Name: Worek tętniczy Model tętniaka bifurkacji mikrochirurgicznej u królika (Wideo) | JoVE Journal
Uploaded: 2020-05-14T13:00:00.000+00:00
Duration: 6 min 11 s
Description: Poznaj mikrochirurgiczną technikę tworzenia modelu tętniaka workowatego u królików do testowania urządzeń endowaskularnych. Standaryzowana metoda umożliwia wiarygodną ocenę przedkliniczną nowych rozwiązań terapeutycznych.

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

Autorzy dziękują Olgice Beslac i Kay Nettelbeck za doskonałe wsparcie i pomoc techniczną podczas fazy okołooperacyjnej oraz Alessandrze Bergadano, DVM, PhD, za oddany nadzór nad długoterminowym zdrowiem zwierząt.

Cała opieka weterynaryjna została przeprowadzona zgodnie z wytycznymi instytucji (wszystkie eksperymenty zostały zatwierdzone przez Lokalny Komitet ds. Opieki nad Zwierzętami Kantonu Berno, Szwajcaria (BE 108/16)) i przeprowadzone pod nadzorem certyfikowanego lekarza weterynarii anestezjologa. Wytyczne ARRIVE i zasady 3R były ściśle przestrzegane17,18.
UWAGA: Trzymaj wszystkie zwierzęta w temperaturze pokojowej 22\u201224 Celsjusza (°C) i utrzymuj 12-godzinny (h) cykl światła/ciemności. Za każdym razem zapewnij bezpłatny dostęp do wody, pelletu i diety z siana ad libitum. Analizy statystyczne przeprowadzono za pomocą nieparametrycznego testu Wilcoxona-Manna-Whitneya-U. Wartość prawdopodobieństwa (p) wynosząca ≤ 0,05 została uznana za istotną.
1. Faza przedoperacyjna
<ol>
	<li>Przeprowadzić szczegółowe przedoperacyjne badanie kliniczne wszystkich królików planowanych do operacji bezpośrednio obok cichej, aseptycznej sali operacyjnej, utrzymując temperaturę 23 ± 3 °C.
	<ol>
		<li>Rejestruj wagę każdego zwierzęcia, makroskopowo oceniaj błony śluzowe, czas napełniania kapilar i jakość pulsu.</li>
		<li>Następnie wykonaj osłuchiwanie serca za pomocą stetoskopu i badanie palpacyjne jamy brzusznej.</li>
		<li>Na podstawie wyników klinicznych przypisz klasyfikację Amerykańskiego Towarzystwa Anestezjologów (ASA) do każdego rabbit19. Do badania należy włączyć wyłącznie zwierzęta z wynikiem ASA I.</li>
		<li>Ogol oba uszy zewnętrzne golarką elektryczną i nałóż krem prylokainowo-lidokainowy na obie tętnice uszne i żyły.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Uspokoić królika kombinacją 20 miligramów (mg)/killogram (kg) ketaminy, 100 mg/kg deksmedetomidyny i 0,3 mg/kg metadonu wstrzykiwanych podskórnie (SC) za pomocą strzykawki.</li>
	<li>Pozostaw każde zwierzę w spokoju przez co najmniej 15 minut.</li>
	<li>Następnie, pod dodatkowym natlenieniem 3 litrami (l) / minutę (min) przez luźną maskę na twarz i stałym monitorowaniem za pomocą pulsoksymetru, umieść kaniulę 22 G w lewej tętnicy środkowej małżowiny usznej i kolejną kaniulę 22 G w żyle usznej ucha przeciwległego.</li>
	<li>Ogolić pole operacyjne (szyję) i śródskórnie wstrzyknąć 0,75% ropiwakainy okołonacięciowej. Następnie należy ogolić czoło i przygotować się do założenia pediatrycznych czujników elektroencefalograficznych (EEG).</li>
	<li>Wywołać znieczulenie ogólne propofolem w dawce 1-2 mg/kg dożylnie (IV) w celu uzyskania efektu. Następnie natychmiast zaintubuj tchawicę wszystkich królików silikonową rurką (średnica wewnętrzna 3 milimetry (mm)) pod kontrolą kapnograficzną. Następnie przetransportuj wszystkie króliki na salę operacyjną, umieść je w pozycji grzbietowej i podłącz rurkę do systemu koła pediatrycznego.</li>
	<li>Osiągnij pogłębienie i utrzymanie znieczulenia dzięki izofluranowi w tlenie, dążąc do maksymalnego końcowego stężenia izofluranu w oddechu wynoszącego 1,3%.</li>
	<li>Zapewnić monitorowanie kliniczne i instrumentalne (pulsoksymetria, doppler i inwazyjne ciśnienie krwi, elektrokardiogram 3-odprowadzeniowy, EEG, monitorowanie temperatury w odbycie oraz gazy wdychane i wydychane) do momentu ekstubacji tchawicy.</li>
	<li>Aby utrzymać nawodnienie, należy dostarczać mleczan Ringera w infuzji o ciągłej szybkości (CRI) 5 ml/kg/h przez dostęp żylny. Zawsze potwierdzaj prawidłowe znieczulenie za pomocą szczypania palców u nóg w odstępie 10 minut.</li>
	<li>Zdezynfekować pole operacyjne za pomocą jodu powidonu od manubrium sterni do obu kątów żuchwy. Teraz wykonaj sterylne obłożenie pola operacyjnego.</li>
	<li>Podczas zabiegu należy podać środek przeciwbólowy za pomocą lidokainy o współczynniku CRI 50 mikrogramów (μg)/kg/min i fentanylu o sile 3\u201210 μg/kg/h. Stosować wentylację spontaniczną lub wspomaganą, a także hiperkapnię dopuszczalną. Wykonaj analizę gazometrii krwi tętniczej co najmniej raz podczas operacji.</li>
	<li>Odpowiednie niedociśnienie tętnicze (średnie ciśnienie tętnicze < 60 mmHg) należy leczyć noradrenaliną. Zapobiegaj hipotermii (temperatura w odbycie ≤ 38 °C) za pomocą poduszki grzewczej lub systemu ogrzewania z wymuszonym obiegiem powietrza.</li>
</ol>
2. Faza chirurgiczna – Krok I
<ol>
	<li>Rozpocznij operację od środkowego nacięcia skóry od brzucha mostka do poziomu kątów żuchwy/krtani. Ostro wypreparuj skórę i tkanki miękkie skalpelem, nożyczkami chirurgicznymi i kleszczami. Oddziel tkankę podskórną i poduszeczkę tłuszczową przyśrodkowo przez rozwarstwienie.</li>
	<li>Wejdź do przedniego górnego grzbietu mięśnia mostkowo-obojczykowo-sutkowego przyśrodkowo po lewej stronie przez rozwarstwienie, za pomocą mikrokleszczy i nożyczek chirurgicznych.</li>
