Name: Optymalizacja techniki mankietowej do przeszczepu serca u myszy (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2020-06-26T13:00:00.000+00:00
Duration: 14 min 1 s
Description: Naucz się zoptymalizowanej techniki mankietowej do przeszczepu serca u myszy z wykorzystaniem podejścia z rurką wewnętrzną. Metoda ta skraca czas operacji i poprawia efektywność chirurgiczną.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Ta praca była wspierana przez Wspólny Projekt Badawczy Edukacji Zdrowotnej Prowincji Fujian (WKJ2016-2-20), Narodową Fundację Nauk Przyrodniczych Chin (81771271 i 81800664), Narodowy Kluczowy Program Badawczo-Rozwojowy Chin (2018YFA0108304) oraz Projekt Edukacyjno-Naukowy dla Młodych i Średnich Nauczycieli w Prowincji Fujian (JAT170714), Fundację Nauk Przyrodniczych Prowincji Hunan w Chinach (2019JJ50842) oraz Młode Talenty Huxiang z Prowincji Hunan (2019RS2013).

Zwierzęta (BALB/c, C57BL/6, samce, 8-12 tygodni) są trzymane w specjalnym obiekcie wolnym od patogenów w Centrum Zwierząt Laboratoryjnych Uniwersytetu Xiamen. C57BL/6 jest używany jako biorca, a BALB/c jako dawca. Wszystkie zabiegi są wykonywane zgodnie z wytycznymi Instytucjonalnego Komitetu ds. Opieki nad Zwierzętami i Ich Użytkowania (IACUC).
UWAGA: Zestaw narzędzi mikrochirurgicznych, w tym mikro nożyczki, mikro proste kleszcze, mikro zakrzywione kleszcze i mikro uchwyty na igły, są niezbędne do operacji (Tabela i Materiały, <silna klasa="xfig">Rysunek 1B, C, D, E). Potrzebna jest jedna para jednorazowych zacisków do buldogów (<silna klasa="xfig">Rysunek 1F). Dwa mankiety na żyłę szyjną zewnętrzną i tętnicę szyjną przygotowuje się poprzez przecięcie pod mikroskopem niestandardowych rurek poliamidowych skalpelem nr 10. Średnica mankietu żyły i tętnicy wynosi odpowiednio 0,9 mm i 0,55 mm. Ponadto średnica dętki odpowiedniego mankietu żylnego wynosi 0,6 mm, a średnica dętki odpowiedniego mankietu tętniczego wynosi 0,28 mm (<klasa silna = "xfig">Rysunek 1G).
1. Przygotowanie odbiorcy
<ol>
	<li>Znieczulić mysz biorcę pentobarbitalem (60 mg/kg, i.p.). Użyj atraumatycznych maszynek do strzyżenia, aby usunąć włosy w prawej bocznej części szyjki macicy.</li>
	<li>Użyj sterylnego aplikatora z bawełnianą końcówką, aby przetrzeć obszar operacyjny jodowym środkiem antyseptycznym, a następnie 70% etanolem.</li>
	<li>Umieść mysz w pozycji leżącej na platformie operacyjnej. Przykryj mysz sterylną gazą.</li>
	<li>Użyj nożyczek okulistycznych, aby wykonać poprzeczne nacięcie od dolnej jednej trzeciej linii środkowej szyi do prawego stawu barkowo-obojczykowego.</li>
	<li>Odizoluj prawą żyłę szyjną zewnętrzną za pomocą mikrozakrzywionych kleszczyków, aby odsłonić wystarczającą długość, odetnij gałęzie za pomocą elektrokoagulacji i podwiąż naczynie na dystalnym końcu za pomocą jedwabnego szwu 6-0.</li>
	<li>Zacisnąć żyłę szyjną zewnętrzną proksymalnie za pomocą zacisku buldoga, a następnie przeciąć żyłę proksymalnie do ligatury za pomocą mikronożyczek.</li>
	<li>Przemyć światło naczynia roztworem soli fizjologicznej w temperaturze 100 U/ml 0-4 °C w celu usunięcia resztek krwi.</li>
	<li>Przeciągnąć zewnętrzną żyłę szyjną przez mankiet żylny za pomocą mikro prostych kleszczy; wprowadzić rurkę wewnętrzną żyły do światła jako stent i przeciąć ścianę naczynia nad mankietem za pomocą mikro prostych kleszczyków (<silna klasa = "xfig">Rysunek 2A).</li>
	<li>Zamocuj śródbłonek naczynia na bliższym końcu mankietu za pomocą obwodu 8-0 szew jedwabny (<klasa mocna="xfig">Rysunek 2B).</li>
	<li>Użyj mikro prostych kleszczyków, aby wyciągnąć rurkę wewnętrzną żyły z naczynia żylnego.</li>
	<li>Wykonaj rozwarstwienie za pomocą mikrozakrzywionych kleszczy, aby wyizolować prawą tętnicę szyjną przylegającą do wewnętrznej krawędzi mostkowo-obojczykowo-sutkowego.</li>
	<li>Zacisnąć prawą tętnicę szyjną proksymalnie za pomocą zacisku Bulldoga, podwiązać tętnicę szyjną dystalnie za pomocą jedwabnego szwu 6-0 i użyć mikronożyczek do przecięcia tętnicy szyjnej proksymalnie do ligatury.</li>
	<li>Przemyć tętnicę szyjną roztworem soli fizjologicznej w temperaturze 100 U/ml 0-4 °C w celu usunięcia resztek krwi.</li>
	<li>Przeprowadź tętnicę szyjną przez mankiet tętnicy i włóż rurkę wewnętrzną tętnicy do naczynia tętniczego za pomocą mikro prostych kleszczy (<silna klasa = "xfig" >Rysunek 2C).</li>
