkładana do portu IN, a pusta strzykawka odpływowa IOP z rurką jest wkładana do portu OUT.</li>
		<li>Użyj metody pchania/ciągnięcia, aby powoli wlewać medium perfuzyjne do portu dopływowego, aby napełnić tylną muszlę oczną, jednocześnie powoli wyciągając medium perfuzyjne przez strzykawkę odpływową, aby usunąć wszelkie pęcherzyki powietrza z przewodów. Przerwij zaparzanie pożywki, gdy zarówno rurki IN, jak i OUT są wolne od pęcherzyków powietrza.</li>
		<li>Zablokuj kurki w pozycji wyłączonej. Wyjmij strzykawkę o pojemności 30 ml z zespołu filtra portu IOP IN i napełnij ją łącznie 30 ml pożywki. Umieścić strzykawkę o pojemności 30 ml na zespole filtra.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Konfiguracja komory ICP (górnej)
	<ol>
		<li>Umieść komorę/pokrywę ICP (górną) z tyłu tylnego segmentu. Upewnij się, że nerw wzrokowy znajduje się w górnej komorze. Uszczelnij górną komorę czterema.</li>
		<li>Włóż rurkę do portów IN i OUT komory ICP (górnej). Strzykawka odpływowa ICP z rurką zawierającą medium jest wkładana do portu IN, a pusta strzykawka odpływowa ICP z rurką jest wkładana do portu OUT.</li>
		<li>Delikatnie i powoli wlej medium do portu IN, aby napełnić komorę ICP i usunąć pęcherzyki powietrza z przewodów metodą push/pull. Przerwij zaparzanie pożywki, gdy komora ICP oraz rurki IN i OUT będą wolne od pęcherzyków powietrza.</li>
		<li>Zablokuj kurki w pozycji wyłączonej. Wyjąć strzykawkę o pojemności 30 ml z ICP w zespole filtra portu i ponownie napełnić łącznie 30 ml pożywki. Umieścić strzykawkę o pojemności 30 ml na zespole filtra.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
5. Ustawienia systemu rejestracji danych
UWAGA: System rejestracji danych składa się z 8-kanałowego źródła zasilania, wielokanałowego wzmacniacza mostkowego, przetworników ciśnienia hydrostatycznego oraz komputera z oprogramowaniem do akwizycji danych (patrz Tabela Materiałów). Poniżej opisano, jak skonfigurować i skalibrować system.
<ol>
	<li>Podłącz przewód zasilający z tyłu 8-kanałowego źródła zasilania i podłącz do urządzenia podtrzymującego bateryjnie.</li>
	<li>Podłącz USB z 8-kanałowego źródła zasilania z tyłu komputera.</li>
	<li>Podłącz 8-kanałowe źródło zasilania do mostka wielokanałowego amplifier za pomocą dostarczonego przewodu I2C.</li>
	<li>Podłącz Bayonet Neill-Concelman (BNC) do wejść kanałów przed 8-kanałowym źródłem zasilania, a koniec do odpowiednich kanałów z tyłu wielokanałowego amplifier.</li>
	<li>Podłącz przetwornika do przodu wielokanałowego amplifier.</li>
	<li>Zainstaluj oprogramowanie do gromadzenia danych na komputerze.
	<ol>
		<li>Uruchom instalator oprogramowania do akwizycji danych z dostarczonego dysku CD z oprogramowaniem.</li>
		<li>Postępuj zgodnie z instrukcjami wyświetlanymi na ekranie komputera.</li>
		<li>Po zakończeniu instalacji wybierz pozycję Zakończ.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Włącz 8-kanałowe źródło zasilania.</li>
	<li>Włącz komputer i uruchom oprogramowanie do akwizycji danych.
	<ol>
		<li>Wybierz punkt menu Plik | Nowy.</li>
		<li>Wybierz kolejno opcje Ustawienia | Ustawienia kanału. Wybierz trzy kanały (lewy dolny róg ekranu). W kolumnie Channel Title (Tytuł kanału) zmień nazwy kanałów na następujący: CH1 ICP; CH2 IOP; CH3 TLPG (IOP-ICP).</li>
		<li>Wybierz 2 mV dla zakresu na wszystkich kanałach. W kolumnie Obliczenia wybierz opcję Brak obliczeń dla kanałów 1 i 2.</li>
		<li>W kolumnie Obliczenia wybierz pozycję Arytmetyka dla kanału 3. W sekcji Formuła: Wybierz kanały/CH2; Wybierz arytmetykę "-"; Wybierz kanały/CH1. W sekcji Output (Wyjście) wybierz mmHg. Wybierz przycisk OK. Ponownie wybierz przycisk OK.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Ustawić i skalibrować przetworniki ciśnienia hydrostatycznego. 
	UWAGA: Przetworniki ciśnienia hydrostatycznego muszą być skalibrowane przed eksperymentami przy użyciu następującej metody.
	<ol>
		<li>Podłącz przetworniki ciśnienia hydrostatycznego do przewodów przetworników podłączonych do mostka wielokanałowego amplifier.</li>
		<li>Podłącz strzykawkę o pojemności 30 ml wypełnioną powietrzem do bocznego portu przetwornika ciśnienia CH1 (ICP). Przymocuj ciśnieniomierz do dolnej części przetwornika ciśnienia CH1 (ICP).</li>
		<li>Na wykresie wyświetl stronę oprogramowania do akwizycji danych, ustaw prędkość próbkowania, klikając lewym przyciskiem myszy strzałkę obok czasu próbkowania i wybierz 100. Następnie kliknij prawym przyciskiem myszy w obszarze CH1 (ICP) strony.</li>