	<li>Makroskopowo wykonaj przygotowanie i ostrożnie oddziel lewe CCA od nerwu błędnego dystalnie, aby uniknąć niedowładu krtani, dalej używając mikrokleszczy i nożyczek chirurgicznych (<silna klasa = "xfig">Ryc. 2). Zauważ, że rozwidlenie lewego CCA służy jako śródoperacyjny punkt orientacyjny (<silna klasa="xfig">Rysunek 3 i <silna klasa="xfig">Rysunek 4A). Do wszystkich poniższych kroków użyj rozsiewacza tkanek miękkich, aby poprawić wizualizację chirurgiczną.</li>
	<li>Po pomyślnym opracowaniu i uwolnieniu lewego dystalnego CCA z nerwu błędnego, papawerynę (40 mg/ml, 1:1 rozcieńczoną w 0,9% izotonicznym roztworze chlorku sodu) należy podawać miejscowo. Stale chroń wszystkie segmenty naczyń za pomocą mikrowacików, a następnie podawaj dalej papawerynę zewnętrznie. Umieść nasączone papaweryną lewe CCA poniżej autologicznej tkanki mięśniowej, aby chronić naczynie przed wysychaniem pod światłem mikroskopu operacyjnego.</li>
	<li>Zmieniaj strony, maksymalizując komfort chirurga podczas zabiegu operacyjnego. Powtórz tę samą procedurę chirurgiczną po prawej stronie. Rozwiń CCA dystalnie i proksymalnie aż do predefiniowanych punktów orientacyjnych (rozwidlenie tętnicy szyjnej na poziomie kątów żuchwy/krtani i żyły szyjnej wewnętrznej; <silna klasa="xfig">Rysunek 4A,B). Ponownie włóż rozsiewacz i podaj mikrowaciki i papawerynę, jak opisano wcześniej.</li>
	<li>Przed podwiązaniem prawego proksymalnego CCA należy wstrzyknąć heparynę (500 jednostek międzynarodowych (j.m.)/kg) ogólnoustrojowo przez cewnik do ucha dożylnego.</li>
	<li>Od teraz korzystaj z mikroskopu chirurgicznego. Najpierw podwiąż prawe proksymalne CCA za pomocą niewchłanialnego szwu 4-0 bezpośrednio na końcu makroskopowo widocznego proksymalnego punktu orientacyjnego, aby uniknąć napięcia w naczyniu tętniczym.
	<ol>
		<li>Po drugie, nałóż niewchłanialną ligaturę 6-0 dokładnie 4\u20125 mm dystalnie, używając klipsa do naczynia do pomiaru, biorąc pod uwagę, że po przecięciu dystalnie z pierwszej ligatury 4-0, otrzymany worek tętniczy będzie miał znormalizowaną długość około 3\u20124 mm u każdego zwierzęcia (<klasa silna = "xfig" >Rysunek 5A,C).</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Po dokręceniu ligatury 6-0, zaciśnij prawe CCA tak daleko, jak to możliwe, za pomocą tymczasowego klipsa do naczynia (zwykle stosowanego w chirurgii tętniaka mózgu), aby uniknąć uszkodzenia śródbłonka i utworzyć długi segment naczynia do irygacji, aby zapobiec trombogenezie (<silna klasa = "xfig">Rysunek 5B).</li>
	<li>Teraz wykonaj cięcie dystalnie do ligatury niewchłanialnej 4-0. Aby pobrać worek tętniczy (<silna klasa="xfig">Rysunek 5C), wykonaj drugie cięcie dystalnie do niewchłanialnej ligatury 6-0.</li>
	<li>Dokładnie oczyść worek tętniczy z całej tkanki miękkiej i zmierz jego długość, szerokość i głębokość (<silna klasa = "xfig" >Rysunek 5C) za pomocą klipsa do naczynia. Jeśli dalsza modyfikacja nie jest konieczna, należy przechowywać autologiczny przeszczep tętniczy w roztworze heparynizowanym (500 j.m./100 ml w 0,9% izotonicznym chlorku sodu) w temperaturze pokojowej do czasu dalszego użycia.</li>
</ol>
3. Degradacja worka tętniczego
<ol>
	<li>Jeśli potrzebna jest degradacja worka tętniczego, należy go dokładnie oczyścić z tkanek miękkich i wstępnie inkubować ze 100 j.m. elastazy świńskiej rozpuszczonej w 5 ml buforu Tris w temperaturze pokojowej w dniu doświadczenia przez 20 minut. Nie używaj techniki pędzla. Inkubować worek tętniczy w świetle i na zewnątrz za pomocą wytrząsarki.</li>
	<li>Przed umieszczeniem saszetki w heparynizowanym roztworze 0,9% izotonicznego chlorku sodu delikatnie przetrzyj ją trzy razy przez 3 minuty anatomicznymi kleszczami w 0,9% izotonicznym roztworze chlorku sodu, aby wypłukać pozostałą elastazę świńską.</li>
	<li>W razie potrzeby utrzymuj światło worka tętniczego otwarte za pomocą mikrorurki wykonanej z silikonu; skrupulatnie chroń lewe i prawe CCA podczas całego zabiegu chirurgicznego za pomocą mokrych mikrowyściółki.</li>
</ol>
4. Faza chirurgiczna – etap II
<ol>
	<li>W celu dalszego przygotowania CCA umieść dwa okrągłe mikrowaciki bezpośrednio pod nim, aby przesunąć tętnicę bardziej powierzchownie. Teraz umieść jeden mikrowacik z fioletową wyściółką pod lewym CCA w dystalnej trzeciej części, aby uzyskać lepszą wizualizację tętnicy.</li>
	<li>Przepłukać prawe proksymalne CCA roztworem 0,9% izotonicznego chlorku sodu w połączeniu z 500 j.m. heparyny rozpuszczonej w 100 ml 0,9% izotonicznego chlorku sodu. W celu stworzenia zespolenia wolnego od napięć należy umieścić prawe CCA pod poduszeczką tłuszczową/mięśniem okołotchawiczym, używając nożyczek chirurgicznych do tunelowania go na lewą stronę. Usuń tkankę miękką tętnicy.
	<ol>
		<li>Teraz wykonaj 2 mm nacięcie pyska ryby po bliższej stronie prawego CCA za pomocą mikronożyczek i kleszczy.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Zmień stronę na stole operacyjnym. Przytnij lewy dystalny CCA innym tymczasowym klipsem naczynia, a następnie bliższym lewym CCA dwoma tymczasowymi klipsami naczyń. Chroń wszystkie odsłonięte segmenty naczyń przed wysychaniem pod wpływem światła chirurgicznego za pomocą mokrych mikrowacików.</li>