	<li>Unieruchomić naczynie nad mankietem za pomocą mikro prostych kleszczy; przymocować śródbłonek naczynia za pomocą obwodu 8-0 szew jedwabny (<silna klasa="xfig">Rysunek 2D).</li>
	<li>Wyjmij rurkę wewnętrzną tętnicy z naczynia tętniczego za pomocą mikro prostych kleszczyków. 
	UWAGA: Zachowaj gruczoł podżuchwowy biorcy.</li>
</ol>
2. Przygotowanie dawcy
<ol>
	<li>Znieczulić mysz dawcę pentobarbitalem (60 mg/kg, i.p.). Użyj atraumatycznych maszynek do strzyżenia, aby usunąć włosy w okolicy brzucha.</li>
	<li>Umieść mysz w pozycji leżącej na platformie operacyjnej. Przykryj mysz sterylną gazą.</li>
	<li>Użyj sterylnego aplikatora z bawełnianą końcówką, aby przetrzeć obszar operacyjny jodowym środkiem antyseptycznym, a następnie 70% etanolem.</li>
	<li>Wykonaj nacięcie linii środkowej brzucha nożyczkami okulistycznymi i odsłoń jamę brzuszną.</li>
	<li>Użyj mikro zakrzywionych kleszczyków, aby odsłonić żyłę główną dolną, a następnie wstrzyknąć dożylnie 200 μl 100 U/ml 0-4 °C heparynizowanego soli fizjologicznej na 20 g masy ciała przez żyłę główną dolną.</li>
	<li>Wykonaj torakotomię nożyczkami okulistycznymi, odetnij żebra przez obustronne nacięcia linii śródpachowej, odwróć przednią ścianę klatki piersiowej na zewnątrz, aby odsłonić klatkę piersiową.</li>
	<li>Wytnij grasicę za pomocą mikrozakrzywionych kleszczy.</li>
	<li>Odsłonić aortę, a następnie perfundować 200 μl 100 U/ml 0-4 °C heparynizowanej soli fizjologicznej do tętnicy wieńcowej przez łuk aorty. 
	UWAGA: Unikaj przenikania pęcherzyków gazu do serca dawcy.</li>
	<li>Użyj mikronożyczek, aby przeciąć aortę wstępującą na początku łuku aorty.</li>
	<li>Przeciąć tętnicę płucną na początku dwóch głównych gałęzi za pomocą mikronożyczek.</li>
	<li>Podwiązać proksymalnie żyłę główną górną i żyłę główną dolną za pomocą szwu jedwabnego 6-0 i użyć mikronożyczek do dystalnego przecięcia żyły do ligatury.</li>
	<li>Podwiązać żyły płucne razem, obwodowo, za pomocą pojedynczego jedwabnego szwu 6-0, a odciąć gałęzie żył dystalnie do ligatury za pomocą mikronożyczek.</li>
	<li>Usunąć przeszczep serca z otaczających tkanek miękkich, zakonserwować go w roztworze soli fizjologicznej o temperaturze 0-4 °C.</li>
</ol>
3. Implantacja serca
<ol>
	<li>Umieść serce dawcy do góry nogami w prawej okolicy szyi biorcy.</li>
	<li>Wprowadź tętnicę płucną serca dawcy do jedwabnej pętli 6-0 za pomocą mikro prostych kleszczyków.</li>
	<li>Owiń światło naczynia wokół mankietu żyły, a następnie zaciśnij jedwabne pętle szwów 6-0 wokół mankietu, aby opasać staw naczynia.</li>
	<li>Wykonaj zespolenie aorty przeszczepu i mankietu tętniczego, postępując zgodnie z krokami opisanymi w kroku 3.2.</li>
	<li>Zwolnij zaciśniętą żyłę szyjną, a następnie zaciśniętą tętnicę szyjną. Utrzymuj staw naczynia nieskręcony i upewnij się, że przepływ krwi jest niezakłócony. 
	UWAGA: Rytm zatokowy powracający do ponad 200 razy w ciągu 1 minuty jest uważany za normalny.</li>
	<li>Zwilżyć serce dawcy ciepłym (37 °C) roztworem soli fizjologicznej i sprawdzić, czy przeszczep krwawi. Umieść pulsujący przeszczep serca w przestrzeni podskórnej, a następnie zszyj nacięcie.</li>
</ol>
4. Opieka pooperacyjna i ocena przeszczepów
<ol>
	<li>Zapisuj czas do osiągnięcia prawidłowego rytmu zatokowego i utrzymanie prawidłowego rytmu zatokowego przez co najmniej 5 minut po zwolnieniu zacisku, aby monitorować funkcję przeszczepu pooperacyjnego.</li>
	<li>Połóż biorcę samego na ciepłym kocu, aż odbiorca obudzi się z narkozy. Analgezję buprenorfinową podawać w dawce 0,05 mg/kg mc. podp. pod koniec zabiegu i co 12 godzin przez 72 godziny po zabiegu.</li>
	<li>Codziennie rejestruj wagę i stan rekonwalescencji pooperacyjnej biorcy. W przypadku utraty masy ciała o >15% w stosunku do tej w dniu operacji, paraliżu połowiczego lub infekcji, należy poddać biorcę eutanazji za pomocą końcowej inhalacji izofluranu21.</li>
	<li>Codziennie monitoruj przeżywalność przeszczepu za pomocą badania palpacyjnego. Operację uważa się za udaną, jeśli mysi alloprzeszczep przeżyje >72 godziny. Oceń funkcję przeszczepu, jak wcześniej podano22: Skala 3 - energiczne pulsowanie i częstotliwość; Skala 2 - mniejsza pulsacja; Skala 1 – migotanie i nieuchronne odrzucenie; lub Skala - 0, utrata bicia serca i całkowite odrzucenie.</li>
</ol>