		<li>Wybierz opcję Bridge Amp (Wzmacniacz mostka). Wybierz opcję Filtr sieciowy. Wybierz Zero i poczekaj, aż system się wyzeruje, uważając, aby nie przesunąć przetwornika ciśnienia.</li>
		<li>Ściśnij białe wypustki przetwornika ciśnienia i przepchnij powietrze przez przetwornik, aż do uzyskania 40 mmHg na ciśnieniomierzu. Zwolnij białe wypustki i wyjmij strzykawkę oraz ciśnieniomierz.</li>
		<li>Na stronie Konwersja jednostek wybierz znak "minus (-)". Podkreśl najwyższy płaskowyż, aby wskazać 40 mmHg. Kliknij strzałkę odpowiadającą punktowi 1 i wprowadź wartość 40.</li>
		<li>Podświetl najniższy plateau, aby wskazać 0 mmHg. Kliknij strzałkę wskazującą punkt 2 i wprowadź wartość 0. Wybierz mmHg dla jednostek. Wybierz przycisk OK.</li>
		<li>Wybierz przycisk OK (strona Bridge Amp). Powtórz kroki 9.1–9.7 dla CH2 (IOP), używając 100 mmHg dla najwyższego plateau i 0 dla najniższego plateau.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Podłączyć jednostkę TAS/segmentu tylnego do systemu akwizycji danych.
	<ol>
		<li>Umieścić jednostkę TAS/tylnego segmentu w inkubatorze (37 °C, 5% CO2 ). Podłącz rurkę ICP z portu OUT do przetwornika ciśnienia CH1 (ICP).</li>
		<li>Podłącz rurkę IOP z portu OUT do przetwornika ciśnienia CH2 (IOP).</li>
		<li>Podłącz zestawy strzykawek (ICP i IOP) z medium z portów IN do stojaka pierścieniowego.</li>
		<li>Na stronie Widok wykresu wybierz pozycję Rozpocznij próbkowanie. Ustaw prędkość próbkowania, klikając lewym przyciskiem myszy strzałkę obok czasu próbkowania i wybierz Wolno i 1 min.</li>
		<li>Wyreguluj strzykawki na podstawie pierścienia w górę lub w dół, aby dostosować ciśnienie ICP i IOP do wymagań protokołu.</li>
		<li>Systematyczne uzupełnianie pożywki w systemie należy wykonywać co 48–72 godziny metodą push and pull.</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
6. Pobieranie i analiza danych
<ol>
	<li>Otwórz plik danych w oprogramowaniu do akwizycji danych.</li>
	<li>W sekcji Data Pad (Konsola danych) kliknij ikonę Multiple Add to Data Pad (Dodaj wiele do konsoli danych). Pojawi się nowe okno.
	<ol>
		<li>W sekcji Znajdź za pomocą wybierz opcję Czas z menu rozwijanego.</li>
		<li>W sekcji Wybierz wybierz 1 godzinę co 1 godzinę z menu rozwijanych.</li>
		<li>W sekcji Krok po kroku wybierz opcję Cały plik, a następnie kliknij przycisk Dodaj.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>W sekcji Data Pad (Konsola danych) kliknij ikonę Data Pad View (Widok konsoli danych). Zaznacz wszystkie dane i skopiuj/wklej do arkusza kalkulacyjnego.</li>
	<li>Oblicz średnią i odchylenia standardowe dla IOP, ICP i TLPG dla każdych 24 godzin. Zbierz dane za pomocą opcji tabeli przestawnej w programie arkusza kalkulacyjnego i wykresie.</li>
</ol>
7. Immunohistochemia i barwienie hematoksyliną i eozyną tylnych odcinków
<ol>
	<li>Usuń tylne segmenty oka zgodnie z różnymi punktami czasowymi z modelu TAS i utrwal w formalinie przed parafinizacją.</li>
	<li>Przekrój oczy, aby uzyskać strzałkowe płaszczyzny tkanki.</li>
	<li>Segmenty zatopione w parafinie należy odparafinować roztworem 100% ksylenu, 95% etanolu, 50% etanolu.</li>
	<li>Myć szkiełka PBS przez 10 minut i blokować buforem blokującym w temperaturze pokojowej przez 1 godzinę.</li>
	<li>Oznacz skrawki z przeciwciałami pierwszorzędowymi: antykolagenem IV (marker macierzy zewnątrzkomórkowej (ECM), NB120-6586, 1:100) i antylamininą (marker ECM, NB300-144, 1:100, anty-RBPMS (marker RGC), GTX118619, 1:50).</li>
	<li>Wykryj przeciwciała pierwszorzędowe za pomocą przeciwciał drugorzędowych Alexa Fluor (Alexa Fluor 488 kozia anty-królicza, A11008, 1:500).</li>
	<li>Przeciwbarwić jądra komórkowe za pomocą roztworu przeciw blaknięciu DAPI.</li>
	<li>Uchwyć obrazy barwionych skrawków i obrazy fazowe za pomocą soczewek obiektywowych 4x i 10x za pomocą mikroskopu fluorescencyjnego (patrz tabela materiałów).</li>
	<li>W przypadku barwienia hematoksyliną i eozyną (H&E) skrawki należy przetworzyć w automatycznym systemie barwienia (patrz tabela materiałów) w celu odparafinowania przy użyciu 100%, 95% roztworu etanolu ksylenowego, 50% etanolu i barwienia H&E.</li>
	<li>Rejestruj obrazy za pomocą soczewek obiektywowych 4x i 10x za pomocą mikroskopu ze źródłem światła w jasnym polu.</li>
</ol>