	<li>Całkowicie uwolnij dystalną trzecią część lewego CCA z tkanek miękkich i wykonaj arteriotomię. Użyj mikrokleszczyków chirurgicznych i delikatnie chwyć trochę tkanki miękkiej. Teraz podnieś tętnicę i powoli nacinaj lewą dystalną część CCA za pomocą chirurgicznych mikronożyczek. Przepłukać segmenty naczynia heparyną (500 j.m. rozpuszczoną w 100 ml 0,9% izotonicznego roztworu chlorku sodu).</li>
	<li>Po wykonaniu arteriotomii za pomocą zakrzywionych mikrokleszczyków i mikronożyczek należy powiększyć arteriotomię znajdującą się w dystalnej trzeciej części lewej dystalnej części CCA, mierzącą około 2-krotność średnicy prawego tętnicy szyjnej i przeszczepu autologicznego. Umożliwia to wystarczający przepływ krwi do worka tętniczego.</li>
	<li>Wyjąć worek tętniczy z roztworu soli fizjologicznej podgrzanej heparyną. Umieść worek w polu operacyjnym, gdzie planowane jest rozwidlenie. Rozpocznij zszywanie tylnej części prawej tętnicy szyjnej doogonowo za pomocą niewchłanialnego szwu 9-0, a następnie szwu na tylnej stronie czaszki na poziomie nacięcia w pysku ryby. Zakończ szycie tyłu od dystalnej do bliższej za pomocą pojedynczych szwów.</li>
	<li>Podczas szycia utrzymuj wszystkie woreczki z preinkubowaną elastazą w stanie wilgotnym przy ciągłym nawadnianiu. Podczas zszywania ściany naczynia worka użyj zakrzywionych mikrokleszczyków chirurgicznych, aby delikatnie otworzyć światło końcówką. Podczas szycia części lewego lub bliższego prawego CCA należy używać prostych mikrokleszczy chirurgicznych. Następnie zszyj poziomą tylną stronę.</li>
	<li>Następnie zszyj poziomą przednią stronę, zaczynając od kopuły tętniaka, przechodząc do jego podstawy. Następnie zacznij od pojedynczych ściegów dystalnie z przodu, poruszając się doogonowo.
	<ol>
		<li>Dla wszystkich etapów 4.5\u20124.8 podczas szycia zespolenia należy zwrócić uwagę, aby chwycić tylko część naczynia w pobliżu arteriotomii, aby uniknąć zwężenia jatrogennego. Ponadto należy w sposób ciągły nawilżać wszystkie segmenty naczyń podczas całego zabiegu chirurgicznego zewnątrzświetlistko za pomocą strzykawki wypełnionej heparynizowanym roztworem chlorku sodu (500 IU rozpuszczonego w 100 ml 0,9% izotonicznego chlorku sodu) i chronić je mokrymi mikrowacikami.</li>
		<li>Przed zakończeniem zespolenia należy przepłukać cały kompleks heparynizowanym 0,9% izotonicznym roztworem chlorku sodu doświetlenie (500 j.m. rozpuszczonych w 100 ml 0,9% izotonicznego chlorku sodu). Należy pamiętać, że worki tętnicze modyfikowane elastazą muszą być przyszyte tak szybko, jak to możliwe, ze względu na ich silną tendencję do wysychania i zakrzepienia. Ze względu na agresywne zachowanie resztkowego stężenia elastazy w torebce w odniesieniu do trawienia naczyń obwodowych, należy szybko przystąpić do operacji, aby szybko ponownie perfuzji kompleksu naczyń.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Usuń wszystkie tymczasowe zaciski naczyniowe stopniowo.
	<ol>
		<li>Usuń dystalny zacisk z lewego CCA. Zaakceptuj niewielkie krwawienie i zatamuj je, delikatnie odciskając mikrowaciki na zespoleniu. Następnie zdejmij zacisk prawego CCA, delikatnie dociśnij mikrowacikiem i kleszkami, aby uniknąć tworzenia się skrzepliny.</li>
		<li>W razie potrzeby wymień tymczasowe klipsy naczyniowe, aby zapewnić wystarczającą ilość krzepnięcia. Następnie odciąż oba zaciski naczyń z lewej strony proksymalnie. W razie potrzeby na dowolnym etapie wymień klipsy, aby umożliwić koagulację lub ponowne zszycie.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>Na tym etapie należy wykonać angiografię fluorescencyjną kompleksu naczyń krwionośnych (<silna klasa="xfig">Ryc. 6 i <silna klasa="xfig">Ryc. 7). 
	UWAGA: Angiografia fluorescencyjna jest wykonywana poprzez podanie 1 ml fluoresceiny IV, przy użyciu 2 filtrów pasmowo-przepustowych, smartfona z kamerą wideo i reflektora rowerowego. Ta procedura została już opisana w innym miejscu20,21,22.</li>
	<li>Na koniec zamknij miejsce operacyjne. Ponownie dostosuj i delikatnie zszyj poduszeczkę tłuszczową za pomocą szwu wchłanialnego 3-0 z pojedynczymi węzłami, aby chronić zespolenie. Zamknij tkankę podskórną i skórę w ten sam sposób.</li>
</ol>
5. Faza pooperacyjna
<ol>
	<li>Po zakończeniu zabiegu należy przerwać podawanie izofluranu i analgezji ogólnoustrojowej i przeprowadzić ekstubację tchawicy, gdy tylko powróci odruch połykania.</li>
	<li>Podawać 0,5 mg/kg meloksykamu IV, 10 mg/kg aspiryny (ASS) IV, 100 μg witaminy B12 SC i 20 mg/kg clamoksylu IV.</li>
	<li>Zapewnij dodatkowe natlenienie i aktywne ogrzewanie, aż króliki spontanicznie odzyskają pozycję leżącą mostka.</li>
	<li>Wykonuj obserwację pooperacyjną i opiekę nad zwierzętami cztery razy dziennie przez pierwsze trzy dni, zgodnie z wytycznymi dotyczącymi oceny i leczenia bólu u gryzoni i królików23,24.</li>
	<li>Analgezję pooperacyjną należy podawać za pomocą plastra z fentanylem (12 μg/h) nakładanego na ucho zewnętrzne, meloksykamu raz dziennie podskórnie przez trzy dni i metadonu jako terapii ratunkowej SC, zgodnie z arkuszem wyników do oceny bólu. Wszystkim królikom podawać podskórnie 250 j.m./kg niskocząsteczkowej heparyny (LMH) przez trzy dni.</li>
</ol>