<ol><li>Corry, R. J., Winn, H. J., Russell, P. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Heart+transplantation+in+congenic+strains+of+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Transplantation+Proceedings%22%5BJournal%5D)">Heart transplantation in congenic strains of mice.</a> Transplantation Proceedings. 5 (1), 733-735 (1973).</li>
<li>Que, W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Prolonged+cold+ischemia+time+in+mouse+heart+transplantation+using+supercooling+preservation%5BTitle%5D)+AND+%22Transplantation%22%5BJournal%5D)">Prolonged cold ischemia time in mouse heart transplantation using supercooling preservation.</a> Transplantation. , (2019).</li>
<li>Wang, C. Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Suppression+of+murine+cardiac+allograft+arteriopathy+by+long-term+blockade+of+CD40-CD154+interactions%5BTitle%5D)+AND+%22Circulation%22%5BJournal%5D)">Suppression of murine cardiac allograft arteriopathy by long-term blockade of CD40-CD154 interactions.</a> Circulation. 105 (13), 1609-1614 (2002).</li>
<li>Hasegawa, T., Visovatti, S. H., Hyman, M. C., Hayasaki, T., Pinsky, D. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Heterotopic+vascularized+murine+cardiac+transplantation+to+study+graft+arteriopathy%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Protocols%22%5BJournal%5D)">Heterotopic vascularized murine cardiac transplantation to study graft arteriopathy.</a> Nature Protocols. 2 (3), 471-480 (2007).</li>
<li>Chen, Z. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+technique+of+cervical+heterotopic+heart+transplantation+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Transplantation%22%5BJournal%5D)">A technique of cervical heterotopic heart transplantation in mice.</a> Transplantation. 52 (6), 1099-1101 (1991).</li>
<li>Matsuura, A., Abe, T., Yasuura, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Simplified+mouse+cervical+heart+transplantation+using+a+cuff+technique%5BTitle%5D)+AND+%22Transplantation%22%5BJournal%5D)">Simplified mouse cervical heart transplantation using a cuff technique.</a> Transplantation. 51 (4), 896-898 (1991).</li>
<li>Wang, Q., Liu, Y., Li, X. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Simplified+technique+for+heterotopic+vascularized+cervical+heart+transplantation+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Microsurgery%22%5BJournal%5D)">Simplified technique for heterotopic vascularized cervical heart transplantation in mice.</a> Microsurgery. 25 (1), 76-79 (2005).</li>
<li>Li, W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Surgical+technique+for+lung+retransplantation+in+the+mouse%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Thoracic+Disease%22%5BJournal%5D)">Surgical technique for lung retransplantation in the mouse.</a> Journal of Thoracic Disease. 5 (3), 321-325 (2013).</li>
<li>Kamada, N., Calne, R. Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+surgical+experience+with+five+hundred+thirty+liver+transplants+in+the+rat%5BTitle%5D)+AND+%22Surgery%22%5BJournal%5D)">A surgical experience with five hundred thirty liver transplants in the rat.</a> Surgery. 93 (1), Pt 1 64-69 (1983).</li>
<li>Chen, H., Zhang, Y., Zheng, D., Praseedom, R. K., Dong, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Orthotopic+kidney+transplantation+in+mice%3A+technique+using+cuff+for+renal+vein+anastomosis%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+One%22%5BJournal%5D)">Orthotopic kidney transplantation in mice: technique using cuff for renal vein anastomosis.</a> PLoS One. 8 (10), 77278(2013).</li>
<li>Miller, M. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Spontaneous+restoration+of+transplantation+tolerance+after+acute+rejection%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Communications%22%5BJournal%5D)">Spontaneous restoration of transplantation tolerance after acute rejection.</a> Nature Communications. 6, 7566(2015).</li>
<li>Lin, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Overexpression+of+Jagged-1+combined+with+blockade+of+CD40+pathway+prolongs+allograft+survival%5BTitle%5D)+AND+%22Immunology+and+Cell+Biology%22%5BJournal%5D)">Overexpression of Jagged-1 combined with blockade of CD40 pathway prolongs allograft survival.</a> Immunology and Cell Biology. 93 (2), 213-217 (2015).</li>
<li>Xie, B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Combined+costimulation+blockade+inhibits+accelerated+rejection+mediated+by+alloantigen-primed+memory+T+cells+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Immunological+Investigations%22%5BJournal%5D)">Combined costimulation blockade inhibits accelerated rejection mediated by alloantigen-primed memory T cells in mice.</a> Immunological Investigations. 38 (7), 639-651 (2009).</li>
<li>Shao, W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Combination+of+monoclonal+antibodies+with+DST+inhibits+accelerated+rejection+mediated+by+memory+T+cells+to+induce+long-lived+heart+allograft+acceptance+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Immunology+Letters%22%5BJournal%5D)">Combination of monoclonal antibodies with DST inhibits accelerated rejection mediated by memory T cells to induce long-lived heart allograft acceptance in mice.</a> Immunology Letters. 138 (2), 122-128 (2011).</li>
<li>Dai, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Blockade+of+CD27%2FCD70+pathway+to+reduce+the+generation+of+memory+T+cells+and+markedly+prolong+the+survival+of+heart+allografts+in+presensitized+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Transplant+Immunology%22%5BJournal%5D)">Blockade of CD27/CD70 pathway to reduce the generation of memory T cells and markedly prolong the survival of heart allografts in presensitized mice.</a> Transplant Immunology. 24 (4), 195-202 (2011).</li>