Autorzy manuskryptu nie mają do ujawnienia potencjalnych konfliktów interesów.

Ludzkie tkanki pośmiertne są szczególnie cennym źródłem do badania ludzkich chorób neurodegeneracyjnych, ponieważ identyfikacja potencjalnych leków opracowanych w modelach zwierzęcych musi być możliwa do przełożenia na ludzi47. Wpływ podwyższenia ciśnienia wewnątrzgałkowego u ludzi jest dobrze znany, ale przeprowadzono minimalne badania nad nieprawidłowymi zmianami ciśnienia translaminarnego ONH. Mimo że istnieje wiele modeli zwierzęcych i skończone modelowanie ludzkiego ONH, nie ma ludzkiego mode...

Globalne szacunki w ostatnich badaniach sugerują, że 285 milionów ludzi żyje z wadami wzroku, w tym 39 milionów to osoby niewidome1. W 2010 roku Światowa Organizacja Zdrowia udokumentowała, że trzy z dziewięciu wymienionych głównych przyczyn ślepoty występują w tylnym segmencie oka1. Choroby tylnego odcinka wzroku obejmują siatkówkę, naczyniówkę i nerw wzrokowy2. Siatkówka i nerw wzrokowy są przedłużeniami mózgu ośrodkowego układu nerwowego (OUN). Aksony komórek zwojowych siatkówki (RGC) są podatne na uszkodzenia, ponieważ wychodzą z oka przez głowę nerwu wzrokowego (ONH), tworząc nerw wzrokowy3. ONH pozostaje najbardziej wrażliwym punktem dla aksonów RGC ze względu na siatkę 3D wiązek tkanki łącznej zwaną blaszką cribrosa (LC)4. ONH jest początkowym miejscem uszkodzenia aksonów RGC w jaskrze 5,6,7, a zmiany ekspresji genów w obrębie ONH badano w modelach nadciśnienia ocznego i jaskry8,9,10. Aksony RGC są podatne na ONH ze względu na różnice ciśnień między przedziałem wewnątrzgałkowym, zwane ciśnieniem wewnątrzgałkowym (IOP), a w zewnętrznej peroptycznej przestrzeni podpajęczynówkowej, zwane ciśnieniem śródczaszkowym (ICP)11. Obszar LC oddziela oba obszary, utrzymując normalne różnice ciśnień, z IOP w zakresie 10–21 mmHg i ICP od 5–15 mmHg12. Różnica ciśnień przez blaszkę między dwiema komorami nazywana jest translaminarnym gradientem ciśnienia (TLPG)13. Głównym czynnikiem ryzyka jaskry jest podwyższone IOP14.
Zwiększone IOP zwiększa obciążenie w obszarze laminarnym i w poprzek niego6,15,16. Obserwacje eksperymentalne na modelach ludzkich i zwierzęcych pokazują, że ONH jest początkowym miejscem uszkodzenia aksonów17,18. Biomechaniczny paradygmat stresu i odkształcenia związanego z IOP powodującego uszkodzenie jaskry w ONH wpływa również na patofizjologię jaskry19,20,21. Mimo że u ludzi zmiany wywołane ciśnieniem mechanicznie uszkadzają aksony RGC22, gryzonie pozbawione płytek kolagenowych w blaszce mogą również rozwinąć jaskrę7,23. Ponadto podwyższone ciśnienie wewnątrzgałkowe pozostaje najważniejszym czynnikiem ryzyka u pacjentów z jaskrą pierwotną otwartego kąta, podczas gdy u pacjentów z jaskrą z prawidłowym napięciem rozwija się jaskrowa neuropatia nerwu wzrokowego nawet bez podwyższonego ciśnienia wewnątrzgałkowego. Ponadto istnieje również podgrupa pacjentów z nadciśnieniem ocznym, którzy nie wykazują uszkodzenia nerwu wzrokowego. Sugeruje się również, że ciśnienie płynu mózgowo-rdzeniowego (CSFp) może odgrywać rolę w patogenezie jaskry. Dowody wskazują, że ICP jest obniżone do ~5 mmHg u pacjentów z jaskrą w porównaniu z normalnymi osobami, powodując w ten sposób zwiększone ciśnienie translaminarne i odgrywając kluczową rolę w chorobie24,25. Wcześniej wykazano na psim modelu, że kontrolując zmiany IOP i CSFp, mogą wystąpić duże przemieszczenia tarczy nerwu wzrokowego26. Podniesienie CSFp w oczach świń wykazało również zwiększone główne obciążenie w obszarze LC i zalaminarnej tkance nerwowej. Zwiększone obciążenie RGC i regionu LC przyczynia się do zablokowania transportu aksonalnego i utraty RGCs27. Postępująca degeneracja RGC wiąże się z utratą wsparcia troficznego28,29, stymulacja procesów zapalnych/regulacja immunologiczna30,31, oraz efektory apoptotyczne29,32,33,34,35. Dodatkowo, uszkodzenie aksonów (<silna klasa="xfig">Rysunek 3) powoduje szkodliwy wpływ na RGC, wywołując awarię regeneracyjną36,37,38,39. Mimo że wpływ ciśnienia wewnątrzgałkowego został dobrze zbadany, przeprowadzono minimalne badania nad nieprawidłowymi zmianami ciśnienia translaminarnego. Większość metod leczenia jaskry koncentruje się na stabilizacji ciśnienia wewnątrzgałkowego. Jednak, mimo że obniżenie ciśnienia wewnątrzgałkowego spowalnia postęp choroby, nie odwraca utraty pola widzenia i nie zapobiega całkowitej utracie RGC. Zrozumienie zmian neurodegeneracyjnych związanych z ciśnieniem w jaskrze będzie miało kluczowe znaczenie dla zapobiegania zgonom z powodu RGC.
Obecne dowody wskazują, że translaminarne modulacje ciśnienia spowodowane różnymi mechanicznymi, biologicznymi lub fizjologicznymi zmianami u pacjentów cierpiących na urazowe lub neurodegeneracyjne zaburzenia widzenia mogą powodować znaczną utratę wzroku. Obecnie nie istnieje prawdziwy przedkliniczny model ludzkiego tylnego segmentu, który mógłby pozwolić na badanie biomechanicznych uszkodzeń jaskrowych w ludzkim ONH ex vivo. Obserwacja i leczenie tylnego odcinka oka jest ogromnym wyzwaniem w okulistyce27. Istnieją fizyczne i biologiczne bariery celujące w tylne oko, w tym wysokie wskaźniki eliminacji, bariera krew-siatkówka i potencjalne odpowiedzi immunologiczne40. Większość testów skuteczności i bezpieczeństwa dla nowych celów leków jest przeprowadzana przy użyciu komórkowych i zwierzęcych modeli in vivo41. Anatomia oka jest złożona, a badania in vitro nie naśladują dokładnie anatomicznych i fizjologicznych barier prezentowanych przez systemy modeli tkankowych. Mimo że modele zwierzęce są niezbędne do badań farmakokinetycznych, fizjologia oka ludzkiego tylnego oka może się różnić w zależności od gatunku zwierząt, w tym anatomii komórkowej siatkówki, naczyń krwionośnych i ONH41,42.
Wykorzystanie żywych zwierząt wymaga intensywnych i szczegółowych przepisów etycznych, dużego zaangażowania finansowego i efektywnej odtwarzalności43. Ostatnio pojawiło się wiele innych wytycznych dotyczących etycznego wykorzystywania zwierząt w badaniach eksperymentalnych44,45,46. Alternatywą dla testów na zwierzętach jest wykorzystanie modeli ludzkiego oka ex vivo do badania patogenezy choroby i potencjalnej analizy leków chroniących przed uszkodzeniem ONH. Ludzka tkanka pośmiertna jest cennym źródłem do badania paradygmatów chorób ludzkich, zwłaszcza w przypadku ludzkich chorób neurodegeneracyjnych, ponieważ identyfikacja potencjalnych leków opracowanych w modelach zwierzęcych wymaga konieczności ich translacji na język ludzki47. Ludzka tkanka dawcy ex vivo była szeroko wykorzystywana do badania zaburzeń u ludzi47,48,49, a systemy hodowli narządów perfuzji ludzkiego przedniego odcinka wcześniej dostarczyły unikalny model ex vivo do badania patofizjologii podwyższonego IOP50,51,52.
Aby badać ciśnienie translaminarne związane z IOP i ICP w ludzkich oczach, udało nam się zaprojektować i rozwinąć dwukomorowy translaminarny system autonomiczny (TAS), który może niezależnie regulować IOP i ICP za pomocą tylnych segmentów z ludzkich oczu dawcy. Jest to pierwszy ludzki model ex vivo, który bada ciśnienie translaminarne i wykorzystuje biomechaniczne skutki TLPG na ONH.
Ten model TAS ex vivo może być używany do wykrywania i klasyfikowania modyfikacji komórkowych i funkcjonalnych, które występują z powodu przewlekłego wzrostu ciśnienia wewnątrzgałkowego lub ICP. W tym raporcie szczegółowo opisujemy krok po kroku protokół analizy, konfiguracji i monitorowania modelu ludzkiego tylnego segmentu TAS. Protokół pozwoli innym badaczom skutecznie odtworzyć ten nowatorski model ludzkiego tylnego segmentu pod ciśnieniem ex vivo w celu zbadania patogenezy chorób biomechanicznych.