Prace te były wspierane przez fundusze badawcze Rady ds. Badań Naukowych, Kantonsspital Aarau, Aarau, Szwajcaria oraz Szwajcarskiej Narodowej Fundacji Naukowej SNF (310030_182450). Autorzy ponoszą wyłączną odpowiedzialność za projekt i przebieg prezentowanego badania i deklarują brak sprzecznych interesów.

Nasze badanie pokazuje możliwość stworzenia prawdziwego modelu tętniaka bifurkacji z różnymi warunkami ścian u królików. Ogółem do badania włączono 14 samic królików rasy nowozelandzkiej białej o średniej wadze 3,7 ± 0,09 kg i średnim wieku 112 ± 3 dni. 85,72% wszystkich tętniaków pozostało widocznych podczas obserwacji po 28 dniach. Dwa zwierzęta padły przedwcześnie (śmiertelność 12,5%).
Wcześniejsze badania sugerowały różne modele tętniaków pozaczaszkowych do analizy zarządzania leczeniem tę...

Krwotok podpajęczynówkowy wynikający z pęknięcia tętniaka wewnątrzczaszkowego (IA) może być skutecznie kontrolowany za pomocą wewnątrznaczyniowych lub mikrochirurgicznych technik okluzji1,2,3,4. Różne terapie wewnątrznaczyniowe, mające na celu przezwyciężenie głównego ograniczenia, jakim jest nawroty IA po zwijaniu, zyskały na znaczeniu w ciągu ostatnich dziesięcioleci, generując zwiększoną potrzebę testowania urządzeń wewnątrznaczyniowych. Aby przetestować te nowatorskie podejścia do leczenia, należy zastosować odpowiednie modele zwierzęce, które uwzględniają właściwości reologiczne, hemodynamikę i warunki ściany tętniaka5,6,7. W tym kontekście, badania kliniczne i przedkliniczne wykazały już ważną rolę warunków ściany tętniaka w odniesieniu do pęknięcia tętniaka i nawrotu po okluzji, szczególnie koncentrując się na utracie komórek muralu7,8,9.
Do tej pory, eksperymentalne tętniaki u królików najczęściej powstawały albo przez kikuty tętnicy szyjnej wspólnej (CCA) inkubowane elastazą, albo worki żylne wszyte w sztuczne rozwidlenie CCA. 10,11,12,13,14,15,16 Tak więc nigdy nie opisano prawdziwego modelu bifurkacji torebki tętniczej.
Celem tego badania było zaprojektowanie bezpiecznej, szybkiej i ustandaryzowanej techniki mikrochirurgicznego tworzenia tętniaków bifurkacyjnych o różnych warunkach ścian w modelu królika (<silna klasa="xfig">Rysunek 1). Osiągnięto to poprzez zszycie niezmodyfikowanych i zmodyfikowanych worków tętniczych w sztucznie utworzone rozwidlenie obu CCA.