<li>Yan, G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Inhibition+of+accelerated+rejection+mediated+by+alloreactive+CD4%28%2B%29+memory+T+cells+and+prolonged+allograft+survival+by+arsenic+trioxide%5BTitle%5D)+AND+%22Immunological+Investigations%22%5BJournal%5D)">Inhibition of accelerated rejection mediated by alloreactive CD4(+) memory T cells and prolonged allograft survival by arsenic trioxide.</a> Immunological Investigations. 42 (5), 438-454 (2013).</li>
<li>Yan, G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Inhibiting+accelerated+rejection+mediated+by+alloreactive+CD4%28%2B%29+memory+T+cells+and+prolonging+allograft+survival+by+1alpha%2C25-dihydroxyvitamin+D%283%29+in+nude+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Immunology+Letters%22%5BJournal%5D)">Inhibiting accelerated rejection mediated by alloreactive CD4(+) memory T cells and prolonging allograft survival by 1alpha,25-dihydroxyvitamin D(3) in nude mice.</a> Immunology Letters. 149 (1-2), 54-61 (2013).</li>
<li>Lin, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Arsenic+trioxide+is+a+novel+agent+for+combination+therapy+to+prolong+heart+allograft+survival+in+allo-primed+T+cells+transferred+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Transplant+Immunology%22%5BJournal%5D)">Arsenic trioxide is a novel agent for combination therapy to prolong heart allograft survival in allo-primed T cells transferred mice.</a> Transplant Immunology. 25 (4), 194-201 (2011).</li>
<li>Shao, W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((CD44%2FCD70+blockade+and+anti-CD154%2FLFA-1+treatment+synergistically+suppress+accelerated+rejection+and+prolong+cardiac+allograft+survival+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Scandinavian+Journal+of+Immunology%22%5BJournal%5D)">CD44/CD70 blockade and anti-CD154/LFA-1 treatment synergistically suppress accelerated rejection and prolong cardiac allograft survival in mice.</a> Scandinavian Journal of Immunology. 74 (5), 430-437 (2011).</li>
<li>Li, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+highly+reproducible+cervical+cuff+technique+for+rat-to-mouse+heterotopic+heart+xenotransplantation%5BTitle%5D)+AND+%22Xenotransplantation%22%5BJournal%5D)">A highly reproducible cervical cuff technique for rat-to-mouse heterotopic heart xenotransplantation.</a> Xenotransplantation. , (2017).</li>
<li>Oberhuber, R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Murine+cervical+heart+transplantation+model+using+a+modified+cuff+technique%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%22%5BJournal%5D)">Murine cervical heart transplantation model using a modified cuff technique.</a> Journal of Visualized Experiments. (92), e50753(2014).</li>
<li>Blanchard, J. M., Pollak, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Techniques+for+perfusion+and+storage+of+heterotopic+heart+transplants+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Microsurgery%22%5BJournal%5D)">Techniques for perfusion and storage of heterotopic heart transplants in mice.</a> Microsurgery. 6 (3), 169-174 (1985).</li>
<li>Felix, N. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((H2-DMalpha%28-%2F-%29+mice+show+the+importance+of+major+histocompatibility+complex-bound+peptide+in+cardiac+allograft+rejection%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Experimental+Medicine%22%5BJournal%5D)">H2-DMalpha(-/-) mice show the importance of major histocompatibility complex-bound peptide in cardiac allograft rejection.</a> Journal of Experimental Medicine. 192 (1), 31-40 (2000).</li>
<li>Tomita, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Improved+technique+of+heterotopic+cervical+heart+transplantation+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Transplantation%22%5BJournal%5D)">Improved technique of heterotopic cervical heart transplantation in mice.</a> Transplantation. 64 (11), 1598-1601 (1997).</li>
<li>Niimi, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+technique+for+heterotopic+cardiac+transplantation+in+mice%3A+experience+of+3000+operations+by+one+surgeon%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Heart+and+Lung+Transplantation%22%5BJournal%5D)">The technique for heterotopic cardiac transplantation in mice: experience of 3000 operations by one surgeon.</a> Journal of Heart and Lung Transplantation. 20 (10), 1123-1128 (2001).</li>
<li>Wang, K., Zhang, N., Li, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Improved+technique+of+mouse+heterotopic+heart+graft+retransplantation%5BTitle%5D)+AND+%22Microsurgery%22%5BJournal%5D)">Improved technique of mouse heterotopic heart graft retransplantation.</a> Microsurgery. 26 (3), 200-202 (2006).</li>
<li>Plenter, R. J., Grazia, T. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Murine+heterotopic+heart+transplant+technique%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%22%5BJournal%5D)">Murine heterotopic heart transplant technique.</a> Journal of Visualized Experiments. (89), (2014).</li>
<li>Ratschiller, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Heterotopic+Cervical+Heart+Transplantation+in+Mice%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%22%5BJournal%5D)">Heterotopic Cervical Heart Transplantation in Mice.</a> Journal of Visualized Experiments. (102), e52907(2015).</li>
<li>Zhou, Y., Gu, X., Xiang, J., Qian, S., Chen, Z. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+comparative+study+on+suture+versus+cuff+anastomosis+in+mouse+cervical+cardiac+transplant%5BTitle%5D)+AND+%22Experimental+and+Clinical+Transplantation%22%5BJournal%5D)">A comparative study on suture versus cuff anastomosis in mouse cervical cardiac transplant.</a> Experimental and Clinical Transplantation. 8 (3), 245-249 (2010).</li>
<li>Fukunaga, N., Bissoondath, V., Rao, V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Submandibular+Gland-preserving+Technique+for+Heterotopic+Cervical+Heart+Transplantation+in+Mice%5BTitle%5D)+AND+%22Transplantation%22%5BJournal%5D)">Submandibular Gland-preserving Technique for Heterotopic Cervical Heart Transplantation in Mice.</a> Transplantation. 102 (11), 464-465 (2018).</li>
</ol>