<table><tbody><tr><td>#122, 1-1/8" wewnątrz x 1-5/16" średnica zewnętrzna, O-ring Viton, grubość 3/32", twardość 755 opakowanie 50 sztuk</td><td>Amazon</td><td>B07DRGPPZJ</td><td></td></tr><tr><td>114 O-ring Buna-N, twardość 70A,, 5/8" ID, 13/16" OD, 3/32" Szerokość (opakowanie 100 sztuk)</td><td>Amazon</td><td>B000FMYRHK</td><td></td></tr><tr><td>Strzykawki 30 ml bez igły</td><td>Vitality Medical</td><td>302832</td><td></td></tr><tr><td>3-drożny kran odcinający, 2 żeńskie zamki typu Luer, obrotowa męska blokada typu Luer, nasadka wentylowana</td><td>QOSINA</td><td>2C6201</td><td></td></tr><tr><td>4-40 x 1/2 PH PAN MS SS/CHROME i śrubokręt krzyżakowy odpowiedniej wielkości</td><td>Łączniki ze stali nierdzewnej Brikksen</td><td>PPMSSSCH4C,5</td><td><mocny>&nbsp; </td></tr><tr><td>ANPROLENE 16 DUŻA AMPULA</td><td>Fisher Scientific</td><td>NC9085343</td><td>&nbsp; </td></tr><tr><td>Betadine</td><td>Purdue</td><td>PUR1815001EACH</td><td>&nbsp; </td></tr><tr><td>Corning 100 x 20mm Naczynia hodowlane poddane kulturze tkankowej</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>CLS430167-100EA</td><<td>strong>&nbsp; </td></tr><tr><td>Corning&nbsp; Roztwór L-glutaminy</td><td>Fisher Scientific</td><td>MT25005CI</td><td></td></tr><tr><td>Covidien 3033 Curity Gąbka z gazy, 4" x 4", 12-warstwowa, sterylna, 1200/CS</td><td>Med Plus Zaopatrzenie medyczne</td><td>COV-3033-CS</td><td></td></tr><tr><td>Kleszczyki opatrunkowe Delikatne zakrzywione (ząbkowane)</td><td>Katena</td><td>K5-4010</td><td></td></tr><tr><td>Dumont #5 - Kleszcze do drobnych tkanin</td><td>FST</td><td>11254-20</td><td></td></tr><tr><td>Nożyczki do oczu Standardowe zakrzywione</td><td>Katena</td><td>K4-7410</td><td></td></tr><tr><td>Falcon 150 x 15mm Zwykłe sterylne jednorazowe szalki Petriego</td><td>Capitol Scientific</td><td>351058</td><td></td></tr><tr><td>Fisherbrand 4 uncje Pojemniki na próbki</td><td>Fisher Scientific</td><td>16-320-730</td><td></td></tr><tr><td>Fisherbrand Woreczki do sterylizacji z natychmiastowym uszczelnieniem</td><td>Fisher Scientific</td><td>01-812-54</td><td></td></tr><tr><td>Fisherbrand Instant Sealing Woreczki do sterylizacji</td><td>Fisher Scientific</td><td>01-812-55</td><td></td></tr><tr><td>Fisherbrand Instant Sealing Woreczki do sterylizacji</td><td>Fisher Scientific</td><td>01-812-58</td><td></td></tr><tr><td>HyClone Dulbecco's Modified Eagles Medium</td><td>Fisher Scientific</td><td>SH3024302</td><td></td></tr><tr><td>HyClone Penicylina Streptomycyna 100X Roztwór</td><td>Fisher Scientific</td><td>SV30010</td><td></td></tr><tr><td>Filtr hydrofilowy z żeńskim wlotem Luer Lock, męskim wylotem Luer Slip, niebieskim i przezroczystym</td><td>Qosina</td><td>28217</td><td></td></tr><tr><td>Hydrostatyczne przetworniki ciśnienia, DELTRAN &reg; II, Katalog # DPT-200 z natężeniem przepływu 3CC / HR</td><td>Instrumenty AD</td><td>DPT-200</td><td></td></tr><tr><td>JG15-0.5HPX 15 Gauge 0.5" NT Premium Series Końcówka dozująca 50/Box</td><td>Jenson Global</td><td>JG15-0.5HPX 15</td><td></td></tr><tr><td>Keyence B2? Mikroskop X710</td><td>Keyence</td><td>B2-X710</td><td></td></tr><tr><td>LabChart 8</td><td>Instrumenty AD</td><td>LabChart 8</td><td></td></tr><tr><td>Leica ST5020 Multi-stainer</td><td>Leica</td><td>ST5020</td><td></td></tr><tr><td>Niewentylowana uniwersalna nasadka Luer Lock, biała</td><td>QOSINA</td><td>65811</td><td></td></tr><tr><td>Ósemkowy wzmacniacz mostkowy (model # FE228)</td><td>Instrumenty AD</td><td>FE228</td><td></td></tr><tr><td>Pharmco Products ALKOHOL ETYLOWY, 200 DOWODÓW</td><td>Fisher Scientific</td><td>NC1675398</td><td></td></tr><tr><td>Roztwór buforowany fosforanem (PBS)</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>D8537-500ML</td><td></td></tr><tr><td>PowerLab 8/35 (Model # PL3508)</td><td>Instrumenty AD</td><td>PL3508</td><td></td></tr><tr><td>ProLong Gold Antifade Mountant z DAPI</td><td>ThermoFisher</td><td>P36935</td><td></td></tr><tr><td>Złączka rurkowa Push-to-Connect do powietrza i wody&nbsp; Adapter prosty, rura 1/8" OD x 1/8 NPT męski</td><td>McMAster-Carr</td><td>7880T113</td><td></td></tr><tr><td>Złączka rurkowa Push-to-Connect z gwintem uniwersalnym&nbsp; do powietrza i wody, adapter, 1/8" rura o średnicy zewnętrznej x 1/8 rura</td><td>McMAster-Carr</td><td>51235K101</td><td></td></tr><tr><td>Saint-Gobain Tygon S3 E-3603 Elastyczny przewód 500 ft.</td><td>Fisher Scientific</td><td>14-171-268</td><td></td></tr><tr><td>Superblok T20</td><td></td><td></td> Nożyczki chirurgiczne Fisher Scientific PI37536 <td></td></tr><tr><td>- ostre-</td><td>FST</td><td>14001-14</td><td></td></tr><tr><td>Kleszczyki do tkanek Delikatne zęby 1x2 Zakrzywione</td><td>Katena</td><td>K5-4110</td><td></td></tr><tr><td>Translaminarny system autonomiczny (TAS)</td><td>Centrum Nauk o Zdrowiu Uniwersytetu Północnego Teksasu</td><td>N/A</td><td></td></tr><tr><td>USA Rozmiar 030 O-ring Buna-N, B1000, 70 Durometer,, Buna-N (NBR, nitryl, Buna)</td><td>Marco Rubber & Tworzywa sztuczne</td><td>B1000-030</td><td></td></tr></tbody></table>