<table><tbody><tr><td>Szew wchłanialny 3-0</td><td>Ethicon Inc., USA</td><td>VCP428G</td><td></td></tr><tr><td>Szew niewchłanialny 4-0</td><td>B. Braun, Niemcy</td><td>G0762563</td><td></td></tr><tr><td>Szew niewchłanialny 6-0</td><td>B. Braun, Niemcy</td><td>C0766070</td><td></td></tr><tr><td>Szew niewchłanialny 9-0</td><td>B. Braun, Niemcy</td><td>G1111140</td><td></td></tr><tr><td>Adrenaline</td><td>Amino AG</td><td>1445419</td><td>dowolny ogólny</td></tr><tr><td>Amiodarone</td><td>Helvepharm AG</td><td>5078567</td><td>dowolnym generycznym</td></tr><tr><td>aparatem do znieczulania</td><td>Dr&auml; Nie</td><td></td><td></td></tr> jest to jednak regułą. <tr><td>Aspiryna</td><td>Sanofi-Aventis (Suisse) SA</td><td>622693</td><td>każdy generyczny</td></tr><tr><td>Atropine</td><td>Labatec Pharma SA</td><td>6577083</td><td>dowolny ogólny</td></tr><tr><td>filtr pasmowo-przepustowy niebieski</td><td>Thorlabs</td><td>FD1B</td><td>dowolny inny</td></tr><tr><td>Filtr pasmowo-przepustowy zielony</td><td>Thorlabs</td><td>FGV9</td><td>dowolny inny</td></tr><tr><td>Kleszcze</td><td></td><td></td> bipolarne <td>dowolna inna</td></tr><tr><td>Reflektor</td><td></td><td></td> rowerowy <td>dowolny inny</td></tr><tr><td>klips do naczynia Biemer (2 x)</td><td>B. Braun Medical AG, Aesculap, Szwajcaria</td><td>FD560R</td><td>tymczasowy</td></tr><tr><td>indeks dwuspektralny (noworodkowy)</td><td></td><td></td><td>dowolny inny</td></tr><tr><td>Mankiet do pomiaru ciśnienia krwi (noworodkowy)</td><td></td><td></td><td>dowolny inny</td></tr><tr><td>Clamoxyl</td><td>GlaxoSmithKline AG</td><td>758808</td><td>dowolny ogólny</td></tr><tr><td>Deksmedetomidyna</td><td>Ever Pharma</td><td>136740-1</td><td>dowolny ogólny</td></tr><tr><td>elektrody</td><td></td><td></td> do elektrokardiogramu <td>każdy inny</td></tr><tr><td>Elastase</td><td>Sigma Aldrich</td><td>45125</td><td>każdy ogólny</td></tr><tr><td>Efedryna</td><td>Amino AG</td><td>1435734</td><td>dowolny ogólny</td></tr><tr><td>Esmolol</td><td>OrPha Swiss GmbH</td><td>3284044</td><td>dowolny ogólny</td></tr><tr><td>Fentanyl (do stosowania dożylnego)</td><td>Janssen-Cilag AG</td><td>98683</td><td>każdy ogólny</td></tr><tr><td>Fentanyl (transdermalny)</td> <td>Mepha Pharma AG</td><td>4008286</td><td>każdy ogólny</td></tr><tr><td>Fluoresceine</td><td>Curatis AG</td><td>5030376</td><td>każdy ogólny</td></tr><tr><td>Fragmin</td><td>Pfizer PFE Switzerland GmbH</td><td>1906725</td><td>każdy ogólny</td></tr><tr><td>Glyco</td><td></td><td></td><td>dowolny ogólny</td></tr><tr><td>Poduszka</td><td></td><td></td> grzewcza <td>dowolny inny</td></tr><tr><td>Izotoniczny roztwór chlorku sodu (0,9%)</td><td>Fresenius KABI</td><td>336769</td><td>dowolny ogólny</td></tr><tr><td>Ketamina</td><td>Pfizer</td><td>342261</td><td>dowolny ogólny</td></tr><tr><td>shaker laboratoryjny</td><td>Stuart</td><td>SRT6</td><td>każdy inny</td></tr><tr><td>Lidokaina</td><td>Streuli Pharma AG</td><td>747466</td><td>dowolny ogólny</td></tr><tr><td>Longuettes</td><td></td><td></td><td>każdy inny</td></tr><tr><td>Metacam</td><td>Boehringer Ingelheim</td><td>P7626406</td><td>dowolny ogólny</td></tr><tr><td>metadon</td>, <td>Streuli Pharma AG</td><td>1084546</td><td>wszelkie ogólne</td></tr><tr><td>mikroprobówki,</td><td></td><td></td><td>każdy inny</td></tr><tr><td>mikroigłowiec</td>, <td>każdy inny</td>Midazolam<td></td><td></td></tr>, <tr><td></td><td>Accord Healthcare AG</td><td>7752484</td><td>każdy ogólny</td></tr><tr><td>uchwyt</td><td></td><td></td> na igły<td>, dowolny inny</td></tr><tr><td>O2-Maska</td><td></td><td></td> na twarz <td>każdy inny</td></tr><tr><td>mikroskop operacyjny</td><td>Wild Heerbrugg</td><td></td><td>każdy inny</td></tr><tr><td>Papaverine</td><td>Bichsel</td><td></td><td>dowolny ogólny</td></tr><tr><td>Prilocaine-lidocaine crème</td><td>Emla</td><td></td><td>każdy ogólny</td></tr><tr><td>Propofol</td><td>B. Braun Medical AG, Szwajcaria</td><td></td><td>dowolny ogólny</td></tr><tr><td>Pulsoksymetr</td><td></td><td></td><td>dowolny ogólny</td></tr><tr><td>Sonda temperatury doodbytniczej (noworodka)</td><td></td><td></td><td>każda inna</td></tr><tr><td>ropiwakaina</td><td>Aspen Pharma Schweiz GmbH</td><td>1882249</td><td>dowolny ogólny</td></tr><tr><td>skalpel</td><td>Swann-Morton</td><td>210</td><td>każda inna</td></tr><tr><td>golarka</td><td></td><td></td> dla małych zwierząt <td>każdy inny</td></tr><tr><td>smartfon</td><td></td><td></td><td>dowolny inny</td></tr><tr><td>Kleszcze</td><td></td><td></td> do tkanek miękkich<td>wszelkie inne</td></tr><tr><td>Rozsiewacz</td><td></td><td></td> tkanek miękkich <td>dowolny inny</td></tr><tr><td>Miski</td><td></td><td></td> z gąbką ze stali nierdzewnej <td>wszelkie inne</td></tr><tr><td>Sterylne mikrowaciki</td><td></td><td></td><td>każdy inny</td></tr><tr><td>Stetoskop</td><td></td><td></td><td>dowolny inny</td></tr><tr><td>Mikrokleszcze</td><td></td><td></td> proste i zakrzywione <td>wszelkie inne</td></tr><tr><td>Mikronożyczki proste i zakrzywione</td><td></td><td></td><td>dowolne inne</td></tr><tr>Kleszcze <td></td><td></td><td>proste i zakrzywione</td><td>dowolna inna</td></tr><tr><td>chirurgia ułożyć</td><td></td><td></td><td>wszelkie inne</td></tr><tr><td>nożyczki</td><td></td><td></td> chirurgiczne <td>wszelkie inne</td></tr><tr><td>strzykawki 1 ml, 2 ml i 5 ml</td><td></td><td></td><td>dowolna inna</td></tr><tr><td>Tris-Buffer</td><td>Sigma Aldrich</td><td>93302</td><td>dowolny ogólny</td></tr><tr><td>aplikator do klipsów naczyniowych</td><td>B. Braun, Niemcy</td><td>FT495T</td><td></td></tr><tr><td>Cewnik dożylny i tętniczy 22 G</td><td></td><td></td><td>dowolny ogólny</td></tr><tr><td>Vitarubin</td><td>Streuli Pharma AG</td><td>6847559</td><td>dowolny ogólny</td></tr><tr><td>Yasargil titan standardowy klips (2 x)</td><td>B. Braun Medical AG, Aesculap, Szwajcaria</td><td>FT242T</td><td>tymczasowy</td></tr></tbody></table>