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Modele przeszczepów serca myszy są ważnymi narzędziami w badaniach immunologicznych nad przeszczepami, ponieważ dostępne są narzędzia i materiały do oceny mechanizmów immunologicznych tego modelu oraz dużej liczby myszy zmodyfikowanych genowo. Jednak mikrochirurgiczne wyzwania techniczne, takie jak zszywanie naczyń i wywijanie, ograniczyły jego powszechne stosowanie. W niniejszym badaniu zbadaliśmy pewne podstawowe wyzwania techniczne związane z przeszczepem mysiego serca i uzyskaliśmy dobre wyniki. Krytycznym krokiem pr...

Wprowadzenie heterotopowego przeszczepu serca myszy poprzez zespolenie end-to-end w obrębie jamy brzusznej w 1973 roku było kamieniem milowym w podstawowych badaniach immunologicznych nad przeszczepami1. Model ten dostarczył ważnego i ważnego narzędzia do analizy mechanizmów uszkodzenia reperfuzyjnego niedokrwiennego2, odrzucenie immunologiczne i tolerancja3,4. Jednak złożony i czasochłonny charakter operacji, a także możliwość infekcji mogą skutkować ciężkimi okołooperacyjnymi zrostami brzusznymi i reakcjami zapalnymi, co skutkuje niską skutecznością heterotopowego modelu przeszczepu serca.
Technika heterotopowego przeszczepu serca szyjki macicy została po raz pierwszy opisana przez Chena w 1991 roku5. W tym modelu żyła szyjna zewnętrzna biorcy jest zespolena z tętnicą płucną przeszczepu, a tętnica szyjna jest zespolena z aortą wstępującą. Głównymi zaletami tej metody są wygoda monitorowania i zmniejszenie traumy u biorcy. W tym samym roku Matsuura opisał ulepszoną technikę, w której koniec żyły szyjnej zewnętrznej i tętnicy szyjnej był przecięty przez teflonowy mankiet i mocowany za pomocą obwodowej jedwabnej ligatury6. Niektórzy badacze przymocowali również mankiet do prawej tętnicy płucnej w sercu dawcy przed włożeniem mankietu do żyły szyjnej zewnętrznej biorcy7. Do tej pory technika mankietu była szeroko stosowana w różnych modelach przeszczepów naczyń krwionośnych, w tym do przeszczepu płuc8, liver9 i nerki10.
Do tej pory istnieje kilka trudności związanych z techniką mankietów. Na przykład tętnica szyjna jest trudna do przesunięcia przez mankiet ze względu na dodatkową elastyczność, co powoduje odwrócenie tkanki do tyłu. W związku z tym do wykonania tego kroku może być wymagana dodatkowa praktyka i mikrochirurgiczny rozszerzacz. Ponadto przygotowanie naczynia szyjkowego może zająć do 25 minut.
Aby rozwiązać te problemy, wprowadzamy technikę dętki, która opiera się na technice mankietu i obejmuje mocowanie mankietu na zewnętrznej żyle szyjnej i tętnicy szyjnej za pomocą dętki, aby pomóc w odwróceniu ściany naczynia. Dodatkowo, przy prostym treningu, przygotowanie odbiorcy skraca się do 15,5 minuty. Ta technika zmniejsza złożoność operacji i nie wymaga dodatkowej praktyki ani stosowania rozszerzacza naczyń krwionośnych. Może być stosowany we wszystkich badaniach immunologicznych nad przeszczepami, szczególnie do weryfikacji tolerancji immunologicznej osób trzecich, podczas których biorca otrzymuje dwa alloprzeszczepy serca, jeden w obrębie jamy brzusznej, a drugi w szyi11. Zalecamy również współpracę między dwoma wykwalifikowanymi chirurgami w celu ustalenia tego modelu, przy czym jeden chirurg przygotowuje zwierzę biorcy, a drugi pobiera i wszczepia serce dawcy. Taka współpraca może skrócić czas operacji do 25 minut. Korzystając z tej zoptymalizowanej procedury, ustaliliśmy syngeneic, allogeneic12,13,14,15,16,17,18,19, oraz ksenogeniczne modele transplantacji serca u myszy20.
Uzasadnieniem dla rozwoju techniki dętki było skrócenie czasu operacji stworzenia modelu przeszczepu serca myszy o wysokim wskaźniku sukcesu. Optymalizacja modelu przeszczepu szyjki macicy serca ułatwia uzyskanie wysokich wskaźników sukcesu w krótkim czasie operacji w porównaniu z tradycyjną techniką szwów i mankietów21. Co więcej, model współpracy może jeszcze bardziej skrócić czas ciepłego niedokrwienia serca dawcy w porównaniu z operacjami wykonywanymi z udziałem jednego operatora.