translaminarny model autonomicznego systemu do modulacji ciśnienia wewnątrzgałkowego i śródczaszkowego w tylnych segmentach dawcy człowieka

Translaminar Autonomous System Model for the Modulation of Intraocular and Intracranial Pressure in Human Donor Posterior Segments

Obecnie istnieje niezaspokojona potrzeba nowego przedklinicznego modelu człowieka, który może celować w etiologię choroby ex vivo za pomocą ciśnienia śródczaszkowego (ICP) i ciśnienia wewnątrzgałkowego (IOP), które może zidentyfikować różne paradygmaty patogenne związane z patogenezą jaskry. Modele hodowli narządów perfuzji ludzkiego przedniego odcinka ex vivo były wcześniej z powodzeniem wykorzystywane i stosowane jako skuteczne technologie do odkrywania patogenezy jaskry i testowania środków terapeutycznych. Przedkliniczne badania przesiewowe leków i badania prowadzone na układach narządów ludzkich ex vivo mogą być bardziej przekładalne na badania kliniczne. W artykule szczegółowo opisano tworzenie i działanie nowatorskiego modelu ciśnienia translaminarnego ex vivo u człowieka zwanego translaminarnym systemem autonomicznym (TAS). Model TAS może niezależnie regulować ICP i IOP za pomocą tylnych segmentów ludzkiego dawcy. Model pozwala na badanie patogenezy w sposób przedkliniczny. Może ograniczyć wykorzystanie żywych zwierząt w badaniach okulistycznych. W przeciwieństwie do eksperymentalnych modeli in vitro, struktura, złożoność i integralność tkanki głowy nerwu wzrokowego (ONH) może być również zachowana w modelu TAS ex vivo.

Projektowanie i tworzenie autonomicznego systemu translaminarnego 
Translaminarna różnica ciśnień jest potencjalnym kluczowym mechanizmem w patogenezie wielu chorób, w tym jaskry. Zastosowania opisanego modelu obejmują, między innymi, badanie jaskry (podwyższone IOP, być może obniżone ICP), urazów czaszkowo-mózgowych (podwyższone ICP) oraz długotrwałej ekspozycji na zaburzenia widzenia związane z mikrograwitacją (podwyższone ICP, podwyższone IOP). Aby pomóc w odkryciu molekularnej patogenezy ukierunko...

Opisujemy i szczegółowo opisujemy zastosowanie translaminarnego systemu autonomicznego. System ten wykorzystuje ludzki tylny odcinek do niezależnej regulacji ciśnienia wewnątrz segmentu (wewnątrzgałkowego) i otaczającego nerw wzrokowy (wewnątrzczaszkowego) w celu wytworzenia translaminarnego gradientu ciśnienia, który naśladuje cechy jaskrowej neuropatii nerwu wzrokowego.

Translaminarny model autonomicznego systemu do modulacji ciśnienia wewnątrzgałkowego i śródczaszkowego w tylnych segmentach dawcy człowieka

There is a current unmet need for a new preclinical human model that can target disease etiology ex vivo using intracranial pressure (ICP) and intraocular ...