worek tętniczy model tętniaka bifurkacji mikrochirurgicznej u królika

Arterial Pouch Microsurgical Bifurcation Aneurysm Model in the Rabbit

Wewnątrznaczyniowe leczenie tętniaków wewnątrzczaszkowych zyskało na znaczeniu w ciągu ostatnich dziesięcioleci, w związku z czym istnieje zwiększona potrzeba testowania urządzeń wewnątrzczaszkowych. Modele zwierzęce uwzględniające warunki reologiczne, hemodynamiczne i ścianę tętniaka są wysoce uzasadnione. W związku z tym celem niniejszego badania było zaprojektowanie nowatorskiej, standaryzowanej i powtarzalnej techniki chirurgicznej do tworzenia autologicznych tętniaków bifurkacyjnych woreczka tętniczego z niezmodyfikowanymi i zmodyfikowanymi warunkami ściany u królików.
Tętniaki bifurkacji powstały w wyniku zespolenia końca do boku prawej na lewej tętnicy szyjnej wspólnej, obie służąc jako tętnice macierzyste dla worka tętniczego, który został mikrochirurgicznie przyszyty. Przeszczepy pobrano z bliższej prawej tętnicy szyjnej wspólnej, albo dla grupy kontrolnej (n = 7, natychmiastowa autologiczna reimplantacja), albo zmodyfikowanej (n = 7, inkubowana z elastazą 100 jednostek międzynarodowych przez 20 minut przed autologiczną reimplantacją). Drożność worka i tętnicy macierzystej kontrolowano za pomocą angiografii fluorescencyjnej bezpośrednio po utworzeniu. W okresie obserwacji (28 dni) wszystkie króliki poddano angiografii rezonansu magnetycznego i angiografii fluorescencyjnej ze wzmocnieniem kontrastowym, a następnie pobranie tętniaka, ocenę makroskopową i histologiczną.
Łącznie zoperowano 16 samic białych królików nowozelandzkich. Dwa zwierzęta zmarły przedwcześnie. W okresie obserwacji 85,72% wszystkich tętniaków pozostało niewidocznych. Obie grupy wykazały wzrost wielkości tętniaka w czasie; Było to bardziej wyraźne w grupie kontrolnej (6,48 ± 1,81 mm3 w momencie stworzenia vs. 19,85 ± 6,40 mm3 w obserwacji, p = 0,037) niż w grupie zmodyfikowanej (8,03 ± 1,08 mm3 w momencie stworzenia vs. 20,29 ± 6,16 mm3 w obserwacji, p = 0,054).
Nasze odkrycia pokazują adekwatność tego nowego modelu królika, który pozwala na tworzenie tętniaków bifurkacyjnych z różnymi warunkami ściany w podejściu mikrochirurgicznym. Biorąc pod uwagę doskonałą długoterminową drożność i właściwość wzrostu tętniaka w czasie, model ten może służyć jako ważne narzędzie do oceny przedklinicznej nowych terapii wewnątrznaczyniowych.

Po serii pilotażowej obejmującej siedem zwierząt, łącznie do protokołu eksperymentalnego włączono 16 zwierząt. Dwa zwierzęta padły przedwcześnie i zostały w związku z tym wyłączone z końcowej analizy (śmiertelność 12,5%). Obliczona dla 14 zwierząt natychmiastowa drożność tętniaka podczas angiografii fluorescencyjnej wyniosła 71,43% zarówno w grupie kontrolnej, jak i zmodyfikowanej. Cztery tętniaki wymagały ponownego otwarcia z następującą ewakuacją skrzepu, a po powtórnej angiografii fluorescencyjnej w każdym przypadku u...

Rozwój i testowanie urządzeń wewnątrznaczyniowych do leczenia tętniaków wewnątrzczaszkowych jest nadal bardzo ważne. Większość stosowanych obecnie modeli tętniaków pomija albo ważne cechy zwyrodniałej ściany tętnicy, albo hemodynamikę prawdziwego rozwidlenia. Dlatego naszym celem było zaprojektowanie nowatorskiego modelu bifurkacji worka tętniczego u królików.

Worek tętniczy Model tętniaka bifurkacji mikrochirurgicznej u królika

Endovascular treatment for intracranial aneurysms gained importance over the past decades, consequently there is an increased need of testing endovascular ...