<table><tbody><tr><td>Mankiet tętniczy</td><td>Samodzielnie wykonana</td><td></td><td>rurka poliamidowa. Średnica: 0,55 mm, długość: 1,0 mm</td></tr><tr><td>Rurka wewnętrzna tętnicy</td><td>Samodzielnie wykonana</td><td></td><td>rurka poliamidowa. Średnica: 0,28 mm</td></tr><tr><td>Mikro zakrzywione kleszcze</td><td>Shanghai Medical Instruments (Group) Ltd., Corp. Fabryka Instrumentów Chirurgicznych</td><td>WA3050</td><td>1/8 łuku, końcówka 0,3 mm bez haczyka</td></tr><tr><td>Uchwyty na mikroigły</td><td>Shanghai Medical Instruments (Group) Ltd., Corp. Fabryka Instrumentów Chirurgicznych</td><td>WA2050</td><td>Końcówka 0,2 mm</td></tr><tr><td>Mikronożyczki</td><td>Shanghai Medical Instruments (Group) Ltd., Corp. Fabryka</td> <td>Instrumentów ChirurgicznychWA1050</td><td>Prosty, długość ostrza: 10 mm</td></tr><tr><td>Kleszcze mikro proste</td><td>Shanghai Medical Instruments (Group) Ltd., Corp. Fabryka Instrumentów Chirurgicznych</td><td>WA3060</td><td>Końcówka 0,15 mm bez haczyka</td></tr><tr><td>Zaciski Scanlan Vascu-Statt Bulldog</td><td>Scanlan International Inc</td><td>1001-531</td><td>Siła zacisku 20&ndash; 25 gramów</td></tr><tr><td>Mankiet Vein</td><td>Samodzielnie wykonana</td><td></td><td>rurka poliamidowa. Średnica: 0,9 mm, długość: 1,2 mm</td></tr><tr><td>Wewnętrzna rurka Vein</td><td>Samodzielnie wykonana</td><td></td><td>rurka poliamidowa. Średnica: 0,6 mm</td></tr></tbody></table>

optymalizacja techniki mankietowej do przeszczepu serca u myszy

Optimization of the Cuff Technique for Murine Heart Transplantation

Przeszczep serca u myszy jest wykonywany od ponad 40 lat. Wraz z postępem w mikrochirurgii zastosowano pewne nowe techniki w celu poprawy skuteczności chirurgicznej. W naszym laboratorium zoptymalizowaliśmy technikę mankietu w dwóch głównych krokach. Po pierwsze, zastosowaliśmy technikę dętki wewnętrznej, aby wprowadzić tymczasową dętkę do żyły szyjnej zewnętrznej i naczynia krwionośnego tętnicy szyjnej, aby ułatwić wyprowadzenie naczynia nad mankietem. Po drugie, przeprowadziliśmy pełny heterotopowy przeszczep serca dzięki współpracy dwóch doświadczonych chirurgów. Modyfikacje te skutecznie skróciły czas operacji do 25 minut, przy wskaźniku sukcesu na poziomie 95%. W tym raporcie szczegółowo opisujemy te procedury i udostępniamy dodatkowy film wideo. Wierzymy, że ten raport na temat ulepszonej techniki mankietowej dostarczy praktycznych wskazówek dotyczących heterotopowego przeszczepu serca u myszy i zwiększy użyteczność tego modelu myszy w badaniach podstawowych.

Czas operacji chirurgicznej
Po przeszkoleniu doświadczony chirurg może z powodzeniem przeprowadzić operację w ciągu 35 minut, stosując technikę rurki wewnętrznej (inner tube), w której około 15,5 minuty jest wymaganych na przygotowanie biorcy, 10,9 minuty na przygotowanie dawcy oraz 4,4 minuty na anastomozy serca dawcy. Czas niedokrwienia zimnego i ciepłego (od przygotowania dawcy do implantacji serca) zostaje skrócony do 15,3 minuty w porównaniu z operacją z wykorzystaniem te...

Wprowadzamy podejście z rurką wewnętrzną do techniki mankietu do heterotopowego przeszczepu szyjki macicy u myszy, aby pomóc w przeprowadzeniu naczynia nad mankietem. Odkryliśmy, że współpraca dwóch doświadczonych chirurgów znacznie skraca czas operacji.

Optymalizacja techniki mankietowej do przeszczepu serca u myszy

Murine cardiac transplantation has been performed for more than 40 years. With advancements in microsurgery, certain new techniques have been used to ...