Ten nowatorski autonomiczny system translaminarny oka wykorzystuje ludzki tylny segment do niezależnej regulacji ciśnienia wewnątrzgałkowego i wewnątrzczaszkowego w celu wygenerowania translaminarnego gradientu ciśnienia. Model TAS umożliwia ocenę ciśnienia śródczaszkowego u człowieka w sposób przedkliniczny ex vivo, który wcześniej nie był możliwy do zbadania. Model ten może być potencjalnie wykorzystany do badania chorób takich jak jaskra, urazowe uszkodzenie mózgu, idiopatyczne nadciśnienie śródczaszkowe i zespół nerwowo-oczny związany z lotami kosmicznymi.Aby ustawić strzykawki napływowe, załaduj 30-mililitrową strzykawkę 30 mililitrami interesującego Cię płynu perfuzyjnego i podłącz trójdrożny kurek odcinający do strzykawki. Podłącz filtr hydrofilowy o średnicy 0,22 mikrometra do kurka odcinającego i podłącz adapter króćca luer o rozmiarze 15 do filtra hydrofilowego o średnicy 0,22 mikrometra. Po usunięciu pęcherzyków powietrza z zestawu strzykawki należy przymocować rurkę do adaptera króćca luer i zamknąć boczny port kurka odcinającego nieodpowietrzoną uniwersalną nasadką blokującą.Po skonfigurowaniu drugiej strzykawki napływowej, jak właśnie pokazano, oznacz jeden kanał strzykawki jednym ICP, a drugi kanał strzykawki oznacz dwoma IOP. Następnie ustawić strzykawki odpływowe, jak pokazano, ale bez ładowania strzykawek medium infuzyjnego. Aby przygotować próbkę całej gałki oka ludzkiego, należy usunąć osłonkę nerwu wzrokowego i usunąć ciało szkliste z tylnego segmentu.Aby zapewnić dobre dopasowanie do okrągłej kopuły komory IOP, w razie potrzeby przytnij dodatkową twardówkę z tylnego segmentu i użyj kleszczy, aby upewnić się, że siatkówka jest równomiernie rozłożona na ludzkiej tylnej części segmentu. Następnie umieść segment w komorze IOP TAS nad okrągłą kopułą z nerwem wzrokowym skierowanym do góry i użyj O-ringu z żywicy epoksydowej i czterech, aby uszczelnić tylny segment. Aby skonfigurować komorę IOP, włóż rurkę do portów wejściowych i wyjściowych komory, a następnie włóż strzykawkę dopływającą IOP do portu wejściowego.Włóż pustą strzykawkę z odpływem IOP do portu wyjściowego i użyj metody pchania/ciągnięcia, aby powoli wlewać medium perfuzyjne do portu dopływowego, aby napełnić tylną muszlę oczną, jednocześnie powoli wyciągając medium perfuzyjne przez strzykawkę odpływową, aby usunąć wszelkie pęcherzyki powietrza z przewodów. Gdy zarówno rurki wlotowe, jak i wyjściowe są pozbawione pęcherzyków powietrza, należy zatrzymać infuzję i zablokować kurki odcinające w pozycji wyłączonej. Wyjąć strzykawkę z IOP w zespole filtra portu i napełnić strzykawkę dodatkowymi 30 milimetrami pożywki, a następnie ponownie włożyć zestaw strzykawki do zespołu filtra.Aby ustawić komorę ICP, umieść komorę z tyłu tylnego segmentu, uważając, aby nerw wzrokowy znajdował się w górnej komorze i uszczelnij górną komorę czterema, a następnie włóż rurkę do portów wejściowych i wyjściowych komory ICP, strzykawkę wejściową ICP do portu wejściowego, i pustą strzykawkę odpływową ICP do portu wyjściowego, aby przepłukać system pożywką, jak właśnie pokazano. Aby skonfigurować system rejestracji danych, włącz ośmiokanałowe źródło zasilania i komputer, a następnie uruchom oprogramowanie do akwizycji danych. Wybierz pozycję Plik i Nowy, a następnie wybierz pozycję Ustawienia i ustawienia kanału.Wybierz trzy kanały i zmień ich nazwy zgodnie ze wskazaniami. Wybierz dwa miliwolty dla opcji Zakres na wszystkich kanałach, a następnie w kolumnie Obliczenia wybierz opcję Brak obliczeń dla kanałów pierwszego i drugiego. Wybierz opcję Arytmetyka dla kanału trzeciego W oknie Formuła, w obszarze Kanały, wybierz Ch 2.W obszarze Funkcja wybierz opcję Math and Minus, a w obszarze Channels (Kanały) wybierz Ch 1. Aby skonfigurować i skalibrować przetworniki ciśnienia hydrostatycznego, podłącz przetworniki ciśnienia hydrostatycznego do przewodów przetworników podłączonych do