Ponieważ opracowanie i testowanie urządzeń wewnątrznaczyniowych w leczeniu tętniaka wewnątrzczaszkowego jest nadal bardzo potrzebne. Zaprojektowaliśmy nowatorski model bifurkacji worka tętniczego u królików. Model ten wykorzystuje jedną, wysoce standaryzowaną i łatwo odtwarzalną technikę mikrochirurgiczną do stworzenia autologicznych tętniaków bifurkacyjnych woreczków z materiałem ze zmodyfikowanymi i niezmodyfikowanymi warunkami ścian u królików.Po potwierdzeniu braku reakcji na odruch pedałowania u znieczulonego dorosłego królika, wykonaj środkowe nacięcie skóry od brzucha mostka do poziomu krtani i użyj skalpela, nożyczek chirurgicznych i kleszczy, aby ostro wypreparować skórę i tkanki miękkie. Za pomocą mikrokleszczy i nożyczek chirurgicznych wprowadź rozwarstwienie do przedniego górnego grzbietu mięśnia mostkowo-obojczykowo-sutkowego bezpośrednio po lewej stronie. I makroskopowo wykonaj przygotowanie, aby ostrożnie dystalnie oddzielić lewą tętnicę szyjną wspólną od nerwu błędnego, aby uniknąć niedowładu krtani.Podawać 40 miligramów na mililitr papaweryny miejscowo do tętnicy i umieścić tętnicę nasączoną papaweryną poniżej autologicznej tkanki mięśniowej, aby chronić naczynie przed odwodnieniem pod światłem mikroskopu operacyjnego. Zamień strony i wykonaj tę samą sekcję po prawej stronie zwierzęcia, jak właśnie pokazano. Po wyizolowaniu prawej tętnicy szyjnej wspólnej należy wstrzyknąć ogólnoustrojowo 500 jednostek międzynarodowych heparyny na kilogram za pomocą cewnika do ucha dożylnego.Po zaciśnięciu ligatury z sześcioma zerami użyj tymczasowego klipsa do naczynia, aby zacisnąć prawą tętnicę szyjną wspólną jak najdalej dystalnie, aby uniknąć uszkodzenia śródbłonka, aby utworzyć długi segment naczynia do nawadniania, aby zapobiec trombogenezie. Aby pobrać woreczek, przetnij dystalne naczynie do czterech zerowych niewchłanialnych ligatur. Następnie przeciąć naczynie dystalnie do ligatury niewchłanialnej 6-0.Skrupulatnie oczyść worek tętniczy z całej tkanki miękkiej i użyj klipsa do naczynia, aby zmierzyć długość, szerokość i głębokość worka. Jeśli konieczna jest degradacja torebki, należy wstępnie inkubować oczyszczoną torebkę ze 100 jednostkami elastazy wieprzowej rozpuszczonej w pięciu mililitrach buforu Tris w temperaturze pokojowej przez 20 minut. W celu dalszego przygotowania tętnicy szyjnej wspólnej umieść dwa mikrowymazówki bezpośrednio pod tętnicą szyjną wspólną, aby umożliwić powierzchowne przesunięcie naczynia i umieść dodatkowy mikrowacik z niebieską wyściółką pod lewą tętnicą w dalszej trzeciej części dla lepszej wizualizacji tętnicy.Zmień strony, aby uzyskać dostęp do lewej strony zwierzęcia i użyj mikronożyczek i kleszczy, aby wykonać dwumilimetrowe nacięcie pyska ryby po bliższej stronie prawej tętnicy szyjnej wspólnej. Użyj drugiego zacisku do naczynia tymczasowego, aby zacisnąć lewą dystalną tętnicę szyjną wspólną i zacisnąć proksymalną lewą tętnicę szyjną wspólną za pomocą dwóch dodatkowych klipsów do naczyń tymczasowych. Po umieszczeniu wszystkich klamer należy całkowicie uwolnić dystalną trzecią część lewej tętnicy szyjnej wspólnej z tkanek miękkich i wykonać arterionomię.Teraz przepłukać naczynie biorcze heparynizowaną solą fizjologiczną i uwolnić kompleks z przydanki, a następnie zszyć prawą tętnicę szyjną wspólną do lewej tętnicy szyjnej wspólnej. Przenieść worek tętniczy z heparynizowanego roztworu soli fizjologicznej do pola operacyjnego, w którym planowane jest rozwidlenie. Utrzymując wszystkie aspekty kompleksu naczyń krwionośnych w stanie nawodnienia za pomocą ciągłego nawadniania solą fizjologiczną, zszyj worek do naczynia, a następnie stopniowo usuń wszystkie tymczasowe zaciski naczyniowe.Po usunięciu wszystkich zacisków należy podać dożylnie jeden mililitr fluoresceiny w celu wykonania angiografii fluorescencyjnej kompleksu naczyń. Następnie zamknij miejsce operacyjne zgodnie ze standardowymi protokołami. W tej analizie eksperymentalnej zwierzęta z tętniakami indukowanymi metodą życiodajną lub elastazową wykazały wzrost wielkości tętniaka w czasie.Średni czas trwania zabiegu chirurgicznego dla grupy kontrolnej wynosił 164 plus minus 10 minut w porównaniu do 201 plus minus 13 minut dla grupy zmodyfikowanej. Do powstania tętniaków w grupie kontrolnej potrzebne były średnio 24 plus minus jeden przerwany szew, podczas gdy w grupie elastazowej wymagane było 25 plus minus dwa szwy. Pomiary można następnie wykonać za pomocą trójwymiarowych rekonstrukcji obrazowania MR i szczegółowej analizy histologicznej.Staranne oddzielenie tętnicy szyjnej wspólnej od nerwu błędnego jest niezbędne do uniknięcia powikłań pooperacyjnych. Aby uniknąć trombogenezy, należy utrzymywać nawodnienie naczynia i kompleksu worków tętniczych. Biorąc pod uwagę doskonałą drożność osiąganą przy wzroście tętniaka w czasie, model ten może służyć jako ważne narzędzie do oceny przedklinicznej nowych urządzeń wewnątrznaczyniowych.