Witam wszystkich. Nazywam się Dr.Zhongquan Qi.Powszechnie wiadomo, że technika mankietu jest stosowana jako przeszczep serca od 1991 roku. Chociaż nastąpił ogromny postęp w chirurgii medycznej i nowej technice chirurgicznej, nadal istnieją pewne trudności związane z techniką mankietową.Jest to forma odsłonięcia, w której pokażą Ci optymalną technikę połówkową, która może znacznie dorównać skuteczności chirurgicznej. Główną procedurą jest tymczasowe włożenie rurki do wizjera. Korekta przeczytała ISO prawie w połowie.Wprowadzanie techniki rurowej. Wykwalifikowany chirurg może wykonać operację w ciągu 35 minut z 95% skutecznością. Następnie mogą zastosować Moduł Operacyjny Chirurga Termicznego, który dodatkowo poprawia skuteczność operacji widocznej w skeptymice, a czas operacji zostanie skrócony do około 35 minut.Dziękuję. I to właśnie łączy przepis i kilometry z pentobarbitalem. Użyj atraumatycznych maszynek do strzyżenia, aby usunąć włosy w prawej późniejszej części szyjki macicy.Użyj sterylnego aplikatora z bawełnianą końcówką, aby przetrzeć obszar operacyjny jodowym środkiem antyseptycznym, a następnie 70% etanolem. Umieść mysz w pozycji leżącej na platformie operacyjnej. Przykryj mysz sterylną gazą.Użyj nożyczek okulistycznych, aby wykonać poprzeczne nacięcie od dolnej jednej trzeciej linii NACMEC do prawego stawu barkowego. Odizoluj prawą zewnętrzną żyłę żużlową za pomocą mikrozakrzywionych kleszczy, aby odsłonić wystarczającą długość. Odetnij brunchy za pomocą elektrokoagulacji.I zlokalizuj naczynie w disto i za pomocą szewiu sześć 2 0 sześć. Zacisnąć zewnętrzną żyłę junglar proksymalnie za pomocą zacisku proszkowego. A następnie przełóż żyłę bliżej ligatury za pomocą mikronożyczek.Przemyj światło naczynia 100 jednostkami na mililitr 02 cztery stopnie Celsjusza heparyny w celu usunięcia resztek krwi. Przeciągnąć żyłę junglar zewnętrzną przez żyłę główną za pomocą mikro prostych kleszczy. Włóż rurkę wewnętrzną żyły do światła jako stent i przez ścianę naczynia nad krzywą za pomocą mikro prostych kleszczyków.Zamocuj drażniący śródbłonek Faso na bliższym końcu krzywej za pomocą obwodowego szwu od ośmiu do 06. Użyj mikro prostych kleszczyków, aby wyciągnąć rurkę wewnętrzną żyły z naczynia żylnego. Wykonaj rozwarstwienie za pomocą mikrokleszczy, aby wyizolować prawą tętnicę szyjną, przylegającą do wewnętrznej krawędzi mostka obojczykowo-sutkowego.Zacisnąć prawą tętnicę szyjną proksymalnie za pomocą zacisku Babcocka. Zlokalizuj tętnicę szyjną dystalnie za pomocą szwu od sześciu do 06. I użyj mikronożyczek, aby przeprowadzić transakcję na tętnicy szyjnej proksymalnie do ligatury.Przemyj tętnicę szyjną 100 jednostkami na mililitr 02 cztery stopnie Celsjusza heparyny w celu usunięcia resztek krwi. Przeprowadź tętnicę szyjną przez krzywą tętnicy i włóż rurkę wewnętrzną tętnicy do naczynia tętniczego za pomocą mikro prostych kleszczy. Wyceluj w naczynie nad krzywą za pomocą mikro prostych kleszczy.Zamocuj odwrócony śródbłonek facyl za pomocą obwodowego szwu od ośmiu do 06. Wyjmij wewnętrzną końcówkę tętnicy z naczynia tętniczego za pomocą mikro prostych kleszczy. Znieczulenie i jego zakażenie są takie same jak u biorcy.Wykonaj nacięcie środkowej linii brzucha nożyczkami okulistycznymi i odsłoń jamę brzuszną. Użyj kleszczyków z mikrokrzywizną, aby odsłonić żyłę główną dolną. A następnie wstrzyknąć dożylnie 200 mikrolitrów 100 jednostek na mililitr 02 cztery stopnie Celsjusza heparyny istotne na 20 gramów masy ciała przez żyłę główną dolną.Wykonaj torakotomię nożyczkami okulistycznymi. Odetnij żebra przez palety Romita pachowe lekkie nacięcia. Odchyl przednią ścianę klatki piersiowej na zewnątrz, aby odsłonić jamę klatki piersiowej.Wytnij grasicę za pomocą mikrokleszczy. Odsłoń aortę, a następnie obficie 200 mikrolitrów 100 jednostek na mililitr 02 cztery stopnie Celsjusza heparyny istotnej do tętnicy wieńcowej przez łuk aorty. Użyj mikronożyczek, aby przeciąć aortę wstępującą na początku łuku aorty.Przeciąć tętnicę płucną na początku dwóch głównych gałęzi za pomocą mikronożyczek. Zlokalizuj żyłę główną górną i żyłę główną dolną w przybliżeniu za pomocą szwu od sześciu do 02 i użyj mikronożyczek, aby przeciąć destylat żyły do ligatury. Zlokalizuj żyły płucne razem obwodowo za pomocą pojedynczego szwu od sześciu do 06 i odetnij gałęzie żyły dystalnie do ligatury za pomocą mikronożyczek.Usuń przeszczep serca z otaczających tkanek miękkich. Umieść serce dawcy do góry nogami w prawej okolicy szyi biorcy. Wprowadź tętnicę płucną serca dawcy do pętli od sześciu do 06 za pomocą mikro prostych kleszczy.Owiń światło naczynia wokół żyły głównej, a następnie zaciśnij pętlę szwu od sześciu do 06 wokół łydki, aby zgiąć staw naczynia. Wykonaj zespolenie aorty przeszczepu i krzywej tętniczej. Uwolnij zaciśniętą żyłę szyjną, a następnie zlepioną tętnicę szyjną.Utrzymuj naczynie połączone i skręcone oraz upewnij się, że przepływ krwi jest niezakłócony. Umieść przeszczep serca w przestrzeni podskórnej, a następnie zszyj nacięcie. Zapisuj czas do osiągnięcia normalnego rytmu zatokowego i utrzymanie prawidłowego rytmu zatokowego przez co najmniej pięć minut po zwolnieniu zacisku, aby monitorować funkcję przeszczepu pooperacyjnego.Połóż biorcę samego na jednym kocu, aż odbiorca obudzi się ze znieczulenia. Podsumowując, chociaż nasza operacja wykorzystuje techniki mankietowe, które zostały zgłoszone, na tej podstawie ustaliliśmy technikę wewnętrznego rdzenia. Zmniejsz trudność operacji i skróć czas zespolenia dzięki technice optymalizacyjnej.Zaproponowaliśmy motto inkorporacji podwójnej chirurgii, aby jeszcze bardziej poprawić skuteczność operacji pokazanej na schemacie. A czas operacji zostanie skrócony do około 25 minut. W pełni niedopasowany przeszczep allogeniczny BALBC serca może zostać odrzucony po ośmiu dniach od przeszczepienia myszom biorcom C57BL6.Syngeniczne przeszczepy serca stosowane w naszych badaniach przetrwały ponad 100 dni, z wyjątkiem jednego rzadkiego przypadku spowodowanego 15% utratą masy ciała w porównaniu z normalną masą ciała przed operacją. Histopatologia przeszczepu allogenicznego w siódmej dobie ujawniła typowe cechy ostrego odrzucenia, w tym ciężki naciek komórkowy z martwicą tkanek. Przeszczepy syngeniczne są prawie normalne, bez oznak martwicy miocytów lub naciekania komórek zapalnych.100 dni po syngenetycznym przeszczepie serca śródbłonek naczyniowy w miejscu zespolenia można pobrać i wybarwić metodą immunofluorescencyjną. W analizie tej nie zaobserwowano awersji do usidlenia ściany naczyniowej, zakrzepicy czy pogrubienia błony wewnętrznej. Obrazowanie elektromikroskopowe ujawniło, że gładki śródbłonek i regularna podłużna skorupa tworzą się z komórkami śródbłonka ułożonymi starannie i ciasno, bez widocznego osadu na powierzchni.