wielokanałowego wzmacniacza mostkowego i podłącz pustą 30-mililitrową strzykawkę do bocznego portu przetwornika ciśnienia ICP kanału pierwszego. Przymocuj ciśnieniomierz do dolnej części przetwornika ciśnienia ICP w jednym kanale i kliknij strzałkę obok czasu próbkowania, aby ustawić prędkość próbkowania na 100.Wybierz Bridge Amp, Filtr sieciowy i Zero i poczekaj, aż system się wyzeruje, uważając, aby nie przesunąć przetwornika ciśnienia. Następnie ściśnij białe wypustki przetwornika ciśnienia i przepchnij powietrze przez przetwornik, aż na ciśnieniomierzu uzyskasz 40 milimetrów rtęci, a następnie zwolnij białe wypustki i wyjmij strzykawkę i ciśnieniomierz. Na stronie Konwersja jednostek wybierz wartość minus i podświetl najwyższy płaskowyż, aby wskazać 40 milimetrów słupa rtęci.Kliknij strzałkę 0,1, wprowadź wartość 100 i podświetl najniższy płaskowyż, aby wskazać zero milimetrów słupa rtęci. Kliknij strzałkę liczby 0,2, wprowadź zero, wybierz milimetry słupa rtęci jako jednostki i kliknij przycisk OK. W oknie Bridge Amp kliknij przycisk OK i skalibruj przetworniki ciśnienia hydrostatycznego dla kanału drugiego IOP, jak pokazano, używając 100 milimetrów słupa rtęci dla najwyższego plateau i zera dla najniższego plateau.Aby podłączyć jednostkę tylnego segmentu TAS do systemu akwizycji danych, umieść jednostkę tylnego segmentu TAS w inkubatorze o temperaturze 37 stopni Celsjusza i 5% dwutlenku węgla i podłącz rurkę ICP z portu wyjściowego przetwornika ciśnienia ICP kanału pierwszego. Podłącz rurkę IOP z portu wyjściowego do przetwornika ciśnienia IOP kanału drugiego. Na stronie Widok wykresu wybierz pozycję Rozpocznij próbkowanie i ustaw szybkość próbkowania na Wolno i jedną minutę.Następnie wyreguluj strzykawki na pierścieniu, stojąc w górę lub w dół, aby wyregulować ciśnienie ICP i IOP zgodnie z wymaganiami protokołu, lub umieść je na pompach perfuzyjnych w celu regulacji ciśnienia. W tej reprezentatywnej analizie badano utrzymanie średnich normalnych różnic ciśnień w obu komorach za pomocą różnych parametrów warunków IOP i ICP. Aby zapewnić żywotność tkanki, podłoże w tkance było wymieniane co 48 godzin.Minimalny wzrost ciśnienia wystąpił w czasie wymiany pożywki i nie wpłynął na żywotność ani morfologię głowy nerwu wzrokowego, co zaobserwowano w analizie immunohistochemicznej i ekspresji kolagenu dożylnie w 14 i 30 dniu eksperymentu. Zwiększanie lub zmniejszanie ciśnienia wewnątrzgałkowego w różnych punktach czasowych pozwala na utrzymanie zakresu podwyższonego gradientu ciśnienia translaminarnego przez siedem dni. Po siedmiu dniach podwyższonego gradientu ciśnienia translaminarnego zaobserwowano bańki i pogrubienie w tylnych segmentach, a ekspresja kolagenu IV wykazuje pogrubione wiązki ze zwiększoną ekspresją sygnału w okresie eksperymentalnym.Obrazowanie fazowe ujawnia zdrowe komórki zwojowe siatkówki w warstwie komórek zwojowych bez baniek w segmentach kontrolnych, podczas gdy obrazy z kultur o podwyższonym translaminarnym gradiencie ciśnienia wykazują rozległe bańki bez komórek zwojowych siatkówki pozostających w warstwie włókien nerwowych siatkówki i zwiększoną przebudowę macierzy pozakomórkowej. Technika ta pozwoli naukowcom skutecznie badać paradygmaty chorób biomechanicznych i odkrywać ciśnienie translaminarne w ludzkim oku ukierunkowane na patogenezę molekularną.

translaminar-autonomous-system-model-for-modulation-intraocular

Research

JoVE Journal

Neuroscience

Neuronauka

Źródło: Sharma, T. P.,  i wsp., Translaminarny model autonomicznego systemu do modulacji ciśnienia wewnątrzgałkowego i śródczaszkowego w tylnych segmentach dawcy ludzkiego. J. Vis. Exp. (2020). Ten film przedstawia procedurę przygotowania ludzkiego oka do badania wpływu ciśnienia translaminarnego na sygnalizację komórek zwojowych siatkówki poprzez symulację ciśnienia wewnątrzgałkowego i wewnątrzczaszkowego w translaminarnym układzie autonomicznym.