arterial-pouch-microsurgical-bifurcation-aneurysm-model-in-the-rabbit

Research

JoVE Journal

Neuroscience

Neuronauka

Opisano zoptymalizowaną technikę mikrosurgicalnego tworzenia tętniaków rozwidleń tętniczych, naśladujących ludzkie tętniaki rozwidleń naczyń mózgowych. Torebka żylna zostaje wszyta w sztucznie stworzone prawdziwe rozwidlenie obu tętnic szyjnych wspólnych. Zastosowanie ułatwionych technik mikrosurgicalnych oraz agresywnego przeciwkrzeplenia i analgezji pooperacyjnej prowadzi do zminimalizowania wskaźników zachorowalności oraz wysokiego stopnia drożności tętniaków.

Mikrochirurgiczne tętniaki rozwidleń tętniczych z wykorzystaniem zastawki żylnej w modelu królika: aspekty techniczne

Źródło: Wanderer, S.,  i inni. Model tętniaka mikrochirurgicznego bifurkacji u królika. J. Vis. Exp. (2020)Ten film pokazuje tworzenie eksperymentalnego modelu tętniaka u królika przy użyciu torebki naczyniowej poddanej elastazie. Po wycięciu fragmentu prawego CCA, worek jest traktowany elastazą, a następnie zszywany do lewego CCA w celu przywrócenia przepływu krwi. Powstałe naprężenia na osłabionych ściankach worka indukują powstawanie tętniaka.

Opracowanie eksperymentalnego modelu tętniaka u królika przy użyciu torebki naczyniowej nasączonej elastazą

Modyfikacje histologiczne i biochemiczne po wykluczeniu endoprzeszczepu tętniaka są nadal niejasne. Opisujemy nowy model implantacji endprzeszczepu na tętniaku myszy. Dzięki analizie skrzepliny z utrzymującym się interfejsem krążącego krwiobiegu i bez niego oraz ocenie nowych biomateriałów wewnątrznaczyniowych, model ten pomoże lepiej zrozumieć patobiologię wykluczenia tętniaka wewnątrznaczyniowego.

Nowy mysi model wewnątrznaczyniowej naprawy tętniaka aorty

Mikrochirurgiczne tętniaki ściany bocznej u szczurów powstają w wyniku zespolenia przeszczepu aorty z boku do końca. Przedstawiamy instrukcje krok po kroku i omawiamy szczegóły anatomiczne i chirurgiczne, aby pomyślnie stworzyć eksperymentalnego tętniaka workowatego.

Mikrochirurgiczny model tętniaka ściany bocznej Helsinki Rat

Ten protokół opisuje etapy tworzenia modelu królika z dwoma tętniakami trawionymi elastazą o różnej hemodynamice (konstelacja kikuta i bifurkacji). Pozwala to na testowanie nowatorskich urządzeń wewnątrznaczyniowych w tętniakach o różnej angioarchitekturze i warunkach hemodynamicznych w obrębie jednego zwierzęcia.

Stworzenie dwóch tętniaków trawionych elastazą workowatą o różnej hemodynamice u jednego królika

Tutaj opisujemy technikę mikrochirurgicznego tworzenia gigantycznych tętniaków bifurkacyjnych u królików w celu oceny urządzeń wewnątrznaczyniowych.

Mikrochirurgiczne tworzenie gigantycznych tętniaków bifurkacji u królików w celu oceny urządzeń wewnątrznaczyniowych

Odpowiedni model zwierzęcy jest potrzebny do zrozumienia mechanizmów patologicznych leżących u podstaw zwężenia zastawki aortalnej (AVS) i oceny skuteczności interwencji terapeutycznych. Niniejszy protokół opisuje nową procedurę opracowywania modelu królika AVS poprzez bezpośrednie uszkodzenie balonu in vivo.

Model zwężenia zastawki aortalnej królika wywołany bezpośrednim uszkodzeniem balonu

Jedną z patologicznych cech AD jest tworzenie się blaszek neurytowych wykazujących obecność białka amyloid β. W niniejszym protokole opisujemy dwie metody wykrywania blaszek neurytowych u myszy w transgenicznym modelu AD: detekcję immunohistochemiczną z wykorzystaniem metody ABC i DAB oraz detekcję fluorescencyjną z zastosowaniem barwienia tioflawiną S.

Wykrywanie blaszek neurytycznych w modelu mysim choroby Alzheimera

Opisano metodę immunobarwienia i wizualizacji organów chordotonalnych w larwach i poczwarkach Drosophila melanogaster.

Wizualizacja proprioceptorów w larwach i poczwarkach Drosophila

Klasyczne warunkowanie (ECC) zostało użyte do oceny zależnego od hipokampa uczenia się asocjacyjnego u dorosłych szczurów, którym podawano wysokie stężenie (11,9% v/v) alkoholu podczas wczesnego rozwoju mózgu noworodka. Ogólnie rzecz biorąc, procedury ECC są solidnymi narzędziami diagnostycznymi do wykrywania dysfunkcji mózgu w wielu środowiskach psychologicznych i biomedycznych.

Zastosowanie klasycznego warunkowania śladowego mrugnięcia okiem do oceny dysfunkcji hipokampa w szczurzym modelu zaburzeń ze spektrum alkoholowych płodów

Poznaj mikrochirurgiczną technikę tworzenia modelu tętniaka workowatego u królików do testowania urządzeń endowaskularnych. Standaryzowana metoda umożliwia wiarygodną ocenę przedkliniczną nowych rozwiązań terapeutycznych.

Worek tętniczy Model tętniaka bifurkacji mikrochirurgicznej u królika

Przeglądaj więcej filmów