optimization-of-the-cuff-technique-for-murine-heart-transplantation

Research

JoVE Journal

Immunology and Infection

Immunologia i infekcje

Model przeszczepu mysiego serca szyjnego doskonale nadaje się do badań immunologicznych i niedokrwiennych uszkodzeń reperfuzyjnych. Zmodyfikowaliśmy procedurę przy użyciu techniki mankietu bez szwów i przeprowadziliśmy ponad 1000 udanych przeszczepów przy użyciu tego podejścia. Niniejszym podajemy dodatkowe szczegóły tej techniki, aby uzupełnić film.

Mysi model przeszczepu szyjki macicy przy użyciu zmodyfikowanej techniki mankietowej

W manuskrypcie opisano kroki wymagane do przeprowadzenia heterotopowego przeszczepu serca u myszy.

Mysia heterotopowa technika przeszczepu serca

Technika mankietowa skraca i ułatwia model heterotopowego przeszczepu szyjki macicy u myszy, unikając technicznie trudnych zespoleń szwów w małych naczyniach. Szczegóły techniczne przedstawione w tym artykule wideo powinny pozwolić naukowcom na ustalenie tego modelu w swoich laboratoriach.

Heterotopowy przeszczep szyjki macicy u myszy

Tutaj prezentujemy protokół heterotopowego przeszczepu aorty u myszy przy użyciu techniki mankietu bez szwów w mysim modelu szyjki macicy. Model ten może być wykorzystany do badania patologii leżącej u podstaw przewlekłej waskulopatii przeszczepu allogenicznego (CAV) i może pomóc w ocenie nowych środków terapeutycznych w celu zapobiegania jej powstawaniu.

Mysi model przeszczepu aorty szyjnej przy użyciu zmodyfikowanej techniki mankietu bez szwów

W obecnym protokole, model przeszczepu serca myszy jest używany do badania mechanizmu odrzucania przeszczepu alloprzeszczepu serca. W tym heterotopowym modelu przeszczepu serca poprawia się efektywność operacji, a przeżycie przeszczepów serca jest zapewnione dzięki zespoleniu implantacji serca w szyjce macicy od końca do końca przy użyciu zmodyfikowanej techniki Cuff.

Zmodyfikowana technika mankietowa dla heterotopowego modelu przeszczepu szyjki macicy serca u myszy

Modele transplantacji serca u myszy stanowią cenne narzędzia badawcze do badania immunologii transplantacyjnej. Niniejszy protokół szczegółowo opisuje heterotopowy przeszczep serca szyjki macicy u myszy, który polega na umieszczeniu mankietów na wspólnej tętnicy szyjnej biorcy i pniu tętnicy płucnej dawcy, aby umożliwić laminarny przepływ krwi.

Heterotopowy przeszczep szyjki macicy u myszy z wykorzystaniem mankietów naczyniowych

Ten protokół dostarcza informacji technicznych dotyczących rekonstrukcji naczyń krwionośnych przy użyciu techniki mankietowej w ortotopowym przeszczepie wątroby u myszy.

Rekonstrukcja naczyń krwionośnych techniką mankietową w ortotopowym przeszczepie wątroby u myszy

Protokół ten przedstawia bezmankietową, opartą na szwach heterotopową technikę przeszczepu serca szyjnego u myszy, zaprojektowaną tak, aby umożliwić niezawodne umieszczenie drugiego heterotopowego przeszczepu serca w celu oceny specyficznej dla dawcy tolerancji immunologicznej w warunkach fizjologicznych przy minimalnej interferencji ze strony obcego materiału.

Model szyjny bez mankietów oparty na przeszczepie szyjki macicy dla wtórnego heterotopowego przeszczepu serca w celu oceny specyficznej dla dawcy tolerancji immunologicznej u myszy

Ten protokół przedstawia uproszczoną technikę anastomozy szwu końcowo-bocznego do przeszczepu serca szyjnego u myszy, zapewniając solidny i możliwy do powtórzenia model do badania immunologii przeszczepów.

Przeszczepienie heterotopowe serca mysiego w okolicy szyjnej z zastosowaniem techniki anastomozy końca z boku w celu badania immunologii przeszczepów

W tym filmie prezentujemy procedurę aktywacji CD40 i ekspansji mysich limfocytów B z splenocytów myszy C57BL/6, które mogą służyć jako model komórki prezentującej antygen (APC) do badania indukcji odporności.

Mysi model aktywacji limfocytów B przez CD40

Naucz się zoptymalizowanej techniki mankietowej do przeszczepu serca u myszy z wykorzystaniem podejścia z rurką wewnętrzną. Metoda ta skraca czas operacji i poprawia efektywność chirurgiczną.

Optymalizacja techniki mankietowej do przeszczepu serca u myszy

Przeglądaj więcej filmów