 Opracowanie modelu ciśnienia translaminarnego przy użyciu translaminarnego systemu autonomicznego

Eksperymentalny model krwotoku podpajęczynówkowego (SAH) z kontrolowanym ciśnieniem śródczaszkowym u królika łączy standardowe procedury — kaniulację tętnicy podobojczykowej i przezskórne nakłucie cisterna magna, co umożliwia dokładne naśladowanie ludzkich stanów patofizjologicznych po SAH. Przedstawiamy instrukcje krok po kroku i omawiamy kluczowe punkty chirurgiczne dla udanego eksperymentalnego tworzenia SAH.

Model przetoczkowy krwi królika do badania ostrych i późnych następstw krwotoku podpajęczynówkowego: aspekty techniczne

Migracja siatki beleczkowej (TM) do przestrzeni kanału Schlemma może być wywołana przez ostre podniesienie ciśnienia przez oftalmodynamometr i obserwowana przez optyczną koherentną tomografię w domenie spektralnej. Celem tej metody jest ilościowe określenie morfometrycznej odpowiedzi żywej drogi odpływu na ostry wzrost ciśnienia w żywych tkankach in situ.

Reakcja siatki beleczkowej na wzrost ciśnienia w żywym ludzkim oku

Przewlekłe nadciśnienie oczne jest wywoływane przez zastosowanie szwu okołokończynowego u szczurów i myszy, co prowadzi do funkcjonalnego i strukturalnego pogorszenia komórek zwojowych siatkówki zgodnego z jaskrą.

Model jaskry indukowanej szwem okołolimbowym u szczurów i myszy

Naczelny (NHP) jest idealnym modelem do badania terapii komórkowej ludzkiej siatkówki ze względu na podobieństwa anatomiczne i genetyczne. W artykule opisano metodę podplamkowego przeszczepu komórek nabłonka barwnikowego siatkówki w oku NHP oraz strategie zapobiegania powikłaniom śródoperacyjnym związanym z manipulacją plamki żółtej.

Przeszczep nabłonka barwnikowego siatkówki w modelu naczelnych innych niż człowiek w chorobach zwyrodnieniowych siatkówki

Urazy oczu na otwartej kuli mogą pozostać nieleczone przez wiele dni w scenariuszach związanych z obszarami wiejskimi lub wojskowymi, powodując ślepotę. Potrzebne są środki terapeutyczne, aby zminimalizować utratę wzroku. W tym miejscu szczegółowo opisujemy model uszkodzenia w kształcie otwartej kuli narządowej. Dzięki temu modelowi można właściwie ocenić potencjalne terapie stabilizujące te urazy.

Platforma hodowli narządów w przednim segmencie do śledzenia urazów na otwartej kuli i wyników terapeutycznych

Celem tego protokołu jest scharakteryzowanie nowego modelu neurodegeneracji jaskry opartej na 360° termicznej kauteryzacji rąbkowego splotu naczyniowego, wywołującej podostre nadciśnienie oczne.

Kauteryzacja pełnego koła rąbka splotu naczyniowego w przypadku jaskry wywołanej chirurgicznie u gryzoni

Ten protokół przedstawia przezźrenicowe, sterowane widzeniem podejście przeztwardówkowe do bezpiecznego i precyzyjnego dostarczania przeszczepów komórkowych podsiatkówkowych, z niskim wskaźnikiem powikłań chirurgicznych, u myszy, biorców ze zwyrodnieniem siatkówki lub bez.

Przezźrenicowe przeszczepienie przeztwardówkowe przeszczepów podsiatkówkowych w mysim modelu zwyrodnienia siatkówki

Opracowaliśmy protokół indukcji neuroblastów bezpośrednio z pluripotencjalnych ludzkich embrionalnych komórek macierzystych utrzymywanych w ściśle określonych warunkach z zastosowaniem małych cząsteczek, co umożliwia pozyskanie dużej ilości ludzkich progenitorów neuronalnych oraz typów komórek neuronalnych rozwijającego się OUN w celu regeneracji tkanki nerwowej.

Efektywne wyprowadzanie ludzkich progenitorów neuronalnych i neuronów z pluripotencjalnych ludzkich embrionalnych komórek macierzystych z zastosowaniem indukcji małymi cząsteczkami

Opisujemy protokół znakowania in vivo węchowych neuronów czuciowych za pomocą elektroporacji, a następnie konfokalnego skanowania laserowego lub mikroskopii wielofotonowej w celu wizualizacji morfologii neuronów i ich rozwoju w czasie.

Układ węchowy jako model do badania wzorców wzrostu i morfologii aksonów in vivo

Poznaj translaminarny model autonomiczny TAS do niezależnej regulacji ciśnienia wewnątrzgałkowego i śródczaszkowego w tylnych segmentach oka człowieka. Ta metoda umożliwia badanie neuropatii jaskrowej i chorób związanych z ciśnieniem.

Translaminarny model autonomicznego systemu do modulacji ciśnienia wewnątrzgałkowego i śródczaszkowego w tylnych segmentach dawcy człowieka (Wideo) | JoVE Journal

Translaminarny model autonomicznego systemu do modulacji ciśnienia wewnątrzgałkowego i śródczaszkowego w tylnych segmentach dawcy człowieka

Przeglądaj więcej filmów